Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Nietermiczne leczenie światłem podczerwonym uszkodzenia niedokrwiennego/reperfuzyjnego i późniejsza analiza różnicowania makrofagów

1.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62908

⸱

30 grudnia 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Medical College of Wisconsin, 2Department of Internal Medicine, Loyola University Medical Center, 3Department of Orthopedic Surgery, Medical College of Wisconsin, 4Department of Orthopedic Surgery, University of New Mexico

W tym artykule

Podsumowanie

Opisujemy zmniejszenie uszkodzenia reperfuzyjnego przez napromieniowanie 670 nm w mysim modelu niedokrwienia i reperfuzji poprzez założenie opaski uciskowej. To napromieniowanie 670 nm zmniejszyło odpowiedź zapalną, zmniejszyło liczbę makrofagów prozapalnych i zwiększyło makrofagi ochronne.

Streszczenie

Uszkodzenia tkanek i martwica spowodowane procesami zapalnymi są konsekwencją niedokrwiennego uszkodzenia reperfuzyjnego (IRI). W mięśniach szkieletowych niedokrwienie zmniejsza tlenową pojemność energetyczną komórek mięśniowych, prowadząc do niekorzystnych zmian biochemicznych i stanu zapalnego. Celem tego badania jest wykazanie, że ekspozycja na światło bliskiej podczerwieni (NIR) w okresie niedokrwienia zmniejsza IRI poprzez zmniejszenie martwicy i stanu zapalnego, a także zmniejszenie prozapalnego M1 i zwiększenie ochronnych makrofagów M2. Myszy C57 / Bl6 przeszły jednostronne niedokrwienie kończyn tylnych wywołane opaską uciskową przez 3 godziny, a następnie reperfuzję przez 15 lub 30 minut. Myszy zostały losowo przydzielone do 3 grup. W grupie 1 wykonano IRI z 30-minutową reperfuzją. Grupa 2 przeszła IRI z 15-minutową reperfuzją. Każda grupa składała się w 50% z myszy bez NIR i w 50% z ekspozycją 50 mW /cm2 przez 5 minut, / 1 h po zamknięciu opaski uciskowej. Grupę 3 stanowiły zwierzęta pozorowane znieczulone przez 3 godziny z pominięciem IRI.

Laserowe obrazowanie przepływu dopplerowskiego zostało przeprowadzone na wszystkich myszach w celu potwierdzenia niedokrwienia i reperfuzji. Dane dotyczące przepływu wyrażono jako stosunek kontroli niedokrwiennej kończyny do kontroli przeciwległej. Myszy zostały poddane eutanazji po reperfuzji, a mięsień czworogłowy uda i brzuchaty łydki zostały pobrane. Przeprowadzono immunoprecypitację i western blot markerów makrofagów CD68 (M1) i CD206 (M2) i znormalizowano je do ekspresji CD14. Ekspresja markerów stanu zapalnego CXCL1 i CXCL5 była znacznie zmniejszona przez NIR w grupie IRI. Znaczny spadek CD68 i wzrost ekspresji CD206 zaobserwowano u zwierząt otrzymujących IR i NIR. Martwica tkanek była zmniejszona przez NIR w grupie IRI, co uwidoczniło się za pomocą barwienia chlorkiem 2,3,5-trifenylotetrazolu (TTC). Wyniki pokazują, że ekspozycja na NIR zmniejszyła IRI i poprawiła przeżywalność tkanek. NIR zmniejszył stan zapalny, zmniejszył prozapalne M1 i zwiększył ochronne makrofagi M2. Ekspozycja na NIR zmniejszyła stan zapalny i poprawiła regenerację, prowadząc do ochrony tkanek po niedokrwieniu.

Wprowadzenie

Niedokrwienie uszkodzenia reperfuzyjnego (IRI) jest klinicznym wyzwaniem obserwowanym po urazach naczyniowych i długotrwałym stosowaniu opasek uciskowych chirurgicznych. Wcześniejsze badania wykazały, że 60-90 min to górny próg czasu ciepłego niedokrwienia, po przekroczeniu którego może dojść do nieodwracalnego uszkodzenia tkanek. Bardziej niż jakikolwiek inny pojedynczy czynnik, ograniczenia czasu ciepłego niedokrwienia ograniczają sukces i uratowanie reimplantacji kończyn dysnaczyniowych1,2.

