Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Szybkie badania odporności drewna na biodegradację przez skorupiaki morskie

3.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62776

⸱

29 stycznia 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1University of Portsmouth, 2Microbiology Department, University of Massachusetts

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół przedstawia metodę oceny szybkości żerowania skorupiaka drążącego drewno, Limnoria, poprzez pomiar produkcji granulek kałowych. Metoda ta jest przeznaczona do stosowania w laboratoriach niespecjalistycznych i może zostać włączona do standardowych protokołów testowych w celu oceny zwiększonej trwałości drewna w warunkach morskich.

Streszczenie

Bezkręgowce drążące drewno szybko niszczą drewno morskie i drewnianą infrastrukturę przybrzeżną, powodując miliardy dolarów szkód na całym świecie każdego roku. Ponieważ obróbka drewna biocydami o szerokim spektrum działania, takimi jak kreozot i chromowany arsenian miedzi (CCA), jest obecnie ograniczona do stosowania w przemyśle morskim przez przepisy, potrzebne są naturalnie trwałe gatunki drewna i nowatorskie metody konserwacji drewna. Metody te są poddawane testom w celu spełnienia norm regulacyjnych, takich jak europejska norma dotycząca testowania środków do konserwacji drewna przeciwko świdrom morskim, EN 275. Wstępne badania trwałych gatunków drewna lub zabiegi konserwacji drewna można przeprowadzić szybko i niedrogo dzięki testom laboratoryjnym, które oferują wiele korzyści w porównaniu z morskimi badaniami terenowymi, które są zazwyczaj kosztownymi, długoterminowymi przedsięwzięciami. Wiele gatunków Limnoria (gribble) to morskie skorupiaki drążące drewno. Limnoria idealnie nadaje się do stosowania w badaniach laboratoryjnych biodegradacji drewna przez świdry morskie, ze względu na praktyczność hodowli w akwariach i łatwość pomiaru ich szybkości żerowania na drewnie. W niniejszym artykule przedstawiamy ustandaryzowany test laboratoryjny do oceny biodegradacji drewna za pomocą gribble.

Wprowadzenie

Świdry mogą powodować rozległe uszkodzenia drewnianych konstrukcji morskich, takich jak umocnienia morskie, pomosty i struktury akwakultury; których wymiana lub odbudowa kosztuje miliardy dolarów rocznie na całym świecie1,2,3. Aby chronić te konstrukcje, drewno jest często poddawane obróbce w celu zmniejszenia biodegradacji. Jednak ze względu na ograniczenia w stosowaniu biocydów o szerokim spektrum działania w Australii, UE, Wielkiej Brytanii i USA w środowisku morskim poszukiwane są nowe techniki modyfikacji i gatunki drewna, które są naturalnie trwałe dla świdrów4,5,6,7. Nowatorskie techniki konserwacji drewna w środowisku morskim wymagają dokładnych testów w celu spełnienia norm regulacyjnych i ograniczenia wpływu zagrożeń na środowisko, takich jak wypłukiwanie jakichkolwiek chemicznych środków konserwujących. Na przykład norma europejska EN 275, która jest aktualną normą europejską z 1992 roku, służy do oceny zabiegów konserwacji drewna pod kątem uszkodzeń spowodowanych przez świdrowiec morski8,9. Norma ta, wraz z innymi aktami prawnymi zabraniającymi stosowania związków biobójczych, takimi jak CCA4,5,6,7 i creosote10, wymaga zrównoważonych, nietoksycznych metod ochrony drewna i stosowania naturalnie trwałych gatunków drewna w celu zastąpienia zabiegów biobójczych11,12. Próby morskie, takie jak te określone w normie EN 275, wymagają długich okresów ekspozycji, a zatem są kosztowne i powolne, aby uzyskać znaczące wyniki. Testy laboratoryjne stanowią jednak znacznie szybszą alternatywę dla metod testowania produktów z drewna przed atakiem omacnicy morskiej, umożliwiając szybką ocenę korekt harmonogramów zabiegów13. Wyniki tego szybkiego eksperymentu laboratoryjnego mają na celu dostarczenie informacji na temat nowych procesów modyfikacji drewna oraz zidentyfikowanie gatunków drewna o naturalnej odporności na uszkodzenia przez świdr. Niska szybkość podawania i żywotność mogą wskazywać na zwiększoną odporność potencjalnych produktów, a informacje te mogą być następnie przekazywane z powrotem do partnerów przemysłowych, aby umożliwić im ulepszenie projektów. Nasza metoda pozwala na sprawną i szybką reakcję, co jest pożądane w przemyśle, a po zidentyfikowaniu obiecujących produktów wyniki można uzupełnić o wyniki badań morskich.

