Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Normothermiczna wentylacja podciśnieniowa ex situ Perfuzja płuc: ocena czynności płuc i metabolizmu

2.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/62982

⸱

14 lutego 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiac Surgery, Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 2Mazankowski Alberta Heart Institute, 3Faculty of Medicine and Dentistry, University of Alberta, 4Department of Surgery, Faculty of Medicine, University of Alberta, 5Ray Rajotte Surgical-Medical Research Institute (SMRI), University of Alberta, 6Alberta Transplant Institute, 7Canadian Donation and Transplantation Research Program

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje model wentylacji podciśnieniowej ex situ u świń, w tym zaopatrzenie, mocowanie i zarządzanie na platformie stworzonej na zamówienie. Nacisk kładziony jest na techniki anestezjologiczne i chirurgiczne, a także rozwiązywanie problemów.

Streszczenie

Transplantacja płuc (LTx) pozostaje standardem opieki nad pacjentami w końcowym stadium choroby płuc. Niedobór odpowiednich narządów od dawców oraz obawy o jakość narządów od dawców, pogłębiane przez nadmierną odległość transportu geograficznego i rygorystyczne kryteria akceptacji narządów od dawców, stanowią ograniczenie dla obecnych wysiłków na rzecz LTx. Perfuzja płuc ex situ (ESLP) to innowacyjna technologia, która okazała się obiecująca w łagodzeniu tych ograniczeń. Fizjologiczna wentylacja i perfuzja płuc poza środowiskiem zapalnym ciała dawcy daje ESLP kilka zalet w porównaniu z tradycyjną zimną ochroną statyczną (CSP). Istnieją dowody na to, że wentylacja podciśnieniowa (NPV) ESLP jest lepsza od wentylacji nadciśnieniowej (PPV) ESLP, przy czym PPV indukuje bardziej znaczące uszkodzenie płuc wywołane respiratorem, produkcję cytokin prozapalnych, obrzęk płuc i tworzenie pęcherzy. Przewaga NPV wynika być może z jednorodnego rozkładu ciśnienia w klatce piersiowej na całej powierzchni płuc. Bezpieczeństwo kliniczne i wykonalność niestandardowego urządzenia NPV-ESLP zostały wykazane w niedawnym badaniu klinicznym z udziałem dawcy kryteriów przedłużacza (ECD) ludzkich płuc. W niniejszym artykule opisano użycie tego niestandardowego urządzenia w normotermicznym NPV-ESLP na młodocianych świniach w ciągu 12 godzin, zwracając szczególną uwagę na techniki zarządzania. Określono przygotowanie przedoperacyjne, w tym inicjalizację oprogramowania ESLP, zalewanie i odpowietrzanie obwodu ESLP oraz dodawanie środków przeciwzakrzepowych, przeciwbakteryjnych i przeciwzapalnych. Opisano śródoperacyjne techniki wprowadzania linii centralnej, biopsji płuc, wykrwawiania, pobierania krwi, kardiektomii i pneumonektomii. Ponadto szczególny nacisk położono na względy znieczulające, z nakreśleniem indukcji znieczulenia, konserwacji i modyfikacji dynamicznych. Protokół określa również inicjalizację, konserwację i zakończenie perfuzji i wentylacji urządzenia niestandardowego. Dokładnie opisano techniki dynamicznego zarządzania narządami, w tym zmiany w wentylacji i parametrach metabolicznych w celu optymalizacji funkcji narządów. Na koniec scharakteryzowano fizjologiczną i metaboliczną ocenę czynności płuc i przedstawiono ją w reprezentatywnych wynikach.

Wprowadzenie

Transplantacja płuc (LTx) pozostaje standardem opieki nad końcowym stadium choroby płuc1; jednak LTx ma znaczące ograniczenia, w tym niewystarczające wykorzystanie narządów od dawców2 i śmiertelność na liście oczekujących wynoszącą 40%3, która jest wyższa niż jakikolwiek inny przeszczep narządów stałych4,5. Wskaźniki wykorzystania narządów przez dawców są niskie (20-30%) ze względu na problemy z jakością narządów. Nadmierna odległość transportu geograficznego w połączeniu z rygorystycznymi kryteriami akceptacji narządów od dawców pogłębia te obawy dotyczące jakości. LTx pozostaje również w tyle za innymi przeszczepami narządów litych pod względem długoterminowych wyników przeszczepów i pacjentów2. Pierwotna dysfunkcja przeszczepu (PGD), najczęściej spowodowana niedokrwiennym uszkodzeniem reperfuzyjnym (IRI), stanowi główną przyczynę 30-dniowej śmiertelności i zachorowalności po LTx i zwiększa ryzyko przewlekłej dysfunkcji przeszczepu6,7. Wysiłki na rzecz zmniejszenia IRI i wydłużenia bezpiecznego czasu transportu mają zasadnicze znaczenie dla poprawy wyników leczenia pacjentów.

Perfuzja płuc ex situ (ESLP) to innowacyjna technologia, która okazała się obiecująca w łagodzeniu tych ograniczeń. ESLP ułatwia zachowanie, ocenę i regenerację płuc dawcy przed przeszczepieniem. Wykazano zadowalające krótko- i długoterminowe wyniki po przeszczepieniu płuc dawcy o rozszerzonych kryteriach (ECD), przyczyniając się do wzrostu liczby płuc odpowiednich dawców dla LTx, przy czym wskaźniki wykorzystania narządów wzrosły o 20% w niektórych ośrodkach8,9,10. W porównaniu z obecnym standardem klinicznym dla LTx, zimnej konserwacji statycznej (CSP), ESLP oferuje kilka zalet: czas przechowywania narządu nie jest ograniczony do 6 godzin, ocena funkcji narządu jest możliwa przed implantacją, a dzięki ciągłej perfuzji narządów można wprowadzać modyfikacje do perfuzatu, który optymalizuje funkcję narządu11.

