Obecne badanie pokazuje ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym). Porównuje procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami.
Artykuł metodologiczny
Badanie eksperymentalnych modeli dawstwa narządów do przeszczepu płuc
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Modele eksperymentalne są ważnymi narzędziami do zrozumienia zjawisk etiologicznych związanych z różnymi zdarzeniami patofizjologicznymi. W tym kontekście wykorzystuje się różne modele zwierzęce do badania elementów wyzwalających patofizjologię pierwotnej dysfunkcji przeszczepu po przeszczepie w celu oceny potencjalnych metod leczenia. Obecnie eksperymentalne modele dawstwa możemy podzielić na dwie duże grupy: dawstwo po śmierci mózgu i dawstwo po zatrzymaniu krążenia. Ponadto przy rozważaniu zwierzęcych modeli dawstwa narządów należy wziąć pod uwagę szkodliwe skutki związane ze wstrząsem krwotocznym. W tym miejscu opisujemy ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym) i porównamy procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami. Celem jest dostarczenie społeczności naukowej wiarygodnych modeli zwierzęcych dawstwa płuc do badania związanych z tym mechanizmów patologicznych i poszukiwania nowych celów terapeutycznych w celu optymalizacji liczby żywotnych przeszczepów do przeszczepu.
Wprowadzenie
Znaczenie kliniczne
Przeszczep narządów jest ugruntowaną opcją terapeutyczną w przypadku kilku poważnych patologii. W ostatnich latach osiągnięto wiele postępów w klinicznych i eksperymentalnych dziedzinach transplantacji narządów, takich jak większa wiedza na temat patofizjologii pierwotnej dysfunkcji przeszczepu (PGD) oraz postępy w dziedzinie intensywnej terapii, immunologii i farmakologii1,2,3. Pomimo osiągnięć i poprawy jakości związanych z nimi procedur chirurgicznych i farmakologicznych, jednym z głównych wyzwań pozostaje zależność między liczbą dostępnych narządów a liczbą biorców na liście oczekujących2,4. W związku z tym w literaturze naukowej zaproponowano modele zwierzęce do badania terapii, które można zastosować u dawców narządów w celu leczenia i/lub zachowania narządów do czasu przeszczepu5,6,7,8.
Naśladując różne zdarzenia obserwowane w praktyce klinicznej, modele zwierzęce pozwalają na badanie związanych z nimi mechanizmów patologicznych i ich odpowiednich podejść terapeutycznych. Eksperymentalna indukcja tych zdarzeń, w większości odosobnionych przypadków, wygenerowała eksperymentalne modele dawstwa narządów i tkanek, które są szeroko badane w literaturze naukowej na temat transplantacji narządów6,7,8,9. W badaniach tych stosuje się różne strategie metodologiczne, takie jak te wywołujące śmierć mózgu (ChAD), wstrząs krwotoczny (HS) i śmierć krążeniową (CD), ponieważ zdarzenia te są związane z różnymi szkodliwymi procesami, które zagrażają funkcjonalności dawczych narządów i tkanek.
Śmierć mózgu (BD)
ChAD wiąże się z serią zdarzeń, które prowadzą do postępującego pogarszania się różnych układów. Zwykle występuje, gdy ostry lub stopniowy wzrost ciśnienia śródczaszkowego (ICP) następuje z powodu urazu mózgu lub krwotoku. Ten wzrost ICP sprzyja wzrostowi ciśnienia krwi w próbie utrzymania stabilnego przepływu krwi w mózgu w procesie znanym jako odruch Cushinga10,11. Te ostre zmiany mogą prowadzić do dysfunkcji układu krążenia, endokrynologicznego i neurologicznego, które wpływają na ilość i jakość oddawanych narządów, a także wpływają na zachorowalność i śmiertelność po przeszczepie10,11,12,13.
Wstrząs krwotoczny (HS)
HS z kolei jest często kojarzona z dawcami narządów, ponieważ większość z nich to ofiary urazów ze znaczną utratą objętości krwi. Niektóre narządy, takie jak płuca i serce, są szczególnie podatne na HS z powodu hipowolemii i wynikającej z niej hipoperfuzji tkankowej14. HS indukuje uszkodzenie płuc poprzez zwiększoną przepuszczalność naczyń włosowatych, obrzęk i infiltrację komórek zapalnych, mechanizmy, które razem zaburzają wymianę gazową i prowadzą do postępującego pogarszania się stanu narządów, co w konsekwencji wykoleja proces dawstwa6,14.
Śmierć krążeniowa (CD)
Stosowanie dawstwa po CD rośnie wykładniczo w głównych ośrodkach światowych, przyczyniając się w ten sposób do wzrostu liczby pobieranych narządów. Narządy pobrane od dawców po CD są podatne na skutki ciepłego niedokrwienia, które występuje po okresie niskiego (faza agoniczna) lub braku dopływu krwi (faza skurczowa)8,15. Hipoperfuzja lub brak przepływu krwi doprowadzi do niedotlenienia tkanek związanego z nagłą utratą ATP i nagromadzeniem toksyn metabolicznych w tkankach15. Pomimo obecnego zastosowania tych narządów do przeszczepów w praktyce klinicznej, nadal istnieje wiele wątpliwości co do wpływu stosowania tych narządów na jakość przeszczepu po przeszczepie i na przeżywalność pacjenta15. W związku z tym rośnie również wykorzystanie modeli eksperymentalnych w celu lepszego zrozumienia czynników etiologicznych związanych z CD8,15,16,17.