Gribbles (Limnoria) to rodzaj skorupiaków z rodziny Limnoriidae. Na całym świecie istnieje ponad 60 gatunków Limnoria13,14,15, z trzema powszechnymi gatunkami występującymi w Wielkiej Brytanii, Limnoria lignorum, Limnoria tripunctata i Limnoria quadripunctata16. Drążyli tunele na powierzchni drewna zanurzonego w wodzie morskiej, często powodując znaczne ekonomicznie szkody. Gribble występują bardzo licznie w przybrzeżnych wodach Wielkiej Brytanii i są łatwe w utrzymaniu w warunkach laboratoryjnych, co czyni je idealnymi organizmami do badania biodegradacji drewna przez morskie bezkręgowce drążące drewno. Ocena tempa żerowania i żywotności gribbles na różnych gatunkach drewna oraz metod konserwacji drewna może określić skuteczność ich odporności na biodegradację. Poniższy protokół określa standardową metodę pomiaru szybkości karmienia rybek, opracowaną na podstawie metody opisanej przez Borgesa i współpracowników12,17, a także usprawnia wprowadzenie analizy obrazu, aby proces ten był funkcjonalny w laboratoriach niespecjalistycznych. Analiza obrazu jest również stosowana w celu zmniejszenia praktycznych ograniczeń związanych z ręcznym liczeniem dużej liczby próbek. Trwałość w długoterminowych testach morskich, zgodnie z brytyjską normą EN350-1:1994, jest oceniana w odniesieniu do Pinus sylvestris sapwood18. W przedstawionych tutaj krótkoterminowych badaniach laboratoryjnych wykorzystujemy biel sosny zwyczajnej (Pinus sylvestris L) jako kontrolę do badania twardzieli gatunku ekki (Lophira alata Banks ex C.F Gaertn), buka (Fagus sylvatica L), kasztanowca zwyczajnego (Castanea sativa Mill) i terpentyny (Syncarpia glomulifera (Sm.) Nied). Jako wskaźnik trwałości wykorzystano średnią produkcję i żywotność granulatu kałowego wśród ośmiu powtórzeń na gatunek drewna. Przedstawiamy dane poglądowe zebrane z typowej oceny, z wykorzystaniem gatunku grilly Limnoria quadripunctata i szeregu naturalnie trwałych gatunków drewna. Limnoria quadripunctata, zidentyfikowana za pomocą kluczy dostarczonych przez Menziesa (1951), została wybrana jako optymalny gatunek do prób biodegradacji ze względu na fakt, że jest najlepiej zbadanym członkiem rodziny i ma ugruntowaną pozycję jako gatunek modelowy do wykorzystania w próbach biodegradacji. Protokół ten ma również zastosowanie do badania drewna poddanego różnym zabiegom, chociaż stosowaną kontrolą powinny być repliki tego samego gatunku niepoddane działaniu środka.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie pasków testowych

  1. Po zakończeniu wszelkich procesów obróbki, należy pociąć suche drewno na próbki o wymiarach 2 mm x 4 mm x 20 mm (Rysunek 1). Próbki należy suszyć na powietrzu w warunkach laboratoryjnych do osiągnięcia stałej masy. Dla każdego badanego rodzaju drewna należy przygotować co najmniej 5 powtórzeń.

