Artykuł metodologiczny

Decelularyzacja w celu przygotowania wysoko zachowanej ludzkiej bezkomórkowej macierzy skóry dla medycyny regeneracyjnej

DOI:

10.3791/62935

⸱

8 września 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Public Health, University of Naples Federico II, Naples, Italy, 2Department of Medicine, Surgery and Dentistry, Scuola Medica Salernitana, University of Salerno, Baronissi, Italy

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pozbawiona komórek ludzka skóra nadaje się do regeneracji tkanek. Głównym problemem decelularyzacji jest zachowanie natywnej architektury wraz z odpowiednią zawartością białek strukturalnych, glikozaminoglikanów (GAG) i czynników wzrostu. Proponowana metoda pozwala na szybką i skuteczną decelularyzację, dzięki której powstaje skóra pozbawiona komórek o dobrze zachowanych cechach natywnych.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Macierz zewnątrzkomórkowa (ECM) dostarcza bodźców biofizycznych i biochemicznych wspomagających samoodnowę, proliferację, przetrwanie i różnicowanie otaczających komórek dzięki zawartości różnorodnych cząsteczek bioaktywnych. Ze względu na te cechy, ECM został ostatnio uznany za obiecującego kandydata do tworzenia rusztowań biologicznych w celu przyspieszenia regeneracji tkanek. Nowe badania wykazały, że pozbawione komórek tkanki ludzkie mogą przypominać natywny ECM pod względem profilu strukturalnego i biochemicznego, zachowując trójwymiarową (3D) architekturę i zawartość podstawowych cząsteczek biologicznych. W związku z tym bezkomórkowy ECM może być stosowany do wspomagania przebudowy tkanek, naprawy i funkcjonalnej rekonstrukcji wielu narządów. Wybór odpowiedniej procedury decelularizacji ma kluczowe znaczenie dla uzyskania tkanek bezkomórkowych, które zachowują cechy idealnego mikrośrodowiska dla komórek.

Opisany tutaj protokół zawiera szczegółowy opis krok po kroku metody decelularyzacji w celu uzyskania powtarzalnego i skutecznego biologicznego ECM bez komórek. Fragmenty skóry pacjentów poddawanych operacji plastycznej zostały zmniejszone i pozbawione komórek przy użyciu kombinacji dodecylosiarczanu sodu (SDS), Triton X-100 i antybiotyków. Aby ułatwić regularny i jednorodny transport roztworu przez próbki, umieszczono je w kasetach do zatapiania, aby zapewnić ochronę przed uszkodzeniami mechanicznymi. Po zabiegu decelularyzacji śnieżnobiały kolor fragmentów skóry wskazywał na całkowitą i udaną decelularyzację. Dodatkowo, próbki pozbawione komórek wykazały nienaruszoną i dobrze zachowaną architekturę. Uzyskane wyniki sugerują, że zaproponowana metoda decelularyzacji była skuteczna, szybka i powtarzalna oraz chroniła próbki przed uszkodzeniami architektonicznymi.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

ECM służy jako rusztowanie dla komórek, wspierając je poprzez skomplikowaną architekturę utrzymywaną przez różne komponenty, i jest jednym z głównych czynników odpowiedzialnych za mechaniczne właściwości serca i funkcji tkanki sercowej1,2. Coraz więcej dowodów sugeruje, że ECM odgrywa aktywną rolę w przebudowie tkanek, co sprawia, że konwencjonalne założenie, że ECM jest komponentem pasywnym, staje się przestarzałe3,4,5,6. Rolą ECM jest dostarczanie biofizycznych i biochemicznych wskazówek do komórek rezydentnych. Powszechnie wiadomo, że sygnały te mogą wpływać na wiele podstawowych zachowań komórek, wpływając na ich funkcję skurczową, proliferację, migrację i potencjał różnicowania7,8,9. W związku z tym ECM jest coraz częściej stosowany w inżynierii tkankowej i medycynie regeneracyjnej jako narzędzie wsparcia terapeutycznego9,10,11,12,13.