Zdecydowana większość obecnych urządzeń ESLP przeznaczonych do użytku przez ludzi wykorzystuje wentylację nadciśnieniową (PPV); jednak najnowsza literatura wykazała, że ta strategia wentylacji jest gorsza od wentylacji podciśnieniowej (NPV) ESLP, przy czym PPV powoduje bardziej znaczące uszkodzenie płuc wywołane respiratorem12,13,14,15. Zarówno w płucach ludzkich, jak i świńskich, NPV-ESLP wykazuje lepszą funkcję narządów w porównaniu z dodatnim ciśnieniem ex situ perfuzji płuc (PPV-ESLP) w różnych domenach fizjologicznych, w tym w produkcji cytokin prozapalnych, obrzęku płuc i tworzeniu pęcherzy15. Jednorodny rozkład ciśnienia w klatce piersiowej na całej powierzchni płuc w NPV-ESLP został zasugerowany jako istotny czynnik leżący u podstaw tej przewagi15,16. Oprócz korzyści przedklinicznych, bezpieczeństwo kliniczne i wykonalność NPV-ESLP zostały wykazane w niedawnym badaniu klinicznym17. Wykorzystując nowatorskie urządzenie NPV-ESLP, udało się zakonserwować, ocenić, a następnie przeszczepić dwanaście ludzkich płuc od dawców o rozszerzonych kryteriach, zapewniając 100% przeżycie wynoszące 30 dni i 1 rok.

Celem niniejszego manuskryptu jest zademonstrowanie działającego protokołu urządzenia NPV-ESLP naszego laboratorium z wykorzystaniem płuc młodocianych świń w warunkach normotermicznych przez 12 godzin. Szczegółowo omówiono proces odzyskiwania chirurgicznego, a także opisano inicjowanie, zarządzanie i zakończenie naszej niestandardowej platformy oprogramowania. Wyjaśniono również strategię pobierania tkanek i zarządzania próbkami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury wykonywane w tym manuskrypcie są zgodne z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami oraz przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych. Instytucjonalny komitet ds. opieki nad zwierzętami Uniwersytetu Alberty zatwierdził protokoły. Wykorzystywano wyłącznie młode samice świń rasy Yorkshire o wadze od 35 do 50 kg. Odpowiednie szkolenie w zakresie bezpieczeństwa biologicznego było wymagane od wszystkich osób zaangażowanych w procedury ESLP. Schematyczny przegląd całego eksperymentu NPV-ESLP jest przedstawiony na Rysunek 1.

1. Przygotowania przedoperacyjne

  1. Umieść komorę organową na wózku ESLP i zamontuj silikonową membranę nośną (patrz Tabela materiałów) na hakach komory w celu zawieszenia.
  2. Zamontuj rurkę ESLP, odtleniacz, filtr tętniczy i pompę odśrodkową.
  3. Podłącz przewody wodne wymiennika ciepła do odtleniacza, a także rurki gazowej do zamiatania.
  4. Włóż sondę czujnika temperatury (patrz Tabela materiałów) do odtleniacza.
  5. Przymocuj przetwornik przepływu w tętnicy płucnej (PA) (patrz tabela materiałów) na rurki PA.
    UWAGA: Przetwornik przepływu wykorzystuje ultradźwięki do pomiaru przepływu i przekazywania go z powrotem do pompy odśrodkowej.
  6. Użyj trójdrogowego zaworu odcinającego, aby przymocować przetwornik ciśnienia PA do kaniuli PA.
  7. Przymocuj mocno wszystkie połączenia przewodów, aby zapobiec wyciekom, i zamknij wszystkie zawory odcinające i zamki Luer przed dodaniem perfuzatu.
  8. Zalać obwód 1000 ml zmodyfikowanego perfuzatu ze składników szpitalnych (CHIP).
    UWAGA: CHIP to wykonany na zamówienie, tani perfuzat o onkotycznym pomiarze 35 mmHg, porównywalnym z zastrzeżonymi roztworami perfuzatów18.
  9. Uruchom oprogramowanie po zalaniu obwodu, aby ułatwić odpowietrzenie pompy i przewodów.
    UWAGA: Te kroki są powiązane z Rysunek 2 i Rysunek 3.

2. Inicjalizacja, regulacja i odpowietrzanie oprogramowania ESLP

  1. Kliknij skrót programu na monitorze, aby uruchomić program ESLP. Wybierz Skanuj, Koszyk 3, Połącz, a następnie program NPV, a następnie Zainicjuj oprogramowanie.
  2. Na stronie głównej, po zalaniu obwodu, zwiększ prędkość obrotową przepływu do 900, aby wyprowadzić powietrze z obwodu i zademonstrować przepływ perfuzatu przez kaniulę PA przy stałym strumieniu płynu.
  3. Dodać do obwodu 3,375 g piperacyliny-tazobaktamu, 10 000 jednostek heparyny (10 000 U/1,5 l perfuzatu = 6,66 U/l) i 500 mg metylopreddnizonu.
  4. Pobrać próbkę perfuzatu we krwi tętniczej (ABG) do celów referencyjnych.
  5. Na stronie głównej obróć CPAP do 20 cm H2O (max) i włącz go, aby sprawdzić działanie. Wyłącz po potwierdzeniu operacji.
  6. Na stronie głównej ustaw EIP na -5 cm H20 i włącz go, aby sprawdzić funkcję. Wyłącz po potwierdzeniu procesu.
  7. Na stronie Ustawienia włącz grzejnik (kliknij Uruchom grzejnik) i potwierdź funkcję. Zmień nastawę temperatury na monitorach i potwierdź spójną zmianę na monitorze grzałki na wózku. Wyłącz, gdy operacja jest zapewniona.
    UWAGA: Zastosowany tutaj aparat ESLP jest wyposażony w niestandardowy program programowy (Rysunek 4). Program umożliwia sterowanie prędkością pompy i parametrami wentylacji w celu osiągnięcia i utrzymania pożądanego przepływu PA, ciągłego dodatniego ciśnienia w drogach oddechowych (CPAP), ciśnienia końcowo-wydechowego (EEP), ciśnienia końcowego wdechowego (EIP), stosunku oddechowego (RR) oraz stosunku wdechowego: wydechowego (I:E). Oprogramowanie oblicza parametry funkcjonalne i pętle ciśnienie-objętość. W tabeli 1 wymieniono wszystkie parametry monitorowania dostarczane przez oprogramowanie.

