Artykuł metodologiczny

Opracowanie modelu kohodowli komórek w celu naśladowania niedokrwienia/reperfuzji serca in vitro

DOI:

10.3791/62913

⸱

13 października 2021

 ,  ,  , 
1Department of Anesthesiology, Vanderbilt University Medical Center, 2Anesthesiology, TVHS VA Medical Center, 3Department of Pharmacology, Vanderbilt University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dystans przestrzenny jest kluczowym parametrem w ocenie uszkodzenia spowodowanego niedotlenieniem/reoksygenacją w modelu kokulturowym oddzielnych warstw komórek śródbłonka i kardiomiocytów, sugerując po raz pierwszy, że optymalizacja środowiska przestrzennego wspólnej hodowli jest konieczna, aby zapewnić korzystny model in vitro do testowania roli komórek śródbłonka w ochronie kardiomiocytów.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną zgonów i niepełnosprawności na całym świecie. Reperfuzja powoduje dodatkowe obrażenia poza niedokrwieniem. Komórki śródbłonka (EC) mogą chronić kardiomiocyty (CM) przed uszkodzeniem reperfuzyjnym w wyniku interakcji komórka-komórka. Kohodowle mogą pomóc w zbadaniu roli interakcji między komórkami. Mieszana kohodowla jest najprostszym podejściem, ale jest ograniczona, ponieważ izolowane zabiegi i dalsze analizy pojedynczych typów komórek nie są wykonalne. Aby zbadać, czy EC mogą w zależności od dawki osłabiać uszkodzenia komórek CM i czy tę ochronę można dodatkowo zoptymalizować poprzez zmianę odległości kontaktu między dwiema liniami komórkowymi, użyliśmy mysich pierwotnych komórek śródbłonka tętnic wieńcowych i kardiomiocytów dorosłych myszy do przetestowania trzech typów wkładek do hodowli komórkowych, które różniły się odległością warstwy międzykomórkowej na poziomie 0,5, odpowiednio 1,0 i 2,0 mm. Tylko w CM uszkodzenie komórek oceniane na podstawie uwalniania dehydrogenazy mleczanowej (LDH) znacznie wzrosło podczas niedotlenienia i dalej po ponownym dotlenieniu, gdy odległość wynosiła 2,0 mm w porównaniu z 0,5 i 1,0 mm. Gdy EC i CM były w prawie bezpośrednim kontakcie (0,5 mm), nastąpiło tylko łagodne osłabienie uszkodzenia reoksygenacyjnego CM po niedotlenieniu. Tłumienie to było znacznie zwiększone, gdy odległość przestrzenna wynosiła 1,0 mm. Przy odległości 2,0 mm EC tłumiły uszkodzenia CM zarówno podczas niedotlenienia, jak i niedotlenienia/reoksygenacji, co wskazuje, że konieczne jest wystarczające zachowanie dystansu hodowli, aby EC mogły komunikować się z CM, tak aby wydzielane cząsteczki sygnałowe mogły krążyć i w pełni stymulować szlaki ochronne. Nasze odkrycia sugerują po raz pierwszy, że optymalizacja środowiska przestrzennego kokultury EC/CM jest konieczna, aby zapewnić korzystny model in vitro do testowania roli EC w ochronie przed CM przed symulowanym uszkodzeniem niedokrwiennym/reperfuzyjnym. Celem tego raportu jest przedstawienie badaczom podejścia krok po kroku, aby mogli wykorzystać ten ważny model na swoją korzyść.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną zgonów i niepełnosprawności na całym świecie1,2. Jednak proces leczenia reperfuzji sam w sobie może powodować śmierć kardiomiocytów, znaną jako uszkodzenie niedokrwienia mięśnia sercowego/reperfuzji (IR), na które nadal nie ma skutecznego lekarstwa3. Sugeruje się, że komórki śródbłonka (EC) chronią kardiomiocyty (CM) poprzez wydzielanie sygnałów parakrynnych, a także interakcje międzykomórkowe4.