ECM składa się z kilku białek, takich jak kolagen, elastyna, fibronektyna, proteoglikan i laminina, wraz z czynnikami wzrostu związanymi z ECM, wszystkie zaangażowane w mechanizmy regeneracji, takie jak rekrutacja komórek, migracja i różnicowanie, a także wyrównanie i proliferacja komórek14. Właściwości mechaniczne tkanek mają również duże znaczenie w fizjopatologii narządów. Rzeczywiście, zmiany właściwości mechanicznych są często związane z początkiem i ewolucją kilku chorób. Przyczyna tkwi w fakcie, że gdy ECM jest modyfikowany, sygnały pochodzące z otoczenia indukują zmiany w ekspresji genów i białek, prowadząc do upośledzenia funkcjonalnego15,16.

Terapie regeneracyjne do naprawy narządów koncentrują się obecnie na odtwarzaniu wyrafinowanego mikrośrodowiska rodzimej tkanki w celu leczenia narządu, w którym ciało zawodzi. Pomimo szybkiego tempa wielu podejść inżynierii tkankowej, tkanki nadal nie mogą być dokładnie odtworzone w całości i złożoności za pomocą sztucznych procedur. Do tej pory w dużej mierze stosowano materiały syntetyczne, ponieważ można je odpowiednio dostroić, aby symulować właściwości mechaniczne i biochemiczne mikrośrodowiska komórkowego. Niemniej jednak mają one swoje ograniczenia, takie jak niemożność naśladowania licznych interakcji w tkance natywnej, koszt technologii ich produkcji oraz fakt, że są one mniej naturalne i biokompatybilne niż tkanka natywna17,18,19. Dodatkowo ich skład, przede wszystkim pod względem białek i czynników rozpuszczalnych, znacznie odbiega od naturalnego, który jest niezwykle trudny do odtworzenia20.

Najnowocześniejszym podejściem w medycynie regeneracyjnej do zmniejszenia luki między potrzebującymi pacjentami a przeszczepami narządów jest produkcja rusztowań z decelularnej macierzy zewnątrzkomórkowej (d-ECM) i ponowne zasiedlenie ich odpowiednimi typami komórek w celu regeneracji uszkodzonych narządów. Decelularyzacja to proces, w którym ECM jest izolowany z jego natywnych komórek i materiału genetycznego w celu wytworzenia naturalnego i biomimetycznego rusztowania, zdolnego do uniknięcia odpowiedzi immunologicznej i odrzucenia po wszczepieniu pacjentom21,22,23. Uzyskany w ten sposób ECM może być następnie ponownie zasiedlony w celu wytworzenia funkcjonalnej tkanki. Główną kwestią przy opracowywaniu d-ECM jest metoda. W przypadku każdej techniki decelularyzacji głównym celem pozostaje zachowanie natywnego składu ECM, sztywności i struktury 3D, a wszystkie strategie mają zarówno zalety, jak i wady. Ponieważ eliminacja zawartości komórkowej i DNA z tkanki wymaga użycia środków chemicznych lub fizycznych, lub połączenia obu, każda procedura decelularyzacji powoduje, w różnym stopniu, zakłócenie ECM. W związku z tym tak ważne jest, aby zminimalizować uszkodzenia ECM24,25,26.

Wykorzystanie natywnego ECM jako platformy do odtwarzania natywnego ECM in vitro jest wysoce pożądane. W tym celu zastosowano kilka protokołów decelularyzacji do szerokiej gamy tkanek27,28,29,30. W rzeczywistości, od wczesnych etapów badań nad decelularyzacją i rozwojem ECM, kilka tkanek, takich jak tętnice, zastawki aortalne i nerwy obwodowe zarówno zwierząt, jak i ludzi, zostało zdecelularyzowanych, a niektóre d-ECM są nadal dostępne na rynku i używane do wymiany tkanek lub gojenia się ran31,32,33. Ostatnio ludzka skóra stała się również odpowiednim kandydatem do produkcji bezkomórkowych rusztowań do naprawy serca ze względu na swój skład i właściwości mechaniczne - zdolne do zwiększenia potencjału regeneracyjnego komórek progenitorowych serca (CPC) i przystosowania się do kurczliwości serca34. W artykule opisano prosty i szybki protokół wytwarzania bezkomórkowych rusztowań ze skóry dorosłego człowieka, co pozwoliło na opracowanie d-ECM o dobrze zachowanej architekturze.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Próbki z tkanek ludzkich zostały pobrane zgodnie z zasadami Deklaracji Helsińskiej i przestrzegając wytycznych Szpitala Uniwersyteckiego "Federico II". Wszyscy pacjenci biorący udział w tym badaniu dostarczyli pisemne formularze zgody.