3. Przygotowania do znieczulenia

  1. Podawać ketaminę (20 mg/kg) i atropinę (0,05 mg/kg) (wstrzyknięcia domięśniowe) na sali operacyjnej jako premedykację dla świni dawcy.
  2. Umieść świnię na wznak na podgrzewanym stole operacyjnym. Utrzymuj normotermię i kontynuuj indukcję maski.
  3. Miareczkowanie przepływu tlenu w zależności od masy ciała zwierzęcia, zwykle 20-40 ml / kg.
  4. Izofluran należy podawać początkowo w dawce 4-5%. Następnie zmniejsz do 3% po 1-2 minutach.
  5. Oceniaj głębokość znieczulenia co 5 minut. Upewnij się, że świnia nie ma odruchu odstawienia w odpowiedzi na szkodliwy bodziec.
  6. Po potwierdzeniu prawidłowej głębokości znieczulenia zaintubuj świnię.
  7. Celuj w nasycenie tlenem powyżej 90%, umieszczając sondę pulsoksymetru na języku (preferowane) lub uchu.
  8. Dostosuj przepływ tlenu (20-40 ml/kg) i gaz wziewny (1-3%), aby utrzymać poziom znieczulenia.
  9. Utrzymuj ustawienia respiratora na poziomie TV 6-10 ml/kg, częstość oddechów 12-30 oddechów/min, PEEP 5 cm H2O, ciśnienie szczytowe 20 cm H2O.
  10. Ogolić się i umyć jodem, aby przygotować miejsce nacięcia.