Modele kohodowli komórek były szeroko wykorzystywane do badania roli autokrynnych i/lub parakrynnych interakcji komórka-komórka na funkcję i różnicowanie komórek. Wśród modeli współhodowli najprostsza jest kokultura mieszana, w której dwa różne typy komórek są w bezpośrednim kontakcie w jednym przedziale hodowli w pożądanym stosunku komórek5. Jednak oddzielne leczenie między typami komórek i dalsza analiza pojedynczego typu komórek nie są łatwo wykonalne, biorąc pod uwagę populację mieszaną.

Poprzednie badania wykazały, że niedotlenienie i niedokrwienie powoduje znaczne uszkodzenia integralności błony komórkowej, mierzone przez uwalnianie dehydrogenazy mleczanowej (LDH). Uraz ten pogarsza się po ponownym natlenieniu, naśladując uraz reperfuzyjny6,7,8. Celem obecnego protokołu było przetestowanie hipotez, że obecność EC może w zależności od dawki osłabiać nieszczelność błony komórkowej CM spowodowaną niedotlenieniem i reoksygenacją (HR) oraz że ochronne działanie EC można zoptymalizować poprzez zmianę odległości kontaktu między dwiema liniami komórkowymi. W związku z tym zastosowaliśmy trzy rodzaje wkładek do hodowli komórkowych oraz pierwotne komórki śródbłonka tętnic wieńcowych myszy i kardiomiocyty dorosłych myszy. Wkładki, oznaczone markami Corning, Merck Millipore i Greiner Bio-One, pozwoliły nam stworzyć trzy różne warunki przesłuchów w hodowlach komórkowych z odległościami między liniami komórkowymi wynoszącymi odpowiednio 0,5, 1,0 i 2,0 mm. W każdym przypadku pokryto 100 000 EC na wkładkę.

Ponadto, aby ustalić, czy gęstość EC w kokulturze przyczynia się do tłumienia urazów HR w tym modelu, zbadaliśmy zależność dawka-odpowiedź między stężeniem EC a uwalnianiem LDH przez CMs. EC zostały posiane odpowiednio po 25 000, 50 000 i 100 000 na wkładkę w płytce 2,0 mm.

Ten raport krok po kroku przedstawia podejście dla badaczy, jak wykorzystać ten ważny model na swoją korzyść.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie eksperymentalne/posiewanie

  1. Utrzymuj CM i EC zgodnie z instrukcjami producenta.
    1. Rozmrozić obie linie komórkowe, gdy dotrą od dostawców. Płytka w kolbach T25 po umyciu świeżą pożywką. Zaleca się zakup każdej pożywki do hodowli komórkowych od tych samych dostawców, od których zakupiono komórki. Następnego dnia odśwież komórki pożywką i użyj, gdy się zlewa.
    2. Inkubator do hodowli komórkowych należy utrzymywać w temperaturze 37 °C przy zawartości 21%O2, 5% CO2, 74% N2 i nawilżać go.
      UWAGA: Pierwotne komórki śródbłonka tętnic wieńcowych myszy użyte w tym protokole są izolowane z tętnic wieńcowych myszy C57BL / 6, a kardiomiocyty dorosłych myszy są izolowane z serc dorosłych myszy C57BL / 6J i uzyskiwane komercyjnie (patrz tabela materiałów).
  2. Płytki CM w sterylnych warunkach na dnie płytek 24-dołkowych (dolna warstwa). 24 godziny później umieścić EC w wkładce (lub górnej części) dołka kokulturowego. 24 godziny po posiewie EC umieścić wkładki EC na podstawach płytek CM, rozpoczynając okres kohodowli. Pozwól komórkom na wspólną hodowlę przez co najmniej 12-24 godziny przed użyciem. Te kroki zostały szczegółowo opisane poniżej.
    1. Oszacuj konfluencję linii komórkowej CM pod mikroskopem świetlnym. Gdy komórki wydają się być w 90%-100% zlewające się w kolbach hodowlanych, przystąp do eksperymentalnego posiewu.
    2. Usunąć pożywkę z kolb zawierających zbiegające się hodowle komórkowe i trypsynizować 3-5 ml trypsyny/kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) dla kolb T25. Delikatnie wymieszać kolbę, inkubować w temperaturze 37 °C przez 2-5 minut, a następnie ocenić postęp enzymatyczny pod mikroskopem świetlnym. Gdy komórki zaczną się zaokrąglać, użyj skrobaka do komórek, aby oderwać komórki od powierzchni.
    3. Po odłączeniu dezaktywować roztwór trypsyny, dodając roztwór trypsyna/komórka do probówki o pojemności 50 ml zawierającej 10 ml pożywki dla kolb T25. Odwirować zawiesinę komórkową o sile 120 x g przez 2 minuty, aby uzyskać osad o miękkich komórkach. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad w 5 ml pożywki.
    4. Aby przeprowadzić liczenie komórek i potwierdzić ich żywotność, należy zmieszać podwielokrotność 10 μl zawieszonych komórek i 10 μl barwnika błękitu trypanowego. Policz żywe komórki za pomocą licznika komórek. Rozcieńczyć komórki świeżymi, regularnymi pożywkami, aby osiągnąć pożądaną gęstość wysiewu. Objętości są obliczane w zależności od pożądanej gęstości nasion i koncentracji komórek w roztworach podstawowych. Wszystkie posiewy powinny być wykonywane w sterylnych warunkach.
    5. Płytki CM o gęstości wysiewu 300 000 na studzienkę na dnie 24-dołkowej płytki wstępnie pokrytej macierzą zewnątrzkomórkową. Utrzymuj komórki w temperaturze 37 °C z 21%O2 i 5% CO2 przez noc.
    6. Po 24 godzinach płytkuje EC we wkładkach z optymalną gęstością posiewu 100 000 na wkładkę (obszar hodowli wynosi 33,6 mm2), (Rysunek 1). Po 24 godzinach powlekania EC umieścić wkładki EC w studzienkach CM, inicjując kokulturę. Pozwól komórkom na wspólną hodowlę przez 12-24 godziny przed wykonaniem eksperymentów.
    7. Upewnij się, że do czasu przeprowadzenia eksperymentów zarówno CM, jak i EC osiągnęły zbieżność 80%-90%.

2. Niedotlenienie/reoksygenacja symulująca niedokrwienie/uszkodzenie reperfuzyjne In vitro

UWAGA: Następujące kroki należy wykonać zgodnie z opisem, nie rób przerwy pomiędzy nimi.

  1. Przygotuj podłoże hipoksyjne, wlewając ~25 ml pożywki do stożkowej probówki o pojemności 50 ml. Uszczelnij górną część membraną silikonową i użyj wysterylizowanej pipety, aby wybić otwór. Wykonaj kolejny otwór, tym razem pozostawiając pipetę zanurzoną w około 2/3 w mediach.
  2. Przepłukiwać media hipoksyjnym gazem (0,0125%O2, 5% CO2, 94,99% N2) przez 5 minut przy natężeniu przepływu 30 l/min. Minimalizuje to ilość O2 rozpuszczonego w pożywce, gdy zaczyna się hipoksja (krok 2.5).
  3. Odrzucić pożywkę z 24-dołkowych płytek lub wkładek hodowlanych zawierających przyłączone komórki i bardzo delikatnie przemyć 100 μl/basenik 10% roztworu soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Następnie dodać 500 μl świeżo przygotowanej pożywki hipoksycznej do każdego dołka płytek lub wkładek.
    UWAGA: Niedotlenienie pożywki jest przerywane tak krótko, jak to możliwe na tym etapie, zanim rozpocznie się prawdziwe niedotlenienie komórek i pożywek w kroku 2.5.
    1. W normoksyjnej grupie kontrolnej zastąp oryginalną pożywkę świeżą normalną pożywką zawierającą glukozę i surowicę.
  4. Nawilż komorę hipoksji, umieszczając w niej szalkę Petriego wypełnioną sterylną wodą. Następnie umieść płytki zawierające grupy hipoksyjne w komorze.
  5. Przepłukać komorę hipoksji gazem hipoksycznym (0,0125%O2, 5% CO2, 94,99% N2) przez 5 minut przy przepływie 30 l/min. Umieścić komorę w inkubatorze o temperaturze 37 °C na 24 godziny.
  6. Po niedotlenieniu uprawiaj CM i EC w normalnych warunkach. W tym celu należy wyrzucić stare podłoża z płytek/wkładek, zastąpić je normalną pożywką (zawierającą glukozę i surowicę; 500 μl każdej studzienki/wkładki) i przechowywać w inkubatorze w normalnych warunkach hodowli (21%O2, 5% CO2, 74% N2, 37 °C) przez 2 godziny, aby naśladować reperfuzję.
  7. Aby kontrolować wszelkie skutki wymiany pożywki, należy zmienić pożywkę komórek normoksycznych w tym samym czasie, w którym zmieniane jest podłoże niedotlenione.
    UWAGA: Rysunek 2 przedstawia schematyczny przegląd tego protokołu.

3. Ocena punktu końcowego

  1. Przenieś pożywkę do hodowli komórkowych z płytki 24-dołkowej do płytki 96-dołkowej. Użyj 200 μl pożywki z każdego dołka płytki 24-dołkowej i równomiernie rozprowadź odpowiednio do czterech dołków płytki 96-dołkowej. Użyj po jednej płytce do normoksji w porównaniu z hipoksją w porównaniu z HR.
  2. Określić stopień uszkodzenia komórek, np. poprzez pomiar absorbancji LDH przy użyciu zestawu do oznaczania cytotoksyczności zgodnie z instrukcjami producenta. Wykonaj test na 96-dołkowej płytce zgodnie z instrukcjami w protokole testu.

4. Statystyki

  1. Dane parametryczne można wyświetlać jako średnią/odchylenie standardowe, a dane nieparametryczne jako wykresy skrzynkowe z medianą/zakresem międzykwartylowym. Należy przeprowadzić odpowiednie testy wielokrotnych porównań parametrycznych i nieparametrycznych z akceptowalnymi testami post hoc w celu zmniejszenia prawdopodobieństwa wystąpienia błędu typu 1. Istotność jest zwykle ustawiana na wartość alfa 0,05 (dwustronna).
  2. Dla wszystkich eksperymentów przeprowadzonych w bieżącym badaniu należy wykonać co najmniej trzy powtórzenia studni w ramach jednego eksperymentu. Do analizy statystycznej wykorzystano od trzech do sześciu powtórzeń każdego eksperymentu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie trzy typy wkładek (A, B, C) użyte w tym eksperymencie mają ten sam rozmiar porów 0,4 μm. Jedyną różnicą między nimi jest wysokość wkładki do podstawy, która pozwala na to, aby odległości między dwiema warstwami komórek współhodowanych wynosiły odpowiednio 0,5, 1,0 i 2,0 mm (Rysunek 3) oraz to, że pochodzą one od różnych dostawców (szczegóły w Tabeli materiałów).

Aby stworzyć model wspólnej hodowli in vitro z oddzielnymi warstwami ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krytyczne kroki w protokole
Modele kokultur komórkowych wykorzystano do badania komórkowych mechanizmów kardioprotekcji. Sposób stworzenia dwóch oddzielnych warstw z sensownym odstępem między nimi jest zatem kluczowy dla opracowania odpowiedniego modelu kokultury. Wyzwaniem w badaniu symulowanego uszkodzenia w podczerwieni, tj. HR, jest to, że nie tylko samo niedokrwienie (niedotlenienie), ale także reperfuzja (reoksygenacja) pogarsza dysfunkcję komórkową. W związku z tym realistyczny model musi odz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez Laboratorium Biomedyczne Departamentu ds. Weteranów Stanów Zjednoczonych (I01 BX003482) oraz przez fundusze instytucjonalne dla M.L.R.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kardiomiocyty dorosłych myszy (CM)Celprogen Inc11041-14Izolowany z dorosłej tkanki serca myszy C57BL / 6J
Automatyczny licznik komórek Countess IIInvitrogenA27977Liczenie komórek do obliczania liczby komórek
Szafa bezpieczeństwa biologicznegoNuaireNU425400Sterylny kaptur do hodowli
komórkowych Zamrażanie kultur komórkowych MediumCell Biologics Inc6916Służy do zamrażania komórek w celu długotrwałego przechowywania linii komórkowych
Inkubator kultur komórkowychNuaireNu-5500Aby zapewnić normalne warunki życia komórek (21% O2, 5% CO2, 74% N2, 37° C, nawilżany)
Zbiornik gazu do inkubatora kultur komórkowychSprężone gazyUN1013Gaz potrzebny do inkubatora do hodowli komórkowych 
Wkładki do hodowli komórkowych A (0,5 mm)Corning Inc353095Używane do kohodowli EC-CM
Wkładki do hodowli komórkowych B (1,0 mm)Millicell MilliporePIHP01250Używane do kohodowli EC-CM
Wkładki do hodowli komórkowych C (2,0 mm)Greiner Bio-One662640współhodowli EC-CM
Anstel Enterprises Inc4235Do powlekania i pasażowania kultur komórkowych
Kolby do hodowli komórkowych CMs T25Celprogen IncE11041-14Używane do regularnej hodowli CMs, powlekane przez producenta
CMs Cell Culture Medium CompleteCelprogen IncM11041-14SCMs culture complete medium
CMs Cell Culture Medium Complete bez fenoluCelprogen IncM11041-14PNPożywka hodowlana CMs bez czerwieni fenolowej używana podczas pomiaru LDH
CMs Cell Culture Plates 96 dobrzeCelprogen IncE11041-14-96wellUżywany do eksperymentów pomiaru LDH, pokryty przez producenta
CMs Hypoxia Cell Culture MediumCelprogen IncM11041-14GFPNCMs hodowla komórek w stanie niedotlenienia (bez glukozy i surowicy)
Szkiełka komory do liczenia komórek CountessInvitrogenC10283Szkiełka zliczające używane do liczenia komórek
Cyquant LDH Cytotoxicity KitThermo Scientific C20301Zestaw do pomiaru LDH
Kolby do hodowli komórkowych EC T25Fisher Scientific FB012935Używany do regularnych hodowli
EC ECs Pożywka do hodowli komórkowych CompleteCell Biologics IncM1168ECs Culture Complete
ECs Pożywka do hodowli komórkowych Kompletna pożywka bez fenoluCell Biologics IncM1168PFECs pożywka hodowlana bez czerwieni fenolowej używana podczas pomiaru LDH
ECs Cell Culture Plates 96-dołkowaFisher Scientific (Costar)3370Używana do eksperymentów z LDH pomiar
ECs Culture Roztwór do powlekania na bazie żelatynyCell Biologics Inc6950Stosowany do powlekania kolb i płytek do ECs
ECs Hypoxia Cell Culture MediumCell Biologics IncGPF1168Hodowla komórek EC w warunkach niedotlenienia (bez glukozy i surowicy)
Płodowa surowica bydlęca (FBS)Fisher ScientificMT35011CVFBS-HI zatwierdzony przez USDA do hodowli i utrzymania komórek
Komora hipoksyjnaStemCell Technologies27310Aby stworzyć stan niedotlenienia w środowisku 0,01% O2
Przepływomierz w komorze hipoksjiStemCell Technologies27311Do połączenia ze zbiornikiem gazu hipoksyjnego w celu uzyskania stałej prędkości przepływu gazu
Zbiornik gazu hipoksycznego (butla 0,01% O2)A-L Sprężone gazyUN1956Służy do płukania podłoża hipoksyjnego i komory (0,01%O2/5% CO2/94,99N2)
Mikroskop NikonTMSDo obserwacji stanu komórek
Mysz Pierwotne komórki śródbłonka tętnicy wieńcowej (EC)Cell Biologics IncC57-6093Izolowany z tętnicy wieńcowej myszy C57BL / 6
NUNC 15ML CONICL Probówki FisherScientific12565269Do procesu hodowli komórek, eksperymentów, przygotowania roztworu itp.
Probówki CONICL NUNC 50MLFisher Scientific12565271Do procesu hodowli komórkowych, eksperymentów, przygotowania roztworów itp.
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)Sigma-AldrichD8662Służy do mycia komórek podczas hodowli lub eksperymentów
Czytnik płytekBioTek Instrument 11120533Kolorymetryczny lub fluorometryczny odczyt płytek
Reakcja 96 Well Palte (przezroczysty bez pokrywy)Fisher Scientific12565226Używany do odczytu płytki pomiarowej LDH
Trypsyna / EDTA dla CMsCelprogen IncT1509-0141 x sterylny filtr i testowany na kulturach tkankowych
Trypsyna / EDTA dla ECsCell Biologics Inc6914/06190,25%, testowany na nacięciu komórek
AL Używane do wirówki do

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Hausenloy, D. J., et al. Ischaemic conditioning and targeting reperfusion injury: a 30 year voyage of discovery. Basic Research in Cardiology. 111 (6), 70(2016).
  2. Hausenloy, D. J., Yellon, D. M. Myocardial ischemia-reperfusion injury: a neglected therapeutic target. The Journal of Clinical Investigation. 123 (1), 92-100 (2013).
  3. Gottlieb, R. A. Cell death pathways in acute ischemia/reperfusion injury. Journal of Cardiovascular Pharmacology and Therapeutics. 16 (3-4), 233-238 (2011).
  4. Colliva, A., Braga, L., Giacca, M., Zacchigna, S. Endothelial cell-cardiomyocyte crosstalk in heart development and disease. The Journal of Physiology. 598 (14), 2923-2939 (2020).
  5. Bogdanowicz, D. R., Lu, H. H. Studying cell-cell communication in co-culture. Biotechnology Journal. 8 (4), 395-396 (2013).
  6. Salzman, M. M., Bartos, J. A., Yannopoulos, D., Riess, M. L. Poloxamer 188 protects isolated adult mouse cardiomyocytes from reoxygenation injury. Pharmacology Research & Perspectives. 8 (6), 00639(2020).
  7. Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M., Korthuis, R. J. Cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. 298, 229-317 (2012).
  8. Martindale, J. J., Metzger, J. M. Uncoupling of increased cellular oxidative stress and myocardial ischemia reperfusion injury by directed sarcolemma stabilization. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 67, 26-37 (2014).
  9. vander Meer, A. D., Orlova, V. V., ten Dijke, P., vanden Berg, A., Mummery, C. L. Three-dimensional co-cultures of human endothelial cells and embryonic stem cell-derived pericytes inside a microfluidic device. Lab on a Chip. 13, 3562-3568 (2013).
  10. Bidarra, S. J., et al. Phenotypic and proliferative modulation of human mesenchymal stem cells via crosstalk with endothelial cells. Stem Cell Research. 7, 186-197 (2011).
  11. Campbell, J. J., Davidenko, N., Caffarel, M. M., Cameron, R. E., Watson, C. J. A multifunctional 3D co-culture system for studies of mammary tissue morphogenesis and stem cell biology. PloS One. 6, 25661(2011).
  12. Mehes, E., Mones, E., Nemeth, V., Vicsek, T. Collective motion of cells mediates segregation and pattern formation in co-cultures. PloS One. 7, 31711(2012).
  13. Miki, Y., et al. The advantages of co-culture over mono cell culture in simulating in vivo environment. The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology. 131 (3-5), 68-75 (2012).
  14. Moraes, C., Mehta, G., Lesher-Perez, S. C., Takayama, S. Organs-on-a-chip: a focus on compartmentalized microdevices. Annals of Biomedical Engineering. 40 (6), 1211-1227 (2012).
  15. Campbell, J., Davidenko, N., Caffarel, M., Cameron, R., Watson, C. A multifunctional 3D co-culture system for studies of mammary tissue morphogenesis and stem cell biology. PLoS One. 6, 25661(2011).
  16. Wu, M. H., Huang, S. B., Lee, G. B. Microfluidic cell culture systems for drug research. Lab on a Chip. 10, 939-956 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Uszkodzenie reperfuzyjnekom rki r db onkakardiomiocytyhipoksja reoksygenacjauwalnianie LDHoddzia ywania mi dzykom rkowemodel in vitroinserty hodowlane

Powiązane artykuły