Porównanie próbek drewna; analiza materiału; różnice w teksturze drewna traktowanego i nietraktowanego.
Rycina 1: Patyczki testowe wykorzystane w krótkoterminowych badaniach laboratoryjnych do oceny szybkości żerowania gribbli.  Testowe patyczki drewniane o wymiarach 2 mm x 4 mm x 20 mm. Od lewej do prawej: ekki, terebinta, rdzeń kasztanowca jadalnego i buka oraz biel sosny zwyczajnej. Pasek skali 4 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

  1. Impregnacja próżniowa
    1. Po przygotowaniu drewna (tj. pocięciu i ewentualnym opracowaniu), umieść próbki pod siatką w bezpiecznym dla żywności plastikowym pojemniku, wewnątrz desykatora próżniowego i zamknij pokrywę, zapewniając szczelność dzięki warstwie smaru próżniowego (Rysunek 2).
    2. Zamontuj zawór trójdrożny pomiędzy rurkami łączącymi desykator a pompą, z trzecią rurką prowadzącą do otwartego powietrza (Rysunek 2). Upewnij się, że zawór trójdrożny jest zamknięty od strony powietrza i uruchom pompę, aby uzyskać w desykatorze próżniowym podciśnienie od -0,75 do -1,0 bar i utrzymaj je przez okres od 45 minut do 1 godziny.
    3. Zanurz otwarty koniec trzeciej rurki w pojemniku z wodą morską. Wyłącz pompę i zamknij zawór prowadzący do pompy, a następnie powoli otwieraj zawór, aż woda morska zostanie zassana przez próżnię do desykatora. Pozostaw wodę, aby wpływała do momentu wypełnienia plastikowego pojemnika powyżej poziomu siatki.
    4. Następnie wyjmij rurkę z wody morskiej w pojemniku, dopuszczając wlot powietrza, aż w desykatorze powróci ciśnienie atmosferyczne. Pozostaw próbki zanurzone pod siatką, dopóki nie opadną na dno plastikowego pojemnika.

Aparatura do filtracji próżniowej z deskrykatorem (A), pompą próżniową (B), manometrem (C) i przewodami (D).
Rycina 2: Sprzęt używany do impregnacji próżniowej patyczków drewnianych wodą morską, w przygotowaniu do podania gribbles w laboratoryjnym teście żerowania.  A) Deskrykator próżniowy; B) Pompa; C) Manometr do deskrykatora próżniowego; D) Zawór trójdrożny prowadzący do deskrykatora próżniowego, pompy oraz do otwartego powietrza lub wody morskiej (pomarańczowa rurka). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Ługowanie drewna
    1. Zanurzyć nasycone wodą morską próbki drewna w wodzie morskiej umieszczonej w probówkach o pojemności 50 mL (Rysunek 3). Regularnie wymieniać wodę przez okres 20 dni.
      UWAGA: Proces ługowania stosuje się do każdego badanego drewna eksperymentalnego, w tym drewna impregnowanego lub naturalnego.

Probówki w układzie chromatograficznym do eksperymentu oczyszczania białek, analiza rozdziału próbek.
Rysunek 3: Odcieki z patyków drewnianych przygotowane do podania gribbles w ramach laboratoryjnego testu żerowania. Drewno całkowicie zanurzone w wodzie morskiej w probówce Falcon 50 ml, przy regularnej wymianie wody (co 1–3 dni), wytworzyło wyraźnie zabarwione odcieki. Od lewej do prawej: odcieki z drewna jądrowego kasztanowca jadalnego, terebintu, ekki oraz drewna bielowego buka i sosny zwyczajnej. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

2. Ekstrakcja Gribble

  1. Wyodrębnić poszczególne osobniki gribble z zainfekowanego bloku drewna. Należy użyć precyzyjnej pęsety oraz cienkiego pędzla (rozmiar 000/0,4 mm lub mniejszego). Za pomocą pęsety ostrożnie odsunąć fragmenty drewna pokrywające norkę gribble
    UWAGA: Norki znajdują się na powierzchni drewna i można je zidentyfikować po małych otworach (Rycina 4).
  2. Po odsłonięciu gribble, za pomocą pędzla delikatnie podnieść osobniki od spodu i przenieść je do szalki Petriego z wodą morską. Sprawdzić osobniki pod mikroskopem w celu identyfikacji gatunku oraz upewnienia się, że podczas ekstrakcji nie doszło do uszkodzeń.
    UWAGA: Ruchy pleopodów są oznaką żywotności.
    1. Odrzucić samice z jajami, ponieważ samice ciężarne mają ograniczoną zdolność żerowania.