4. Biopsja płuc, wykrwawienie i pobranie krwi

  1. Wprowadzić centralną linię do podawania płynów i heparyny.
    1. Wykonaj nacięcie linii środkowej o długości 5-8 cm z elektrokoagulacją wyśrodkowaną nad tchawicą i rozciągającą się czaszkowo od wcięcia mostka.
    2. Za pomocą kauteryzacji podziel skórę i podskórną tkankę tłuszczową.
    3. Aby zidentyfikować lewy lub prawy pęczek wewnątrznaczyniowy tętnicy szyjnej boczny do tchawicy, podziel płaszczyznę linii środkowej między mięśnie paska i oddziel warstwy tkanki łącznej.
    4. Używając jedwabnych krawatów 2-0 jako pętli naczyń, uzyskaj dystalną i proksymalną kontrolę żyły szyjnej.
    5. Aby kontrolować przepływ krwi, zawiąż opaskę otaczającą czaszkę i schowaj się w górę na bliższym krawacie.
    6. Aby pomieścić linię centralną 7 Fr, wykonaj małe nacięcie w żyle za pomocą nożyczek Metzenbaum (~1/3 obwodu naczynia).
    7. Zwolnij napięcie na pętli naczynia proksymalnego, jednocześnie kanniuluj żyłę. Przywiąż jedwab, aby zabezpieczyć kaniulę w żyle na głębokości 10 cm.
    8. Podłączyć do linii dożylnej z 0,9% soli fizjologicznej po przepłukaniu linii heparyną (1 jednostka / ml). Jeśli świnia jest wyczerpana wewnątrznaczyniowo z powodu odwodnienia, podaj płyn. Zablokuj Hep-lock wszystkie nieużywane porty.
  2. Wykonaj sternotomię pośrodkową
    1. Zidentyfikuj wcięcie mostka i wyrostki mieczykowate jako punkty orientacyjne po nacięciu.
    2. Użyj elektrokoagulacji, aby wykonać nacięcie w linii środkowej, które obejmuje cały mostek (około 40-50 cm) i łączy poprzednie nacięcie w wcięciu mostka z mieczykowatym.
    3. Podziel tkankę podskórną i powięź między włóknami mięśnia piersiowego większego. Kauteryzuj wszelkie krwawiące naczynia, aby utrzymać hemostazę.
    4. Użyj elektrokoagulacji, aby zaznaczyć linię środkową wzdłuż kości mostka. Użyj ciężkich nożyczek, aby przeciąć mieczyk mieczykowaty i palcem tępo wypreparuj osierdzia z tylnej części mostka, aby stworzyć wyczuwalną przestrzeń, w której znajdzie się piła mostkowa.
    5. Przyłóż dwa klipsy do ręczników po przeciwnych stronach mostka na poziomie 4. żeber bocznie do połączenia żebrowo-chrzęstnego. Kup warstwę tkanki i powięzi w klipsach na ręczniki i unieś mostek pionowo od serca podczas sternotomii.
    6. Wykonaj sternotomię piłą elektryczną lub pneumatyczną, zębami do góry, zaczynając od mieczykowatej w kierunku wcięcia mostka. Aby zapobiec uszkodzeniom leżących poniżej struktur (np. osierdzia i żyły ramienno-głowowej oraz tętnicy bezimiennej), postępuj stopniowo z piłą i pionowo za pomocą klipsów do ręczników.
      UWAGA: Mostek nurkuje głęboko do tyłu w wcięciu mostkowym, a piła musi być skierowana do tyłu, aby zakończyć sternotomię na tym poziomie.
    7. Stosować kauteryzację, aby uzyskać hemostazę krwawiącego mostka.
      UWAGA: Do tego celu można również użyć wosku kostnego.
    8. Dostarczyć dożylnie 1 000 j./kg heparyny. Pobrać próbkę krwi in vivo 5 minut po podaniu heparyny.
    9. Użyj palca, aby tępo wyciąć opłucną z wewnętrznego mostka, aby stworzyć miejsce dla zwijacza mostka.
    10. Włóż retraktor mostka z uchwytem w kierunku brzucha i stopniowo, aby całkowicie odsłonić śródpiersie.
  3. Usuń grasicę z osierdzia, stosując kombinację rozcięcia palcem i elektrokoagulacji.
    UWAGA: Najlepiej jest usunąć grasicę w postaci jednego dużego kawałka, a nie małych kawałków.
  4. Wykonaj biopsję prawego górnego płata płuca w celu analizy tkanek: otwórz prawą opłucną, aby odsłonić prawy górny płat. Otoczoną porcję o długości 1 cm3 jedwabiem 0, zawiąż i wytnij tę część płuca za pomocą nożyczek Metzenbaum.
    1. Podziel biopsję na trzy równej wielkości porcje i umieść po jednej z każdej z nich w żelu o optymalnej temperaturze cięcia (OCT), formalinie i ciekłym azocie (szybkie zamrażanie).
    2. Przechowuj próbki OCT i zamrożone zatrzaskowo w zamrażarce w temperaturze -80 °C, a próbki formaliny przechowuj w lodówce o temperaturze 4 °C, używając odpowiednio zamkniętego pojemnika.
      UWAGA: Próbki z biopsji są barwione barwnikiem hematoksylinowo-eozynowym w celu zbadania histopatologii uszkodzenia płuc, w tym obrzęku śródmiąższowego, zapalenia pęcherzyków płucnych i śródmiąższowych, śródmiąższowych i okołonaczyniowych nacieków neutrofilowych oraz krwotoku15.
  5. Otwórz osierdzie. Namiotuj osierdzie za pomocą kleszczy i wykonaj nacięcie w linii środkowej osierdzia nożyczkami Metzenbaum.
    1. Kontynuuj to nacięcie czaszkowo do korzenia aorty, a następnie bocznie, aby odsłonić żyłę główną górną (SVC). Zakończyć perikardiotomię doogonowo i wykonać nacięcie w lewo i w prawo na poziomie wierzchołka serca.
  6. Poddaj świnię eutanazji przez wykrwawienie. Naciąć SVC i włożyć ssanie z końcówką Poole (patrz Tabela materiałów) do światła, przesuwając końcówkę ssącą do żyły głównej dolnej (IVC).
    UWAGA: Wykonuje się nacięcie w przedniej ścianie lewego przedsionka (LA) w celu przyspieszenia wykrwawienia.
    1. Podnieś wierzchołek serca i nacij LA 1 cm poniżej zatoki wieńcowej za pomocą nożyczek Metzenbauma. Po wykrwawieniu przełączyć się ze 100%O2 na powietrze w pomieszczeniu.
  7. Zbierz krew pełną: ssanie końcówki Poole jest podłączone do urządzenia oszczędzającego komórki w celu zebrania 1200 ml krwi pełnej, która jest odwirowywana w celu wytworzenia 500 ml upakowanych czerwonych krwinek (pRBC).
    UWAGA: Ustawienie protokołu oszczędzania komórek: Przepływ napełniania: 300 ml/min, Przepływ prania: 100 mL/min, Pusty przepływ: 150 mL/min, Przepływ powrotny: 150 mL/min, Objętość prania: 300 mL, Przepływ stężenia: 200 mL/min. Zajmie to ~5 minut.

5. Kardiektomia

  1. Wykonaj kardiektomię: unieś wierzchołek serca czaszki i kontynuuj poprzednie nacięcie LA z boku, aby przeciąć zatokę wieńcową, gdzie łączy się z nią lewa żyła hemiazygotyczna.
  2. Podziel LA, przecinając przyśrodkowo przednią powierzchnię bifurkacji PA.
  3. Przeciąć IVC 1 cm powyżej membrany. Połącz to nacięcie z LA, przecinając przyśrodkowo.
  4. Zakończ podział LA, przecinając wzdłuż górnej części prawej tętnicy płucnej w kierunku rozwidlenia PA.
    UWAGA: Ten krok wyklucza prawą górną żyłę płucną z tylnej LA.
  5. Podnieś IVC czaszki i podziel prawą górną żyłę płucną. Podziel odbicia osierdziowe, które łączą się między głównym PA a prawym przedsionkiem (RA)/SVC.
  6. Odłóż serce i przetransektuj SVC. Oddzielić SVC od warstwy tkanki łącznej z tyłu i przeciąć żyłę azygotyczną.
  7. Podnieś serce czaszkowo, podziel PA na poziomie zastawki płucnej. Częściowo wypreparuj aortę od PA za pomocą nożyczek Metzenbauma, a następnie przeciąć aortę wstępującą.
    UWAGA: Na tym kończy się kardiektomia.