Modele eksperymentalne
Istnieją różne eksperymentalne modele dawstwa narządów (BD, HS i CD). Jednak badania często koncentrują się tylko na jednej strategii na raz. Istnieje zauważalna luka w badaniach, które łączą lub porównują dwie lub więcej strategii. Modele te są bardzo przydatne w opracowywaniu terapii, które mają na celu zwiększenie liczby donacji, a w konsekwencji zmniejszenie listy oczekujących potencjalnych biorców. Gatunki zwierząt wykorzystywane do tego celu różnią się w zależności od badania, przy czym modele świń są częściej wybierane, gdy celem jest bardziej bezpośrednie przełożenie na ludzką morfologię morfologii i mniejsza trudność techniczna w procedurze chirurgicznej ze względu na wielkość zwierzęcia. Pomimo korzyści, z modelem świń wiążą się trudności logistyczne i wysokie koszty. Z drugiej strony niski koszt i możliwość manipulacji biologicznej sprzyjają wykorzystaniu modeli gryzoni, co pozwala badaczowi zacząć od wiarygodnego modelu do rozmnażania i leczenia zmian chorobowych, a także zintegrować wiedzę zdobytą w dziedzinie transplantacji narządów.
Tutaj prezentujemy model śmierci mózgu, śmierci krążeniowej i dawstwa wstrząsu krwotocznego u gryzoni. Opisujemy procesy zapalne i stany patologiczne związane z każdym z tych modeli.
Protokół
Doświadczenia na zwierzętach były zgodne z zasadami Komisji Etyki ds. Wykorzystania i Opieki nad Zwierzętami Doświadczalnymi Wydziału Medycyny Uniwersytetu w São Paulo (numer protokołu 112/16).
1. Grupowanie zwierząt
- Losowo przydziel dwanaście samców szczurów Sprague Dawley (250-300 g) do jednej z trzech grup eksperymentalnych (n=4), aby przeanalizować i porównać efekty związane z modelami zwierzęcymi.
- Przydziel zwierzęta do grupy wstrząsu krwotocznego (HS, n=4): zwierzęta poddane cewnikowaniu naczyniowemu z indukcją wstrząsu krwotocznego + utrzymaniem stanu przez 360 min + pobraniem bloku sercowo-płucnego + przygotowaniem próbek do analizy.
- Przydziel zwierzęta do grupy śmierci mózgowej (BD, n=4): zwierzęta poddane śmierci mózgowej + utrzymaniu stanu przez 360 min + pobraniu bloku sercowo-płucnego + przygotowaniem próbek do analizy.
- Przydziel zwierzęta do grupy śmierci krążeniowej (CD, n=4): zwierzęta poddane cewnikowaniu naczyniowemu + indukcji śmierci krążeniowej + zaprzestaniu wentylacji + niedokrwieniu w temperaturze pokojowej przez 180 min + przygotowaniem próbek do analizy.
2. Znieczulenie i przygotowanie przedoperacyjne
- Umieść szczura w zamkniętej komorze z 5% izofluranu na 1 - 4 min. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, sprawdzając odruch uciskania palców. W przypadku braku reakcji odruchowych (brak cofania łapy), wykonaj intubację orotrachealną (kaniula angioksyczna 14-G) przy użyciu laryngoskopu pediatrycznego.
- Przy wcześniej ustawionym respiratorze mechanicznym (FiO2 100%, objętość oddechowa 10 mL/kg, 90 cykli/min oraz PEEP 3,0 cmH2O), podłącz cewnik tchawiczy do respiratora i dostosuj stężenie środka znieczulającego do 2%.
UWAGA: Wszystkie procedury związane z modelami zwierzęcymi były przeprowadzane zgodnie z tym samym protokołem znieczulania opisanym w tej sekcji. - Usuń sierść z obszarów zainteresowania (głowa, szyja, klatka piersiowa i brzuch). Następnie, za pomocą gazy, zdezynfekuj pole operacyjne oraz ogon zwierzęcia. Dezynfekcję wykonuje się w trzech naprzemiennych cyklach, stosując alkoholowy roztwór diglukonianu chlorheksydyny.
- Odetnij końcówkę ogona zwierzęcia, przyłóż kciuk i palec wskazujący do nasady ogona, a następnie dociśnij i przesuń je w stronę końca ogona. Pobierz próbkę krwi obwodowej (20 µL) z ogona w celu oznaczenia całkowitej liczby leukocytów8.
UWAGA: Procedurę tę należy wykonać przed rozpoczęciem tracheostomii oraz niezwłocznie po zakończeniu każdego protokołu (BD oraz HS – po 360 min). - Użyj pipety precyzyjnej, aby rozcieńczyć pobraną krew w 380 µL (1:20) roztworu Turka (lodowaty kwas octowy 99%). Po rozcieńczeniu nanieś próbkę krwi do komory Neubauera i umieść ją pod mikroskopem (40x). Wykonaj pomiar całkowitej liczby leukocytów w czterech bocznych kwadratach komory.
3. Tracheotomia
- Za pomocą odpowiednich nożyczek i pęsety przeprowadź podłużne rozcięcie tchawicy szyjnej, zaczynając od środkowej jednej trzeciej szyi aż do wcięcia nadmostkowego (
(cięcie o długości 1,5 cm). Po nacięciu skóry i tkanki podskórnej rozdziel mięśnie szyi, aż do odsłonięcia tchawicy. - Umieść jedną ligaturę z jedwabiu 2-0 pod tchawicą.