Obraz mikroskopowy: analiza struktury komórkowej drewna z widocznymi jamami, badanie z zakresu inżynierii materiałowej.
Rysunek 4: Obraz nory gribble z dwoma typowymi otworami wentylacyjnymi.  L. quadripunctata w norze w kawałku drewna sosny Radiata o wymiarach 2 mm x 4 mm x 20 mm. Obok wejścia do nory widoczne są dwa mniejsze otwory wentylacyjne. Pasek skali 2 mm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Identyfikacja Limnoria quadripunctata
    1. Zidentyfikować Limnoria quadripunctata pod stereomikroskopem po czterech wyraźnych guzkach, rozmieszczonych w kwadratowy wzór na pleotelsonie zwierzęcia, a także po X-kształtnym kilu na piątym pleonicie19 (Rysunek 5).

Mikroskopowe zdjęcie prosionka z zaznaczonymi strzałkami cech anatomicznych.
Rysunek 5: Cechy identyfikacyjne Limnoria quadripunctata.Zdjęcie powierzchni grzbietowej Limnoria quadripunctata, wykonane za pomocą stereomikroskopu przy powiększeniu x20. Cechy identyfikacyjne wskazane przez czerwoną strzałkę – oznacza ona carina w kształcie litery X, oraz niebieską strzałkę – która wskazuje cztery guzki na pleotelsonie. Pasek skali 1 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

3. Przygotowanie płytek wielodołkowych

  1. W płytkach wielodołkowych z dołkami o średnicy 20 mm umieść w każdym dołku jeden patyczek testowy oraz 5 ml niefiltrowanej wody morskiej o zasoleniu od 32 do 35 PSU (Rycina 6).
  2. Rozmieść systematycznie preparaty/gatunki drewna na całej płytce wielodołkowej w taki sposób, aby każdy rodzaj drewna był reprezentowany co najmniej raz na płytce. Do każdego dołka dodaj jednego przedstawiciela gatunku *Limnoria* (gribble).
    UWAGA: Temperaturę należy utrzymywać na stałym poziomie w inkubatorze w 20 °C ± 2 °C dla gatunku L. quadripunctata, inne gatunki Limnoria można stosować po dostosowaniu temperatury do konkretnego gatunku.
  3. Przechowywać płytki w stałej ciemności, ponieważ fotoperiod nie wpływa na tempo żerowania gribbli.15.

Eksperyment wzrostu drobnoustrojów w szalkach Petriego; paski w pożywkach, analiza reakcji barwnej.
Rysunek 6: Układ eksperymentalny do testu żerowania gribbles.  Przykład 12-dołkowej płytki używanej w badaniach laboratoryjnych tempa żerowania gribbles. Każdy dołek zawiera 5 ml wody morskiej i jeden badany słupek (20 mm x 4 mm x 2 mm) różnych gatunków drewna: biel sosny zwyczajnej oraz rdzeń ekki, buka, kasztanowca jadalnego i terpentynowego. Pasek skali 20 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

4. Zbieranie i liczenie kulek kałowych oraz ocena żywotności.

  1. Dwa razy w tygodniu wyjmij pręcik testowy oraz każdego gribble (jeden na dołek) z płytki wielodołkowej i umieść je w nowo przygotowanej płytce (zawierającej 5 mL wody morskiej na dołek [32-35 PSU, 18-22 °C]).
  2. Użyj pędzla, aby delikatnie usunąć wszelkie pellety fekaliów z pręcika przed przeniesieniem go, a pellety fekaliów pozostaw w oryginalnym dołku.
    UWAGA: Przed przeniesieniem gribble do nowej płytki wielodołkowej można ocenić jego żywotność w skali od 1 do 5; 1 = martwy, 2 = pasywny, nie znajduje się na drewnie, 3 = aktywnie pływa lub porusza pleopodami, nie znajduje się na drewnie, 4 = pełza po powierzchni drewna, 5 = wgryzł się w drewno.
  3. Przetwarzanie obrazów
    1. Użyj cienkiego pędzla, aby rozdzielić wszelkie grudki tak, aby poszczególne pellety były widoczne, i odsuń pellety od samych krawędzi dołka. Wykonaj szczegółową fotografię pod mikroskopem stereoskopowym przy powiększeniu x4 i prześlij ją do komputera (Rysunek 7).
      ​UWAGA: Upewnij się, że pellety są w ostrości, a tło jest jednolite, bez cieni lub refleksów świetlnych na powierzchni wody.