6. Pneumonektomia

  1. Wykonaj pneumonektomię: sprawdź, czy wydechowa objętość oddechowa (TVe) wynosi około 10 ml/kg. Przełącz się na stosunek wdechowy: wydechowy 2:1, aby osiągnąć ten cel. Jeśli TV pozostaje < poziomie 6 ml / kg, zwiększ ciśnienie szczytowe i/lub PEEP, aby osiągnąć cel 8-10 ml / kg dla maksymalnej rekrutacji pęcherzyków płucnych.
  2. Otwórz opłucną po lewej stronie świni. Wykonaj poziome nacięcie wzdłuż tylnej powierzchni mostka za pomocą nożyczek Metzenbaum. Wykonaj dwa pionowe nacięcia w dół opłucnej do nerwu przeponowego na górnej i dolnej granicy śródpiersia.
    1. Wytnij opłucną, przecinając wzdłuż nerwu przeponowego. Powtórz ten krok po prawej stronie. Otwórz i usuń opłucną przeponową podobnie, używając tylnego mankietu LA jako dolnej granicy, w podobny sposób jak nerw przeponowy.
  3. Podziel przyczepy opłucnowe od przepony w kierunku lewego dolnego płata płuca. Użyj zwijacza Deaver (patrz Tabela materiałów), aby przytrzymać membranę do góry. Podziel dolne więzadło płucne po lewej stronie i kontynuuj w górę w kierunku wnęki.
  4. Spróbuj zastosować "technikę bezdotykową" w odniesieniu do samej tkanki płucnej.
    UWAGA: Oznacza to, że spróbuj zminimalizować ręczną manipulację płucami, aby zapobiec urazowi.
  5. Po prawej stronie oddziel przyczepy IVC i opłucnej od przepony. Cofnij membranę do góry za pomocą zwijacza Deaver. Podziel więzadło płucne dolne po prawej stronie i kontynuuj w górę w kierunku wnęki.
  6. Podziel żyłę bezimienną i naczynia łukowe, aby odsłonić tchawicę.
  7. Tępo wypreparuj tkankę otaczającą tchawicę. Przy wydechowych objętościach oddechowych (TVe) wynoszących około 10 ml/kg, zacisnąć tchawicę za pomocą rurki clamp przy maksymalnym wdechu.
  8. Przeciąć tchawicę i podnieść zaciśniętą część do góry, aby wykonać pozostałe kroki, aby zapewnić trakcję chirurgiczną.
  9. Wypreparuj tylną tchawicę od przełyku, stosując rozwarstwienie ciężkimi nożyczkami Metzenbaum i wolną ręką. Podziel wszelkie pozostałe przyczepy opłucnej, przeciąć aortę powyżej i poniżej lewego oskrzela i usuń płuca z klatki piersiowej za pomocą odcinka aorty zstępującej.
  10. Zważ płuca z założonym zaciskiem i szybko przechowuj je w lodówce pełnej lodu. Przyrost masy ciała podczas biegu ESLP jest wskaźnikiem powstawania obrzęków.
    UWAGA: Na tym kończy się pneumonektomia.

7. Umieszczenie płuc w aparacie ESLP

  1. Dodać 500 ml pRBC do obwodu perfuzyjnego (uprzednio zagruntowanego 1 litrem CHIP, krok 1.8), aby osiągnąć końcową objętość 1,5 l perfuzatu.
    UWAGA: Stężenie hemoglobiny wynosi około 50 g/L lub hematokryt 15%.
  2. Zrób zdjęcia płuc w celu zapisu danych.
  3. Biopsja prawego środkowego płata płuca. Owiń porcję o długości 1 cm3 jedwabiem 0, zawiąż i wytnij tę część płuca za pomocą nożyczek do analizy tkanki, jak opisano wcześniej (krok 4.4).
  4. Przymocuj adapter rurki 3/8, 1/2 cala do głównej tętnicy płucnej (mPA). Chwyć przeciwległe strony mPA za pomocą zatrzasków. Włóż adapter z częścią 1/2 cala do mPA i przytrzymaj go na miejscu, podczas gdy asystent zabezpieczy adapter na miejscu za pomocą jedwabnych opasek 0.
    UWAGA: Adapter powinien znajdować się 2-3 cm powyżej rozwidlenia PA (jeśli PA ma nieodpowiednią długość, segment zstępującej aorty świni dawcy można przyszyć od końca do końca do mPA w celu uzyskania dodatkowej długości).
  5. Umieść płuca na wznak na silikonowej membranie nośnej i podłącz je do urządzenia ESLP.
  6. Umieść drugi zacisk rurki na tchawicy w pobliżu miejsca, w którym znajduje się oskrzela tchawicy. Usuń bardziej dystalny zacisk i zaintubuj tchawicę rurką dotchawiczą (ETT).
    1. Zabezpiecz ETT na miejscu za pomocą dwóch opasek zaciskowych. Zacisnąć przewód wentylacyjny za pomocą rurki clamp i zwolnić proksymalny zacisk z tchawicy.
      UWAGA: Płuca pozostają napompowane, jeśli zostanie to wykonane prawidłowo i nie ma wycieków powietrza.
  7. Podłącz adapter PA do linii PA i odwietrz mPA. Uruchom minutnik perfuzji.
    UWAGA: Zobacz Rysunek 5 dla fotograficznego przedstawienia kroków.