1. Przygotowanie roztworów

  1. Przygotowanie 1200 ml 1% roztworu decelularyzującego
    1. Przygotować 600 ml 2% roztworu Triton X-100, odmierzając 588 ml podwójnie destylowanej wody w cylindrze miarowym i przenosząc ją do zlewki o pojemności 1 l. Za pomocą pipety serologicznej dodać do zlewki 12 ml Triton X-100 i mieszadło. Umieść zlewkę na mieszadle magnetycznym i mieszaj roztwór, aż Triton X-100 całkowicie się rozpuści.
    2. Przestań się wzburzać. Usuń mieszadło za pomocą aportera do mieszadeł. Przechowywać w temperaturze pokojowej.
    3. Przygotować 600 ml 2% roztworu SDS, odmierzając 550 ml podwójnie destylowanej wody w cylindrze miarowym i przenosząc ją do zlewki o pojemności 1 l.
    4. Zważyć 12 g proszku SDS w plastikowym woreczku wagowym i przenieść go do zlewki zawierającej podwójnie destylowaną wodę zgodnie z etapem 1.1.3.
      UWAGA: Krok 1.1.4 należy wykonać pod maską chemiczną, a użytkownik powinien nosić środki ochrony osobistej.
    5. Dodaj mieszadło, umieść zlewkę na mieszadle magnetycznym i mieszaj roztwór, aż SDS całkowicie się rozpuści.
    6. Zatrzymaj proces mieszania. Usuń mieszadło za pomocą aportera do mieszadeł.
    7. Przenieść roztwór do cylindra miarowego i dostosować objętość do 600 ml, dodając wodę podwójnie destylowaną.
    8. Wlać 2% roztwór Triton X-100 przygotowany w kroku 1.1.1 do butli o pojemności 2 l.
    9. Wlać 2% roztwór SDS przygotowany w krokach 1.1.3-1.1.7 do tej samej butli o pojemności 2 l, aby uzyskać całkowitą objętość 1200 ml.
    10. Przykryj parafilmem i delikatnie wymieszaj przez odwrócenie, aby uzyskać jednorodny roztwór.
    11. Przenieś zmieszany roztwór do butelki o pojemności 2 litrów za pomocą lejka, aby uniknąć tworzenia się piany. Przechowywać roztwór w temperaturze +4 °C.
  2. Przygotowanie 1x soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS)
    1. Przygotować 500 ml 1x sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS), rozpuszczając 0,1 g jednozasadowego fosforanu potasu, 0,1 g chlorku potasu, 4,0 g chlorku sodu i 0,575 g dwuzasadowego fosforanu sodu w sterylnej podwójnie destylowanej wodzie. Sprawdzić wartość pH (7.4).
    2. Przechowywać w temperaturze +4 °C do czasu użycia.
  3. Przygotowanie roztworu antybiotyku
    1. Odważyć 625 μg amfoterycyny B w plastikowej łódce wagowej.
    2. Pobrać pipetą 8 ml mieszaniny penicyliny i streptomycyny (wstrzykiwacz/paciorkowiec) do probówki o pojemności 15 ml.
    3. Dodać zważoną amfoterycynę B do mieszaniny wstrzykiwacz/paciorkowiec i dostosować objętość do 10 ml, dodając mieszaninę penicyliny i streptomycyny (wstrzykiwacz/paciorkowiec). Zakryć probówkę i rozpuścić amfoterycynę B, energicznie wstrząsając.