- Za pomocą mikronozyżyć wykonaj tracheostomię w górnej jednej trzeciej tchawicy, aby zapewnić równomierną wentylację. Przetnij tchawicę poziomo pomiędzy dwiema obrączkami chrzęstnymi, tak aby dopasować ją do średnicy metalnej kaniuli (3,5 cm).
- Wprowadzić rurkę wentylacyjną i przymocować ją za pomocą przygotowanych podwiązań.
- Podłącz rurkę wentylacyjną do systemu wentylacji dla małych zwierząt.
- Wentyluj szczura, stosując objętość oddechową 10 ml/kg, częstość 70 cykli/min oraz PEEP na poziomie 3 cmH2O.2O.
4. Kanulacja tętnicy i żyły udowej
- Odsłoń trójkąt udowy poprzez niewielkie nacięcie (1.5 cm) w okolicy pachwinowej. Zidentyfikuj i wyizoluj naczynia udowe. W tej procedurze użyj stereomikroskopu (powiększenie 3.2x).
- Załóż dwie jedwabne ligatury 4-0 pod naczyniami krwionośnymi (żyłą lub tętnicą), jedną dystalnie, a drugą proksymalnie. Zaciśnij ligaturę najbardziej dystalną, następnie zawiąż przygotowany wcześniej węzeł na ligaturze proksymalnej i pociągnij.
- Wprowadź cewnik poprzez niewielkie, wcześniej wykonane nacięcie w naczyniach. Unieruchom kaniulę, aby uniknąć jej przemieszczenia.
UWAGA: Cewniki wykonaj z 20 cm neonatalnego przedłużacza, zgrziewając go z obwodowym cewnikiem dożylnym odpowiednim do kalibru sieci żylnej zwierzęcia, aby zapobiec cofaniu się treści krwi. Nasmaruj kaniulę heparyną, aby uniknąć tworzenia się zakrzepów i powikłań podczas pomiaru średniego ciśnienia tętniczego (MAP). - Podłącz cewnik tętniczy do przetwornika ciśnienia i systemu monitorowania parametrów życiowych w celu rejestracji średniego ciśnienia tętniczego (MAP). Przetwornik powinien znajdować się na poziomie serca zwierzęcia. Rejestruj MAP w odstępach 10-minutowych.
- Wprowadź cewnik strzykawkowy (3 mL) do żyły, z przeznaczeniem do nawadniania i eksanguinacji w razie potrzeby.
5. Indukcja wstrząsu krwotocznego
- Poprzez dostęp żylny i za pomocą zheparynowanej strzykawki pobierać niewielkie objętości krwi, aż do osiągnięcia wartości MAP wynoszących 50 mmHg, wywołując w ten sposób wstrząs krwotoczny.
UWAGA: Pobierać 2 mL krwi co 10 min w pierwszej godzinie eksperymentu oraz co 30 min w kolejnych godzinach. - Utrzymywać ciśnienie na stabilnym poziomie około 50 mmHg przez okres 360 min. W tym celu należy odpowiednio pobierać lub dodawać porcje krwi, jeśli ciśnienie wzrośnie lub spadnie.
- Umieścić w pobliżu źródło ciepła, aby zapobiec hipotermii.
UWAGA: W tym przypadku zastosowano lampę grzewczą. - Na koniec protokołu pobrać blok płucny przy całkowitej pojemności płuc (TLC), a następnie zamrozić go błyskawicznie w ciekłym azocie lub umieścić w roztworze utrwalającym do dalszych badań.
UWAGA: Przy użyciu wentylatora dla małych zwierząt można monitorować parametry wentylacyjne w trakcie trwania protokołu. W niniejszym badaniu parametry te oceniano bezpośrednio przed indukcją HS (Baseline) oraz 360 min później (Final).
6. Indukcja śmierci krążeniowej
- W celu wywołania śmierci krążeniowej podaj 150 mg/kg tiopentalu sodu przez linię żylną. Następnie wyłącz system wentylacji.
- Obserwuj progresywny spadek MAP, aż osiągnie on wartość 0 mmHg. Moment ten uznaj za początek okresu ciepłego niedokrwienia i rozpocznij odliczanie czasu. Zwierzę powinno pozostać w temperaturze pokojowej (około 22 °C) przez 180 min.
- Na koniec protokołu podłącz płuca ponownie do respiratora i pobierz blok płucny przy TLC. Próbkę zamroź gwałtownie w ciekłym azocie lub umieść w roztworze utrwalającym w celu dalszych badań.
7. Indukcja śmierci mózgu
- Umieść szczura w pozycji brzusznej.
- Usuń skórę z czaszki za pomocą nożyczek chirurgicznych. Wywierć otwór o średnicy 1 mm w odległości 2,80 mm przed i 10,0 mm brzusznie od bregmy oraz 1,5 mm bocznie od szwu strzałkowego.
- Wprowadź cały cewnik balonowy do jamy czaszki, upewniając się, że balon jest uprzednio wypełniony solą fizjologiczną (500 µL).
- Za pomocą strzykawki szybko napompuj balon cewnika.
- Potwierdź śmierć mózgową, obserwując gwałtowny wzrost MAP (odruch Cushinga), brak odruchów, obustronne rozszerzenie źrenic oraz bezdech. Po potwierdzeniu przerwij anestezję i utrzymuj zwierzę na wentylacji mechanicznej przez 360 min.
- Umieść w pobliżu źródło ciepła, aby zapobiec hipotermii.
- Na koniec protokołu pobierz blok płucny przy TLC do dalszej analizy, a następnie zamroź go gwałtownie w ciekłym azocie lub umieść w roztworze utrwalającym do dalszych badań.