8. Inicjacja perfuzji i wentylacji

  1. Na stronie Ustawienia kliknij przycisk Uruchom grzałkę i ustaw temperaturę na 38 °C. Wprowadź również wagę świni, aby obliczyć rzut serca (przepływ).
  2. Na stronie głównej ustaw CPAP na 20 cm H2O i kliknij Start CPAP. Gdy rozpocznie się wentylacja, zwolnij przewód wentylacyjny.
  3. Wyzeruj czujnik ciśnienia tętniczego. Clamp przewód PA nad czujnikiem ciśnienia za pomocą rurki clamp. Otwórz czujnik powietrza w pomieszczeniu, kliknij ZERO PAP i Zero Bld Flow na stronie Ustawienia, a następnie potwierdź, że odczyty zostały wyzerowane na stronie głównej.
    1. Zamknij zawór odcinający czujnika ciśnienia, aby odczytać ciśnienie w linii, otwórz przewód do kaniuli PA, wybierz 10% rzutu serca na stronie głównej, kliknij Wróć do instrukcji PA (przycisk zmieni kolor na zielony), a następnie odblokuj linię PA.
      UWAGA: Linia jest teraz odpowiednio wyzerowana, a pompa przepływa teraz 10% obliczonej pojemności minutowej serca.
  4. Pobrać 10 ml perfuzatu do analizy odśrodkowej i narysować czas zero (T0) ABG.
  5. Po perfuzji płuc przez 10 minut zwiększ przepływ do 20% pojemności minutowej serca.
  6. Gdy temperatura perfuzatu osiągnie 32 °C, zabezpiecz pokrywę komory na miejscu za pomocą zacisków, aby uzyskać hermetyczne uszczelnienie. Optymalnie ustaw płuca przed założeniem pokrywy. Napraw wszelkie nieszczelności powietrza za pomocą prolenu w rozmiarze 6-0 na igłach BV-1.
  7. Z zabezpieczoną pokrywą, clamp rurkę wentylacyjną i wyłącz CPAP. Na stronie Ustawienia kliknij Zero ITP, Zero Paw, Zero Air Flow, a następnie potwierdź, że odczyty są wyzerowane na stronie głównej.
    1. Kliknij Start CPAP na 20 cm H2Oi odkręć rurkę wentylacyjną. Następnie ustaw cel EEP na 0 cm H2O, EIP na 1 cm H20, RR 10, stosunek I:E 1:1 i kliknij Naciśnij, aby uruchomić odpowietrznik, aby aktywować wentylację podciśnieniową.
    2. Posłuchaj, jak odpowietrznik zmienia swoją funkcję, a następnie podłącz rurkę wentylacyjną z bocznym portem do komory.
      UWAGA: Respirator rozpoczyna cykl oddechowy podczas wydechu. Płuca lekko się ściskają, jeśli boczny port zostanie przymocowany podczas wydechu. Lepiej jest poczekać i nasłuchiwać na wdychanie, a następnie podłączyć boczny port, aby zmaksymalizować rekrutację.
  8. W ciągu kilku następnych oddechów zmniejsz CPAP do 12 cmH2O, jednocześnie zwiększając EIP do -9 cmH2O. Utrzymuj te parametry wentylacji przez pierwszą godzinę, następnie zmniejsz CPAP do 8-10 cmH2Ow zależności od rekrutacji pęcherzyków płucnych i zwiększ EIP do -12 do -13 cm H2O.
  9. Ustawić ciśnienie szczytowe na 20-21 cm H2O.
    UWAGA: Jeśli w czasie pneumonektomii wymagane było wyższe ciśnienie, staje się to docelowym ciśnieniem szczytowym.
  10. Gdy temperatura perfuzatu osiągnie 35 °C, zwiększ przepływ do 30% pojemności minutowej serca.
    UWAGA: Są to ustawienia konserwacji narządów (Tabela 2).
  11. Po 3, 5, 7, 9, 11 godzinach ocenić przy przepływach 50% rzutu serca i dodaniu zmieszanego gazu do wymiatania (89% N2, 8% CO2, 3% O2) dodanego do odtleniacza w tempie 0,125 l / min w celu symulacji ogólnoustrojowego wykorzystania tlenu (Tabela 3).
  12. Co nieparzystą godzinę w trybie konserwacji pobieraj 10 ml próbki perfuzatu do przyszłej analizy. Pobieraj próbkę 1 ml ABG pre-deoxygenatora co godzinę.
  13. Po 5 minutach trybu oceny pobrać ABG z portów przed i po odtleniaczu (Tabela 4).
    UWAGA: Na tym kończy się umieszczenie płuc na ESLP i rozpoczęcie perfuzji i wentylacji. Patrz tabela 2 w celu zapoznania się z rozpoczęciem protokołu. W tabeli 3 przedstawiono szczegółowo dwa zastosowane tryby NPV-ESLP.

9. Metaboliczne wsparcie płuc

  1. Sprawdzaj poziom glukozy perfuzyjnej co godzinę za pomocą analizy ABG. Docelowy poziom glukozy wynosi 3-6 mmol/l i miareczkuje zgodnie ze wskaźnikami zużycia za pomocą standardowej pompy infuzyjnej do ciągłego wlewu glukozy i dawek bolusa w razie potrzeby.
    UWAGA: Kolejna pompa infuzyjna zapewnia ciągły wlew insuliny w ilości 2 U/h. CHIP, podobnie jak większość innych roztworów perfuzyjnych narządów, zawiera glukozę jako podstawowy substrat energetyczny.

10. Heparyna, środki przeciwbakteryjne i przeciwzapalne

  1. Dodać 10 000 jednostek heparyny do perfuzatu na początku perfuzji przed dodaniem pRBC.
  2. Dodać 3,375 g piperacyliny-tazobaktamu do perfuzatu na początku perfuzji przed dodaniem pRBC.
  3. Dodać 500 mg metyloprednizolonu do perfuzatu na początku perfuzji przed dodaniem pRBC.