W mięśniach szkieletowych niedokrwienie zmniejsza wydolność tlenową komórek, prowadząc do ostrego stanu zapalnego i niekorzystnych zmian biochemicznych. Efekty te pogarsza reperfuzja, która stymuluje rekrutację neutrofili i produkcję wolnych rodników, dodatkowo uszkadzając mięśnie szkieletowe. Może się to zdarzyć w wyniku niedrożności naczyń krwionośnych, niezależnie od tego, czy jest to wynik urazu, czy celowego użycia opaski uciskowej, aby zapobiec krwotokowi. Niektóre z kluczowych mediatorów w tym procesie to mieloperoksydaza (MPO), enzym wyrażany przez neutrofile, który jest integralną częścią funkcji wybuchu oddechowego i produkcji wolnych rodników3, oraz chemokiny, takie jak CXCL1 i CXCL5, które służą do rekrutacji neutrofili do miejsc ostrego stanu zapalnego4.

Tętnica udowa nie została wypreparowana, aby naśladować otwartą opaskę uciskową w nagłych wypadkach. Podejście to opiera się również na odtwarzalności tworzenia niedokrwienia i reperfuzji, a także na spójnym obszarze wolnym od krwi. Wcześniejsze badania wykazały, że ekspozycja na nietermiczne światło podczerwone (NIR) o długości fali 670 nm może zwiększyć kolateralizację naczyń krwionośnych w niedokrwiennej kończynie tylnej myszy z ekspozycją na NIR w ciągu kilku dni, łagodząc skutki IRI5. Ponadto wcześniejsze badania wykazały, że światło NIR może indukować polaryzację makrofagów do fenotypów prozapalnych (M1) lub proleczniczych (M2)6.

Każde leczenie, które może zminimalizować uszkodzenia tkanek i śmierć komórek po niedotlenieniu i reperfuzji, byłoby korzystne w zwiększaniu skuteczności ratowania kończyn po urazach naczyniowych. Dlatego ogólnym celem jest poprawa IRI poprzez wprowadzenie leczenia światłem o długości fali 670 nm jako realnej alternatywy dla innych metod leczenia. Artykuł ten opiera się na hipotezie, że ekspozycja na światło NIR w okresie niedokrwienia zmniejsza stan zapalny i martwicę tkanek poprzez zmniejszenie wydzielania białek chemoatraktantu i napływu komórek zapalnych poprzez indukcję makrofagów do przyjęcia fenotypu M2.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie zostało przeprowadzone w ścisłej zgodności z zaleceniami zawartymi w Przewodniku dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych National Institutes of Health. Protokół został zatwierdzony przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (Protokół: AUA#1517). Wszystkie badania z udziałem myszy zostały przeprowadzone zgodnie z polityką PHS.

1. Założenie opaski uciskowej

UWAGA: Założono opaskę uciskową, aby wywołać niedokrwienie i uzyskać pole operacyjne wolne od krwi.

  1. Znieczulij mysz C57/Bl6 izofluranem w komorze indukcyjnej w stężeniu 3-5%.
  2. Wyjmij mysz z komory indukcyjnej, gdy nie reaguje na szczypanie palców. Umieść mysz w stożku nosowym w celu kontynuowania znieczulenia na poziomie 1.5-2% na poduszce grzewczej z matą nieodblaskową pod laserowym obrazem dopplerowskim (LDI).
  3. Umieść opaskę uciskową wokół lewej kończyny tylnej (Rysunek 1).
    UWAGA: Nie zamykaj jeszcze opaski uciskowej. Najpierw zmierz przepływ krwi (patrz punkt 2).

2. Pomiar przepływu krwi za pomocą LDI

UWAGA: Zmierzono przepływ krwi, aby potwierdzić prawidłowe okluzję i reperfuzję, jak opisano wcześniej7.