UWAGA: Przy użyciu respiratora dla małych zwierząt podczas protokołu można monitorować parametry wentylacyjne. W niniejszym badaniu oceniano te parametry bezpośrednio przed indukcją BD (Baseline) oraz po 360 minutach (Final).
Wyniki
Średnie ciśnienie tętnicze (MAP)
Aby określić następstwa hemodynamiczne BD i HS, MAP oceniano przez 360 min trwania protokołu. Pomiar wyjściowy wykonano po usunięciu skóry i wywierceniu otworu w czaszce, a przed pobraniem próbki krwi odpowiednio u zwierząt poddanych BD lub HS. Przed indukcją BD i HS wyjściowe wartości MAP w obu grupach były podobne (BD: 110.5 ± 6.1 vs. HS: 105.8 ± 2.3 mmHg; p=0.5; dwuczynnikowa ANOVA). Po insuflacji cewnika w grupie BD nastąpił gwałtowny wzrost ciśnienia tętniczego (138. 7 ± 10.1 mmHg). Szczyt nadciśnieniowy jest charakterystycznym zjawiskiem związanym ze zwiększonym ciśnieniem wewnątrzczaszkowym i może być uznany za pierwszy dowód na ustanowienie się BD. Ponadto u wszystkich zwierząt zaobserwowano brak odruchów, obustronną mydriazę oraz bezdech po insuflacji. Po tym szczytowym ciśnieniu nastąpił szybki spadek MAP (10 min - 81.2 ± 10 mmHg). Hipotensja utrzymywała się przez około 50 min, po czym wartości MAP powróciły do poziomów zbliżonych do wyjściowych (120 min - 120.7 ± 7.5 mmHg) (Rycina 1).
W przeciwieństwie do grupy BD, spadek MAP w grupie HS jest związany z pobieraniem alikwotów krwi w ciągu pierwszych 10 min eksperymentu. Wstrząs hipowolemiczny utrzymywano przez 360 min (średnia zmienność w trakcie protokołu wyniosła 52,3 ± 1,2 mmHg). Po zakończeniu protokołu grupa BD wykazała znacząco inny przebieg MAP w ciągu 6-godzinnej obserwacji niż grupa HS (BD: 93,7 ± 4,5 vs. HS: 52,3 ± 0,5 mmHg; p<0,0001; test t Studenta).
Mechanika płuc
W celu oceny parametrów elastycznych i oporowych układu oddechowego przeprowadzono analizę mechaniki płuc zwierząt poddanych BD i HS. 360 min po wystąpieniu i po utrzymaniu hipotensji, w grupie HS odnotowano zwiększony opór tkanek płucnych (G) (HS: Baseline - 0.26 ± 0.02 vs. Final - 0.51 ± 0.05 cmH2O.mL-1; p=0.03; two-way ANOVA), a następnie zmniejszoną podatność układu oddechowego (Crs) (HS: Baseline - 0.64 ± 0.05 vs. Final - 0.23 ± 0.004 cmH2O/mL; p=0.001; two-way ANOVA) (Rysunek 2A,B).
Obrzęk płuc
Na koniec protokołu od wszystkich grup pobrano płat środkowy prawego płuca i zmierzono jego masę w celu analizy stosunku masy mokrej do suchej, który posłużył jako wskaźnik obrzęku płuc. Masę mokrą oceniono bezpośrednio po wyjęciu organu, a masę suchą zmierzono po 24 h w piekarniku w temperaturze 80 °C. Zgodnie z tym stosunkiem, grupa BD (2,32 ± 0,1) wykazała większy obrzęk niż grupy HS (1,97 ± 0,03) i CD (2,04 ± 0,02) (Rysunek 3).
Parametry zapalne układowe i tkankowe
Na koniec protokołu odnotowano istotny wzrost całkowitej liczby leukocytów systemowych w grupie poddanej HS (Baseline – 13888 ± 887,3 vs. Final – 35263 ± 4076 mm⁻³)3; p=0,0189); dwukierunkowy ANOVA) (Rysunek 4). W grupie HS odnotowano również wzrost liczby leukocytów zarówno w porównaniu z wartościami wyjściowymi, jak i w stosunku do grupy BD (p = 0,0132).
Stan zapalny tkanek oceniano poprzez ilościowe oznaczenie markerów zapalnych w tkance płuc. W tym celu próbki biopsji tkanki płuc zhomogenizowano w buforze fosforanowym, a następnie przekazano do analizy ekspresji czynnika martwicy nowotworów alfa (TNF-α) oraz interleukiny 1 beta (IL1-β). Poziomy ekspresji IL1-β były wyższe w grupie BD (304,4 ± 91 pg/mg) i grupie HS (327,5 ± 25,2 pg/mg) niż w grupie CD (8 ± 2,3 pg/mg; p=0,004; jednoczynnikowa ANOVA) (Rycina 5B). Grupa HS wykazała również wyższe poziomy TNF-α (4,7 ± 0,3 pg/mg; p<0,0001; jednoczynnikowa ANOVA) niż grupa BD (1,3 ± 0,3 pg/mg) oraz grupa CD (0,4 ± 0,2 pg/mg) (Rycina 5B).
