Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Monitorowanie cyklu rujowego gryzoni za pomocą płukania pochwy: nie ma czegoś takiego jak normalny cykl

8.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62884

⸱

30 sierpnia 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Brain Injury Research Center, UCLA, David Geffen School of Medicine, 2Department of Psychology, Pepperdine University, Seaver College

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie szczegółowo opisuje kluczowe czynniki, które należy wziąć pod uwagę w eksperymentalnych projektach z udziałem samic szczurów. W szerszym ujęciu dane te służą zmniejszeniu stygmatyzacji i pomagają w opracowaniu bardziej wszechstronnych narzędzi diagnostycznych i interwencyjnych.

Streszczenie

Obecna metodologia ustanawia powtarzalne, ustandaryzowane i efektywne kosztowo podejście do monitorowania cyklu rujowego u dorastających samic szczurów Sprague Dawley (SD). Badanie to pokazuje złożoność cykli hormonalnych i szerokie spektrum wiedzy wymagane do skonstruowania wiarygodnej i ważnej techniki monitorowania. Poprzez dogłębną analizę głównego projektu eksperymentalnego i elementów proceduralnych, ten opis cyklu i jego podstawowych zasad zapewnia ramy dla dalszego zrozumienia i dekonstruuje błędne przekonania dotyczące przyszłej replikacji.

Wraz z zarysem procesu pobierania próbek z wykorzystaniem płukania pochwy, procedura opisuje mechanizm kategoryzacji danych do czterostopniowego modelu proestrus, estrus, metestrus i diestrus. Etapy te charakteryzują się nowym, proponowanym podejściem, wykorzystującym 4 kategoryzujące determinanty stanu płynu pochwowego, obecnego typu komórek (komórek), rozmieszczenia komórek i ilości komórek w momencie pobierania. Różnice poszczególnych etapów, korzystne i niekorzystne próby, rozróżnienie między cyklicznością a acyklicznością oraz graficzne przedstawienia zebranych komponentów kategoryzujących są prezentowane wraz z efektywnymi praktykami interpretacyjnymi i organizacyjnymi danych. Ogólnie rzecz biorąc, narzędzia te po raz pierwszy pozwalają na publikację wymiernych zakresów danych, co prowadzi do standaryzacji czynników kategoryzacji podczas replikacji.

Wprowadzenie

Nowatorskie wkłady
Cykl rujowy gryzoni został zidentyfikowany jako istotny wskaźnik dobrego samopoczucia. Jednak nieświadome uprzedzenia badaczy i niedokładne interpretacje dotyczące kobiecego ciała utrudniają pracę społeczności naukowej. Już sama etymologia słowa "rujowy" sugeruje poczucie niższości i negatywności. Eurypides używał tego terminu do opisania "szaleństwa" lub szaleństwa, Homer do opisania paniki, a Platon do opisania irracjonalnego popędu. Badanie to podkreśla, w jaki sposób te pierwotne perspektywy wpływają na obecną społeczność naukową i rozwiązują te problemy za pomocą nowego paradygmatu mozaiki – zaktualizowanej kombinacji wcześniej badanych metod, rozszerzonej w celu uzyskania bardziej kompleksowego podejścia.

Po pierwsze, konieczne jest badanie i użycie tej techniki, ponieważ nie ma ustandaryzowanej i kompleksowej techniki monitorowania, a praktyki interpretacji danych mogą być niejasne. Po drugie, chociaż charakterystyka cyklu rujowego zależy od poszczególnych badanych szczurów, często jest ona uniwersalizowana. Po trzecie, podczas gdy cykle hormonalne są rutynowymi i korzystnymi procesami, są one otoczone niebezpiecznym stygmatyzacją omówioną w sekcji "Tłumaczenie na ludzi". Niniejsze badanie ma na celu rozwiązanie tych trzech problemów na trzy sposoby – (A) poprzez opisanie dogłębnej techniki monitorowania cyklu rujowego i wyjaśnienie, w jaki sposób można interpretować wyniki, (B) poprzez nakreślenie metod, które utrzymują integralność i indywidualność każdego cyklu, oraz (C) poprzez zwrócenie uwagi na błędne przekonania, które utrwalają nieuzasadnione praktyki.

To badanie jest również wyjątkowe, ponieważ skupia się na dorastających szczurach, okresie naznaczonym kluczowymi zmianami rozwojowymi, które rzucają światło na różne behawioralne, anatomiczne i fizjologiczne objawy w wieku dorosłym1. Zbudowanie ustandaryzowanego projektu eksperymentalnego do monitorowania cykli hormonalnych w niedostatecznie zbadanej populacji, przy jednoczesnej dekonstrukcji powszechnych uprzedzeń, pozwoli na opracowanie wiarygodnych i ważnych korelacji hormonalnych2,3,4 oraz określenie zakłóceń cyklu zależnych od stanu5,6,7,8,9,10. Ostatecznie te nowości służą rozszerzeniu kryteriów diagnostycznych, leczenia i interwencji w różnych problemach zdrowotnych.

Podstawowe definicje i zastosowania
Cykl rujowy jest zbiorem dynamicznych procesów fizjologicznych, które zachodzą w odpowiedzi na trzy oscylujące żeńskie hormony steroidowe: estradiol, hormon leuteinizujący (LH) i progesteron (Rysunek 1A,B). Interakcje między układem hormonalnym a ośrodkowym układem nerwowym regulują cykl, który najczęściej trwa 4-5 dni i powtarza się od początku dojrzewania płciowego do starzenia się reprodukcyjnego i/lub ustania. Jest podzielony na osobne kategorie w zależności od poziomu hormonów - najczęściej na 4 etapy diestrus (DIE), proestrus (PRO), estrus (EST) i metestrus (MET), które postępują w sposób okrężny. Liczba podziałów może wynosić od 3 etapów11 do 13 etapów12, w zależności od charakteru badania13. Mniejsza liczba okręgów często nie obejmuje MET jako etapu i klasyfikuje go jako krótkoterminowy okres przejściowy. Wyższa liczba zazwyczaj zawiera podsekcje, które pozwalają na bliższe przyjrzenie się zjawiskom, takim jak rozwój guza lub spontaniczna ciąża rzekoma, fizjologiczny stan ciąży bez implantacji zarodka12,14,15.

W tym badaniu, etapy zostały zidentyfikowane na podstawie komponentów kanału pochwy, nazwanych 3 kategoriami determinantów - obecny typ komórek - układ komórek i ilość komórek (Rysunek 2A-D). Chociaż stan płynu z pochwy nie był monitorowany w tym badaniu, zaleca się włączenie go jako czwartego składnika kategoryzacji. Więcej informacji na temat badania płynu dopochwowego można znaleźć na liście referencyjnej16. Składniki kategoryzujące można badać poprzez ekstrakcję komórek za pomocą płukania pochwy, co jest podstawową techniką zalecaną we współczesnym monitorowaniu cyklu rujowego. Chociaż dogłębne procesy fizjologiczne na każdym etapie wykraczają poza zakres tego badania, więcej informacji można znaleźć w literaturze17.

Wykorzystanie i ciągły rozwój tej techniki monitorowania cyklu rujowego jest zakorzenione w powiązaniach między hormonami steroidowymi płci a funkcjonowaniem układów organizmu, takich jak układ sercowo-naczyniowy18, endocrine system8, oraz centralny układ nerwowy19,20,21. Jednocześnie monitorowanie cyklu rujowego nie zawsze jest konieczne, gdy w grę wchodzą samice gryzoni22,23,24,25. Ważne jest raczej, aby najpierw rozważyć, czy różnice między płciami zostały zgłoszone w konkretnym obszarze badania, które można dokładniej zbadać w opublikowanych przeglądach22,23. Chociaż monitorowanie cyklu rujowego jest niezbędne w szerokim spektrum badań naukowych, nie powinno być postrzegane jako przeszkoda w włączaniu samic gryzoni do eksperymentów. Chociaż ta technika może wydawać się skomplikowana i czasochłonna, sama procedura może zająć mniej niż 15 minut, w zależności od badacza, i jest opłacalna. Ogólnie rzecz biorąc, włączenie samic gryzoni do badań naukowych jest korzystne dla zrozumienia układów organizmu, różnych stanów i patologii oraz ogólnego samopoczucia, ponieważ zmiany te opierają się głównie na szablonie męskiego ciała.