  1. Umieść znieczuloną mysz poniżej LDI (26 cm) na poduszce grzewczej z nieodblaskową powierzchnią w pozycji leżącej z wyciągniętymi nogami i łapami skierowanymi do góry.
  2. Przechwytuj obrazy, umieszczając mysz w obszarze przechwytywania lasera (16,1 cm x 16,1 cm).
    1. Dostosuj laser do prędkości skanowania 4 ms/piksel. Rób zdjęcia za pomocą zastrzeżonego oprogramowania, naciskając przycisk nagrywania. Rób zdjęcia przed, w trakcie okluzji i podczas reperfuzji, klikając przycisk nagrywania.
      UWAGA: Obrazy są obrazami map związanych z przepływem; czerwony oznacza dobry przepływ krwi; Niebieski oznacza brak przepływu krwi. Potwierdź na obrazie, że zasłonięta tylna kończyna jest niebieska. Podobnie sprawdź obraz, aby potwierdzić, że wcześniej okluzowana kończyna tylna jest czerwona podczas reperfuzji. Konieczne jest posiadanie maty antyrefleksyjnej dla LDI; W przeciwnym razie odbicie wpłynie na obrazy.
  3. Analizuj obrazy za pomocą dostarczonego oprogramowania, definiując obszar zainteresowania. Ustal stosunek między nogą niedokrwienną i kontrolną.

3. Protokół niedokrwienia i reperfuzji

  1. Zamknij opaskę uciskową wokół tylnej kończyny znieczulonej myszy na 3 godziny
    UWAGA: Zaciśnięcie opaski uciskowej powoduje niedokrwienie, przerywając przepływ krwi.
  2. Otwórz opaskę uciskową po 3 godzinach od zgryzu; otwórz i perlej tylną kończynę przez 15 lub 30 minut.

4. Pobieranie tkanek

  1. Zwiększ znieczulenie do 5% izofluranu, aby głęboko znieczulić myszy. Wykonaj odmę opłucnową, otwierając jamę klatki piersiowej ostrymi nożyczkami, aby zapewnić śmierć. Zbierz mięśnie brzuchate łydki i mięśnie czworogłowe8,9,10.
  2. Pobraną tkankę należy zamrozić w ciekłym azocie i przechowywać w temperaturze -80 °C do dalszej analizy.

5. Aplikacja NIR

UWAGA: NIR jest stosowany w celu zmniejszenia stanu zapalnego i zmniejszenia uszkodzenia reperfuzyjnego.

  1. Stosować NIR 670 nm o intensywności 100 mW przez 5 minut raz na godzinę podczas okluzji.
  2. Skieruj się w tylną kończynę za pomocą światłowodowego źródła światła w odległości 2,5 cm między tylną kończyną a światłem. Nie wystawiaj nogi przeciwnej na działanie NIR (patrz Rysunek 1 dla konfiguracji).
  3. Świecić światłem NIR przez 5 minut na godzinę przez cały okres niedokrwienny.
  4. W ten sam sposób należy oprzyrządować grupę pozorną. Nie zamykaj opaski uciskowej ani nie nakładaj NIR na kończynę tylną.
    UWAGA: Lampa NIR posiada radiator. Temperatura nie wzrasta w ciągu 5 minut od ekspozycji na światło11.

6. TTC martwicy

UWAGA: Martwica tkanek jest oceniana w celu wizualizacji redukcji martwicy w tkance mięśniowej.

  1. Świeże mięśnie czworogłowe przypadłości przypadłości należy zabarwić TTC w temperaturze 37 °C przez 20-30 min w 1% TTC w 0,1 M buforze fosforanowym dostosowanym do pH 7,4.
  2. Obserwuj czerwoną, zabarwioną żywą tkankę na podstawie obecności osadu formazanu.
    UWAGA: Czerwone barwienie opiera się na redukcji TTC przez enzymy dehydrogenazy w zdrowej tkance. Tkanka martwicza jest niebarwiona10.
  3. Przechwytuj obrazy wycinków barwionych TTC do analizy i mierz obszar nekrotyczny, definiując obszar zainteresowania.