Rycina 1: Przebieg czasowy średniego ciśnienia tętniczego (MAP) w grupach śmierci mózgu (BD) i wstrząsu hemoragicznego (HS). Wartości dla wszystkich pomiarów wyrażono jako średnie ± standardowe błędy średniej (SEMs). MAP, średnie ciśnienie tętnicze; BD, śmierć mózgu; HS, wstrząs hemoragiczny. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Rycina 2: Mechanika płuc. Mechanika płuc określona na podstawie (A) podatności układu oddechowego oraz (B) oporu tkanek w grupie ze śmiercią mózgową (BD) i grupie z wstrząsem krwotocznym (HS). * oznacza istotne różnice między wartościami wyjściowymi a końcowymi w grupie HS (p<0,05). Wartości wszystkich pomiarów przedstawiono jako średnie ± błędy standardowe średnich (SEMs), a do porównań zastosowano dwuczynnikową analizę wariancji (two-way ANOVA). Crs, podatność układu oddechowego; G, opór tkanek; BD, śmierć mózgowa; HS, wstrząs krwotoczny. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.
Rysunek 3Obrzęk płuc określony na podstawie stosunku masy mokrej do suchej płuc w grupie ze śmiercią mózgową (BD) oraz w grupie z wstrząsem krwotocznym (HS). Wartości wszystkich pomiarów przedstawiono jako średnie ± błędy standardowe średnich (SEM), a porównania przeprowadzono z jednoczynnikowy ANOVA. BD, śmierć mózgowa; HS, wstrząs krwotoczny; CD, śmierć krążeniowa. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Rycina 4Leukogram grupy z wstrząsem krwotocznym (HS) oraz grupy ze śmiercią mózgu (BD). * oznacza istotne różnice między wartościami wyjściowymi a końcowymi w grupie HS (p<0,05). Wartości wszystkich pomiarów wyrażono jako średnie ± standardowe błędy średniej (SEM), a porównania przeprowadzono za pomocą dwukierunkowy ANOVA. BD, śmierć mózgu; HS, wstrząs hemoragiczny. Prosimy kliknąć tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej figury.
Rysunek 5Miejscowe odpowiedzi zapalne były mniej nasilone w grupie zgonu krążeniowego (CD). (A) Ekspresja IL-1β w tkance płucnej; (B) Ekspresja TNF-α w tkance płucnej. Wartości wszystkich pomiarów przedstawiono jako średnie ± błędy standardowe średniej (SEM), a porównania przeprowadzono z jednoczynnikowy ANOVA. BD, śmierć mózgu; HS, wstrząs krwotoczny; CD, śmierć krążeniowa. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.
Dyskusja
W ostatnich latach rosnąca liczba diagnoz śmierci mózgu doprowadziła do tego, że stała się ona największym dostawcą narządów i tkanek przeznaczonych do przeszczepów. Wzrostowi temu towarzyszy jednak niesamowity wzrost liczby dawców po śmierci krążeniowej. Pomimo swojej wieloczynnikowej natury, większość mechanizmów wyzwalających przyczyny zgonu rozpoczyna się po urazie lub towarzyszy mu z rozległą utratą zawartości krwi 4,18.
W tym kontekście eksperymentalne modele śmierci mózgu, zatrzymania krążenia i wstrząsu krwotocznego są ważnymi narzędziami do prospektywnego badania powikłań związanych z przyczyną zgonu dawcy i ich wpływu na żywotność potencjalnych narządów przeznaczonych do przeszczepu 6,8,10. Zasugerowano kilka linii zwierzęcych do ustanowienia modeli, takich jak świnie, króliki, szczury i myszy. Modele szczurów i myszy są bardziej powszechne w literaturze, ponieważ nie są bardzo drogie i wiążą się z niską trudnością logistyczną, a jednocześnie w zadowalający sposób odtwarzają zdarzenia patofizjologiczne w badaniu 8,13,14,15.
Pragniemy podkreślić, że ostatnie wytyczne i badania poparły stosowanie analgezji przed znieczuleniem jako integralną część protokołów chirurgicznych, nawet w nagłych sytuacjach, mając na celu bardziej kompleksowe leczenie bólu okołooperacyjnego i dobrostan zwierząt. Zalecamy, aby badacze ocenili takie podejście w przyszłych badaniach.
Śmierć mózgu (BD)
Stwierdzono, że model BD jest powtarzalny dzięki nagłemu wzrostowi ICP. Użycie odpowiednich narzędzi i przeszkolonego personelu pozwala na sukces chirurgiczny i odtworzenie techniki po kilkutygodniowym treningu. Podczas opracowywania techniki BD trepanacja powinna być wykonywana za pomocą odpowiedniego wiertarki z napędem silnikowym, tak aby nie było luzu w cewniku, zapobiegając w ten sposób wydostawaniu się tkanki mózgowej na zewnątrz otworu. Ponadto podczas wiercenia ruch wiertła do przodu powinien zostać zatrzymany, gdy tylko pokonany zostanie początkowy opór stawiany przez czaszkę.
Naukowcy powinni zachować czujność i zapewnić szybkie napompowanie cewnika, ponieważ stopniowa inflacja sprzyja wyraźnym reakcjom zapalnym i hemodynamicznym21. Z kolei zmiany ciśnienia krwi powinny być stale monitorowane przez cały czas trwania protokołu, zwłaszcza podczas wdmuchiwania cewnika, któremu powinien towarzyszyć nagły wzrost MAP oraz w ciągu pierwszej godziny po ustaleniu się BD (okres niedociśnienia poinflacyjnego). Wyniki te są zgodne z literaturą, która wskazuje na powstanie szczytu nadciśnienia tętniczego natychmiast po wdmuchiwaniu cewnika, po którym następuje spadek poziomu ciśnienia, co jest prawdopodobną odpowiedzią na przejściowy wzrost poziomu krążących katecholamin22.