Eksperyment na szalce Petri; obraz mikroskopowy kultur komórkowych z zaznaczonymi obszarami wzrostu, analiza biologiczna.
Rycina 7: Obraz odchodów gribble.  Odchody L. quadripunctata (małe, cylindryczne, brązowe grudki) powstałe z żerowania na drewnie sosny Radiata w jednym dołku płytki wielodołkowej. Zdjęcie wykonane przy powiększeniu x4. Obrazy przed obróbką do analizy obrazu (patrz Rycina 7). A) Przykład odpowiedniego obrazu do automatycznego zliczania w programie ImageJ. Grudki są dostatecznie rozproszone i oddalone od krawędzi dołka. Dołek jest wycentrowany, a na obrazie nie ma przeszkód ani odbić. B) Przykład obrazu nieodpowiedniego do analizy obrazu. Dołek jest przesunięty względem centrum, co odcina dolną połowę. Niebieskie (kropkowane) koło pokazuje odbicie światła od powierzchni wody. Pomarańczowe (ciągłe) koło pokazuje grudki, które są zbyt blisko siebie i zbyt blisko krawędzi dołka. Czerwone (przerywane) koło pokazuje nieusunięty wiór drewniany. Pasek skali 10 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

  1. Procedura obliczania liczby kulek kałowych przy użyciu programu ImageJ.
    1. Pobierz program ImageJ (najnowsza wersja z dnia 03/08/21, 1.8.0_172) ze strony https://imagej.nih.gov/ij/download.html lub uruchom go w przeglądarce komputera.
    2. Prześlij stos obrazów, przeciągając i upuszczając pliki lub wybierając File | Import | Image sequence | Browse. Nie zmieniaj żadnych parametrów, a następnie wybierz Okay.
    3. Następnie użyj narzędzia koła, aby zaznaczyć dolną sekcję studzienki zawierającej kulki kałowe. Usuń krawędzie studzienki, wybierając Edit | Clear outside. Przekształć obraz w binarny, wybierając Process | Make binary.
    4. Przeprowadź kalibrację, wybierając Analyse | Set scale i określ liczbę pikseli na milimetr dla obrazu (na przykład 10 pixels = 1 mm). Policz kulki, wybierając Analyse | Analyse particles.
    5. W polu obok Size (unit2) wybierz dolny próg odpowiadający rozmiarowi najmniejszej kulki, korzystając ze skali jednostek ustawionej wcześniej (na przykład, jeśli 10 pixels = 1 mm, a najmniejsza kulka ma 0.5 mm, wybierz 5-infinity).
    6. W rozwijanym menu Show wybierz Outlines , a następnie zaznacz Summarise i naciśnij Okay (Rycina 8).
      UWAGA: Dalsze informacje można znaleźć pod adresem https://imagej.nih.gov/ij/docs/guide/index.html

Liczenie cząstek w programie ImageJ; omówienie interfejsu oprogramowania; analiza obrazów mikroskopowych; ekstrakcja cech.

Proces analizy cząstek w programie ImageJ; konwersja binarna, ustawianie skali, analiza cząstek; analiza obrazu.
Rysunek 8: Schemat blokowy procesu wykorzystywanego w programie ImageJ do zliczania odchodów. A) Importowanie sekwencji obrazów w zakładce File programu ImageJ. B) Przycisk przeglądaj w oknie dialogowym „Import Image Sequence” służący do importowania sekwencji obrazów z urządzenia lokalnego. C) Użycie narzędzia okręgu do zaznaczenia obszaru zawierającego odchody. D) Przycisk Clear outside w obszarze zakładki Edit w celu usunięcia obszaru poza zaznaczeniem. E) Przycisk Make binary w zakładce Process. F) Przycisk Set scale w zakładce Analyse. Odległość w pikselach odpowiada liczbie pikseli przypadających na jedną jednostkę miary (mm). G) Przycisk Analyse particles w zakładce Analyse. Parametr Size (unit^2) ustawiony od dolnego progu wielkości odchodów, w pikselach, do nieskończoności. Wybrano opcje „outlines” (obrys) oraz „summarise” (podsumowanie). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

  1. Analiza danych
    1. Przelicz liczbę odchodów na liczbę odchodów na dzień, co stanowi pośrednią miarę tempa żerowania. Odrzuć dane od osobników przechodzących linienie w dniach, w których wystąpił ten proces (Rysunek 9).
      UWAGA: Linienie trwa od 1 do 3 dni i można je zidentyfikować po całkowitym zrzuceniu egzoszkieletu.