11. Ocena czynności płuc

  1. Zastosuj dwa różne tryby wentylacji i perfuzji podczas uruchamiania ESLP: konserwację i ocenę.
    UWAGA: Patrz Konserwacja i ocena (Tabela 3). Tryb zachowania: pojemność minutowa serca 30%, PEEP 8-12, EEP 0, EIP -10 do -12, ciśnienie szczytowe 20-22 cm H2O, RR 6-10 i stosunek I:E 1:1-1,5. Biegi ESLP trwają zazwyczaj 12 godzin, chociaż można je wydłużyć do 24 godzin.
  2. Ustaw ciśnienie szczytowe tak, aby odpowiadało szczytowemu ciśnieniu pneumonektomii i osiągnij docelowe TV 10 ml/kg.
    UWAGA: Chociaż docelowa wartość TVe wynosi 10 ml / kg, zwykle osiąga się 6-8 ml / kg.
  3. Co 30 minut podczas konserwacji przeprowadzaj rekrutację przez 30 minut lub krócej.
    UWAGA: Czas trwania i zakres rekrutacji są uzależnione od osiągniętego TVe. Jeśli TVe wynoszą 8-10 ml/kg, dalsza rekrutacja nie jest konieczna.
  4. W celu rekrutacji zwiększ PEEP do 10-12 cm H2O, zmniejsz RR do 6 oddechów/min, zwiększ ciśnienie szczytowe o 2-4 cm H20 nie przekraczając 30 cm H2O (rzadko przekraczamy 25 cm H2O) i zmień stosunek I:E na 1:0,5,
    UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, tylko jedna lub dwie z tych zmian są wprowadzane na każde 30-minutowe interwały, przy czym wzrost PEEP i ciśnienia szczytowego jest najbardziej skuteczny.
  5. Po 3, 5, 7, 9, 11 godzinach oceń czynność narządów.
    UWAGA: Głównym parametrem będącym przedmiotem zainteresowania jest współczynnik PF; jednak podatność dynamiczna i ciśnienia PA są ściśle monitorowane (Rysunek 6).
  6. Podczas oceny należy zwiększyć pojemność minutową serca do 50%, podczas gdy do obwodu dodaje się mieszany gaz do wymiatania (89% N2, 8% CO2, 3% O2) o natężeniu przepływu 0,125 l/min za pomocą odtleniacza.
    UWAGA: Powoduje to powtórzenie ogólnoustrojowego niedoboru tlenu i następuje w ciągu 5 minut. W tym czasie zmniejsz PEEP do 5 cm H2O, utrzymując ciśnienie szczytowe, odpowiednio zwiększając EIP. Utrzymuj RR na poziomie 10 uderzeń na minutę i ustaw I:E na 1 lub 1,5 w zależności od tego, czy płuca wydają się być uwięzione w powietrzu, czy nie.
  7. Wykonaj obliczenia funkcjonalne dla oporu naczyniowego płuc, wentylacji minutowej, podatności dynamicznej i wskaźnika P/F.
    UWAGA: Opór naczyniowy płuc można obliczyć ze wzoru: [(PAP - LAP)/CO] x 80, gdzie LAP (ciśnienie w lewym przedsionku) wynosi 0 mmHg ze względu na konstrukcję otwartego systemu drenażowego LA.
    Wentylacja minutowa jest obliczana ze wzoru: TVexpiratory x RR
    Podatność dynamiczna jest obliczana ze wzoru: TVexpiratory/EIP
    Wskaźnik P/F oblicza się ze wzoru: PaO2/Fi02, gdzie FiO2 wynosi 21%.
    Oprogramowanie ESLP automatycznie oblicza i rejestruje w sposób ciągły wskaźniki wentylacji i funkcjonalności.

12. Ocena metaboliczna płuc perfundowanych ex situ

  1. Oceniaj stan metaboliczny perfuzatu co godzinę za pomocą ABG, które działają jako zastępczy marker stanu płuc. Zebrać 10 ml perfuzatu z portu wstępnego odtleniacza do przyszłej analizy.
    UWAGA: Gazometria krwi służy również do monitorowania stanu gazowego i jonowego perfuzatu.
  2. Użyj PaO2 jako markera ogólnej czynności płuc.
    UWAGA: Jest to szczególnie ważne podczas faz oceny, gdy do obwodu dodawany jest zmieszany gaz przemiatający w celu symulacji ogólnoustrojowego odtleniania. Gazy przed i po odtleniaczu są porównywane w celu oceny wzrostu stężenia tlenu w płucach.
  3. Celuj w normalną kwasicę pH (7,35-7,45) za pomocą bolusów buforu tris-hydroksymetyloaminometanu (THAM) (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Zasadowica na ogół nie jest korygowana i nie przekracza 7,55. Do obwodu można dodać przemiatanie CO2 , aby skorygować to do normy lub jeśli zasadowica przekroczy ten próg.
  4. Traktuj PaCO2 permisywnie i zwykle mieści się w zakresie 10-20 mmHg.
    UWAGA: Wartości te są interpretowane jako oznaka zadowalającej wentylacji. Elektrolity nie są regulowane podczas ESLP, ale są monitorowane w ramach standardowej analizy ABG. Mleczan będzie wzrastał w miarę wydłużania się czasu trwania ESLP, podobnie jak potas. Sód pozostaje stabilny (135-145 mmol/L), a wapń jest zazwyczaj niski. Tabela 4 zawiera reprezentatywne dla próbek wyniki analizy perfugatu ABG podczas 12-godzinnego cyklu NPV-ESLP w normotermmii i 30% pojemności minutowej serca przy użyciu perfuzatu komórkowego (krew + CHIP).