2. Dzień 1 - rozpocznij procedurę decelularyzacji.

  1. Wlać 400 ml roztworu decelularyzującego do zlewki o pojemności 500 ml.
  2. Dodać 2,0 ml roztworu antybiotyku.

3. Przygotowanie próbek skóry

  1. Umyj próbkę ludzkiej skóry z brzucha pacjentów poddawanych plastyce brzucha na plastikowej tacy, zatapiając ją i obracając do góry nogami w 0,9% izotonicznym roztworze fizjologicznym NaCl w celu usunięcia nadmiaru krwi i innych płynów biologicznych.
  2. Usuń włosy za pomocą cienkich kleszczy i tłuszcz za pomocą dużych nożyczek chirurgicznych.
  3. Umieścić próbkę skóry na desce sekcyjnej i wyciąć ją za pomocą skalpela, z podziałką na desce sekcyjnej jako odniesieniem, aby uzyskać fragmenty o wymiarach 3 cm x 2,5 cm (długość po szerokości), unikając blizn i brudnych lub poparzonych obszarów tkanki.
  4. Umieść każdy fragment w kasecie do zatapiania, zamknij ją i upewnij się, że wszystkie kasety są odpowiednio zablokowane, aby uniknąć wycieku próbki podczas procedury decelularyzacji.
  5. Umieścić maksymalnie cztery kasety do zatapiania z próbkami w zlewce z roztworem decelularyzującym. Dodaj mieszadło. Przykryj folią aluminiową, pisząc na górze wszystkie informacje identyfikujące próbkę i czas rozpoczęcia zabiegu.
  6. Umieścić zlewkę na mieszadle magnetycznym i rozpocząć mieszanie z prędkością obrotową 150 obr./min. Przestań się wzburzać. Usuń folię aluminiową przykrywającą zlewkę i wyjmij kasety do zatapiania długimi kleszkami.
    UWAGA: Po zatrzymaniu mieszania sprawdzić klarowność roztworu. Zmodyfikuj czas trwania mieszania (mniej lub więcej niż 8 godzin) w zależności od stopnia zmętnienia spowodowanego uwalnianiem zanieczyszczeń komórkowych.
  7. Umieść każdą kasetę w naczyniu o średnicy 100 mm. Zastąp roztwór decelularyzujący, powtarzając kroki 3.5-3.6 przez noc.

4. Dzień 2 - sprawdź stan próbek skóry.

  1. Zatrzymaj proces mieszania. Usuń folię aluminiową przykrywającą zlewkę i wyjmij kasety do zatapiania długimi kleszkami.
  2. Umieść każdą kasetę w naczyniu o średnicy 100 mm i otwórz je. Sprawdź kolor próbki.
    UWAGA: Próbki mogą wykazywać zmianę koloru z rodzimego beżu na śnieżnobiały.
  3. Usuń resztki włosów i oderwij naskórek od skóry właściwej. Zastąp roztwór decelularyzujący, powtarzając kroki 3.5-3.6.
  4. Przerwać mieszanie po 8 godzinach. Powtarzać kroki 4.1-4.2, aż próbka stanie się śnieżnobiała. Zatrzymaj procedurę decelularyzacji.
    UWAGA: W razie potrzeby czas ekspozycji na działanie detergentów można wydłużyć.
  5. Odmierzyć 400 ml 1x PBS w butli o pojemności 500 ml, przelać do zlewki o pojemności 500 ml i dodać 2 ml mieszaniny Pen Strep/Amfoterycyna B. Dodaj mieszadło.
  6. Umieścić maksymalnie cztery kasety zawierające próbki w każdej zlewce z 1 roztworem PBS/antybiotyków. Przykryj folią aluminiową i napisz wszystkie informacje na górze, jak w kroku 3.5.
  7. Umieścić zlewkę na mieszadle magnetycznym i rozpocząć mieszanie z prędkością obrotową 150 obr./min przez noc, w temperaturze pokojowej.

