Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przedkliniczny model wysiłkowego udaru cieplnego u myszy

4.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62738

⸱

1 lipca 2021

 ,  ,  , 
1Department of Applied Physiology and Kinesiology, College of Health and Human Performance, University of Florida, 2Department of Nutrition and Integrative Physiology, College of Health and Human Sciences, Florida State University

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół opisuje rozwój standardowego, powtarzalnego, przedklinicznego modelu wysiłkowego udaru cieplnego (EHS) u myszy wolnych od niekorzystnych bodźców zewnętrznych, takich jak porażenie prądem. Model stanowi platformę do badań mechanistycznych, prewencyjnych i terapeutycznych.

Streszczenie

Udar cieplny jest najpoważniejszym przejawem chorób związanych z upałem. Klasyczny udar cieplny (CHS), znany również jako pasywny udar cieplny, występuje w spoczynku, podczas gdy wysiłkowy udar cieplny (EHS) występuje podczas aktywności fizycznej. EHS różni się od CHS etiologią, obrazem klinicznym i następstwami dysfunkcji wielonarządowej. Do niedawna tylko modele CHS były dobrze ugruntowane. Protokół ten ma na celu dostarczenie wytycznych dla wyrafinowanego przedklinicznego mysiego modelu EHS, który jest wolny od głównych czynników ograniczających, takich jak stosowanie znieczulenia, krępowania, sond doodbytniczych lub porażenia prądem. W tym modelu wykorzystano męskie i żeńskie myszy C57Bl/6, wyposażone w sondy telemetryczne temperatury rdzenia (Tc). W celu zapoznania się z trybem biegania myszy przechodzą 3-tygodniowy trening przy użyciu zarówno dobrowolnych, jak i wymuszonych kół do biegania. Następnie myszy biegają na wymuszonym kole w komorze klimatycznej ustawionej na 37,5 °C i wilgotności względnej 40%-50% (RH), aż do wystąpienia ograniczenia objawów (np. utraty przytomności) przy Tc 42,1-42,5 °C, chociaż odpowiednie wyniki można uzyskać w temperaturach komory w zakresie 34,5-39,5 °C i wilgotności w zakresie 30%-90%. W zależności od pożądanej intensywności, myszy są natychmiast usuwane z komory w celu odzyskania temperatury otoczenia lub pozostają w ogrzewanej komorze przez dłuższy czas, powodując poważniejsze narażenie i większą śmiertelność. Wyniki są porównywane z pozorowanymi kontrolami ćwiczeń (EXC) i/lub naiwnymi kontrolami (NC). Model odzwierciedla wiele patofizjologicznych wyników obserwowanych w ludzkim EHS, w tym utratę przytomności, ciężką hipertermię, uszkodzenie wielu narządów, a także uwalnianie cytokin zapalnych i ostre odpowiedzi układu odpornościowego. Model ten jest idealny do badań opartych na hipotezach w celu przetestowania strategii zapobiegawczych i terapeutycznych, które mogą opóźnić wystąpienie EHS lub zmniejszyć uszkodzenia wielonarządowe, które charakteryzują tę manifestację.