Utrzymywanie zwierzęcia w ChAD przez dłuższy czas może prowadzić do niedociśnienia, a następnie śmierci krążeniowej, co czyni eksperyment niewykonalnym. W związku z tym większość protokołów stosowanych w literaturze ustala okres obserwacji, który waha się od 4 do 6 godzin, po którym należy podać leki wazoaktywne 12,13,21,22,23.
Oprócz zmian hemodynamicznych, zawał mózgu i niedokrwienie sprzyjają wzrostowi krążenia ogólnoustrojowego czynników prozapalnych, które po dotarciu do płuc przyczyniają się do uszkodzenia miąższu płuc 24,25,26.
W naszym badaniu ChAD towarzyszył znaczny wzrost ekspresji IL-1β w tkankach (w stosunku do CD) oraz stosunku mokrej masy do suchej, wskaźnika obrzęku płuc. Wcześniejsze badania wykazały wzrost krążących poziomów cytokin prozapalnych po zdarzeniu BD, co może ostatecznie sprzyjać modulacji ekspresji cząsteczek adhezyjnych, zwiększonej przepuszczalności naczyń krwionośnych, a w konsekwencji migracji leukocytów 27,28,29,30.
Wstrząs krwotoczny (HS)
Opracowany poprzez odstawienie lub ponowne wszczepienie porcji krwi w celu przedłużonego utrzymania niedociśnienia (≤ 50 mmHg), model stałego ciśnienia HS ma na celu naśladowanie spadku objętości krwi spowodowanego procesem krwotocznym, a w konsekwencji osłabienie ogólnoustrojowego ciśnienia napełniania. Zdarzenia te prowadzą do spadku MAP, któremu towarzyszy spadek ciśnienia perfuzji płucnej31,32.
Jedną z zalet tego modelu HS jest możliwość kontrolowania stopnia i czasu trwania niedociśnienia, a także większa powtarzalność techniki w porównaniu z modelami opartymi na prefiksowej objętości krwi. W związku z tym większość protokołów stosowanych w literaturze ustala okres protokołu, który waha się od 15 minut do ponad 180 minut, ze średnim poziomem ciśnienia krwi w zakresie 20-55 mmHg, w zależności od analizy wybranej w badaniu 6,32. W niniejszym badaniu niedociśnienie utrzymywało się przez 3 godziny, co prowadziło do zwiększonej odporności tkanek, a następnie do zmniejszonej podatności płuc u zwierząt poddanych HS. Potwierdzając to, różne badania w literaturze wskazują na proporcjonalną zależność między czasem spędzonym w HS a wpływem hipowolemii na opór dróg oddechowych i podatność płuc 6,33,34.
Ponadto w niniejszym badaniu HS towarzyszyła znaczna leukocytoza i zwiększona ekspresja tkankowa IL-1β (w odniesieniu do CD) i TNF-α. Uszkodzenie śródbłonka mikrokrążenia płucnego, wywołane uwolnieniem reaktywnych form tlenu z pierwotnego procesu niedotlenienia i utrwalonego niedokrwienia, zwiększy przepuszczalność naczyń, co wraz ze wzrostem ciśnienia w tętnicy płucnej będzie działać jako czynnik chemotaktyczny dla leukocytów, a następnie uwalnianie mediatorów stanu zapalnego 6,20,31,35,36, Lokal mieszkalny 37,38.
Śmierć krążeniowa (CD)
Główną różnicą między przeszczepami brzeżnymi pochodzącymi z procesów ChAD i CD jest czas ciepłego niedokrwienia (WIT), któremu zostanie poddany przeszczep, zdefiniowany przez niektórych badaczy jako czas między brakiem impulsów obwodowych a przerwaniem przepływu krwi z powodu odłączenia sprzętu podtrzymującego życie do momentu ochłodzenia lub regionalnej perfuzji narządu17, Rozdział 39,40.
W niniejszym badaniu narządy i tkanki zwierząt pochodzące z modelu CD poddano okresowi WIT trwającemu 180 minut. Kilka badań w literaturze ujawniło proporcjonalny związek między WIT a dysfunkcją po przeszczepie, co sugeruje, że czas niedokrwienia powinien się różnić w zależności od specyfiki i integralności każdego narządu. W tym kontekście wykazano, że przeszczepy płuc od szczurów tolerują do 3-godzinnych okresów ciepłego niedokrwienia41,42.
Ze względu na dowody na uszkodzenie tkanek spowodowane dominującą fazą współczulną, niestabilnością hemodynamiczną i ogólnoustrojowym stanem zapalnym wynikającym z procesu ChAD, dawstwo po zatrzymaniu krążenia zostało ponownie rozważone jako potencjalna strategia zmniejszenia powikłań związanych z przeszczepem 41,42,43. W tym sensie nasze dane wskazują na dramatyczny spadek poziomów IL-1β i TNF-α w modelu CD w stosunku do pozostałych dwóch badanych modeli. Potwierdzając to, Iskender i wsp.4 zauważyli niski poziom cytokin tkankowych w modelu reperfuzji płuc u szczurów z tkankami pobranymi po WIT poprzez mechanizmy, które są nadal słabo poznane.
W związku z powyższym, wybór metodologii i jej adaptacje powinny być uzależnione od celów opracowanych przez badacza. Po ustaleniu celów tych należy kierować rodzajem modelu dawstwa, czasem trwania protokołu i analizami, które należy przeprowadzić. Możliwe jest również powiązanie rodzaju dawstwa ze zwierzęcymi modelami rekondycjonowania i reperfuzji płuc.