Uniwersalne parametry i naturalne zmienności u gryzoni<br /> Ustalenie zakresów dla aspektów postrzeganych jako "typowe" jest niezbędne do zdefiniowania standardowych wzorców cykli, ustawienia parametrów do celów porównawczych i analitycznych oraz wykrywania nieprawidłowości i wartości odstających. Jednocześnie ważne jest również, aby zdać sobie sprawę, że cykl każdego szczura jest unikalny i spodziewane są odchylenia w zależności od szczepu zwierzęcia, procesów fizjologicznych i warunków środowiskowych. W rzeczywistości jednym z najbardziej "normalnych" aspektów cyklu rujowego jest zmienność. Jest to widoczne w całkowitej długości cyklu, z zakresem 3-38 dni26,27; Wiek dojrzałości płciowej, który może wynosić od 32 do 34 dni do wielu tygodni28,29,30; Co jest uważane za acykliczne11, oraz wzorce determinantów kategoryzujących11,13. Ogólnie rzecz biorąc, nie ma uniwersalnego szablonu dla cyklu rujowego, a przełożenie go zarówno na społeczność naukową, jak i na ogół społeczeństwa jest ważną częścią procesu eksperymentalnego.

Eksperymentalne punkty czasowe i wiek rozwojowy
Rozpoznanie tej zasady zmienności pomaga w zbudowaniu wiarygodnego i ważnego projektu eksperymentalnego. Na przykład rozpoczęcie monitorowania cykli rujowych zależy od anatomicznego i fizjologicznego rozwoju szczurów, który różni się w zależności od czynników środowiskowych i fizjologicznych. Monitorowanie nie może się rozpocząć, dopóki nie rozwinie się otwór pochwy (VO), który jest zewnętrznym otworem pochwy otoczonym sromem, który prowadzi do wewnętrznej części kanału pochwy (Rysunek 3A-D). Podczas gdy dubbing często w pełni rozwija się w wieku od 32 do 34 dni, pozostaje zindywidualizowany dla każdego tematu, a wiele informacji na temat tego procesu pozostaje nieznanych. Ten otwór został wykorzystany do zidentyfikowania początku dojrzewania płciowego, które zostało powiązane ze wzrostem estradiolu31, dojrzewaniem osi podwzgórze-przysadka-jajnik32, oraz pierwszą owulacją u szczurów17, 33,34,35. Jednak ostatnie publikacje wykazały, że jest to tylko pośredni marker rozwoju reprodukcyjnego, ponieważ może zostać odłączony od zdarzeń hormonalnych i rozwojowych w niekorzystnym środowisku31 i może reprezentować zmiany w poziomie estradiolu, a nie dojrzewanie płciowe33. Dlatego zaleca się, aby nie polegać wyłącznie na VO w celu określenia wieku rozwojowego i jako kwalifikatora do monitorowania cyklu rujowego36, ale także wykorzystać pojawienie się pierwszego etapu EST i rogowacenie komórek nabłonka30, aby zaznaczyć początek dojrzewania płciowego.

Masa ciała jest wyraźnie skorelowana z wiekiem rozwojowym w okresie dojrzewania u gryzoni30,37 i dlatego może również pomóc w określeniu wieku rozwojowego w tym okresie. Proponowane mechanizmy związane z tym zjawiskiem obejmują stymulację hormonów niezbędnych do rozwoju reprodukcyjnego, takich jak hormon wzrostu, oraz hamowanie osi podwzgórze-przysadka nadnerczy (HPA) przez regulator apetytu, leptyna30. Nie zaleca się jednak stosowania tej miary jako jedynego wskaźnika wieku rozwojowego ze względu na dużą rozbieżność obserwowaną między szczurami między gatunkami i dostawcami38. Zmienność obserwowana w rozwoju VO i masy ciała ilustruje znaczenie tej koncepcji w całym procesie eksperymentalnym.

Tłumaczenie dla ludzi: konteksty kulturowe i naukowe
Relacja translacyjna w badaniach reprodukcyjnych między zwierzętami a ludźmi jest dwukierunkowa. Wyniki badań na zwierzętach wpływają na to, jak procesy ludzkie są oceniane, podchodzimy do nich i analizujemy39. Postrzeganie ludzkiego układu rozrodczego i związanych z nim procesów wpływa na to, jak badane są zwierzęta. W rzeczywistości jednym z najgłośniejszych wskazań do dalszych badań w tej dziedzinie są tendencyjne przekonania społeczno-kulturowe związane z cyklami hormonalnymi, które wpływają na proces naukowy. Wiele z tych konwencji wywodzi się z ogólnej kulturowej niechęci do omawiania menstruacji, co doprowadziło do luki w danych w dobrze udokumentowanej wiedzy40,41. Ma to spektrum konsekwencji, od drobnych do śmiertelnych - od wysokości półki i rozmiaru smartfona po dopasowanie policyjnej kamizelki kuloodpornej i nietrafione diagnozy raka42.

Opis menstruacji jako niehigienicznej, destrukcyjnej i toksycznej - widoczny w szanowanych tekstach, mediach, słownikach i naukach medycznych - jest zachowany w publikacjach naukowych. Dzieje się tak poprzez niedokładne i tendencyjne opisy cykli hormonalnych, izolację układu rozrodczego od jego neuroendokrynnych odpowiedników i wpływów środowiskowych oraz redukcjonistyczną perspektywę zakończenia cyklu jako "niepowodzenia w poczęciu"43,44. Prowadzi to do tworzenia nierzetelnych praktyk eksperymentalnych, takich jak pomijanie zmiennych zewnętrznych, które wpływają na cykle hormonalne, określanie początku i końca wyłącznie na podstawie rozwoju anatomicznego oraz mierzenie postępu cyklu w sposób liniowy, a nie kołowy. Pomimo bezpośredniej korelacji między czynnikami społeczno-kulturowymi a konsekwencjami biologicznymi, nie jest ona często rozważana w literaturze naukowej. Dzięki przeglądowi bardziej holistycznych publikacji43,44,45, badacze mogą zdekonstruować te stygmaty i stworzyć bardziej wiarygodne i ważne projekty eksperymentalne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie metody postępowania i procedury opisane w tym protokole są zgodne z wytycznymi National Institutes of Health (NIH) dotyczącymi opieki nad zwierzętami i ich użytkowania i zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Uniwersytetu Pepperdine oraz Komitet Badań nad Zwierzętami Kanclerza UCLA (ARC).