Wprowadzenie

Udar cieplny charakteryzuje się dysfunkcją ośrodkowego układu nerwowego i późniejszym uszkodzeniem narządów u osób hipertermicznych1. Istnieją dwa objawy udaru cieplnego. Klasyczny udar cieplny (CHS) dotyka głównie osoby starsze podczas fal upałów lub dzieci pozostawione w pojazdach wystawionych na działanie promieni słonecznych w gorące letnie dni1. Wysiłkowy udar cieplny (EHS) występuje, gdy występuje niezdolność do odpowiedniej termoregulacji podczas wysiłku fizycznego, zazwyczaj, ale nie zawsze, w wysokich temperaturach otoczenia, co skutkuje objawami neurologicznymi, hipertermią, a następnie dysfunkcją i uszkodzeniem wielu narządów2. EHS występuje u sportowców rekreacyjnych i elitarnych, a także personelu wojskowego i robotników ze współistniejącym odwodnieniem i bez niego3,4. Rzeczywiście, EHS jest trzecią najczęstszą przyczyną śmiertelności sportowców podczas aktywności fizycznej5. Badanie EHS u ludzi jest niezwykle trudne, ponieważ epizod ten może być śmiertelny lub prowadzić do długotrwałych negatywnych skutków zdrowotnych6,7. W związku z tym wiarygodny model przedkliniczny EHS może służyć jako cenne narzędzie do przezwyciężenia ograniczeń retrospektywnych i asocjacyjnych obserwacji klinicznych u ludzi będących ofiarami EHS. Przedkliniczne modele CHS u gryzoni i świń zostały dobrze scharakteryzowane8,9,10. Jednak modele przedkliniczne CHS nie przekładają się bezpośrednio na patofizjologię EHS ze względu na unikalny wpływ ćwiczeń fizycznych na profil termoregulacyjny i wrodzoną odpowiedź immunologiczną11. Ponadto wcześniejsze próby opracowania przedklinicznych modeli EHS u gryzoni wiązały się ze znacznymi ograniczeniami, w tym nałożonymi bodźcami stresowymi wywołanymi porażeniem prądem, wprowadzeniem sondy doodbytniczej i predefiniowanymi maksymalnymi temperaturami głębokiego ciała o wysokich wskaźnikach śmiertelności12,13,14,15,16 które nie są zgodne z aktualnymi danymi epidemiologicznymi. Stanowią one istotne ograniczenia, które mogą zakłócić interpretację danych i zapewnić niewiarygodne wskaźniki biomarkerów. W związku z tym protokół ma na celu scharakteryzowanie i opisanie etapów standaryzowanego, wysoce powtarzalnego i przekładalnego modelu przedklinicznego EHS u myszy, który jest w dużej mierze wolny od ograniczeń wymienionych powyżej. Opisano korekty modelu, które mogą skutkować stopniowanymi wynikami fizjologicznymi od umiarkowanego do śmiertelnego udaru cieplnego. Zgodnie z wiedzą autorów, jest to jedyny przedkliniczny model EHS o takich cechach, umożliwiający prowadzenie odpowiednich badań EHS w sposób oparty na hipotezach11,17,18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury zostały sprawdzone i zatwierdzone przez IACUC Uniwersytetu Florydy. Do badania wykorzystano samce lub samice myszy C57BL/6J w wieku ~4 miesięcy, o wadze odpowiednio 27-34 g i 20-25 g.

1. Chirurgiczne wszczepienie telemetrycznego systemu monitorowania temperatury

  1. Po przybyciu od sprzedawcy pozwól zwierzętom odpocząć w wiwarium przez co najmniej 1 tydzień przed zabiegiem, aby zminimalizować stres związany z transportem.
  2. Myszy są trzymane w grupie (maksymalnie 5 sztuk na klatkę zgodnie z lokalnymi wytycznymi IACUC) do dnia operacji wszczepienia urządzenia telemetrycznego do temperatury. Umieść je w standardowych klatkach o wymiarach 7,25 cala (szer.) x 11,75 cala (dł.) x 5 cali (wys.) zawierających ściółkę z kolb kukurydzy. Utrzymuj cykl światła w cyklu świetlnym 12 x 12 (wł.: 7 rano; wył.: 7 wieczorem). Utrzymuj temperaturę obudowy na poziomie 20-22 °C i wilgotność względną (RH) na poziomie 30%-60%. Zapewnij standardową dietę i wodę ad libitum do czasu protokołu EHS.
    UWAGA: Uzasadnieniem dla indywidualnego trzymania jest uniknięcie częstych urazów podczas walki u samców myszy C57bl/6J i zapewnienie dużej ilości okazji do spontanicznego biegania na kółku dla każdej myszy.
  3. W celu umieszczenia urządzeń telemetrycznych należy znieczulić mysz izofluranem (4%, 0,4-0,6 l/min przepływuO2) w komorze indukcyjnej. Następnie umieść mysz w ciągłym znieczuleniu za pomocą stożka nosowego (1,5%, 0,6 l/min).
  4. Używaj lubrykantu do oczu, takiego jak maść weterynaryjna, aby chronić oczy zwierzęcia przed uszkodzeniem lub obrażeniami podczas operacji.
  5. Aby przygotować miejsce operacji, ogol dolną część brzucha małymi maszynkami do strzyżenia włosów dla zwierząt lub użyj dostępnego w handlu środka do usuwania włosów. W tym czasie należy podać pierwszą dawkę buprenorfiny podskórnie (0,1 mg/kg).
  6. Wyszoruj obszar trzema płukaniami jodonu powidonu (lub podobnym peelingiem bakteriobójczym), a następnie spłucz 70% alkoholem izopropylowym (lub sterylną solą fizjologiczną, w zależności od lokalnych wymagań weterynaryjnych). Następnie przenieś mysz do obszaru operacyjnego.
  7. Użyj samoprzylepnej serwety, aby odizolować miejsce operacji na myszy. Za pomocą sterylnych narzędzi i techniki aseptycznej wykonaj nacięcie ~1 cm na linii środkowej wzdłuż linea alba, około 0,5 cm od brzegu żebrowego. Następnie oddziel skórę od warstwy mięśniowej i wykonaj nieco mniejsze nacięcie na kresie białej, uważając, aby nie uszkodzić jelit ani narządów wewnętrznych.
  8. Gdy warstwa mięśniowa jest otwarta, umieść sterylny telemetr (miniaturowe bezbateryjne urządzenie radiotelemetryczne wielokrotnego użytku; 16,5 x 6,5 mm) w jamie wewnątrzotrzewnowej przed tętnicami i żyłami ogonowymi oraz na grzbiecie narządów trawiennych, aby umożliwić mu swobodne unoszenie się.
    UWAGA: Wszystkie telemetry są czyszczone wodą z mydłem, dokładnie płukane i sterylizowane gazem tlenkiem etylenu między użyciami. Jeśli sterylizacja gazowa nie jest dostępna, dopuszczalne jest zanurzenie w roztworach sterylizacyjnych (zgodnie z zaleceniami producenta dotyczącymi rozcieńczenia i czasu zanurzenia) w celu dezynfekcji i sterylizacji telemetrów.
  9. Zamknij otwór brzuszny sterylnym szwem wchłanialnym 5-0 i zamknij skórę za pomocą prostego przerywanego szwu z 5-0 szwem prolinowym.
    UWAGA: Wykazano, że umożliwienie telemetrowi unoszenia się w komorze brzusznej bez przywiązywania go do ściany brzucha (metoda zalecana przez producenta) jest skuteczne i preferowane przez autorów w celu wyeliminowania nadmiernego napięcia w ścianie brzucha podczas gojenia. Co więcej, nie ma to wpływu na zdolność odbiornika do uzyskania sygnału z emitera.
  10. Umieść mysz w czystej klatce z przenośną poduszką grzewczą pod klatką. Monitoruj mysz co 15 minut przez pierwszą godzinę po wyzdrowieniu ze znieczulenia, a następnie wróć do pomieszczenia dla zwierząt.
  11. Podawaj myszom podskórne zastrzyki z buprenorfiny co 12 godzin przez 48 godzin podczas rekonwalescencji i kontynuuj monitorowanie oznak niepokoju. Jeśli to możliwe, buprenorfinę o spowolnionym uwalnianiu podaje się podskórnie co 24 godziny (1 mg/kg) przez 48 godzin. Pozwól myszom dojść do siebie przez ~ 2 tygodnie po operacji przed wprowadzeniem dobrowolnego biegania w kółko.