Wnioski
Podsumowując, opisane tutaj modele dawców narządów są potencjalnymi narzędziami w badaniu zmian związanych z różnymi metodologiami pobierania przeszczepów i mogą dostarczyć środków, dzięki którym można uzyskać pełne zrozumienie wpływu jakości tych narządów na wyniki po przeszczepie, biorąc pod uwagę odtwarzalność i wiarygodność przedstawionych tu metodologii.
Oświadczenia
Pragniemy potwierdzić, że nie ma żadnych znanych konfliktów interesów związanych z tą publikacją i że nie było znaczącego wsparcia finansowego dla tej pracy, które mogłoby wpłynąć na jej wynik.
Podziękowania
Dziękujemy FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo) za udzielenie wsparcia finansowego.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Angiocath | DB | 38186714 | Intubacja ustno-tchawicza |
| 2.0-silk | Brasuture | AA553 | Mocowanie rurki tchawicy |
| Angiocath DB o rozmiarze 24 | 38181214 | Dostęp tętniczy i żylny | |
| 4.0-jedwabny | Brasuture | AA551 | Mocowanie kaniul tętniczych i żylnych |
| Alkoholowy roztwór diglukonianu chlorheksydyny (2%). | Vic Pharma | aseptycznej | Y/N |
| Oster | Y/N< | strong>Clipping device | |
| Precision balance | Shimadzu | D314800051 | Analiza stosunku masy mokrej do suchej |
| Barbituran (tiopental) | Crist&aaacute; lia | 18080003 | Indukcja DC |
| Cewnik balonowy (Fogarty-4F) | Edwards Życie od | 120804 | Indukcja BD |
| Przedłużacz noworodka | Embramed | 497267 | Stosowany jako cewniki za pomocą angiocath 24 G |
| FlexiVent | Scireq | 1142254 | Analiza parametrów wentylacyjnych |
| Heparyna | Blau Farmaceutica SA | 7000982-06 | Antykoagulant |
| Isoflurane | Crist&aaostry; lia | 10,29,80,130 | Znieczulenie wziewne |
| Mikropipeta (1000 µ L) | Eppendorf | 347765Z | Obsługa cieczy o małych objętościach |
| mikropipeta (20 & mikro; L) | Eppendorf< | strong>H19385F< | strong>Obsługa cieczy o małych objętościach |
| mikroskop | Zeiss | 1601004545 | Pomoc w wizualizacji struktur do zabiegu chirurgicznego |
| Monitor wieloparametrowy | Dixtal | 101503775 | Rejestracja MAP |
| Wiertarka z napędem silnikowym | Midetronic | MCA0439 | Służy do wiercenia otworu wiertniczego kalibru 1 mm |
| Komora Neubauera | Kasvi | D15-BL | Liczba komórek |
| Laryngoskop dziecięcy | Oxygel | Y/N | Pomoc podczas intubacji tchawicy |
| Strzykawka (3 ml) | SR | 3330N4 | Nawodnienie i wykrwawienie podczas protokołu HS |
| Przetwornik ciśnienia | Edwards Życie od | P23XL | MAP |
| Metalowa rurka dotchawicza | 006316 | /12 | Sztywna kaniula do analizy za pomocą respiratora FlexiVent |
| Parownik izofluranu | Harvard Bioscience | 1,02,698 | System anestezjologiczny |
| Wentylator mechaniczny dla małych zwierząt (683) | Aparat Harvard | MA1 55-0000 | Wentylacja mechaniczna |
| Metodologia xMap | Millipore | RECYTMAG-65K-04 | Analiza markerów stanu zapalnego |
Bibliografia
- Paterno, F., et al. Clinical implications of donor warm and cold ischemia time in donor after circulatory death liver transplantation. Liver Transplantation. 25 (9), 1342-1352 (2019).
- Yusen, R. D., et al. The registry of the International Society for heart and lung transplantation: thirty-third adult lung and heart-lung transplant report-2016; focus theme: primary diagnostic indications for transplant. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1170-1184 (2016).
- Jung, H. Y., et al. Comparison of transplant outcomes for low-level and standard-level tacrolimus at different time points after kidney transplantation. Journal of Korean Medical Science. 34 (12), e103(2019).
- Cypel, M., et al. The International Society for heart and lung transplantation donation after circulatory death registry report. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 34 (10), 1278-1282 (2015).
- Drake, M., Bernard, A., Hessel, E. Brain death. Surgical Clinics of North America. 97 (6), 1255-1273 (2017).
- Nepomuceno, N. A., et al. Effect of hypertonic saline in the pretreatment of lung donors with hemorrhagic shock. Journal of Surgical Research. 225, 181-188 (2018).
- Menegat, L., et al. Evidence of bone marrow downregulation in brain-dead rats. International Journal of Experimental Pathology. (3), 158-165 (2017).
- Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. (5), 760-768 (2018).
- Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo perfusion prevents lung injury compared to extended cold preservation for transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (10), 2262-2269 (2009).
- Wauters, S., et al. Evaluating lung injury at increasing time intervals in a murine brain death model. Journal of Surgical Research. 183 (1), 419-426 (2013).
- Smith, M. Physiologic changes during brain stem death--lessons for management of the organ donor. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 23 (9), S217-S222 (2004).
- Belhaj, A., et al. Mechanical versus humoral determinants of brain death-induced lung injury. PLoS One. 12 (7), e0181899(2017).