Anatomia drewna pod mikroskopem, z zaznaczonymi uszkodzeniami spowodowanymi przez owady; pasek skali dla odniesienia rozmiaru.
Rycina 9: Przykład linienia gribble.  Linienie gribble (L. quadripunctata) na próbniku z drewna sosny Radiata o wymiarach 20 mm x 4 mm x 2 mm. Linienia zaznaczono czerwonymi okręgami. Pasek skali 2 mm. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Eksperyment żywieniowy L. quadripunctata przeprowadzono w listopadzie 2020 roku przez 20 dni, wykorzystując pięć różnych rodzajów drewna (drewno bieli sosny zwyczajnej (Pinus sylvestris L) oraz drewno jądrowe buka (Fagus sylvatica L), ekki (Lophira alata Banks ex C. F Gaertn), kasztan jadalnego (Castanea sativa Mil) i turpentine (Syncarpia glomulifera (Sm.) Neid)) (zob. Tabela materiałów). Dla każdego gatunku drewna zastosowano osiem powtórze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przed wyborem próbek gribble do wykorzystania w eksperymencie żywieniowym, osobniki powinny zostać poddane badaniom przesiewowym w celu oceny ich przydatności. Mogą występować pewne różnice w tempie karmienia między osobnikami ze względu na różnice w wielkości, dlatego należy wybierać tylko w pełni dorosłe osobniki. Borges i in., 200917 nie wykryli znaczącej różnicy między szybkością karmienia osobników o długości od 1,5 mm do 3 mm. Samice Limnoria wysiadują jaja, w tym czasie mają zmniej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają konfliktu interesów związanego z tym badaniem.

Podziękowania

Dziękuję Norweskiej Radzie ds. Badań Naukowych (Fundusz Regionalny Oslo, Alcofur rffofjor 269707) oraz Uniwersytetowi w Portsmouth (stypendium naukowe Wydziału Nauk Ścisłych) za zapewnienie funduszy na studia Lucy Martin. Również Gervaisowi S. Sawyerowi, który dostarczył drewno użyte do wygenerowania reprezentatywnych wyników. Terpentynę dostarczył prof. Philip Evans z University of British Columbia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
12-dołkowe płytki do hodowli komórkowychThermoFisher Scientific150200
50ml Probówki FalconFisher Scientific14-432-22
Pipeta o regulowanej objętościFisher ScientificFBE100001-10 ml
BukG. Sawyer (konsultant w dziedzinie technologii drewna)Fagus sylvaticaOrgan taksonomiczny: L
EkkiG. Sawyer (konsultant w dziedzinie technologii drewna)Lophira alataAutorytet taksonomiczny: Banks ex C. F. Gaertn.
KleszczeFisher Scientific10098140
InkubatorLMS LTDINC5009
Kapsułki na próbki mikroporowateMikroskopia elektronowa Sciences70187-20
Szalka PetriegoFisher ScientificFB0875713
Sosna zwyczajnaG. Sawyer (konsultant w dziedzinie technologii drewna)Pinus sylvestrisAutorytet taksonomiczny: L.
Rozmiar 00000 pędzelHobby Craft5674331001Dopuszczalny również rozmiar 000 lub 0000
Słodki kasztanG. Sawyer (konsultant w dziedzinie technologii drewna)Castanea sativaAutorytet taksonomiczny: Terpentyna młyńska
P. Evans (profesor, Wydział Nauk o Drewnie, Uniwersytet Kolumbii Brytyjskiej)Syncarpia glomuliferaAutorytet taksonomiczny: (Sm.) Nied.
Eksykator próżniowyFisher Scientific15544635