5. Dzień 3 - końcowe mycie próbek

  1. Przestań się wzburzać. Zastąp 1x PBS roztwór 400 ml podwójnie destylowanej wody. Dodaj mieszadło. Przykryj folią aluminiową i napisz wszystkie informacje na górze, jak w kroku 3.5.
  2. Umieścić zlewkę na mieszadle magnetycznym i rozpocząć mieszanie z prędkością obrotową 150 obr./min przez 30 minut.
  3. Zatrzymaj proces mieszania. Usuń folię aluminiową przykrywającą zlewkę i wyjmij kasety do zatapiania długimi kleszkami.
  4. Umieść każdą kasetę do zatapiania zawierającą bezkomórkową próbkę skóry w naczyniu o średnicy 100 mm. Otwórz kasety i delikatnie osusz próbki skóry, wklepując je w chusteczki laboratoryjne.
  5. Umieść każdą próbkę skóry bez komórek w łodzi wagowej uprzednio oznaczonej informacjami o próbce. Przykryj łódź folią aluminiową i napisz wszystkie informacje na górze, aby zidentyfikować próbkę. Przechowywać w temperaturze -80 °C.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Celem protokołu było uzyskanie próbki d-ECM skóry z tkanki biologicznej, zachowując dobrze zorganizowaną strukturę 3D i dobrze zachowaną zawartość cząsteczek biologicznych (Rysunek 1). Metoda ta opiera się przede wszystkim na ciągłym mieszaniu próbek w roztworze zawierającym kombinację dwóch detergentów, Triton X-100 i SDS, zachowując w ten sposób cechy biologiczne i strukturalne typowe dla tkanki natywnej oraz skracając czas ekspozycji podczas procesu decelularyzacji. Po otrzymaniu próbek umyto i prz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Chociaż opisany powyżej protokół został zoptymalizowany i ulepszony w porównaniu z poprzednio opublikowanymi protokołami, przedstawia kilka krytycznych kroków, które wymagają uwagi i precyzji. Podczas przygotowywania roztworu decelularyzującego należy unikać tworzenia się piany, aby zapobiec nieprawidłowemu rozcieńczeniu detergentów. Można temu zaradzić, delikatnie wlewając roztwory i sprawiając, że przepływają wzdłuż wewnętrznej strony cylindra. Ponadto należy zachować ostrożność podczas ręcznego usuwania tkanki tłuszcz...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% izotoniczny NaCl Roztwór fizjologicznySigma-AldrichS87760,9% w wodzie
1 L zlewkaVWR511-0318Wyczyść i autoklaw przed użyciem
Pipeta serologiczna 10 mlFalcon357551Sterylne,  polistyren
100 mmFalcon351029Poddane obróbce, sterylne naczynie do hodowli komórkowych
15 ml sterylne probówkiSterylneprobówki do wirówek Falcon 352097, polipropylenowe
Butla z podziałką 1 LVWR612-1524Wyczyść i autoklaw przed użyciem
Butelka 2 LVWR215-1596Wyczyść i autoklaw przed użyciem
Pipeta serologiczna 25 mlFalcon357525Sterylne,  polistyren
2 L cylinder miarowyVWR612-3072Czysty i autoklaw przed użyciem
Zlewka 500 mlVWR511-0317Oczyść i autoklaw przed użyciem
Amfoterycyna BSigma-AldrichY0000005
Propricyjna deska sekcyjnaVWR100498-398Wykonana z polietylenu o dużej gęstości.
Skalpel preparacyjnyVWR233-5526Sterylne i jednorazowe
Kasety do zatapianiaDiapath070191Wymiary zewnętrzne: 40x26x7 mm (szer. x gł. x wys.)
Kleszcze precyzyjneVWR232-1317Wyczyść i sterylizuj w autoklawie przed użyciem
LejekVWR221-1861Wyczyść i sterylizuj w autoklawie przed użyciem
Sześciokątne łódeczki wagowe rozmiar MSigma-AldrichZ708585Sześciokątny, polistyren, 51 mm dolna średnica zewnętrzna, 64 mm górna średnica wewnętrzna
Sześciokątne łódeczki wagowe rozmiar SSigma-AldrichZ708577Sześciokątne, polistyren, 25 mm Średnica wewnętrzna dolna, 38 mm Średnica wewnętrzna górna
Duże nożyczki chirurgiczneVWR233-1211Wyczyść i autoklaw przed użyciem
Długie kleszczeVWR232-0096Wyczyść i autoklaw przed użyciem
Penicylina i StreptomycynaSigma-AldrichP4333-100mlStabilizowany, z 10 000 jednostek penicyliny i 10 mg streptomycyny/ml, 0,1 μ m filtrowany. Przechowywać w temperaturze -20°C.  Rozwiązanie  powinny być podzielone na mniejsze objętości robocze, aby uniknąć powtarzających się cykli zamrażania/rozmrażania Rozwiązanie.
Pistolet do pipetEppendorf613-2795Eppendorf Easypet® 3
Tacka z tworzywa sztucznegoVWRBELAH162620000Odporna na korozję tacka z tworzywa polipropylenowego
Chlorek potasuSigma-AldrichP9333
Fosforan potasu wMonobasic Sigma-AldrichP5665Chlorek
soduw proszku Sigma-AldrichS7653
Dodecylosiarcan soduw proszku Sigma-Aldrich62862Fosforan
sodu w proszku dwuzasadowySigma-Aldrich94046
SzpatułkaVWRRSGA038.210Wyczyść i autoklaw przed użyciem
ŁyżkaVWR231-1314Wyczyść i autoklaw przed użyciem
MieszadłoVWR442-0362Wyczyść i autoklaw przed użyciem
MieszadłoVWR89026-262Formowane z czystego, zatwierdzonego przez FDA PTFE
Triton X-100Sigma-Aldrich9002-93-1Liquid
proszku w proszku