- Kolkert, J. L., et al. The gradual onset brain death model: a relevant model to study organ donation and its consequences on the outcome after transplantation. Laboratory Animals. 41 (3), 363-371 (2007).
- Rocha-E-Silva, M. Cardiovascular effects of shock and trauma in experimental models: A review. Revista Brasileira de Cirurgia Cardiovascular. 31 (1), 45-51 (2016).
- Manara, A. R., Murphy, P. G., O'Callaghan, G. Donation after circulatory death. British Journal of Anaesthesia. 108, i108-i121 (2012).
- Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex-vivo preservation of donor hearts after circulatory death: a case series. The Lancet. 385 (9987), 2585-2591 (2015).
- Boucek, M. M., et al. Pediatric heart transplantation after declaration of cardiocirculatory death. The New England Journal of Medicine. 359 (7), 709-714 (2008).
- Kramer, A. H., Baht, R., Doig, C. J. Time trends in organ donation after neurologic determination of death: a cohort study. CMAJ Open. 5 (1), E19-E27 (2017).
- Reino, D. C., et al. Trauma hemorrhagic shock-induced lung injury involves a gut-lymph-induced TLR4 pathway in mice. PLoS One. 6 (8), e14829(2011).
- Pascual, J. L., et al. Hypertonic saline resuscitation of hemorrhagic shock diminishes neutrophil rolling and adherence to endothelium and reduces in vivo vascular leakage. Annals of Surgery. 236 (5), 634-642 (2002).
- Van Zanden, J. E., et al. Rat donor lung quality deteriorates more after fast than slow brain death induction. PLoS One. 15 (11), e0242827(2020).
- Shivalkar, B., et al. Variable effects of explosive or gradual increase of intracranial pressure on myocardial structure and function. Circulation. 87 (1), 230-239 (1993).
- López-Aguilar, J., et al. Massive brain injury enhances lung damage in an isolated lung model of ventilator-induced lung injury. Critical Care Medicine. 33 (5), 1077-1083 (2005).
- Catania, A., Lonati, C., Sordi, A., Gatti, S. Detrimental consequences of brain injury on peripheral cells. Brain, Behavior, and Immunity. 23 (7), 877-884 (2009).
- McKeating, E. G., Andrews, P. J., Mascia, L. Leukocyte adhesion molecule profiles and outcome after traumatic brain injury. Acta Neurochirurgica Supplement. 71, 200-202 (1998).
- Ott, L., McClain, C. J., Gillespie, M., Young, B. Cytokines and metabolic dysfunction after severe head injury. Journal of Neurotrauma. 11 (5), 447-472 (1994).
- Avlonitis, V. S., Wigfield, C. H., Kirby, J. A., Dark, J. H. The hemodynamic mechanisms of lung injury and systemic inflammatory response following brain death in the transplant donor. American Journal of Transplantation. 5 (4), 684-693 (2005).
- De Jesus Correia, C., et al. Hypertonic saline reduces cell infiltration into the lungs after brain death in rats. Pulmonary Pharmacology & Therapeutics. 61, 101901(2020).
- Kalsotra, A., Zhao, J., Anakk, S., Dash, P. K., Strobel, H. W. Brain trauma leads to enhanced lung inflammation and injury: evidence for role of P4504Fs in resolution. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 27 (5), 963-974 (2007).
- Simas, R., Zanoni, F. L., Silva, R., Moreira, L. F. P. Brain death effects on lung microvasculature in an experimental model of lung donor. Journal Brasileiro de Pneumologia. 46 (2), e20180299(2020).
- Moore, K. The physiological response to hemorrhagic shock. Journal of Emergency Nursing. 40 (6), 629-631 (2014).
- Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 50 (2), 57-70 (2013).
- Hillen, G. P., Gaisford, W. D., Jensen, C. G. Pulmonary changes in treated and untreated hemorrhagic shock. I. Early functional and ultrastructural alterations after moderate shock. The American Journal of Surgery. 122 (5), 639-649 (1971).
- Sprung, J., Mackenzie, C. F., Green, M. D., O'Dwyer, J., Barnas, G. M. Chest wall and lung mechanics during acute hemorrhage in anesthetized dogs. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 11 (5), 608-612 (1997).
- Liu, X., et al. Inhibition of BTK protects lungs from trauma-hemorrhagic shock-induced injury in rats. Molecular Medicine Reports. 16 (1), 192-200 (2017).
- Maeshima, K., et al. Prevention of hemorrhagic shock-induced lung injury by heme arginate treatment in rats. Biochemical Pharmacology. 69 (11), 1667-1680 (2005).
- Gao, J., et al. Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection. The Journal of Trauma. 67 (6), 1213-1219 (2009).
- Wohlauer, M., et al. Nebulized hypertonic saline attenuates acute lung injury following trauma and hemorrhagic shock via inhibition of matrix metalloproteinase-13. Critical Care Medicine. 40 (9), 2647-2653 (2012).
- Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
- Snell, G. I., Levvey, B. J., Levin, K., Paraskeva, M., Westall, G. Donation after brain death versus donation after circulatory death: lung donor management issues. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 39 (2), 138-147 (2018).
- Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. 102 (5), 760-768 (2018).
- Yamamoto, S., et al. Activations of mitogen-activated protein kinases and regulation of their downstream molecules after rat lung transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 43 (10), 3628-3633 (2011).
- Kang, C. H., et al. Transcriptional signatures in donor lungs from donation after cardiac death vs after brain death: a functional pathway analysis. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 30 (3), 289-298 (2011).
Przedruki i uprawnienia