Bibliografia

  1. Morrell, J. J. Protection of wood-based materials. Handbook of environmental degradation of materials, 3rd ed. Kutz, M. , Elsevier Science and Technology Books. Oxford. 343-368 (2018).
  2. Distel, D. L. The biology of marine wood boring bivalves and their bacterial endosymbionts. Wood deterioration and preservation. Goodell, B., Nicholas, D., Schultz, T. , American Chemical Society. Washington, D.C. 253-271 (2003).
  3. Buslov, V., Scola, P. Inspection and structural evaluation of timber pier: case study. Journal of Structural Engineering. 117 (9), 2725-2741 (1991).
  4. US EPA. Registration Eligibility Decision for Chromated Arsenicals. List A, Case No. 0132. US EPA - Office of prevention, pesticides and toxic substances. , Available from: https://swap.stanford.edu/20110202084/http://www.epa.gov/oppsrrd1/reregistration/REDs/cca_red.pdf 800-807 (2008).
  5. Arsenic timber treatments (CCA and arsenic trioxide) review scope document, Review series 03.1. ISSN number 1443. Australian pesticides and veterinary medicines authority. , Available from: https://apvma.gov.au/sites/default/files/publication/14296-arsenic-timber-review-scope.pdf (2003).
  6. Commission directive 2003/2/EC of 6 January 2003 relating to restrictions on the marketing and use of arsenic (tenth adaptation to technical progress to Council Deretive 76/769/EEC). Official Journal of the European Communities. , Available from: https://www.legislation.gov.uk/eudr/2003/2/adopted (2003).
  7. The Hazardous Waste (England and Wales) Regulations 2005 No.894. Environmental Protection England and Wales. , Available from: https://www.legislation.gov.uk/uksi/2005/894/contents/made (2005).
  8. Palanti, S., Cragg, S. M., Plarre, R. Resistance against marine borers: About the revision of EN 275 and the attempt for a new laboratory standard for Limnoria. International Research Group on Wood Preservation, Document No. IRG/WP 20-20669. , (2020).
  9. The European Commission for Standardization. EN 275:1992. Wood preservatives- Determination of the protective effectiveness against marine wood borers. The European Commission for Standardization (CEN). , (1992).
  10. European Commission. Directive 98/8/EC concerning the placing of biocidal products on the market. Communication and Information Resource Centre for Administrations, Businesses and Citizens. , (2010).
  11. Mantanis, G. I. Chemical modification of wood by acetylation or furfurylation: A review of the present scaled-up technologies. BioResources. 12 (2), 4478-4489 (2017).
  12. Borges, L. M. S., Cragg, S. M., Bergot, J., Williams, J. R., Shayler, B., Sawyer, G. S. Laboratory screening of tropical hardwoods for natural resistance to the marine borer Limnoria quadripunctata: The role of leachable and non-leachable factors. Holzforschung. 62 (1), 99-111 (2008).
  13. Cragg, S. M., Pitman, A., Henderson, S. Developments in the understanding of the biology of marine wood boring crustaceans and in methods of controlling them. International Biodeterioration & Biodegradation. 43 (4), 197-205 (1999).
  14. Cookson, L. J., Vic, M. D. C. Additions to the taxonomy of the Limnoriidae. Memoirs of the Museum of Victoria. 56 (1), 129-143 (1997).
  15. Cookson, L. Australasian species of Limnoriidae (Crustacea: Isopoda). Memoirs of the Museum of Victoria. 52 (2), 137(1991).
  16. Jones, L. T. The geographical and vertical distribution of British Limnoria [Crustacea: Isopoda]. Journal of the Marine Biological Association of the United Kingdom. 43 (3), 589-603 (1963).
  17. Borges, L. M. S., Cragg, S. M., Busch, S. A laboratory assay for measuring feeding and mortality of the marine wood borer Limnoria under forced feeding conditions: A basis for a standard test method. International Biodeterioration & Biodegradation. 63 (3), 289-296 (2009).
  18. BSI Standards Publication. BS EN 350:2016. Durability of wood and wood-based products - Testing and classification of the durability to biological agents of wood and wood-based materials. BSI Standards Publication. , (2016).
  19. Menzies, R. The phylogeny, systematics, distribution, and natural history of limnoria. , University of Southern California. Dosctoal dissertation 196-208 (1951).
  20. Palanti, S., Feci, E., Anichini, M. Comparison between four tropical wood species for their resistance to marine borers (Teredo spp and Limnoria spp) in the Strait of Messina. International Biodeterioration & Biodegradation. 104, 472-476 (2015).
  21. Delgery, C. C., Cragg, S. M., Busch, S., Morgan, E. Effects of the epibiotic heterotrich ciliate Mirofolliculina limnoriae and moulting on the faecal pellet production by the wood-boring isopods Limnoria tripunctata and Limnoria quadripunctata. Journal of Experimental Marine Biology and Ecology. 334 (2), 165-173 (2006).
  22. Morrell, J. J., Helsing, G. G., Graham, R. D. Marine wood maintenance manual: a guide for proper use of Douglas-fir in marine exposures. Forest Research Laboratory. , Oregon State University. Corvallis. Research Bulletin 48 (1984).
  23. Slevin, C. R., Westin, M., Lande, S., Cragg, S. Laboratory and marine trials of resistance of furfurylated wood to marine borers. Eighth European Conference on Wood Modification. , Aalto University. 464-471 (2015).
  24. Westin, M., et al. Marine borer resistance of acetylated and furfurylated wood - results from up to 16 years of field exposure. International Research Group on Wood Preservation. , Document No. IRG/WP 16-40756 (2016).
  25. Westin, M., Rapp, A., Field Nilsson, T. Field test of resistance of modified wood to marine borers. Wood Material Science and Engineering. 1 (1), 34-38 (2006).
  26. Borges, L. M. S. Biodegradation of wood exposed in the marine environment: Evaluation of the hazard posed by marine wood-borers in fifteen European sites. International Biodeterioration & Biodegradation. 96 (1), 97-104 (2014).
  27. Treu, A., et al. Durability and protection of timber structures in marine environments in Europe: An overview. BioResources. 14 (4), 10161-10184 (2019).
  28. Williams, J. R., Sawyer, G. S., Cragg, S. M., Simm, J. A questionnaire survey to establish the perceptions of UK specifiers concerning the key material attributes of timber for use in marine and freshwater engineering. Journal of the Institute of Wood Science. 17 (1), 41-50 (2005).
  29. Purnell, P. The carbon footprint of reinforced concrete. Advances in Cement Research. 25 (6), 362-368 (2013).
  30. Hill, C. A. S. The environmental consequences concerning the use of timber in the built environment. Frontiers in Built Environment. 5, 129(2019).
  31. Mercer, T. G., Frostick, L. E. Leaching characteristics of CCA-treated wood waste: a UK study. Science of the Total Environment. 427, 165-174 (2012).
  32. Brown, C. J., Eaton, R. A., Thorp, C. H. Effects of chromated copper arsenate (CCA) wood preservative on early fouling community formation. Marine Pollution Bulletin. 42 (11), 1103-1113 (2001).
  33. Brown, C. J., Eaton, R. A. Toxicity of chromated copper arsenate (CCA)-treated wood to non-target marine fouling communities in Langstone Harbour, Portsmouth, UK. Marine Pollution Bulletin. 42 (4), 310-318 (2001).
  34. Brown, C. J., Albuquerque, R. M., Cragg, S. M., Eaton, R. A. Effects of CCA (copper-chrome-arsenic) preservative treatment of wood on the settlement and recruitment of wood of barnacles and tube building polychaete worms. Biofouling. 15 (1-3), 151-164 (2000).
  35. Lebow, S. T., Foster, D. O., Lebow, P. K. Release of copper, chromium and arsenic from treated southern pine exposed in seawater and freshwater. Forest Products Journal. 49 (7), 80-89 (1999).
  36. Smith, P. T. Risk to human health and estuarine posed by pulling out creosote-treated timber on oyster farms. Aquatic Toxicology. 86 (2), 287-298 (2008).
  37. Brown, C. J., et al. Assessment of Effects of Chromated Copper Arsenate (CCA)-Treated Timber on Nontarget Epibiota by Investigation of Fouling Community Development at Seven European Sites. Archives of Environmental Contamination and Toxicology. 45 (1), 0037-0047 (2003).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Morskie organizmy dr ce drewnobiodegradacja drewnatestowanie gryzienia przez grybalekonserwacja drewnaocena laboratoryjnaanaliza fekali wLimnoria quadripunctatapunktacja ywotno ci drewnaochrona infrastruktury morskiejszybkie testy odporno ci
Szybkie badania odporności drewna na biodegradację przez skorupiaki morskie
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.