2. Zapoznanie się: Dobrowolna i wymuszona jazda na rowerze

  1. Po powrocie do zdrowia po operacji umieść dobrowolne koła do biegania w klatce, aby uzyskać swobodny dostęp do koła. Inne rodzaje kół jezdnych mogą być równie skuteczne, ale upewnij się, że mieszczą się one w dostępnych ograniczonych rozmiarach klatek.
    UWAGA: Koła jezdne musiały zostać nieznacznie zmniejszone, aby zmieściły się w standardowej klatce.
  2. Przyzwyczaj mysz do dobrowolnego koła w klatce przez 2 tygodnie. Po zaaklimatyzowaniu się mysz jest gotowa do treningu z procedurami zaznajamiającymi z wymuszonymi kołami do biegania.
  3. Wykonaj cztery sesje treningowe (jedną/dzień) w komorze środowiskowej w temperaturze pokojowej (~25 °C, 30% wilgotności względnej).
    UWAGA: Chociaż jest to idealne, myszy zostały również z powodzeniem wyszkolone w identycznych wymuszonych kołach biegowych na zewnątrz komory. Kilka myszy można następnie trenować jednocześnie bez zakłócania korzystania z komory.
  4. Aby rozpocząć pierwszą sesję treningową, pozwól myszy na uwolnienie koła w zmodyfikowanym kole jezdnym przez 15 minut, zdejmując lub poluzowując pasek napędowy silnika, aby umożliwić myszy określenie prędkości koła i aklimatyzację do niego w sposób bezstresowy.
    UWAGA: Protokoły mogą być uruchamiane za pomocą oprogramowania i sprzętu dostarczonego przez producenta koła jezdnego lub mogą być zastąpione zewnętrznym programowalnym zasilaczem, który jest podłączony bezpośrednio do silnika koła, co pozwala na automatyzację protokołu ćwiczeń przyrostowych.
  5. Skalibruj system dla każdego koła jezdnego, aby określić zależność między napięciem zasilania a metrami/minutę (m/min) każdego koła.
    UWAGA: Wymuszone koła jezdne zostały również zmodyfikowane tak, aby podnieść silnik o 15 cm, odwrócić i przesunąć koło pasowe napędzające koło w dół do 5 cm nad platformą odbiornika telemetrii. Dzięki temu platforma odbiorcza uzyskała dokładne dane telemetryczne podczas działania protokołu bez zakłóceń ze strony silnika.
  6. Po krótkim okresie odpoczynku (<5 min) zainicjuj protokół wymuszonego koła do biegania. Uruchom koło z prędkością 2,5 m/min i zwiększaj ją o 0,3 m/min co 10 minut, w sumie przez 1 godzinę, aby naśladować pierwszą godzinę rzeczywistej próby EHS, ale w temperaturze pokojowej. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej i pozwól na 24 godziny na regenerację. Kolejne trzy wymuszone sesje biegowe przeprowadź w ten sam sposób w kolejnych dniach. Po 1 dniu część aklimatyzacyjna na wolnym biegu nie jest konieczna.
  7. Pozwól myszy na 2-3 dni wypłukania lub regeneracji po stresie związanym z ćwiczeniami wymuszonego koła do biegania, ale pozwól myszy na swobodny dostęp do dobrowolnego koła klatki domowej. Mysz jest teraz przygotowana do poddania się protokołowi EHS.