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Daley, W. P., Peters, S. B., Larsen, M. Extracellular matrix dynamics in development and regenerative medicine. Journal of Cell Science. 121 (3), 255-264 (2008).
  2. Lu, P., Takai, K., Weaver, V. M., Werb, Z. Extracellular matrix degradation and remodeling in development and disease. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 3 (12), 005058(2011).
  3. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 48 (3), 504-511 (2010).
  4. Frangogiannis, N. G. Matricellular proteins in cardiac adaptation and disease. Physiological Reviews. 92 (2), 635-688 (2012).
  5. Etoh, T., et al. Myocardial and interstitial matrix metalloproteinase activity after acute myocardial infarction in pigs. American Journal of Physiology-Heart and Circulating Physiology. 281 (3), 987-994 (2001).
  6. Ma, Y., et al. Myofibroblasts and the extracellular matrix network in post-myocardial infarction cardiac remodeling. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 466 (6), 1113-1127 (2014).
  7. Fong, A. H., et al. Three-dimensional adult cardiac extracellular matrix promotes maturation of human induced pluripotent stem cell-derived cardiomyocytes. Tissue Engineering. Part A. 22 (15-16), 1016-1025 (2016).
  8. Atance, J., Yost, M. J., Carver, W. Influence of the extracellular matrix on the regulation of cardiac fibroblast behavior by mechanical stretch. Journal of Cell Physiology. 200 (3), 377-386 (2004).
  9. Belviso, I., et al. The microenvironment of decellularized extracellular matrix from heart failure myocardium alters the balance between angiogenic and fibrotic signals from stromal primitive cells. International Journal of Molecular Sciences. 21 (21), 7903(2020).
  10. Badylak, S. F. Regenerative medicine and developmental biology: The role of the extracellular matrix. The Anatomical Record. 287 (1), 36-41 (2005).
  11. Volpato, F. Z., Führmann, T., Migliaresi, C., Hutmacher, D. W., Dalton, P. D. Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord Using extracellular matrix for regenerative medicine in the spinal cord. Biomaterials. 34 (21), 4945-4955 (2013).
  12. Martino, M. M., et al. Extracellular matrix and growth factor engineering for controlled angiogenesis in regenerative medicine. Frontiers in Bioengineering and Biotechnology. 3, 45(2015).
  13. Hussey, G. S., Keane, T. J., Badylak, S. F. The extracellular matrix of the gastrointestinal tract: a regenerative medicine platform. Nature Reviews: Gastroenterology Hepathology. 14, 540-552 (2017).
  14. Sheng, Y., Fei, D., Leiiei, G., Xiaosong, G. Extracellular matrix scaffolds for tissue engineering and regenerative medicine. Current Stem Cell Research and Therapy. 12 (3), 233-246 (2017).
  15. Rozario, T., De Simone, D. W. The extracellular matrix in development and morphogenesis: A dynamic view. Developmental Biology. 341 (1), 126-140 (2010).
  16. Takawale, A., Sakamuri, S. S. V. P., Kassiri, Z. Extracellular matrix communication and turnover in cardiac physiology and pathology. Comprehensive Physiology. 5 (2), 687-719 (2015).
  17. Li, L., Zhao, Q., Kong, W. Extracellular matrix remodeling and cardiac fibrosis. Matrix Biology. 68-69, 490-506 (2018).
  18. DeQuach, J. A., et al. Simple and high yielding method for preparing tissue specific extracellular matrix coatings for cell culture. PLoS ONE. 5 (9), 13039(2010).
  19. Saldin, L. T., Cramer, M. C., Velankar, S. S., White, L. J., Badylak, S. F. Extracellular matrix hydrogels from decellularized tissue: Structure and function. Acta Biomaterialia. 49, 1-15 (2017).
  20. Tukmachev, D., et al. Injectable extracellular matrix hydrogels as scaffolds for spinal cord injury repair. Tissue Engineering. Part A. 22 (3-4), 306-317 (2016).
  21. Shoichet, M. S. Polymer scaffolds for biomaterials applications. Macromolecules. 43 (2), 581-591 (2010).
  22. Taylor, D. A., et al. Decellularized matrices in regenerative medicine. Acta Biomaterialia. 74, 74-89 (2018).
  23. Gilpin, A., Yang, Y. Decellularization strategies for regenerative medicine: From processing techniques to applications. BioMed Research International. 2017, 9831534(2017).