7. Zachodnia analiza chlorotyrozyny

  1. Poddaj myszy protokołowi niedokrwienia/reperfuzji (sekcja 3).
  2. Zbierz tkanki (sekcja 4) i wyizoluj białko zgodnie z wcześniejszym opisem12. Określ stężenie białka za pomocą testu Bradforda13.
  3. Użyj całkowitego lizatu białkowego do przeprowadzenia elektroforezy i osuszenia 3-chlorotyrozyny, jak opisano wcześniej12.
  4. Wykonaj western blot na lizatach żołądka łydnego.
    1. Dodać do próbek bufor do próbek Laemmli zawierający 5% merkaptoetanolu, aby uzyskać stężenie 25 μg białka całkowitego w 40 μl.
    2. Próbki należy umieścić w przedłużonym żelu o stężeniu 4-15% tris-glicyny (patrz Tabela materiałów) pod napięciem 50 mV przez 5 minut. Zwiększać napięcie do 100 mV przez 1 godzinę, aż skończy się czoło barwnika.
  5. Inkubować żel w 1x buforze transferowym (25 mM Tris, 190 mM glicyny, 20% metanolu; w razie potrzeby dostosować pH do 8,3) przez 10 minut.
  6. Zmontuj kanapkę transferową (gąbka, filtr, żel, membrana celulozowa, filtr, gąbka). Umieść okład z lodu wielokrotnego użytku w aparacie transferowym. Przenoszenie przez 30 min w komorze chłodniczej przy ciśnieniu 100 mA.
    UWAGA: Upewnij się, że żadne pęcherzyki nie są uwięzione w kanapce transferowej, plama znajduje się na katodzie, a żel na anodzie.
  7. Opłucz blot i zablokuj go w buforze blokującym (patrz tabela materiałów) za pomocą 0,05% Tween przez 30 minut w temperaturze pokojowej. Przemyj blot solą fizjologiczną buforowaną Tris (TBS) zawierającą 5% Tween trzy razy przez 5 minut przed dodaniem przeciwciała pierwszorzędowego.
  8. Inkubować przez noc z pierwszorzędowymi przeciwciałami poliklonalnymi przeciwko 3-chlorotyrozynie. Rozcieńczyć przeciwciała w buforze blokującym 0,05% Tween (1:1 000).
  9. Użyj peroksydazy chrzanowej (HRP) sprzężonej z peroksydazą chrzanową (HRP) przeciwko mysim IgG i HRP-anty-koziej IgG (rozcieńczenie 1:10 000) jako przeciwciał drugorzędowych.
  10. Wizualizacja pasm tożsamości w blotach za pomocą odczynnika do wzmocnionej chemiluminescencji (ECL) i systemu obrazowania.
    1. Wymieszaj składniki zgodnie z protokołem producenta i inkubuj je z blotem przez 3 minuty, aby związać odczynniki ECL z interesującymi prążkami.
    2. Zobrazuj plamę za pomocą systemu obrazowania (patrz Tabela materiałów). Użyj oprogramowania do obrazowania, takiego jak ImageJ, aby zmierzyć gęstość i znormalizować wartości gęstości pasm będących przedmiotem zainteresowania z wartościami pasm kontrolnych.

8. ELISA dla CXCL1 i CXCL5

  1. Wyizoluj białko całkowite z mięśni brzuchatych łydek, jak opisano wcześniej12.
  2. Oceń stopień stanu zapalnego za pomocą testu ELISA dla CXCL1 i CXCL5 zgodnie z wcześniejszym opisem14 i zgodnie z instrukcjami producenta.

9. Immunoprecypitacja, a następnie analiza zachodnia

  1. Poddaj myszy protokołowi niedokrwienia/reperfuzji (sekcja 3).
  2. Zbierz tkanki (sekcja 4) i wyizoluj białko zgodnie z wcześniejszym opisem12. Określ stężenie białka za pomocą testu Bradforda13.
  3. Aby skoncentrować frakcję makrofagów całkowitego lizatu białkowego, należy przeprowadzić immunoprecypitację dla CD14, jak opisano wcześniej15.
  4. Użyj immunoprecypitatu CD14 do przeprowadzenia elektroforezy i osuszenia CD206 i CD68, jak opisano wcześniej12.
  5. Wykonać western blot na lizatach żołądka łydnego, jak opisano w punkcie 7.
  6. Inkubować immunoprecypitaty przez noc z pierwszorzędowymi przeciwciałami poliklonalnymi przeciwko CD206 lub CD68. Rozcieńczyć przeciwciała w stosunku 1:200 w TBS.
  7. Użyj sprzężonych z HRP osłów anty-mysich IgG i HRP-anty-kozich IgG (rozcieńczenie 1:10 000) jako przeciwciał drugorzędowych.
  8. Nałóż odczynnik ECL na blot po wymieszaniu składników w oparciu o protokół producenta i inkubuj przez 3 minuty, aby uwidocznić interesujące prążki. Zobrazuj plamę za pomocą systemu obrazowania.

10. Analiza statystyczna

  1. Przeprowadzić analizę statystyczną danych w obrębie grup i między nimi z analizą wariancji (ANOVA) dla powtarzanych pomiarów, a następnie modyfikacją testu t-Studenta przez Bonferroniego, p ≤ 0,05.
  2. Wyraż dane jako średnią± błąd standardowy średniej (SEM) lub średniej ± odchylenia standardowego (SD).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Pomiary przepływu potwierdziły niedokrwienie i reperfuzję
Rozmieszczenie światła NIR oraz protokół eksperymentalny przedstawiono na Rysunku 1. Opracowano i wykorzystano mysi model niedokrwienia kończyny tylnej w celu oceny wpływu ekspozycji na NIR na IRI mięśni szkieletowych. Zgodnie z oczekiwaniami, obrazowanie przepływu metodą laserowego dopplerowskiego Rysunku 2A potwierdziło, że staza była skuteczna w wywoływaniu niedokrwienia, a następn...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Niniejsza praca opisuje jedno z pierwszych badań, które koncentrowało się na zmniejszeniu uszkodzenia reperfuzyjnego przez leczenie światłem NIR poprzez zmianę odpowiedzi zapalnej w kończynie tylnej. Niedokrwienie, uszkodzenie reperfuzyjne i leczenie światłem NIR nie są całkowicie nowe. Inne badania koncentrowały się na reperfuzji niedokrwiennej za pomocą światła NIR. Leczenie światłem NIR jest z powodzeniem stosowane w zmniejszaniu wielkości podpierścienia mięśnia sercowego i zmniejszaniu uszkodzenia nerek po niedokrwie...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do zadeklarowania konfliktu interesów.

Podziękowania

Dziękujemy Oddziałowi Chirurgii Ortopedycznej za sfinansowanie tego badania. Dziękujemy również Brianowi Lindemerowi i Grantowi Broeckelowi za ich wsparcie techniczne.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
2,3,5-TrifenylotetrazoliumSigma Aldrich17779-10X10ML-F1% roztwór
4– 15% Criterio TGX Bezplamny żel białkowyBioRad#5678084Przedłużone żele Tris-glicyna
4x Bufor do próbek Laemmli - 1610747BioRad16110747
Źródło światła 670 nmNIR Technologieswykonany na zamówienie
do oznaczania białek BCAThermo Fisher23227
System
Bio-Rad
β-merkaptoetanolBioRad1610710
CXCL1 ELISAR& D SystemsDY453-05
CXCL5 ELISAR& D SystemsDX000
ForaneBaxter1001936040izofluranowy wziewny
kozi anty-królik IgG-HRPSanta Cruz Biotechnologiessc-20041:10 000 rozcieńczenie
Ice Accu ice pack
Laserowy doppler ImagerMoorMOORLDI2-HIR
monoklonalne przeciwciało CD14Santa Cruz Biotechnologiessc-5157851:200 rozcieńczenie
monoklonalne przeciwciało CD206Santa Cruz Biotechnologiessc-589861:200 rozcieńczenie
monoklonalne przeciwciało CD68Santa Cruz Biotechnologiessc-20060rozcieńczenie 1:200
Pierce Wolne od białka (TBS) buforblokujący bufor blokujący
poliklonalne przeciwciało chlorotyrozynoweHycultHP50021:1,000 rozcieńczenie
Białko A/G PLUS-AgarozaSanta Cruz Biotechnologiessc-2003
Super Signal West FemtoThermoFisher34095ulepszony odczynnik chemiluminescencyjny
zestaw obrazowania BioRad ChemiDoc Bio-Rad

Bibliografia

  1. Drysch, M., et al. An optimized low-pressure tourniquet murine hind limb ischemia reperfusion model: Inducing acute ischemia reperfusion injury in C57BL/6 wild type mice. PLoS One. 14 (1), 0210961(2019).
  2. Bonheur, J. A., Albadawi, H., Patton, G. M., Watkins, M. T. A noninvasive murine model of hind limb ischemia-reperfusion injury. Journal of Surgical Research. 116 (1), 55-63 (2004).
  3. Whiteman, M., Spencer, J. P. Loss of 3-chlorotyrosine by inflammatory oxidants: implications for the use of 3-chlorotyrosine as a bio-marker in vivo. Biochemical and Biophysical Research Communications. 371 (1), 50-53 (2008).
  4. Becker, S., Quay, J., Koren, H. S., Haskill, J. S. Constitutive and stimulated MCP-1, GRO alpha, beta, and gamma expression in human airway epithelium and bronchoalveolar macrophages. American Journal of Physiology. 266 (3), 278-286 (1994).
  5. Zaidi, M., et al. Transient repetitive exposure to low level light therapy enhances collateral blood vessel growth in the ischemic hindlimb of the tight skin mouse. Photochemistry and Photobiology. 89 (3), 709-713 (2013).
  6. Souza, N. H. C., et al. Photobiomodulation and different macrophages phenotypes during muscle tissue repair. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 22 (10), 4922-4934 (2018).
  7. Tang, G. L., Kim, K. J. Laser doppler perfusion imaging in the mouse hindlimb. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (170), e62012(2021).
  8. Ionescu, A., Zahavi, E. E., Gradus, T., Ben-Yaakov, K., Perlson, E. Compartmental microfluidic system for studying muscle-neuron communication and neuromuscular junction maintenance. European Journal of Cell Biology. 95 (2), 69-88 (2016).
  9. Adamovich, Y., Ezagouri, S., Dandavate, V., Asher, G. Monitoring daytime differences in moderate intensity exercise capacity using treadmill test and muscle dissection. STAR Protocols. 2 (1), 100331(2021).
  10. Wang, C., Yue, F., Kuang, S. Muscle histology characterization using H&E staining and muscle fiber type classification using immunofluorescence staining. Bio-Protocol. 7 (10), 2279(2017).
  11. Keszler, A., Lindemer, B., Hogg, N., Weihrauch, D., Lohr, N. L. Wavelength-dependence of vasodilation and NO release from S-nitrosothiols and dinitrosyl iron complexes by far red/near infrared light. Archives of Biochemistry and Biophysics. 649, 47-52 (2018).
  12. Weihrauch, D., et al. Vasodilation of isolated vessels and the isolation of the extracellular matrix of tight-skin mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (121), e55036(2017).
  13. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72, 248-254 (1976).
  14. Li, Z., Jiang, J., Gao, S. Potential of C-X-C motif chemokine ligand 1/8/10/12 as diagnostic and prognostic biomarkers in idiopathic pulmonary arterial hypertension. Clinical Respiratory Journal. , (2021).
  15. Weihrauch, D., et al. Intralipid increases nitric oxide release from human endothelial cells during oxidative stress. JPEN. Journal of Parenteral and Enteral Nutrition. 45 (2), 295-302 (2021).
  16. Liebert, A., Krause, A., Goonetilleke, N., Bicknell, B., Kiat, H. A role for photobiomodulation in the prevention of myocardial ischemic reperfusion injury: A systematic review and potential molecular mechanisms. Scientific Reports. 7, 42386(2017).
  17. Asghari, A., Takhtfooladi, M. A., Hoseinzadeh, H. A. Effect of photobiomodulation on ischemia/reperfusion-induced renal damage in diabetic rats. Lasers in Medical Science. 31 (9), 1943-1948 (2016).
  18. Quirk, B. J., Sonowal, P., Jazayeri, M. A., Baker, J. E., Whelan, H. T. Cardioprotection from ischemia-reperfusion injury by near-infrared light in rats. Photomedicine and Laser Surgery. 32 (9), 505-511 (2014).
  19. Smith, E. R., Shapiro, G. L. Totally tourniquets. The facts & details about different types of tourniquets. JEMS: A Journal of Emergency Medical Services. 38 (11), 48-50 (2013).
  20. Yu, G., et al. Inhibition of myeloperoxidase oxidant production by N-acetyl lysyltyrosylcysteine amide reduces brain damage in a murine model of stroke. Journal of Neuroinflammation. 13 (1), 119(2016).
  21. de Brito Sousa, K., et al. Differential expression of inflammatory and anti-inflammatory mediators by M1 and M2 macrophages after photobiomodulation with red or infrared lasers. Lasers in Medical Science. 35 (2), 337-343 (2020).
  22. Iida, N., Grotendorst, G. R. Cloning and sequencing of a new gro transcript from activated human monocytes: expression in leukocytes and wound tissue. Molecular and Cellular Biology. 10 (10), 5596-5599 (1990).
  23. Jani, S., Bergmann, S. R. Metabolic modulation of myocardial ischemia. Current Cardiology Reports. 8 (2), 123-130 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

światło bliskiej podczerwieniuraz mięśnia szkieletowegomartwica tkankimakrofagi M1makrofagi M2obrazowanie laserowskie DoppleraWestern blotmarkery stanu zapalnego

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.