3. Protokół EHS

  1. W noc poprzedzającą protokół EHS umieść mysz w komorze środowiskowej o temperaturze pokojowej (~25 °C, ≈30% wilgotności względnej), aby zaaklimatyzować się w komorze.
  2. Użyj systemu akwizycji danych, aby zbierać ciągłe Tc, uśrednione w 30-sekundowych odstępach przez noc.
  3. Rano w dniu protokołu BHP upewnij się, że mysz jest w normalnym zakresie temperatury dobowej lub poniżej niego przed zwiększeniem temperatury w komorze (tj. 36-37.5 °C). Dzięki temu mysz nie ma gorączki i nie doświadczyła w tym okresie nadmiernego stresu.
  4. Gdy mysz jest stabilna i znajdzie się w zakresie normalnej spoczynkowej temperatury rdzenia, usuń jedzenie i wodę i zważ zwierzę. Zamknij drzwi komory i zwiększ temperaturę komory do docelowego poziomu 37,5 °C i wilgotności względnej 40%-50% lub żądanej temperatury i wilgotności otoczenia19. Sprawdź temperaturę i wilgotność w komorze za pomocą skalibrowanego monitora temperatury i wilgotności.
  5. Otocz komorę kurtyną zaciemniającą, aby zminimalizować światło i zakłócenia podczas protokołu. Monitoruj mysz w sposób ciągły podczas działania protokołu za pomocą zdalnych kamer oświetlonych podczerwienią. Ustaw ostrość drugą kamerę na monitorze temperatury i wilgotności, umieszczonym blisko koła jezdnego. Dokonaj wszelkich regulacji sterownika dla nastawy komory środowiskowej, aby zapewnić dokładne odczyty temperatury w pobliżu zwierzęcia.
  6. Gdy komora osiągnie temperaturę docelową zmierzoną przez drugą kamerę na monitorze temperatury (może to potrwać ~30 minut), szybko otwórz drzwi komory i umieść mysz w wymuszonym kole do pracy.
  7. Zainicjuj protokół wymuszonego koła biegowego przy prędkości 2.5 m/min i zwiększaj prędkość 0.3 m/min co 10 minut, aż mysz osiągnie Tc 41 °C. Gdy mysz osiągnie tę temperaturę rdzenia, pozwól, aby prędkość pozostała stała aż do wystąpienia objawów, charakteryzujących się pozorną utratą przytomności, upadkiem do tyłu lub omdleniem oraz niezdolnością do kontynuowania biegu lub trzymania się koła. Potwierdź ten punkt czasowy, gdy mysz wykona trzy ruchy do tyłu na kole bez oznak fizycznej reakcji. Alternatywnie, zidentyfikuj humanitarny punkt końcowy zgodnie z lokalnymi zasadami IACUC, aby określić, kiedy należy zatrzymać protokół (np. gdy Tc ~43 °C). Ten punkt końcowy jest nieco powyżej ograniczenia objawów u zasadniczo wszystkich myszy.
  8. Aby wykonać protokół szybkiego chłodzenia (R), gdy mysz osiągnie ograniczenie objawów, zatrzymaj kółko i natychmiast zdejmij je z wymuszonego koła do biegania. Zważ mysz i umieść ją z powrotem w klatce domowej, aby odzyskała sprawność w temperaturze pokojowej. W tym czasie pozostaw otwarte drzwi komory i przywróć nastawę inkubatora do temperatury pokojowej, aby komora szybko ostygła. Zabieg ten skutkuje >99% długoterminowym przeżyciem.
  9. Aby przeprowadzić bardziej dotkliwe (S) narażenie na BHP, należy trzymać klatkę domową zwierzęcia w komorze o temperaturze 37.5 °C podczas protokołu EHS. Gdy zwierzę osiągnie ograniczenie objawów, pozwól mu pozostać w kole do biegania, dopóki nie wróci do przytomności, co obserwuje zdalna kamera (~5-9 min).
  10. Następnie szybko zdejmij mysz z kółka jezdnego i umieść ją bezpośrednio w wstępnie ogrzanej klatce, aby uzyskać znacznie wolniejszy profil chłodzenia (Rysunek 1A, czerwona przerywana linia), zasadniczo eliminując fazę hipotermii EHS. W tym czasie zdejmij pokrywę filtra z klatki, aby poprawić równowagę z komorą.
  11. Użyj klatki regeneracyjnej wstępnie schłodzonej do temperatury pokojowej, aby wykonać mniej surową alternatywną procedurę, która spowoduje stłumienie fazy hipotermii, ale ze 100% wskaźnikiem przeżycia20.
  12. W przypadku protokołu S uważnie monitoruj mysz podczas odzyskiwania i stale sprawdzaj, czy nie ma humanitarnych punktów końcowych. Chociaż trudno jest zdalnie przetestować powszechnie stosowane humanitarne punkty końcowe (np. odruch prostowania), obserwuj myszy zdalnie pod kątem normalnych ruchów podczas rekonwalescencji, takich jak pielęgnacja, normalne oddychanie, lizanie itp. W tym czasie monitoruj TC.
  13. Jest mało prawdopodobne, aby myszy wyzdrowiały, jeśli ich temperatura rdzenia zmieni kierunek w fazie regeneracji, ostatecznie przekraczając 40 °C; w tym czasie należy zakończyć eksperyment i ocenić mysz pod kątem standardowych humanitarnych punktów końcowych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Typowe profile termoregulacyjne podczas całego protokołu EHS oraz wczesnej fazy regeneracji u myszy przedstawiono na Rysunku 1A. Profil ten składa się z czterech wyraźnych faz, które można zdefiniować jako etap nagrzewania komory, etap wysiłku inkrementalnego, etap wysiłku w stanie stacjonarnym oraz etap regeneracji przy zastosowaniu metody szybkiego chłodzenia (R) lub intensywnej (S)17. Główne parametry termoregulacyjne obejmują osiągniętą maksymalną temperaturę ciał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejszy przegląd techniczny ma na celu dostarczenie wytycznych dotyczących działania przedklinicznego modelu EHS u myszy. Podano szczegółowe kroki i materiały wymagane do wykonania powtarzalnego epizodu BHP o zmiennym nasileniu. Co ważne, model w dużej mierze naśladuje oznaki, objawy i dysfunkcję wielonarządową obserwowaną u ludzkich ofiar EHS11,19. Ponadto model ten pozwala na zbadanie mechanizmu leżącego u podstaw krótko- i długoterminowego powrotu do zdrowia...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów. Wszystkie wykonane prace i całe wsparcie dla tego projektu zostały wygenerowane na Uniwersytecie Florydy.

Podziękowania

Ta praca została sfinansowana przez Departament Obrony W81XWH-15-2-0038 (TLC) i BA180078 (TLC) oraz BK and Betty Stevens Endowment (TLC). JMA było wspierane przez pomoc finansową Królestwa Arabii Saudyjskiej. Michelle King pracowała na Uniwersytecie Florydy w czasie, gdy przeprowadzano to badanie. Obecnie jest zatrudniona w Gatorade Sports Science Institute, oddziale PepsiCo R&D.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
  1080P HD 4 Kamery bezpieczeństwa 4-kanałowy domowy system kamer bezpieczeństwa wideo z 1 TB HDD 2MP Kamery nocne Zestaw do nadzoru CCTVLaView
5-0 Powlekany Vicryl Fioletowy PlecionyEthicon
5-0 Ethilon Nylon monofilamentEthicon Adhezyjna
serweta chirurgiczna z Povidone 12x18Jorgensen Labset al.
BK Precision Multi-Range Programowalne zasilacze prądu stałego Model 9201BK Precision
DR Instruments  Kompleksowy zestaw do sekcji anatomii dla studentów medycyny  DR Instruments
Energizer Power Supply StarrLife Sciences
G2 Emitteret al.Starr Life Sciences
Layfayette Motorized Wheel Model #80840BLayfayette
Patterson Veterinary IsofluranePatterson Veterinary
Platform receiveret al.środowiskowa Starr Life Sciences
Model 3911Kółka treningowe ThermoForma
  Columbus Inst.
Naukowa komora

Bibliografia

  1. Leon, L. R., Bouchama, A. Heat stroke. Comprehensive Physiology. 5 (2), 611-647 (2015).
  2. Laitano, O., Leon, L. R., Roberts, W. O., Sawka, M. N. Controversies in exertional heat stroke diagnosis, prevention, and treatment. Journal of Applied Physiology. 127 (5), 1338-1348 (2019).
  3. King, M. A., et al. Influence of prior illness on exertional heat stroke presentation and outcome. PLOS One. 14 (8), 0221329(2019).
  4. Carter, R., et al. Epidemiology of hospitalizations and deaths from heat illness in soldiers. Medicine and Science in Sports and Exercise. 37 (8), 1338-1344 (2005).
  5. Howe, A. S., Boden, B. P. Heat-related illness in athletes. The American Journal of Sports Medicine. 35 (8), 1384-1395 (2007).
  6. Wallace, R. F., Kriebel, D., Punnett, L., Wegman, D. H., Amoroso, P. J. Prior heat illness hospitalization and risk of early death. Environmental Research. 104 (2), 290-295 (2007).
  7. Wang, J. -C., et al. The association between heat stroke and subsequent cardiovascular diseases. PLOS One. 14 (2), 0211386(2019).
  8. Leon, L. R., Blaha, M. D., DuBose, D. A. Time course of cytokine, corticosterone, and tissue injury responses in mice during heat strain recovery. Journal of Applied Physiology. 100 (4), 1400-1409 (2006).
  9. Leon, L. R., DuBose, D. A., Mason, C. W. Heat stress induces a biphasic thermoregulatory response in mice. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 288 (1), 197-204 (2005).
  10. Leon, L. R., Gordon, C. J., Helwig, B. G., Rufolo, D. M., Blaha, M. D. Thermoregulatory, behavioral, and metabolic responses to heatstroke in a conscious mouse model. American Journal of Physiology. Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 299 (1), 241-248 (2010).
  11. King, M. A., Leon, L. R., Morse, D. A., Clanton, T. L. Unique cytokine and chemokine responses to exertional heat stroke in mice. Journal of Applied Physiology. 122 (2), 296-306 (2016).
  12. Costa, K. A., et al. l-Arginine supplementation prevents increases in intestinal permeability and bacterial translocation in Male Swiss mice subjected to physical exercise under environmental heat stress. The Journal of Nutrition. 144 (2), 218-223 (2014).
  13. Hubbard, R. W. Effects of exercise in the heat on predisposition to heatstroke. Medicine and Science in Sports. 11 (1), 66-71 (1979).
  14. Hubbard, R. W., et al. Rat model of acute heatstroke mortality. Journal of Applied Physiology: Respiratory, Environmental and Exercise Physiology. 42 (6), 809-816 (1977).
  15. Hubbard, R. W., et al. Diagnostic significance of selected serum enzymes in a rat heatstroke model. Journal of Applied Physiology: Respiratory, Environmental and Exercise Physiology. 46 (2), 334-339 (1979).
  16. Hubbard, R. W., et al. Role of physical effort in the etiology of rat heatstroke injury and mortality. Journal of Applied Physiology: Respiratory, Environmental and Exercise Physiology. 45 (3), 463-468 (1978).
  17. Garcia, C. K., et al. Sex-dependent responses to exertional heat stroke in mice. Journal of Applied Physiology. 125 (3), Bethesda, Md. 841-849 (2018).
  18. Garcia, C. K., et al. Effects of Ibuprofen during Exertional Heat Stroke in Mice. Medicine and Science in Sports and Exercise. 52 (9), 1870-1878 (2020).
  19. King, M. A., Leon, L. R., Mustico, D. L., Haines, J. M., Clanton, T. L. Biomarkers of multi-organ injury in a pre-clinical model of exertional heat stroke. Journal of Applied Physiology. 118 (10), Bethesda, Md. (2015).
  20. Murray, K. O., et al. Exertional heat stroke leads to concurrent long-term epigenetic memory, immunosuppression and altered heat shock response in female mice. The Journal of Physiology. 599 (1), 119-141 (2021).
  21. Leon, L. R., DuBose, D. A., Mason, C. W. Heat stress induces a biphasic thermoregulatory response in mice. American Journal of Physiology-Regulatory, Integrative and Comparative Physiology. 288, 197-204 (2005).
  22. Laitano, O., et al. Delayed metabolic dysfunction in myocardium following exertional heat stroke in mice. The Journal of Physiology. 598 (5), 967-985 (2020).
  23. Iwaniec, J., et al. Acute phase response to exertional heat stroke in mice. Experimental Physiology. 106 (1), 222-232 (2020).
  24. He, S. -X., et al. Optimization of a rhabdomyolysis model in mice with exertional heat stroke mouse model of EHS-rhabdomyolysis. Frontiers in Physiology. 11, (2020).
  25. Lopez, J. R., Kaura, V., Diggle, C. P., Hopkins, P. M., Allen, P. D. Malignant hyperthermia, environmental heat stress, and intracellular calcium dysregulation in a mouse model expressing the p.G2435R variant of RYR1. British Journal of Anaesthesia. 121 (4), 953-961 (2018).
  26. Laitano, O., Murray, K. O., Leon, L. R. Overlapping mechanisms of exertional heat stroke and malignant hyperthermia: evidence vs. conjecture. Sports Medicine. 50 (9), Auckland, N.Z. 115-123 (2020).
  27. Casa, D. J., Armstrong, L. E., Kenny, G. P., O'Connor, F. G., Huggins, R. A. Exertional heat stroke: new concepts regarding cause and care. Current Sports Medicine Reports. 11 (3), 115-123 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Przedkliniczny model mysiwymuszone koło biegowemonitorowanie temperatury głębokiejkomora środowiskowaregeneracja po udarze cieplnymsondy telemetrycznewielonarządowa niewydolnośćprotokół hipertermiiuwalnianie cytokin prozapalnych
Przedkliniczny model wysiłkowego udaru cieplnego u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.