  24. Heath, D. E. A review of decellularized extracellular matrix biomaterials for regenerative engineering applications. Regenerative Engineering and Translational Medicine. 5 (2), 155-166 (2019).
  25. Hoshiba, T., et al. Decellularized extracellular matrix as an in vitro model to study the comprehensive roles of the ECM in stem cell differentiation. Stem Cell International. 2016, 6397820(2016).
  26. Keane, T. J., Swinehart, I. T., Badylak, S. F. Methods of tissue decellularization used for preparation of biologic scaffolds and in vivo relevance. Methods. 84, 5-34 (2015).
  27. Cerbotari, S., et al. Detergent decellularization of heart valves for tissue engineering: Toxicological effects of residual detergents on human endothelial cells. Artificial Organs. 34 (3), 206-210 (2010).
  28. Ott, H. C., et al. Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart. Nature Medicine. 14 (2), 213-221 (2008).
  29. Uygun, B. E., et al. Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix. Nature Medicine. 16 (7), 814-820 (2010).
  30. Petersen, T. H., et al. Tissue-engineered lungs for in vivo implantation. Science. 329 (5991), 538-541 (2010).
  31. Calle, E. A., Petersen, T. H., Niklason, L. E. Procedure for lung engineering. Journal of Visualized Experiments. (49), e2651(2011).
  32. Zeltinger, J., Landeen, L. K., Alexander, H. G., Kidd, I. D., Sibanda, B. Development and Characterization of Tissue-Engineered Aortic Valves. Tissue engineering. Part A. 7 (1), 9-22 (2001).
  33. Dahl, S., et al. Decellularized native and engineered arterial scaffolds for transplantation. Cell Transplantation. 12 (6), 659-666 (2003).
  34. Belviso, I., et al. Decellularized human dermal matrix as a biological scaffold for cardiac repair and regeneration. Frontiers inTissue Engineering and Regenerative Medicine. 8, 229(2020).
  35. Greco, K. V., et al. Characterisation of porcine dermis scaffolds decellularised using a novel non-enzymatic method for biomedical applications. Journal of Biomaterials Applications. 30 (2), 239-253 (2015).
  36. Brouki, M. P., et al. Decellularization and preservation of human skin: A platform for tissue engineering and reconstructive surgery. Methods. 171, 62-67 (2020).
  37. Carbonaro, D., et al. A low-cost scalable 3D-printed sample-holder for agitation-based decellularization of biological tissues. Medical Engineering & Physics. 85, 7-15 (2020).
  38. Di Meglio, F., et al. Optimization of human myocardium decellularization method for the construction of implantable patches. Tissue Engineering. Part C Methods. 23 (9), 525-539 (2017).
  39. Crapo, P. M., Gilbert, T. W., Badylak, S. F. An overview of tissue and whole organ decellularization processes. Biomaterials. 32 (12), 3233-3243 (2011).
  40. Putame, G., et al. Compact and tunable stretch bioreactor advancing tissue engineering implementation. Application to engineered cardiac constructs. Medical Engineering & Physics. 84, 1-9 (2020).
  41. Parmaksiz, M., Dogan, A., Odabas, S., Elçin, A. E., Elçin, Y. M. Clinical applications of decellularized extracellular matrices for tissue engineering and regenerative medicine. Biomedical Materials. 11 (2), 022003(2016).
  42. Sacco, A. M., et al. Diversity of dermal fibroblasts as major determinant of variability in cell reprogramming. Journal of Cellular and Molecular Medicine. 23 (6), 4256-4268 (2019).
  43. Belviso, I., et al. Isolation of adult human dermal fibroblasts from abdominal skin and generation of induced pluripotent stem cells using a non-integrating method. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (155), e60629(2020).
  44. Belviso, I., Di Meglio, F., Romano, V., Montagnani, S., Castaldo, C. Non-modified RNA-based reprogramming of human dermal fibroblasts into induced pluripotent stem cells. Methods in Molecular Biology. , (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Decellularization MethodAcellular Skin MatrixExtracellular MatrixTissue RegenerationBiological ScaffoldSkin DecellularizationSodium DodecylsulfateTriton X 100Tissue RemodelingRegenerative Medicine
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły