Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie eksperymentalnych modeli dawstwa narządów do przeszczepu płuc

2.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62975

⸱

15 marca 2024

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Laboratório de Pesquisa em Cirurgia Torácica, Departamento de Cardiopneumologia, Instituto do Coracao, Faculdade de Medicina HCFMUSP, Universidade de São Paulo

W tym artykule

Podsumowanie

Obecne badanie pokazuje ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym). Porównuje procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami.

Streszczenie

Modele eksperymentalne są ważnymi narzędziami do zrozumienia zjawisk etiologicznych związanych z różnymi zdarzeniami patofizjologicznymi. W tym kontekście wykorzystuje się różne modele zwierzęce do badania elementów wyzwalających patofizjologię pierwotnej dysfunkcji przeszczepu po przeszczepie w celu oceny potencjalnych metod leczenia. Obecnie eksperymentalne modele dawstwa możemy podzielić na dwie duże grupy: dawstwo po śmierci mózgu i dawstwo po zatrzymaniu krążenia. Ponadto przy rozważaniu zwierzęcych modeli dawstwa narządów należy wziąć pod uwagę szkodliwe skutki związane ze wstrząsem krwotocznym. W tym miejscu opisujemy ustanowienie trzech różnych modeli dawstwa płuc (dawstwo po śmierci mózgu, dawstwo po śmierci krążeniowej i dawstwo po wstrząsie krwotocznym) i porównamy procesy zapalne i zaburzenia patologiczne związane z tymi zdarzeniami. Celem jest dostarczenie społeczności naukowej wiarygodnych modeli zwierzęcych dawstwa płuc do badania związanych z tym mechanizmów patologicznych i poszukiwania nowych celów terapeutycznych w celu optymalizacji liczby żywotnych przeszczepów do przeszczepu.

Wprowadzenie

Znaczenie kliniczne
Przeszczep narządów jest ugruntowaną opcją terapeutyczną w przypadku kilku poważnych patologii. W ostatnich latach osiągnięto wiele postępów w klinicznych i eksperymentalnych dziedzinach transplantacji narządów, takich jak większa wiedza na temat patofizjologii pierwotnej dysfunkcji przeszczepu (PGD) oraz postępy w dziedzinie intensywnej terapii, immunologii i farmakologii1,2,3. Pomimo osiągnięć i poprawy jakości związanych z nimi procedur chirurgicznych i farmakologicznych, jednym z głównych wyzwań pozostaje zależność między liczbą dostępnych narządów a liczbą biorców na liście oczekujących2,4. W związku z tym w literaturze naukowej zaproponowano modele zwierzęce do badania terapii, które można zastosować u dawców narządów w celu leczenia i/lub zachowania narządów do czasu przeszczepu5,6,7,8.

Naśladując różne zdarzenia obserwowane w praktyce klinicznej, modele zwierzęce pozwalają na badanie związanych z nimi mechanizmów patologicznych i ich odpowiednich podejść terapeutycznych. Eksperymentalna indukcja tych zdarzeń, w większości odosobnionych przypadków, wygenerowała eksperymentalne modele dawstwa narządów i tkanek, które są szeroko badane w literaturze naukowej na temat transplantacji narządów6,7,8,9. W badaniach tych stosuje się różne strategie metodologiczne, takie jak te wywołujące śmierć mózgu (ChAD), wstrząs krwotoczny (HS) i śmierć krążeniową (CD), ponieważ zdarzenia te są związane z różnymi szkodliwymi procesami, które zagrażają funkcjonalności dawczych narządów i tkanek.

Śmierć mózgu (BD)
ChAD wiąże się z serią zdarzeń, które prowadzą do postępującego pogarszania się różnych układów. Zwykle występuje, gdy ostry lub stopniowy wzrost ciśnienia śródczaszkowego (ICP) następuje z powodu urazu mózgu lub krwotoku. Ten wzrost ICP sprzyja wzrostowi ciśnienia krwi w próbie utrzymania stabilnego przepływu krwi w mózgu w procesie znanym jako odruch Cushinga10,11. Te ostre zmiany mogą prowadzić do dysfunkcji układu krążenia, endokrynologicznego i neurologicznego, które wpływają na ilość i jakość oddawanych narządów, a także wpływają na zachorowalność i śmiertelność po przeszczepie10,11,12,13.

Wstrząs krwotoczny (HS)
HS z kolei jest często kojarzona z dawcami narządów, ponieważ większość z nich to ofiary urazów ze znaczną utratą objętości krwi. Niektóre narządy, takie jak płuca i serce, są szczególnie podatne na HS z powodu hipowolemii i wynikającej z niej hipoperfuzji tkankowej14. HS indukuje uszkodzenie płuc poprzez zwiększoną przepuszczalność naczyń włosowatych, obrzęk i infiltrację komórek zapalnych, mechanizmy, które razem zaburzają wymianę gazową i prowadzą do postępującego pogarszania się stanu narządów, co w konsekwencji wykoleja proces dawstwa6,14.

Śmierć krążeniowa (CD)
Stosowanie dawstwa po CD rośnie wykładniczo w głównych ośrodkach światowych, przyczyniając się w ten sposób do wzrostu liczby pobieranych narządów. Narządy pobrane od dawców po CD są podatne na skutki ciepłego niedokrwienia, które występuje po okresie niskiego (faza agoniczna) lub braku dopływu krwi (faza skurczowa)8,15. Hipoperfuzja lub brak przepływu krwi doprowadzi do niedotlenienia tkanek związanego z nagłą utratą ATP i nagromadzeniem toksyn metabolicznych w tkankach15. Pomimo obecnego zastosowania tych narządów do przeszczepów w praktyce klinicznej, nadal istnieje wiele wątpliwości co do wpływu stosowania tych narządów na jakość przeszczepu po przeszczepie i na przeżywalność pacjenta15. W związku z tym rośnie również wykorzystanie modeli eksperymentalnych w celu lepszego zrozumienia czynników etiologicznych związanych z CD8,15,16,17.

Modele eksperymentalne
Istnieją różne eksperymentalne modele dawstwa narządów (BD, HS i CD). Jednak badania często koncentrują się tylko na jednej strategii na raz. Istnieje zauważalna luka w badaniach, które łączą lub porównują dwie lub więcej strategii. Modele te są bardzo przydatne w opracowywaniu terapii, które mają na celu zwiększenie liczby donacji, a w konsekwencji zmniejszenie listy oczekujących potencjalnych biorców. Gatunki zwierząt wykorzystywane do tego celu różnią się w zależności od badania, przy czym modele świń są częściej wybierane, gdy celem jest bardziej bezpośrednie przełożenie na ludzką morfologię morfologii i mniejsza trudność techniczna w procedurze chirurgicznej ze względu na wielkość zwierzęcia. Pomimo korzyści, z modelem świń wiążą się trudności logistyczne i wysokie koszty. Z drugiej strony niski koszt i możliwość manipulacji biologicznej sprzyjają wykorzystaniu modeli gryzoni, co pozwala badaczowi zacząć od wiarygodnego modelu do rozmnażania i leczenia zmian chorobowych, a także zintegrować wiedzę zdobytą w dziedzinie transplantacji narządów.

Tutaj prezentujemy model śmierci mózgu, śmierci krążeniowej i dawstwa wstrząsu krwotocznego u gryzoni. Opisujemy procesy zapalne i stany patologiczne związane z każdym z tych modeli.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Doświadczenia na zwierzętach były zgodne z zasadami Komisji Etyki ds. Wykorzystania i Opieki nad Zwierzętami Doświadczalnymi Wydziału Medycyny Uniwersytetu w São Paulo (numer protokołu 112/16).

1. Grupowanie zwierząt

  1. Losowo przydziel dwanaście samców szczurów Sprague Dawley (250-300 g) do jednej z trzech grup eksperymentalnych (n=4), aby przeanalizować i porównać efekty związane z modelami zwierzęcymi.
  2. Przydziel zwierzęta do grupy wstrząsu krwotocznego (HS, n=4): zwierzęta poddane cewnikowaniu naczyniowemu z indukcją wstrząsu krwotocznego + utrzymaniem stanu przez 360 min + pobraniem bloku sercowo-płucnego + przygotowaniem próbek do analizy.
  3. Przydziel zwierzęta do grupy śmierci mózgowej (BD, n=4): zwierzęta poddane śmierci mózgowej + utrzymaniu stanu przez 360 min + pobraniu bloku sercowo-płucnego + przygotowaniem próbek do analizy.
  4. Przydziel zwierzęta do grupy śmierci krążeniowej (CD, n=4): zwierzęta poddane cewnikowaniu naczyniowemu + indukcji śmierci krążeniowej + zaprzestaniu wentylacji + niedokrwieniu w temperaturze pokojowej przez 180 min + przygotowaniem próbek do analizy.

2. Znieczulenie i przygotowanie przedoperacyjne

  1. Umieść szczura w zamkniętej komorze z 5% izofluranu na 1 - 4 min. Potwierdź prawidłowe znieczulenie, sprawdzając odruch uciskania palców. W przypadku braku reakcji odruchowych (brak cofania łapy), wykonaj intubację orotrachealną (kaniula angioksyczna 14-G) przy użyciu laryngoskopu pediatrycznego.
  2. Przy wcześniej ustawionym respiratorze mechanicznym (FiO2 100%, objętość oddechowa 10 mL/kg, 90 cykli/min oraz PEEP 3,0 cmH2O), podłącz cewnik tchawiczy do respiratora i dostosuj stężenie środka znieczulającego do 2%.
    UWAGA: Wszystkie procedury związane z modelami zwierzęcymi były przeprowadzane zgodnie z tym samym protokołem znieczulania opisanym w tej sekcji.
  3. Usuń sierść z obszarów zainteresowania (głowa, szyja, klatka piersiowa i brzuch). Następnie, za pomocą gazy, zdezynfekuj pole operacyjne oraz ogon zwierzęcia. Dezynfekcję wykonuje się w trzech naprzemiennych cyklach, stosując alkoholowy roztwór diglukonianu chlorheksydyny.
  4. Odetnij końcówkę ogona zwierzęcia, przyłóż kciuk i palec wskazujący do nasady ogona, a następnie dociśnij i przesuń je w stronę końca ogona. Pobierz próbkę krwi obwodowej (20 µL) z ogona w celu oznaczenia całkowitej liczby leukocytów8.
    UWAGA: Procedurę tę należy wykonać przed rozpoczęciem tracheostomii oraz niezwłocznie po zakończeniu każdego protokołu (BD oraz HS – po 360 min).
  5. Użyj pipety precyzyjnej, aby rozcieńczyć pobraną krew w 380 µL (1:20) roztworu Turka (lodowaty kwas octowy 99%). Po rozcieńczeniu nanieś próbkę krwi do komory Neubauera i umieść ją pod mikroskopem (40x). Wykonaj pomiar całkowitej liczby leukocytów w czterech bocznych kwadratach komory.

3. Tracheotomia

  1. Za pomocą odpowiednich nożyczek i pęsety przeprowadź podłużne rozcięcie tchawicy szyjnej, zaczynając od środkowej jednej trzeciej szyi aż do wcięcia nadmostkowego (Równowaga statyczna; symbol równania; Σ z linią; edukacyjny koncept fizyczny; słowa kluczowe do schematu.(cięcie o długości 1,5 cm). Po nacięciu skóry i tkanki podskórnej rozdziel mięśnie szyi, aż do odsłonięcia tchawicy.
  2. Umieść jedną ligaturę z jedwabiu 2-0 pod tchawicą.
  3. Za pomocą mikronozyżyć wykonaj tracheostomię w górnej jednej trzeciej tchawicy, aby zapewnić równomierną wentylację. Przetnij tchawicę poziomo pomiędzy dwiema obrączkami chrzęstnymi, tak aby dopasować ją do średnicy metalnej kaniuli (3,5 cm).
  4. Wprowadzić rurkę wentylacyjną i przymocować ją za pomocą przygotowanych podwiązań.
  5. Podłącz rurkę wentylacyjną do systemu wentylacji dla małych zwierząt.
  6. Wentyluj szczura, stosując objętość oddechową 10 ml/kg, częstość 70 cykli/min oraz PEEP na poziomie 3 cmH2O.2O.

4. Kanulacja tętnicy i żyły udowej

  1. Odsłoń trójkąt udowy poprzez niewielkie nacięcie (Równowaga statyczna; symbol równania; Σ z linią; edukacyjny koncept fizyki; słowa kluczowe diagramu.1.5 cm) w okolicy pachwinowej. Zidentyfikuj i wyizoluj naczynia udowe. W tej procedurze użyj stereomikroskopu (powiększenie 3.2x).
  2. Załóż dwie jedwabne ligatury 4-0 pod naczyniami krwionośnymi (żyłą lub tętnicą), jedną dystalnie, a drugą proksymalnie. Zaciśnij ligaturę najbardziej dystalną, następnie zawiąż przygotowany wcześniej węzeł na ligaturze proksymalnej i pociągnij.
  3. Wprowadź cewnik poprzez niewielkie, wcześniej wykonane nacięcie w naczyniach. Unieruchom kaniulę, aby uniknąć jej przemieszczenia.
    UWAGA: Cewniki wykonaj z 20 cm neonatalnego przedłużacza, zgrziewając go z obwodowym cewnikiem dożylnym odpowiednim do kalibru sieci żylnej zwierzęcia, aby zapobiec cofaniu się treści krwi. Nasmaruj kaniulę heparyną, aby uniknąć tworzenia się zakrzepów i powikłań podczas pomiaru średniego ciśnienia tętniczego (MAP).
  4. Podłącz cewnik tętniczy do przetwornika ciśnienia i systemu monitorowania parametrów życiowych w celu rejestracji średniego ciśnienia tętniczego (MAP). Przetwornik powinien znajdować się na poziomie serca zwierzęcia. Rejestruj MAP w odstępach 10-minutowych.
  5. Wprowadź cewnik strzykawkowy (3 mL) do żyły, z przeznaczeniem do nawadniania i eksanguinacji w razie potrzeby.

5. Indukcja wstrząsu krwotocznego

  1. Poprzez dostęp żylny i za pomocą zheparynowanej strzykawki pobierać niewielkie objętości krwi, aż do osiągnięcia wartości MAP wynoszących Równowaga statyczna; symbol równania; Σ z linią; edukacyjny koncept fizyczny; słowa kluczowe diagramu.50 mmHg, wywołując w ten sposób wstrząs krwotoczny.
    UWAGA: Pobierać 2 mL krwi co 10 min w pierwszej godzinie eksperymentu oraz co 30 min w kolejnych godzinach.
  2. Utrzymywać ciśnienie na stabilnym poziomie około 50 mmHg przez okres 360 min. W tym celu należy odpowiednio pobierać lub dodawać porcje krwi, jeśli ciśnienie wzrośnie lub spadnie.
  3. Umieścić w pobliżu źródło ciepła, aby zapobiec hipotermii.
    UWAGA: W tym przypadku zastosowano lampę grzewczą.
  4. Na koniec protokołu pobrać blok płucny przy całkowitej pojemności płuc (TLC), a następnie zamrozić go błyskawicznie w ciekłym azocie lub umieścić w roztworze utrwalającym do dalszych badań.
    UWAGA: Przy użyciu wentylatora dla małych zwierząt można monitorować parametry wentylacyjne w trakcie trwania protokołu. W niniejszym badaniu parametry te oceniano bezpośrednio przed indukcją HS (Baseline) oraz 360 min później (Final).

6. Indukcja śmierci krążeniowej

  1. W celu wywołania śmierci krążeniowej podaj 150 mg/kg tiopentalu sodu przez linię żylną. Następnie wyłącz system wentylacji.
  2. Obserwuj progresywny spadek MAP, aż osiągnie on wartość 0 mmHg. Moment ten uznaj za początek okresu ciepłego niedokrwienia i rozpocznij odliczanie czasu. Zwierzę powinno pozostać w temperaturze pokojowej (około 22 °C) przez 180 min.
  3. Na koniec protokołu podłącz płuca ponownie do respiratora i pobierz blok płucny przy TLC. Próbkę zamroź gwałtownie w ciekłym azocie lub umieść w roztworze utrwalającym w celu dalszych badań.

7. Indukcja śmierci mózgu

  1. Umieść szczura w pozycji brzusznej.
  2. Usuń skórę z czaszki za pomocą nożyczek chirurgicznych. Wywierć otwór o średnicy 1 mm w odległości 2,80 mm przed i 10,0 mm brzusznie od bregmy oraz 1,5 mm bocznie od szwu strzałkowego.
  3. Wprowadź cały cewnik balonowy do jamy czaszki, upewniając się, że balon jest uprzednio wypełniony solą fizjologiczną (500 µL).
  4. Za pomocą strzykawki szybko napompuj balon cewnika.
  5. Potwierdź śmierć mózgową, obserwując gwałtowny wzrost MAP (odruch Cushinga), brak odruchów, obustronne rozszerzenie źrenic oraz bezdech. Po potwierdzeniu przerwij anestezję i utrzymuj zwierzę na wentylacji mechanicznej przez 360 min.
  6. Umieść w pobliżu źródło ciepła, aby zapobiec hipotermii.
  7. Na koniec protokołu pobierz blok płucny przy TLC do dalszej analizy, a następnie zamroź go gwałtownie w ciekłym azocie lub umieść w roztworze utrwalającym do dalszych badań.
    UWAGA: Przy użyciu respiratora dla małych zwierząt podczas protokołu można monitorować parametry wentylacyjne. W niniejszym badaniu oceniano te parametry bezpośrednio przed indukcją BD (Baseline) oraz po 360 minutach (Final).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Średnie ciśnienie tętnicze (MAP)
Aby określić następstwa hemodynamiczne BD i HS, MAP oceniano przez 360 min trwania protokołu. Pomiar wyjściowy wykonano po usunięciu skóry i wywierceniu otworu w czaszce, a przed pobraniem próbki krwi odpowiednio u zwierząt poddanych BD lub HS. Przed indukcją BD i HS wyjściowe wartości MAP w obu grupach były podobne (BD: 110.5 ± 6.1 vs. HS: 105.8 ± 2.3 mmHg; p=0.5; dwuczynnikowa ANOVA). Po insuflacji cewnika w grupie BD nastąpił gwałtowny wzrost ciśnienia tętniczego (...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W ostatnich latach rosnąca liczba diagnoz śmierci mózgu doprowadziła do tego, że stała się ona największym dostawcą narządów i tkanek przeznaczonych do przeszczepów. Wzrostowi temu towarzyszy jednak niesamowity wzrost liczby dawców po śmierci krążeniowej. Pomimo swojej wieloczynnikowej natury, większość mechanizmów wyzwalających przyczyny zgonu rozpoczyna się po urazie lub towarzyszy mu z rozległą utratą zawartości krwi 4,18.

W tym kon...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Pragniemy potwierdzić, że nie ma żadnych znanych konfliktów interesów związanych z tą publikacją i że nie było znaczącego wsparcia finansowego dla tej pracy, które mogłoby wpłynąć na jej wynik.

Podziękowania

Dziękujemy FAPESP (Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo) za udzielenie wsparcia finansowego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AngiocathDB38186714Intubacja ustno-tchawicza
2.0-silkBrasutureAA553Mocowanie rurki tchawicy
Angiocath DB o rozmiarze 2438181214Dostęp tętniczy i żylny
4.0-jedwabnyBrasutureAA551Mocowanie kaniul tętniczych i żylnych
Alkoholowy roztwór diglukonianu chlorheksydyny (2%).Vic PharmaaseptycznejY/N
OsterY/N<strong>Clipping device
Precision balanceShimadzuD314800051Analiza stosunku masy mokrej do suchej
Barbituran (tiopental)Crist&aaacute; lia18080003Indukcja DC
Cewnik balonowy (Fogarty-4F)Edwards Życie od120804Indukcja BD
Przedłużacz noworodkaEmbramed497267Stosowany jako cewniki za pomocą angiocath 24 G
FlexiVentScireq1142254Analiza parametrów wentylacyjnych
HeparynaBlau Farmaceutica SA7000982-06Antykoagulant
IsofluraneCrist&aaostry; lia10,29,80,130Znieczulenie wziewne
Mikropipeta (1000 µ L)Eppendorf347765ZObsługa cieczy o małych objętościach
mikropipeta (20 & mikro; L)Eppendorf<strong>H19385F<strong>Obsługa cieczy o małych objętościach
mikroskopZeiss1601004545Pomoc w wizualizacji struktur do zabiegu chirurgicznego
Monitor wieloparametrowyDixtal101503775Rejestracja MAP
Wiertarka z napędem silnikowymMidetronicMCA0439Służy do wiercenia otworu wiertniczego kalibru 1 mm
Komora NeubaueraKasviD15-BLLiczba komórek
Laryngoskop dziecięcyOxygelY/NPomoc podczas intubacji tchawicy
Strzykawka (3 ml)SR3330N4Nawodnienie i wykrwawienie podczas protokołu HS
Przetwornik ciśnieniaEdwards Życie odP23XLMAP
Metalowa rurka dotchawicza006316/12Sztywna kaniula do analizy za pomocą respiratora FlexiVent
Parownik izofluranuHarvard Bioscience1,02,698System anestezjologiczny
Wentylator mechaniczny dla małych zwierząt (683)Aparat HarvardMA1 55-0000Wentylacja mechaniczna
Metodologia xMapMilliporeRECYTMAG-65K-04Analiza markerów stanu zapalnego
14 G Aparat do trichotomii rejestracji

Bibliografia

  1. Paterno, F., et al. Clinical implications of donor warm and cold ischemia time in donor after circulatory death liver transplantation. Liver Transplantation. 25 (9), 1342-1352 (2019).
  2. Yusen, R. D., et al. The registry of the International Society for heart and lung transplantation: thirty-third adult lung and heart-lung transplant report-2016; focus theme: primary diagnostic indications for transplant. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 35 (10), 1170-1184 (2016).
  3. Jung, H. Y., et al. Comparison of transplant outcomes for low-level and standard-level tacrolimus at different time points after kidney transplantation. Journal of Korean Medical Science. 34 (12), e103(2019).
  4. Cypel, M., et al. The International Society for heart and lung transplantation donation after circulatory death registry report. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 34 (10), 1278-1282 (2015).
  5. Drake, M., Bernard, A., Hessel, E. Brain death. Surgical Clinics of North America. 97 (6), 1255-1273 (2017).
  6. Nepomuceno, N. A., et al. Effect of hypertonic saline in the pretreatment of lung donors with hemorrhagic shock. Journal of Surgical Research. 225, 181-188 (2018).
  7. Menegat, L., et al. Evidence of bone marrow downregulation in brain-dead rats. International Journal of Experimental Pathology. (3), 158-165 (2017).
  8. Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. (5), 760-768 (2018).
  9. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo perfusion prevents lung injury compared to extended cold preservation for transplantation. American Journal of Transplantation. 9 (10), 2262-2269 (2009).
  10. Wauters, S., et al. Evaluating lung injury at increasing time intervals in a murine brain death model. Journal of Surgical Research. 183 (1), 419-426 (2013).
  11. Smith, M. Physiologic changes during brain stem death--lessons for management of the organ donor. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 23 (9), S217-S222 (2004).
  12. Belhaj, A., et al. Mechanical versus humoral determinants of brain death-induced lung injury. PLoS One. 12 (7), e0181899(2017).
  13. Kolkert, J. L., et al. The gradual onset brain death model: a relevant model to study organ donation and its consequences on the outcome after transplantation. Laboratory Animals. 41 (3), 363-371 (2007).
  14. Rocha-E-Silva, M. Cardiovascular effects of shock and trauma in experimental models: A review. Revista Brasileira de Cirurgia Cardiovascular. 31 (1), 45-51 (2016).
  15. Manara, A. R., Murphy, P. G., O'Callaghan, G. Donation after circulatory death. British Journal of Anaesthesia. 108, i108-i121 (2012).
  16. Dhital, K. K., et al. Adult heart transplantation with distant procurement and ex-vivo preservation of donor hearts after circulatory death: a case series. The Lancet. 385 (9987), 2585-2591 (2015).
  17. Boucek, M. M., et al. Pediatric heart transplantation after declaration of cardiocirculatory death. The New England Journal of Medicine. 359 (7), 709-714 (2008).
  18. Kramer, A. H., Baht, R., Doig, C. J. Time trends in organ donation after neurologic determination of death: a cohort study. CMAJ Open. 5 (1), E19-E27 (2017).
  19. Reino, D. C., et al. Trauma hemorrhagic shock-induced lung injury involves a gut-lymph-induced TLR4 pathway in mice. PLoS One. 6 (8), e14829(2011).
  20. Pascual, J. L., et al. Hypertonic saline resuscitation of hemorrhagic shock diminishes neutrophil rolling and adherence to endothelium and reduces in vivo vascular leakage. Annals of Surgery. 236 (5), 634-642 (2002).
  21. Van Zanden, J. E., et al. Rat donor lung quality deteriorates more after fast than slow brain death induction. PLoS One. 15 (11), e0242827(2020).
  22. Shivalkar, B., et al. Variable effects of explosive or gradual increase of intracranial pressure on myocardial structure and function. Circulation. 87 (1), 230-239 (1993).
  23. López-Aguilar, J., et al. Massive brain injury enhances lung damage in an isolated lung model of ventilator-induced lung injury. Critical Care Medicine. 33 (5), 1077-1083 (2005).
  24. Catania, A., Lonati, C., Sordi, A., Gatti, S. Detrimental consequences of brain injury on peripheral cells. Brain, Behavior, and Immunity. 23 (7), 877-884 (2009).
  25. McKeating, E. G., Andrews, P. J., Mascia, L. Leukocyte adhesion molecule profiles and outcome after traumatic brain injury. Acta Neurochirurgica Supplement. 71, 200-202 (1998).
  26. Ott, L., McClain, C. J., Gillespie, M., Young, B. Cytokines and metabolic dysfunction after severe head injury. Journal of Neurotrauma. 11 (5), 447-472 (1994).
  27. Avlonitis, V. S., Wigfield, C. H., Kirby, J. A., Dark, J. H. The hemodynamic mechanisms of lung injury and systemic inflammatory response following brain death in the transplant donor. American Journal of Transplantation. 5 (4), 684-693 (2005).
  28. De Jesus Correia, C., et al. Hypertonic saline reduces cell infiltration into the lungs after brain death in rats. Pulmonary Pharmacology & Therapeutics. 61, 101901(2020).
  29. Kalsotra, A., Zhao, J., Anakk, S., Dash, P. K., Strobel, H. W. Brain trauma leads to enhanced lung inflammation and injury: evidence for role of P4504Fs in resolution. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 27 (5), 963-974 (2007).
  30. Simas, R., Zanoni, F. L., Silva, R., Moreira, L. F. P. Brain death effects on lung microvasculature in an experimental model of lung donor. Journal Brasileiro de Pneumologia. 46 (2), e20180299(2020).
  31. Moore, K. The physiological response to hemorrhagic shock. Journal of Emergency Nursing. 40 (6), 629-631 (2014).
  32. Fülöp, A., Turóczi, Z., Garbaisz, D., Harsányi, L., Szijártó, A. Experimental models of hemorrhagic shock: a review. European Surgical Research. 50 (2), 57-70 (2013).
  33. Hillen, G. P., Gaisford, W. D., Jensen, C. G. Pulmonary changes in treated and untreated hemorrhagic shock. I. Early functional and ultrastructural alterations after moderate shock. The American Journal of Surgery. 122 (5), 639-649 (1971).
  34. Sprung, J., Mackenzie, C. F., Green, M. D., O'Dwyer, J., Barnas, G. M. Chest wall and lung mechanics during acute hemorrhage in anesthetized dogs. Journal of Cardiothoracic and Vascular Anesthesia. 11 (5), 608-612 (1997).
  35. Liu, X., et al. Inhibition of BTK protects lungs from trauma-hemorrhagic shock-induced injury in rats. Molecular Medicine Reports. 16 (1), 192-200 (2017).
  36. Maeshima, K., et al. Prevention of hemorrhagic shock-induced lung injury by heme arginate treatment in rats. Biochemical Pharmacology. 69 (11), 1667-1680 (2005).
  37. Gao, J., et al. Effects of different resuscitation fluids on acute lung injury in a rat model of uncontrolled hemorrhagic shock and infection. The Journal of Trauma. 67 (6), 1213-1219 (2009).
  38. Wohlauer, M., et al. Nebulized hypertonic saline attenuates acute lung injury following trauma and hemorrhagic shock via inhibition of matrix metalloproteinase-13. Critical Care Medicine. 40 (9), 2647-2653 (2012).
  39. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  40. Snell, G. I., Levvey, B. J., Levin, K., Paraskeva, M., Westall, G. Donation after brain death versus donation after circulatory death: lung donor management issues. Seminars in Respiratory and Critical Care Medicine. 39 (2), 138-147 (2018).
  41. Iskender, I., et al. Effects of warm versus cold ischemic donor lung preservation on the underlying mechanisms of injuries during ischemia and reperfusion. Transplantation. 102 (5), 760-768 (2018).
  42. Yamamoto, S., et al. Activations of mitogen-activated protein kinases and regulation of their downstream molecules after rat lung transplantation from donors after cardiac death. Transplantation Proceedings. 43 (10), 3628-3633 (2011).
  43. Kang, C. H., et al. Transcriptional signatures in donor lungs from donation after cardiac death vs after brain death: a functional pathway analysis. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 30 (3), 289-298 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Donacja po śmierci mózgudonacja po śmierci krążeniowejmodel wstrząsu krwotocznegomodele zwierzęcedysfunkcja przeszczepuprocesy zapalnewentylacja mechanicznapobranie bloku płucnego
Badanie eksperymentalnych modeli dawstwa narządów do przeszczepu płuc
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.