1. Opieka nad zwierzętami i ich użytkowanie

  1. Zdobądź samice szczurów, w liczbach zgodnie z analizą mocy, oraz samce szczurów, aby promować efekt Whittena lub bardziej konsekwentne cycling46. Określ szczep na podstawie celu badania w znanych bazach danych47.
    UWAGA: Obecne dane odzwierciedlają dane dotyczące nastoletnich samic SD w ramach Międzynarodowego Programu Standaryzacji Genetycznej (IGS) w obecności samców szczurów SD znajdujących się zarówno w laboratoriach Uniwersytetu Pepperdine, jak i UCLA w ramach wspólnego badania. Szczury te przybyły w oddzielnych grupach w wieku 28 dni, a postęp cyklu rujowego był monitorowany przez 10 lub 20 dni, aby wykazać różnice w ostrych i przewlekłych poziomach, począwszy od 34 dnia życia (po 7-dniowym okresie aklimatyzacji).
  2. Przed przystąpieniem do pracy należy przewidzieć kwarantannę i/lub okres aklimatyzacji w celu ustabilizowania się fizjologicznego po transporcie i przystosowaniu się do nowego środowiska.
    UWAGA: Podano minimalny okres 3 dni, z zalecanym okresem 7-dniowym48,49,50,51,52. Ogólnie rzecz biorąc, zależy to od warunków transportu, szczepu zwierząt i celów badania.
  3. Upewnij się, że stres jest redukowany za pomocą okresu aklimatyzacji, ponieważ stres może zakłócić prawidłowe funkcjonowanie układu rozrodczego53. Nie należy jednak przesadzać, próbując go wyeliminować, ponieważ umiarkowana ilość stresu jest korzystna dla dobrego samopoczucia zwierząt51.
  4. Szczury żywicielskie w środowisku o kontrolowanej temperaturze (68-79 °F, tj. 20-26 °C) i wilgotności (30-70%), kontaktując się z kierownikiem wiwarium lub laboratorium i zapewniając te cechy. Rozprowadzaj wodę i karmę ad libitum ze składnikami odżywczymi wymienionymi na stronie internetowej firmy oraz sprzątaj klatkę raz w tygodniu.
    UWAGA: W tym badaniu szczury były trzymane w grupach po 2 osoby oddzielone według płci w przezroczystych plastikowych klatkach wielokrotnego użytku o wymiarach 19 x 10 x 8 cali i miały dostęp do ściółki z kolb kukurydzy, która była zmieniana raz w tygodniu. Temperatura utrzymywała się na poziomie 70 °F, a wilgotność na poziomie 35-79%, ze średnią 62%.
  5. Sprawdź, czy nie rozwija się nekroza pierścieniowa lub martwica niedokrwienna ogona i palców u nóg pod kątem dowodów na niski poziom wilgotności względnej i ekstremalne temperatury, które mogą powodować naprzemienne reakcje biologiczne.
    UWAGA: Temperatura i wilgotność są ważne dla układu rozrodczego, dojrzewania płciowego i cykliczności rujowej54,55,56,57,58.
  6. Zapewnić prawidłowe i zrównoważone oświetlenie w całej przestrzeni obudowy, umieszczając równe ilości źródeł światła w całej przestrzeni laboratoryjnej, które działają w systemie sterowanym czasowo światło:ciemność.
    UWAGA: W tym przypadku cykl światła i ciemności trwający 12:12 godziny, ze światłami włączonymi od 06:00 do 18:00, był kontrolowany przez liniowe żarówki LED o mocy 2,550 lumenów.
  7. Postępuj zgodnie z podanymi wymaganiami dotyczącymi luksów52 w oparciu o różnice w pigmentacji, wieku, odmianie, płci i statusie hormonalnym zwierząt.
    UWAGA: Kiedy badacze kategoryzują zebrane próbki komórek, spójne oświetlenie pozwoli na prawidłowe wykrywanie wizualne i niezawodną inscenizację59. Czas trwania i intensywność światła są bezpośrednio związane z układem rozrodczym, dojrzewaniem płciowym i cyklami rujowymi54,55,56,57,60,61.

2. Przygotowanie sprzętu i eksperymentu

  1. Zapoznaj się z determinantami kategoryzacji (widocznymi w Rysunek 2A): jak zidentyfikować każdy etap cyklu rujowego i jak obsługiwać mikroskop i sprzęt fotograficzny.
  2. Upewnij się, że każdy badany, który ma być monitorowany, osiągnął dojrzałość płciową i wykazuje odpowiednie wskaźniki rozwoju - VO, masę ciała i wiek. Zważyć szczury i zbadać je pod kątem VO o tej samej porze każdego dnia w celu uzyskania dokładnych porównań i przenieść je za pomocą zatwierdzonej metody obchodzenia się z nimi. Skonsultuj się z weterynarzem stowarzyszonym z uniwersytetem, jeśli zwierzę straci więcej niż 20% swojej poprzedniej masy ciała.
    UWAGA: VO pozostaje ogonowy do ujścia cewki moczowej, a czaszkowy do odbytu, znajdujący się między nimi, jak pokazano na Rysunek 3.
  3. Ponieważ czynniki te są zależne od szczepu, skontaktuj się z dostawcą w celu uzyskania specyfikacji i rozważ czynniki środowiskowe specyficzne dla laboratorium62.
    UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, nastąpi to między 32-34 dniem życia i średnią masą ciała w zakresie 75-150 gramów63 dla szczurów SD i jest wskazywane przez okrągły otwór wcześniej pokryty błoniastą osłonką.
  4. Należy wybrać okres pobierania próbek odpowiedni dla monitorowanej grupy szczurów, aby zapobiec pobieraniu próbek przejściowych. Najpierw należy pobrać próbki od kilku zwierząt w 2 lub 3 różnych punktach czasowych w ciągu dnia, aby określić czas, w którym występuje większość etapów cyklu (np. pobieranie próbek o godzinie 12:00, godzinie 13:00 i godzinie 14:00 dla różnych zwierząt). Zakończ płukanie pochwy o tej samej porze każdego dnia, aby uzyskać spójną i wiarygodną ocenę stopnia.
    UWAGA: Doniesiono, że godziny od 12:00 do 14:00 są najlepsze do uchwycenia wszystkich etapów. W tym badaniu monitorowanie cyklu rujowego miało miejsce między godziną 12:00 a 14:00 i było obsługiwane za pomocą chwytu uciskowego (patrz krok 3.4). Znaczenie czasu monitorowania cyklu rujowego w stosunku do innych interwencji eksperymentalnych (np. warunkowania behawioralnego, leków) jest rozwijającym się obszarem badań i może być dalej zgłębiane11. Określenie czasu trwania monitorowania cyklu rujowego jest zależne od badania i może być dalej badane w opublikowanych badaniach11,33.
  5. Zdejmij osłonę ochronną z mikroskopu i przymocuj aparat do komputera, zdejmując osłonę obiektywu kamery i umieszczając obiektyw na okularze mikroskopu.
  6. Następnie otwórz wstępnie wybrane oprogramowanie na komputerze. Aby korzystać z oprogramowania wybranego w tym badaniu, wybierz kamerę podłączoną do USB znajdującego się po lewej stronie ekranu, w zakładce oznaczonej Lista kamer. Upewnij się, że kamera USB jest prawidłowo podłączona do komputera, na którym pojawi się komunikat Brak urządzenia na karcie oznaczonej Lista kamer, jeśli nie.
  7. Po wybraniu kamery USB pod zakładką włącz włącznik światła mikroskopu znajdujący się na podstawie.
  8. Utwórz folder na komputerze przeznaczony dla przykładowych zdjęć komórek. Utwórz folder plików dla każdego oddzielnego dnia, w którym zbierane są dane, wstępnie przygotowany przed zrobieniem zdjęć.
  9. Mając przygotowany sprzęt, wyjmij klatkę badanego z miejsca, w którym się trzyma, i przynieś ją do stacji pobierania próbek.

3. Zbiór komórek pochwy

  1. Pobrać jednorazową strzykawkę i napełnić każdą ze strzykawek 0,2 ml sterylnego 0,9% NaCl. Jeśli obecne są pęcherzyki powietrza, delikatnie potrząśnij strzykawką z cylindrem, aż wszystkie pęcherzyki powietrza dotrą do otwartej końcówki strzykawki i wypuścić powietrze. Jeśli nadal obecne są pęcherzyki powietrza, wyrzuć roztwór z powrotem do pojemnika NaCl i napełnij, aż nie będzie ich wcale.
    UWAGA: Nadmierne migotanie może spowodować powstawanie większej ilości pęcherzyków powietrza.
  2. Umieścić każdą strzykawkę z powrotem w plastikowym opakowaniu, aby utrzymać sterylne pole, tak aby końcówka strzykawki znajdowała się wewnątrz szczelnie zamkniętej części opakowania.
  3. Otwórz klatkę i delikatnie podnieś obiekt za podstawę ogona lub tułów ciała, zamykając pokrywę klatki, aby uniemożliwić innym wyjście. Wybierz metodę trzymania spośród wymienionych poniżej w oparciu o osobiste preferencje i reakcję zwierzęcia.
  4. Użyj chwytu w stylu kompresji dla dorastających szczurów, umieszczając obiekt w górnej części klatki piersiowej, z nosem obiektu skierowanym w dół na ziemię. Przed rozpoczęciem pobierania wacika upewnij się, że obiekt jest wystarczająco ściśnięty, aby uniemożliwić ruch, ale jest wygodny i bezpieczny w ładowni. Odsłoń kanał pochwy pacjentki, delikatnie zginając ogon przed włożeniem strzykawki.
  5. Użyj podnośnika tylnych nóg dla dorosłych szczurów, umieszczając przednie łapy zwierzęcia na górze lub z boku klatki, podczas gdy ogon i tylne kończyny są skrępowane delikatnym uściskiem między pierwszym a drugim palcem, pozostawiając kciuk wolny do obsługi strzykawki64.
  6. Pozwolić zwierzętom przyzwyczaić się do obchodzenia się z nimi i monitorowania. Ze zwierzętami należy obchodzić się delikatnie, ale bezpiecznie, aby zmniejszyć nadmierny stres i chronić badacza przed agresją, taką jak gryzienie.
    UWAGA: Pierwsze kilka dni monitorowania może nie przynieść pożądanych rezultatów, ponieważ zwierzęta przyzwyczajają się do swoich warunków. Obchodzenie się ze zwierzętami w celu zebrania masy ciała w okresie aklimatyzacji może pomóc w tym przejściu33.
  7. Trzymając strzykawkę stabilnie palcem wskazującym i środkowym, należy włożyć końcówkę strzykawki (nie większą niż 2 mm) pod kątem równoległym do kanału pochwy. Powoli wydalić NaCl do kanału, wciskając tłok do środka. Nie należy wprowadzać strzykawki głębiej do kanału, ponieważ może to zakłócić cykl rujowy.
  8. Usunąć NaCl z kanału pochwy, odciągając tłok strzykawki od błony śluzowej nabłonka (w górę). Jeśli podczas tego procesu wystąpią trudności z utrzymaniem obiektu w ładowni, umieść go z powrotem w klatce na krótki okres odpoczynku przed próbą ekstrakcji NaCl.
  9. Po pobraniu próbki komórek umieść badanego z powrotem w klatce i powtórz tę procedurę dla każdego zwierzęcia, zanim wszystkie próbki zostaną ocenione pod mikroskopem.
    UWAGA: Alternatywnie, każda próbka może zostać pobrana i oceniona przed przejściem do następnego zwierzęcia. Zwierzę może wymagać drugiego płukania, jeśli próbki nie można skategoryzować. Ta sama strzykawka z pierwszego pobrania może być ponownie użyta, jeśli nie ma bezpośredniego kontaktu z solą fizjologiczną w pojemniku i tylko dla tego samego zwierzęcia.

4. Ocena próbki

  1. Rozpocznij kategoryzację od zbadania pobranej próbki płynu pochwowego. Zapisać lepkość jako lepką lub nielepką, a zabarwienie jako nieprzezroczyste lub przezroczyste w dokumencie opisowym lub innym systemie rejestracji.
    UWAGA: Ta sekcja protokołu może być wykonana w momencie pobierania próbki lub później.
  2. Wylej 2-3 krople płynu na szkiełko mikroskopowe i umieść szkiełko nakrywkowe mikroskopu na szkiełku podstawowym. Umieść szkiełko nakrywkowe na szkiełku mikroskopowym od góry szkiełka do dołu lub z jednej strony szkiełka na drugą, aby zapobiec tworzeniu się pęcherzyków powietrza. Jeśli to możliwe, pozostawić w strzykawce około połowy pobranej próbki, jeżeli wymagane jest dalsze badanie i aby zapobiec przedostawaniu się nadmiaru płynu na szkiełko.
  3. Zlokalizuj zebrane komórki, przesuwając szkiełko mikroskopu po stoliku. Jeśli komórek jest zbyt mało lub duża ilość zanieczyszczeń, wyrzuć pozostały płyn na nowe szkiełko i ponownie zbadaj. Jeśli ilość próbki pozostałej w strzykawce jest niewystarczająca lub jeśli druga kropla powoduje podobne problemy, należy pobrać kolejną próbkę od pacjenta przed próbą określenia etapu cyklu rujowego.
  4. Po zlokalizowaniu komórek i przed dotknięciem komputera lub klawiatury komputera zdejmij jedną rękawicę, aby zapobiec zabrudzeniu klawiatury.
  5. Uzyskaj obrazy próbek komórek, klikając funkcję oznaczoną Snap po lewej stronie panelu oprogramowania.
  6. Następnie zapisz plik, klikając Zapisz jako pod ikoną Plik w lewym górnym rogu strony. Zapisz zdjęcie w folderze oznaczonym etykietą na komputerze.
    UWAGA: Przykładowy szablon etykiety: #subjectnumber_date collected_estrous stage_objective użyto obiektywu.
  7. Zrób więcej niż jedno zdjęcie na każdym obiektywie, jeśli w każdej klatce nie ma wielu komórek.
    UWAGA: Przykładowe etykiety dla wielu obrazów: #1_01/09/2021_EST_4x1 i #1_01/09/2021_EST_4x2.
  8. Powtórz procedurę dla każdej pobranej próbki pod wieloma soczewkami obiektywu. Uwzględnij co najmniej jedno mniejsze uprzedmiotowienie, takie jak 4x, i co najmniej jedno większe uprzedmiotowienie, takie jak 20x.
  9. Prześlij obrazy na współdzielony dysk/folder lub zewnętrzny dysk twardy, aby wszyscy zaangażowani badacze mieli dostęp do plików i aby dostępne były kopie zapasowe.

5. Kategoryzacja etapów

  1. Skonfiguruj ekran komputera, aby jednocześnie wyświetlać zrobione zdjęcia i arkusz zapisu ( Rysunek 4A-C).
    UWAGA: Umożliwi to wykonanie dokumentacji podczas przeglądania pobranej próbki. Ta część protokołu może zostać wypełniona w momencie pobierania próbki lub później.
  2. Określ, jakie typy komórek są obecne w próbce. Wybierz jedną z czterech opcji wymienionych w krokach 5.2.1-5.2.4 przy użyciu kryteriów i zapisz wyniki.
    1. Bezjądrzasty zrogowaciały nabłonek (AKE)/zrogowaciałe komórki nabłonkowe
      1. Poszukaj komórek o postrzępionych lub kanciastych krawędziach, jak widać na Rysunek 2B i Rysunek 5C, które pomimo braku jąder mogą pokazywać jasne okrągłe obszary (duchy jądrowe) w komórce, które reprezentują miejsce, w którym kiedyś znajdowało się jądro. Użyj większego powiększenia, takiego jak 20x i więcej, aby rozróżnić takie komórki jądrzaste i jądrzaste.
      2. W razie potrzeby użyj większego powiększenia, aby odróżnić zrogowaciałą lub zrogowaciałą część komórki - cienką warstwę komórek pozbawioną jąder i wypełnioną keratyną.
        UWAGA: Oprócz postrzępionego wyglądu, można je również odróżnić po tym, jak można je składać lub demontować, tworząc postrzępione i wydłużone struktury znane jako pręty keratynowe.
    2. Duże jądrzaste komórki nabłonkowe (LNE)
      1. Szukaj tych zazwyczaj okrągłych lub wielokątnych komórek otoczonych nieregularnymi, postrzępionymi lub kanciastymi obwódkami.
      2. Obserwuj, jak ich jądra mogą przybierać różne formy, od nienaruszonych po zdegenerowane lub pykontyczne, związane z nieodwracalną kondensacją chromatyny w jądrze komórki przechodzącej śmierć lub degradację, jak widać na Rysunek 2B i Rysunek 5D1,2. Zwróć uwagę na to, że jądra te zajmują mniej miejsca niż cytoplazma w komórce, z niższym stosunkiem jądra do cytoplazmy (N: C) niż małe komórki nabłonkowe. Zwróć uwagę na ziarnistości cytoplazmatyczne, które można zobaczyć przy większych powiększeniach13.
    3. Leukocyty (LEU)/neutrofile/komórki wielojądrzaste
      1. Szukaj tych zwartych, kulistych komórek z wielopłatkowymi jądrami (stąd znanych jako komórki wielojądrzaste), które znikają wraz z dojrzewaniem komórki (Rysunek 2B i Rysunek 5A). Większe powiększenie (np. 40x) można wykorzystać do obserwacji jąder wielopłatkowych.
        UWAGA: Po zebraniu i przygotowaniu komórki te mogą się zagęścić, fałdować lub pękać.
    4. Małe jądrzaste komórki nabłonkowe (SNE)
      1. Zwróć uwagę na te okrągłe lub owalne komórki, które są większe niż neutrofile opisane powyżej.
      2. Obserwuj okrągłe jądra tych niezrogowaciałych komórek nabłonkowych (Ryc. 2B), które zajmują więcej miejsca niż cytoplazma wewnątrz komórki, tworząc wyższy stosunek N:C w stosunku do dużych komórek nabłonkowych.
        UWAGA: Po zebraniu i przygotowaniu komórki te mogą się składać lub nakładać na siebie, tworząc kształt przypominający sznurek lub pasek, jak pokazano w Rysunek 5B1.
  3. Zbadaj, jak komórki obecne w próbce są zorganizowane dla każdego uprzedmiotowienia. Użyj dolnego uprzedmiotowienia, takiego jak 4x, aby wyświetlić reprezentatywny widok ogólnego rozmieszczenia komórek. Zapisz, czy komórki są zlepione razem (C), równomiernie rozproszone (ED) czy losowo rozproszone (RD) (patrz Rysunek 4C) i zwróć uwagę na specyficzną organizację każdego typu komórki (np. małe jądrzaste komórki nabłonkowe są zbite, a neutrofile są równomiernie rozmieszczone).
  4. Następnie wizualnie oszacuj i zapisz całkowitą liczbę komórek (nieznaczna, umiarkowana, liczna) oraz ilości poszczególnych komórek (procent obecności każdego typu komórek).
    UWAGA: Niewielka liczba reprezentuje najmniejszą liczbę obecnych komórek, które można wykorzystać do określenia kategoryzacji próbki, liczba reprezentuje obecność niezliczonej liczby komórek, które albo zajmują większość, jeśli nie całą przestrzeń na slajdzie, albo są ułożone jedna na drugiej, a umiarkowana liczba komórek reprezentuje stosunkowo średnią liczbę komórek (przykłady widoczne w Rysunek 5A-D i Rysunek 6A-D).
  5. Zwróć uwagę, czy występują jakiekolwiek odchylenia od wymienionych kryteriów lub aspektów, które są typowe dla konkretnego tematu w kategorii "nieprawidłowości" i w razie potrzeby skonsultuj się z weterynarzem.
  6. Określ, który etap cyklu rujowego jest prezentowany w próbce, korzystając ze składników kategoryzujących i poniższych opisów.
    1. umierać
      1. Szukaj LEU jako dominującego lub jedynego obecnego typu komórek, ułożonych w zbity sposób na początku DIE, ale bardziej rozproszonych w późniejszych stadiach.
        UWAGA: Podczas przejścia do DIE ilość komórek może się zmniejszyć, ponieważ komórki nabłonkowe zaczynają się rozpadać, jak widać na Rysunek 6D1. W tym samym czasie liczba LEU zaczyna rosnąć, a następnie mają one tendencję do układania się w zbiorowiska i rozpraszania się z czasem.
      2. Należy zauważyć, że całkowita ilość komórek może być stosunkowo niska, najczęściej w późniejszych stadiach okresu DIE, drugiego lub trzeciego dnia.
      3. Obserwuj dużą ilość śluzu, który może być obecny na tym etapie, który objawia się jako skoncentrowane pasma LEU (Rysunek 5A1). Zwróć uwagę na małe skupiska lub nici komórkowe komórek SNE towarzyszące LEU w późnych fazach przejścia do PRO (Rysunek 5A1,2).
      4. Obserwuj lepki i nieprzezroczysty wygląd płynu pochwowego podczas przechodzenia do, pełnego przejścia i przejścia z DIE.
        UWAGA: Średni czas trwania tego etapu to 48 godzin w cyklu 4-dniowym i ewentualnie 72 godziny w cyklu 5-dniowym.
    2. pro
      1. Szukaj komórek SNE jako komórek dominujących oraz komórek LEU, LNE i / lub AKE, które można zobaczyć w małej liczbie. Użyj wysokiego obiektywizacji, aby obserwować ziarnisty wygląd komórek SNE, które zwykle są ułożone w klastry, arkusze lub pasma na tym etapie (Rysunek 5B1,2).
      2. Obserwuj lepki i nieprzezroczysty wygląd płynu pochwowego podczas przechodzenia z DIE do PRO oraz jak staje się on nielepki i przezroczysty po pełnym przejściu do etapu PRO (średni czas trwania 14 godzin u szczurów).
    3. Est
      1. Szukaj dominacji komórek AKE, zmniejszania się komórek SNE w EST oraz wzrostu liczby i rozmiaru komórek w miarę trwania EST11,13.
      2. Zwróć uwagę na charakterystyczną cechę często grupowego układu komórek AKE, w postaci pasków keratynowych lub zawierających jądra duchów, które mogą stać się bardziej losowo rozproszone w przejściu od PRO (Rysunek 6B) do MET (Rysunek 6C).
      3. Obserwuj charakterystyczny nielepki i przezroczysty płyn pochwowy, którego można się spodziewać, gdy szczury przechodzą w EST.
        UWAGA: Postęp EST obejmuje dużą dywersyfikację (Rysunek 5C i Rysunek 6B, C). Faza ta trwa zazwyczaj średnio 24 godziny w cyklu 4-dniowym lub ewentualnie 48 godzin w cyklu 5-dniowym.
    4. Spełnione
      1. Szukaj większej liczby komórek SNE i LNE, gdy szczur przechodzi w MET, dominując pod względem proporcji komórek w kanale lub prawie równy stosunek do LEUs11,13. Ponadto zwróć uwagę na większą ilość szczątków w MET i przejściach niż w innych etapach spowodowanych rozpadem komórek nabłonkowych po EST i przemieszczaniu się do DIE.
      2. Zwróć uwagę na brak spójnego rozmieszczenia, ponieważ wszystkie typy komórek są widoczne i w różnych ilościach (Rysunek 5D1-3). Należy jednak szukać LEU, które są upakowane lub zbite w pobliżu komórek nabłonka w początkowych stadiach, które mogą powrócić do zbitego układu po przejściu do DIE.
      3. Na tym etapie obserwuj nielepki i przezroczysty wygląd płynu pochwowego oraz zmianę na bardziej lepki i nieprzezroczysty wygląd podczas przechodzenia do DIE.
        UWAGA: Średni czas trwania tego etapu to 6-8 godzin.
  7. Oznacz próbki w przejściach etapem, do którego zmierza obiekt, z przejściem w nawiasach, aby śledzić, kiedy są one zbierane. Więcej informacji na temat tego, jak rozróżnić te 4 etapy i ich przejścia, można znaleźć w Reprezentatywnych wynikach.
    UWAGA: Ponieważ pobrane próbki są statyczne, a cykl jest dynamiczny, slajdy mogą przedstawiać przejścia między etapami (widoczne na Rysunek 6A-D).
  8. Zakończ ten proces dla każdego zwierzęcia aż do zakończenia fazy monitorowania.
  9. W dniu 11 (45 dzień życia) lub 21 (55 dzień życia) szczury zostaną poddane eutanazji za pomocą 5% izofluranu i 2% tlenu przed dekapitacją gilotyny. Te punkty czasowe mogą się różnić w zależności od charakteru badania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Obecne dane odzwierciedlają wyniki uzyskane u samic szczurów SD z Międzynarodowego Programu Standaryzacji Genetycznej (IGS) w obecności samców szczurów SD. Zwierzęta te znajdowały się w laboratoriach Pepperdine University oraz UCLA w ramach wspólnego badania. Rysunek 5 przedstawia liczne warianty 4 etapów cyklu. Rysunek 5A1 został zidentyfikowany jako próbka z fazy diestrus z obecnością kilku typów komórek. Przykład ten pokazuje, że próbki z wię...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Kluczowe kroki i ważne kwestie do rozważenia
Należy położyć nacisk na pewne krytyczne etapy w dostarczonym protokole, zwłaszcza w zakresie pobierania komórek pochwy. Podczas ekstrakcji płynu z pochwy zapewnienie odpowiedniego kąta i głębokości wprowadzenia strzykawki jest kluczem do uzyskania zadowalających rezultatów i ostatecznie zapobieżenia podrażnieniu, urazom lub stymulacji szyjki macicy zwierzęcia. Stymulacja szyjki macicy może być jednym ze źródeł indukcji ciąży rzekomej, na co wskazuje 12-1...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

To badanie zostało przeprowadzone dzięki finansowanej przez NIH współpracy między Centrum Badań nad Urazami Mózgu Uniwersytetu Kalifornijskiego w Los Angeles (BIRC).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Mikroskop studencki AmScope 40X-1000X LED + kamera USB 5MPAmScope: M150C-E5 EAN: 0608729747796 Numer modelu: M150C-E5https://www.amazon.com/AmScope-40X-1000X-Student-Microscope-Camera/dp/B00O9GNOTA/ref=sr_1_15?crid=2W9CHTG8YSOTV&
słowa kluczowe=USB+kamera+dla+mikroskopu& Amp;
qid=1572477663& Amp; s=przemysłowy
& Amp; sprefix=USB+kamera+dla+mikrofon%2Cindustrial%2C177& Amp; sr=1-15
Zestaw igieł BD PrecisionGlide, 20G x 1, krótki skosFischer Scientific14-815-526
https://www.fishersci.com/shop/products/bd-precisionglide-single-use-needles-short-bevel-regular-wall-4/14815526#?keyword=BD%20PrecisionGlide%20Needle%20Pack,%2020G%20x%201 Łóżko O Cob 1/8NEWCO93009https://andersonslabbedding.com/cob-products/bed-ocobs-8b/
Korning i handel; Zwykłe szkiełka mikroskopowe Zwykłe szkło wodno-białeFischerScientific 12-553-7Ahttps://www.fishersci.com/shop/products/corning-plain-microscope-slides-microscope-slides-75-x-25mm/125537a
Corning™ Prostokątne okulary korekcyjneFischer Scientific12-553-464https://www.fishersci.com/shop/products/corning-square-rectangular-cover-glasses-rectangle-no-1-thickness-0-13-0-17mm-size-24-x-50mm/12553464#?keyword=true
Kimberly-Clark Professional™ Nauka i handel Kimtech; Kimwipes&handel; Wycieraczki Delicate Task 1-warstwoweFischer Scientific06-666https://www.fishersci.com/shop/products/kimberly-clark-kimtech-science-kimwipes-delicate-task-wipers-7/p-211240?crossRef=kimwipes
Labdiet Rodent Lab Chow 50lb, 15001 NEWCO Specialty i LabDiet5012https://www.labdiet.com/products/standarddiets/rodents/index.html
, UL Typ A, T8, Medium Bi-Pin (G13), Temperatura barwowa 4,000 K, Lumeny 2550 lmGrainger36UX10https://www.grainger.com/product/36UX10?gclid=CjwKCAjw_
LL2BRAkEiwAv2Y3SW1WdNdkf7
zdIxoT9R6n2DGnrToJHjv-pwCTca4ahQyExrrtWvbgwRoCi4
cQAvD_BwE& s_kwcid=AL!2966!3!335676016696
!p!! g!! led18et8%2F4%2F840& ef_id=
CjwKCAjw_LL2BRAkEiwAv2Y3SW
1WdNdkf7zdIxoT9R6n2DGnrToJ
Hjv-pwCTca4ahQyExrrtWvbgwRo
Ci4cQAvD_BwE:G:s& s_kwcid=AL!2966!3!335676016696!p!! g!! led18et8%2F4%2F840& cm_mmc=
PPC: +Google+PPC
Worki do wstrzykiwań chlorku sodu, 0,9%ABB079830939 bezpieczeństwa na żywohttps://www.liveactionsafety.com/injection-iv-solution-9-sodium-chloride-1000ml-bags/
Strzykawka sterylna 1ml  z końcówką Luer Slip - 100 strzykawek od BHSupplies BH SuppliesASIN: B07BQDRDC2 UPC: 638632928821https://www.amazon.com/1ml-Syringe-Sterile-Luer-Slip/dp/B07BQDRDC2/ref=sr_1_1_sspa?crid=13S8EGEUK90G7&
słowa kluczowe=1ml+sterylne+strzykawka&; Amp; qid=
1572478649& Amp; s=przemysłowy
& Amp; sprefix=1+ml+steri%2Cindustrial%2C187& Amp; sr=1-1-spons& Amp; psc=1& Amp; spLa=
ZW5jcnlwdGVkUXVhbGlmaWVy
PUEyRlo4NFdZWkJLWkxGJm
VuY3J5cHRlZElkPUEwMDEzODQ
yMjNWNzdWM0hTNzVBRCZlbmNy
eXB0ZWRBZElkPUEwNDI3NzAzM< (br/> 0E5SzVKMkxaQVc2JndpZGdldE5h
bWU9c3BfYXRmJmFjdGlvbj1jbGlja
1JlZGlyZWN0JmRvTm90TG9nQ2
xpY2s9dHJ1ZQ==
Pokrywy druciane i podłogi Mysz Pokrywa z drutu ciążowegoUżywany z klatką dla szczurów (10 "X 19" x 8 "H) Całkowity wymiarAllentownLV40326013https://www.labx.com/item/wire-lids-and-floors-mouse-maternity-wire-bar-lidused/LV40326013#description
Ultra lekka chusteczka higieniczno-plastikowa 17 'x 24' Jednorazowy podkładMedlineEAN: 0480196288558
  Globalny numer identyfikacyjny handlu: 40080196288558		https://www.amazon.com/Medline-Industries-MSC281224C-Lightweight-Disposable/dp/B00A2G67YU/ref=sr_1_4?keywords=medline+industries+surgical+pads&qid=1572475853&
sr=8-4
Numer części Liniowa żarówka LED

Bibliografia

  1. Schneider, M. Adolescence as a vulnerable period to alter rodent behavior. Cell and Tissue Research. 354 (1), 99-106 (2013).
  2. Camacho-Arroyo, I., Montor, J. M. Beyond reproductive effects of sex steroids. MiniReviews in Medicinal Chemistry. 12 (11), 1037-1039 (2012).
  3. Shah, S. I. A. Systemic non-reproductive effects of sex steroids in adult males and females. Human Physiology. 44, 83-87 (2018).
  4. Wierman, M. E. Sex steroid effects at target tissues: mechanisms of action. Advances in Physiology Education. 31 (1), 26-33 (2007).
  5. An, G., et al. Pathophysiological changes in female rats with estrous cycle disorder induced by long-term heat stress. BioMed Research International. 2020, 4701563(2020).
  6. Donato, J., et al. The ventral premammillary nucleus links fasting-induced changes in leptin levels and coordinated luteinizing hormone secretion. Journal of Neuroscience. 29 (16), 5240-5250 (2009).
  7. Fortress, A. M., Avcu, P., Wagner, A. K., Dixon, C. E., Pang, K. Experimental traumatic brain injury results in estrous cycle disruption, neurobehavioral deficits, and impaired GSK3β/β-catenin signaling in female rats. Experimental Neurology. 315, 42-51 (2019).
  8. Hatsuta, M., et al. Effects of hypothyroidism on the estrous cycle and reproductive hormones in mature female rats. European Journal of Pharmacology. 486 (3), 343-348 (2004).
  9. Jaini, R., Altuntas, C. Z., Loya, M. G., Tuohy, V. K. Disruption of estrous cycle homeostasis in mice with experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Neuroimmunology. 279, 71-74 (2015).
  10. Tropp, J., Markus, E. J. Effects of mild food deprivation on the estrous cycle of rats. Physiology and Behavior. 73 (4), 553-559 (2001).
  11. Goldman, J. M., Murr, A. S., Cooper, R. L. The rodent estrous cycle: characterization of vaginal cytology and its utility in toxicological studies. Birth Defects Research. Part B, Developmental and Reproductive Toxicology. 80 (2), 84-97 (2007).
  12. Thung, P. J., Boot, L. M., Muhlbock, O. Senile changes in the oestrous cycle and in ovarian structure in some inbred strains of mice. Acta Endocrinologica. 23 (1), 8-32 (1956).
  13. Cora, M. C., Kooistra, L., Travlos, G. Vaginal cytology of the laboratory rat and mouse: Review and criteria for the staging of the estrous cycle using stained vaginal smears. Toxicologic Pathology. 43 (6), 776-793 (2015).
  14. Bosch, L. Biochemical and endocrinological studies of normal and neoplastic tissue: The metabolism of estrogen-producing ovarian tumors and other malignancies in the mouse. , Available from: https://www.translatetheweb.com/?from=nl&to=en&ref=SERP&dl=en&rr=UC&a=https%3a%2f%2frepository.tudelft.nl%2fislandora%2fobject%2fuuid%253A8776d58a-6695-4a38-99ca-0abf607480f0 109-111 (2021).
  15. Van Der Lee, S., Boot, L. M. Spontaneous pseudopregnancy in mice. Acta Physiologica Pharmacologica Neerlandica. 4 (3), 442-444 (1955).
  16. Paccola, C., Resende, C., Stumpp, T., Miraglia, S., Cipriano, I. The rat estrous cycle revisited: a quantitative and qualitative analysis. Animal Reproduction. 10 (4), 677-683 (2013).
  17. Knobil, E., Neill, J. D. Puberty in the rat. The Physiology of Reproduction. , Raven Press Ltd. New York. 363-409 (1994).
  18. Schallmayer, S., Hughes, B. M. Impact of oral contraception and neuroticism on cardiovascular stress reactivity across the menstrual cycle. Psychology, Health & Medicine. 15 (1), 105-115 (2010).
  19. Barreto-Cordero, L. M., et al. Cyclic changes and actions of progesterone andallopregnanolone on cognition and hippocampal basal (stratum oriens) dendritic spinesof female rats. Behavioural Brain Research. 379, 112355(2020).
  20. de Zambotti, M., Trinder, J., Colrain, I. M., Baker, F. C. Menstrual cycle-related variation in autonomic nervous system functioning in women in the early menopausal transition with and without insomnia disorder. Psychoneuroendocrinology. 75, 44-51 (2017).
  21. Maghool, F., Khaksari, M., Khachki, A. S. Differences in brain edema and intracranial pressure following traumatic brain injury across the estrous cycle: Involvement of female sex steroid hormones. Brain Research. 1497, 61-72 (2013).
  22. Bale, T. L., Epperson, C. N. Sex as a biological variable: Who, what, when, why, and how. Neuropsychopharmacology. 42 (2), 386-396 (2017).
  23. Becker, J. B., Prendergast, B. J., Liang, J. W. Female rats are not more variable than male rats: a meta-analysis of neuroscience studies. Biology of Sex Differences. 7, 34(2016).
  24. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 40, 1-5 (2014).
  25. Joel, D., McCarthy, M. M. Incorporating sex as a biological variable in neuropsychiatric research: where are we now and where should we be. Neuropsychopharmacology. 42 (2), 379-385 (2017).
  26. Long, J. A., Evans, H. M. The oestrous cycle in the rat and its associated phenomena. Memoirs of the University of California. 6, 1(1922).
  27. Westwood, F. R. The female rat reproductive cycle: A practical histological guide to staging. Toxicologic Pathology. 36 (3), 375-384 (2008).
  28. Lenschow, C., Sigl-Glöckner, J., Brecht, M. Development of rat female genital cortex and control of female puberty by sexual touch. PLoS Biology. 15 (9), 2001283(2017).
  29. Lewis, E. M., Barnett, J. F., Freshwater, L., Hoberman, A. M., Christian, M. S. Sexual maturation data for Crl Sprague-Dawley rats: Criteria and confounding factors. Drug and Chemistry Toxicology. 25 (4), 437-458 (2002).
  30. Spear, L. P. The adolescent brain and age-related behavioral manifestations. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 24 (4), 417-463 (2000).
  31. Gaytan, F., et al. Development and validation of a method for precise dating of female puberty in laboratory rodents: the puberty ovarian maturation score (pub-score). Scientific Reports. 7, 46381(2017).
  32. da Silva Faria, T., da Fonte Ramos, C., Sampaio, F. J. Puberty onset in the female offspring of rats submitted to protein or energy restricted diet during lactation. Journal of Nutritional Biochemistry. 15 (2), 123-127 (2004).
  33. Caligioni, C. S. Assessing reproductive status/stages in mice. Current Protocols in Neuroscience. 48 (1), 1(2009).
  34. Engelbregt, M. J., et al. Delayed first cycle in intrauterine growth-retarded and postnatally undernourished female rats: follicular growth and ovulation after stimulation with pregnant mare serum gonadotropin at first cycle. Journal of Endocrinology. 173 (2), 297-304 (2002).
  35. Pescovitz, O. H., Walvoord, E. C. When puberty is precocious: Scientific and clinical aspects. , Humana Press. (2007).
  36. USEPA, Office of Chemical Safety and Pollution Prevention. Standard Evaluation Procedure Test Guidelines 890.1450: Pubertal development and thyroid function in intact juvenile/peripubertal female rats assay. , Available from: https://www.epa.gov/sites/production/files/2015-07/documents/final_890.1450_female_pubertal_assay_sep_8.24.11.pdf (2011).
  37. Kennedy, G. G., Mitra, J. Body weight and food intake as initiating factors for puberty in the rat. Journal of Physiology. 166 (2), 408-418 (1963).
  38. Sengupta, S., Arshad, M., Sharma, S., Dubey, M., Singh, M. M. Attainment of peak bone mass and bone turnover rate in relation to estrous cycle, pregnancy and lactation in colony-bred Sprague-Dawley rats: Suitability for studies on pathophysiology of bone and therapeutic measures for its management. Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 94 (5), 421-429 (2005).
  39. Iannaccone, P. M., Jacob, H. J. Rats. Disease models & Mechanisms. 2 (5-6), 206-210 (2009).
  40. Koff, E., Rierdan, J., Stubbs, M. L. Conceptions and misconceptions of the menstrual cycle. Women & Health. 16 (3-4), 119-136 (1990).
  41. Sahay, N. Myths and misconceptions about menstruation: A study of adolescent school girls of Delhi. Journal of Women's Health and Development. 3 (3), 154-169 (2020).
  42. Criado-Perez, C. The deadly truth about a world built for men - from stab vests to car crashes. , Available from: https://www.theguardian.com/lifeandstyle/2019/feb/23/truth-world-built-for-men-car-crashes (2019).
  43. Chrisler, J. C. The menstrual cycle in a biopsychosocial context. Women's Psychology. Psychology of Women: A Handbook of Issues and Theories. Denmark, F. L., Paludi, M. A. , Praeger Publishers/Greenwood Publishing Group. 193-232 (2008).
  44. Rea, H. H. Re-cycling the menstrual cycle: A multidisciplinary reinterpretation of menstruation. , Available from: https://scholarworks.wmich.edu/masters_theses/3942 (1998).
  45. Sato, J., Nasu, M., Tsuchitani, M. Comparative histopathology of the estrous or menstrual cycle in laboratory animals. Journal of Toxicologic Pathology. 29 (3), 155-162 (2016).
  46. Whitten, W. K. Modification of the oestrous cycle of the mouse by external stimuli associated with the male. Journal of Endocrinology. 13 (4), 399-404 (1956).
  47. Smith, J. R., et al. The year of the rat: The Rat Genome Database at 20: a multi-species knowledgebase and analysis platform. Nucleic Acids Research. 48 (1), 731-742 (2020).
  48. Capdevila, S., Giral, M., Ruiz de la Torre, J. L., Russell, R. J., Kramer, K. Acclimatization of rats after ground transportation to a new animal facility. Laboratory Animals. 41 (2), 255-261 (2007).
  49. Conour, L., Murray, K., Brown, M. Preparation of animals for research-issues to consider for rodents and rabbits. ILAR journal. 47 (4), 283-293 (2006).
  50. National Academies Press (US) Committee on Guidelines for the Humane Transportation of Laboratory Animals. Guidelines for the Humane Transportation of Research Animals. National Academies Press. , (2006).
  51. Obernier, J., Baldwin, R. Establishing an appropriate period of acclimatization following transportation of laboratory animals. ILAR Journal. 47 (4), 364-369 (2006).
  52. National Research Council (US) Committee for the Update of the Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. US) . Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. 8th ed. , National Academies Press. US. (2011).
  53. Pantier, L. K., Li, J., Christian, C. A. Estrous cycle monitoring in mice with rapid data visualization and analysis. Bio-protocol. 9 (17), 1-17 (2019).
  54. Cohen, I., Mann, D. Seasonal changes associated with puberty in female rats: effect of photoperiod and ACTH administration. Biology of Reproduction. 20 (4), 757-776 (1979).
  55. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Randall, P. K., Sims, C., Finch, C. E. A longitudinal study of estrous cyclicity in aging C57BL/6J Mice: I. cycle frequency, length and vaginal cytology. Biology of Reproduction. 27 (2), 327-339 (1982).
  56. Pennycuik, P. R. Seasonal changes in reproductive productivity, growth rate, and food intake in mice exposed to different regimens of day length and environmental temperature. Australian Journal of Biological Sciences. 25 (3), 627-635 (1972).
  57. Piacsek, B. E., Hautzinger, G. M. Effects of duration, intensity and spectrum of light exposure on sexual maturation time of female rats. Biology of Reproduction. 10 (3), 380-387 (1974).
  58. Rubinow, M. J., Arseneau, L. M., Beverly, J. L., Juraska, J. M. Effect of the estrous cycle on water maze acquisition depends on the temperature of the water. Behavioral Neuroscience. 118 (4), 863-868 (2004).
  59. JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Fundamentals of Breeding and Weaning. JoVE. , Cambridge, MA. (2020).
  60. Campbell, C., Schwartz, N. The impact of constant light on the estrous cycle of the rat. Endocrinology. 106 (4), 1230-1238 (1980).
  61. Nelson, J. F., Felicio, L. S., Osterburg, H. H., Finch, C. E. Altered profiles of estradiol and progesterone associated with prolonged estrous cycles and persistent vaginal cornification in aging C578L/6J mice. Biology of Reproduction. 24 (4), 784-794 (1981).
  62. Rivest, R. W. Sexual maturation in female rats: Hereditary, developmental and environmental aspects. Experientia. 47 (10), 1026-1038 (1991).
  63. Charles River Laboratories. CD® (Sprague Dawley) IGS Rat. Charles River Laboratories. , Available from: https://www.criver.com/products-services/find-model/cd-sd-igs-rat?region=3611 (2021).
  64. JoVE Science Education Database. Lab Animal Research. Rodent Handling and Restraint Techniques. JoVE. , (2020).
  65. Circulatory System. Biology Corner. , Available from: https://www.biologycorner.com/worksheets/rat_circulatory.html (2021).
  66. Urogenital System. n.d.). Biology Corner. , Available from: https://www.biologycorner.com/worksheets/rat_urogenital.html (2021).
  67. Kiernan, J. A. Anatomical foundations of neuroscience: Mini-atlas of rat's brain. Anatomy and Cell Biology 9535b. , University of Western Ontario. Available from: https://instruct.uwo.ca/anatomy/530/535downs.htm (2008).
  68. Byers, S. L., Wiles, M. V., Dunn, S. L., Taft, R. A. Mouse estrous cycle identification tool and images. PloS One. 7 (4), 1-5 (2012).
  69. Marcondes, F. K., Bianchi, F. J., Tanno, A. P. Determination of the estrous cycle phases of rats: some helpful considerations. Brazilian Journal of Biology. 62 (4), 609-614 (2002).
  70. Champlin, A. K., Dorr, D. L., Gates, A. H. Determining the stage of the estrous cycle in the mouse by the appearance of the vagina. Biology of Reproduction. 8 (4), 491-494 (1973).
  71. Ajayi, A. F., Akhigbe, R. E. Staging of the estrous cycle and induction of estrus in experimental rodents: an update. Fertility Research and Practice. 6 (5), (2020).
  72. Bartos, L. Vaginal impedance measurement used for mating in the rat. Laboratory Animals. 11 (1), 53-55 (1977).
  73. Belozertseva, I. V., Merkulov, D. D., Vilitis, O. E., Skryabin, B. V. Instrumental method for determining the stages of the estrous cycle in small laboratory rodents. Laboratory Animals for Scientific Research. (4), (2018).
  74. Ramos, S. D., Lee, J. M., Peuler, J. D. An inexpensive meter to measure differences in electrical resistance in the rat vagina during the ovarian cycle. Journal of Applied Physiology. 91 (2), 667-670 (2001).
  75. Singletary, S. J., et al. Lack of correlation of vaginal impedance measurements with hormone levels in the rat. Contemporary Topics in Laboratory Animal Science. 44 (6), 37-42 (2005).
  76. Bretveld, R. W., Thomas, C. M., Scheepers, P. T., et al. Pesticide exposure: the hormonal function of the female reproductive system disrupted. Reproductive Biology Endocrinology. 4 (30), (2006).
  77. MacDonald, J. K., Pyle, W. G., Reitz, C. J., Howlett, S. E. Cardiac contraction, calcium transients, and myofilament calcium sensitivity fluctuate with the estrous cycle in young adult female mice. American Journal of Physiology. Heart and Circulatory Physiology. 306 (7), 938-953 (2014).
  78. Koebele, S. V., Bimonte-Nelson, H. A. Modeling menopause: The utility of rodents in translational behavioral endocrinology research. Maturitas. 87, 5-17 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

szczury Sprague Dawleykategoryzacja fazy cykluidentyfikacja typów komórekanaliza wydzieliny pochwowejocena cyklu hormonalnegookreślanie fazy cyklu rozrodczegomłode samice szczurówznormalizowany protokół badania cyklu
Monitorowanie cyklu rujowego gryzoni za pomocą płukania pochwy: nie ma czegoś takiego jak normalny cykl
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.