13. Zakończenie perfuzji, wentylacji i odłączenia płuc od urządzenia ESLP

  1. Na stronie Ustawienia kliknij pozycję Zamknij serwer.
  2. Zdejmij pokrywę z komory. Odłącz adapter PA od kaniuli PA.
  3. Ekstubować tchawicę. Aby określić stopień powstawania obrzęku, zważ płuca.
  4. Wykonaj biopsję tkankową o długości 1 cm3 płata dodatkowego i podziel ją na trzy części, jak opisano wcześniej.
  5. Przeprowadzić końcowe analizy gazów, odwirować próbki perfuzatu i przechowywać biopsje tkanek zgodnie z wcześniejszym opisem (krok 4.4).
    UWAGA: Ustawienia wirowania: Prędkość, 112 x g; przyspieszenie, 9; opóźnienie, 9; temperatura, 4 °C i czas, czas trwania 15 minut.
  6. Zamknij program; wszystkie zarejestrowane dane zostaną zapisane.
  7. Postępując zgodnie z protokołami instytucjonalnymi, wyrzuć pozostałe tkanki, krew i materiały bioaktywne.
  8. Wyczyść wózek ESLP za pomocą odkażającego środka do czyszczenia twardych powierzchni (np. 70% etanolu) i umieść wszystkie elementy wielokrotnego użytku w zamrażarce o temperaturze -20 °C, aby ograniczyć rozwój bakterii.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Na początku perfuzji i wentylacji płuc (tryb konserwacji), płuca będą zazwyczaj charakteryzować się niskim ciśnieniem w tętnicy płucnej (< 10 mmHg) i niską podatnością dynamiczną (< 10 mL/mmHg) w miarę ogrzewania perfuzatu do normotermii. Świnie rasy Yorkshire o masie 35-50 kg zazwyczaj mają płuca o masie 350-500 g. W ciągu pierwszej godziny NPV-ESLP mierzone objętości oddechowe wydechowe (TVe) wynoszą 0-2 mL/kg, a objętości oddechowe wdechowe (TVi) 100-200 mL. TVe zazwyczaj osiąga wartość 4-6 mL/kg w ciągu 3-6 h, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Istnieje kilka krytycznych kroków chirurgicznych wraz z rozwiązywaniem problemów, które są potrzebne, aby zapewnić pomyślne uruchomienie ESLP. Płuca młodocianych świń są niezwykle delikatne w porównaniu z płucami dorosłego człowieka, dlatego chirurg zamawiający musi zachować ostrożność podczas obchodzenia się z płucami świń. Bardzo ważne jest, aby spróbować techniki "bezdotykowej", aby uniknąć powodowania urazu i niedodmy podczas preparowania płuc. "Bezdotykowy" oznacza stosowanie minimalnej ilości ręcznych manipulacji p...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

DHF posiada patenty na technologię i metody perfuzji narządów ex situ . DHF i JN są założycielami i głównymi udziałowcami Tevosol, Inc.

Podziękowania

To badanie zostało sfinansowane w imieniu The Hospital Research Foundation.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0 ETHIBOND Zielony 1 x 36" Endo Loop 0ETHICOND8573
2-0 SILK Black 12" x 18" NiciETHICONSA77G
ABL 800 FLEX Analizator parametrów krytycznychRadiometr989-963
Filtr elektrostatyczny dla dorosłych i dzieci HME - MałyCovidien352/5877
Filtr tętniczySORIN GROUP01706/03
Backhaus Zacisk do ręcznikówPilling454300
Pompa Biomedicus MaquetBPX-80
Opaski kablowe – Biały 12"HUASU InternationalHS4830001
Chlorek wapniaFisher ScientificC69-500G
Cooley Retraktor mostkowy341162Pilling
CUSHING Kleszcze opatrunkowe GutschdressingPilling466200
D-glukozaSigma-AldrichG5767-500G
Głęboki retraktor deaver481826pillingowy
Debakey Proste kleszcze do tkanek naczyniowychPilling351808
Debakey-Metzenbaum Preparowanie342202Pilling
NożyczkiPilling342202
rurka dotchawicza 9,0 mm CUFDMallinckrodt9590EMankiet zdjęty do aparatu ESLP
Przetwornik przepływuBIO-PROBETX 40
Surowica albuminyludzkiej Grifols Therapeutics2223708
Pompa infuzyjnaBaxterAS50
Inspire 7 M Natleniacz z membraną z pustych włókienSORIN GROUPK190690
Rurka przechwytująca 1/4 "x 1/16" x 8'Medtronic3108
Rurka przechwytująca 3/8" x 3/32" x 6'Medtronic3506
Łącznik rurki przechwytującej 3/8 "x 1/2"Medtronic6013
Nożyczki preparacyjne MAYOPilling460420
Medyczny zbiornik dwutlenku węglaPraxair5823115
Medyczny zbiornik azotuPraxairNI M-K
Medyczny zbiornik tlenuPraxair2014408
Komoraorganowa PraxairTevosol
PlasmaLyte ABaxterTB2544
Poole Rura ssącado pillingu162212
fosforanu potasuFischer ScientificP285-500G
SkalaTANITAKD4063611
Silikonowa membrana nośnaTevosol
WodorowęglansoduSigma-Aldrich792519-1KG
Chlorek sodu 0,9%BaxterJB1324
Sorin XTRA Cell SaverSORIN GROUP75221
Piła mostkowaStryker6207
Chirurgiczne urządzenie do elektrokoagulacjiKls MartinME411
Sonda czujnika temperaturyOmniacell Tertia Srl1777288F
THAM BufferThermo Fisher Scientific15504020wykonany z UltraPureTM Przetwornik ciśnienia Tris
TruWave
7frArrowg+ardCS-12702-E
Zacisk rurkowy Vorse351377
Pilling Willauer-Deaver Retracting341720
Yankauer Rura ssącaPilling162300
krwi Dwuprzemyślany cewnik do żyły centralnej Edwards VSYPX272

Bibliografia

  1. Chambers, D. C., et al. The international thoracic organ transplant registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fifth adult lung and heart-lung transplant report-2018; focus theme: Multiorgan transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (10), 1169-1183 (2018).
  2. Valapour, M., et al. OPTN/SRTR 2017 annual data report: Lung. American Journal of Transplantation. 19, Suppl 2 404-484 (2019).
  3. Chambers, D. C., et al. The registry of the international society for heart and lung transplantation: Thirty-fourth adult lung and heart-lung transplantation report-2017; focus theme: Allograft ischemic time. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 36 (10), 1047-1059 (2017).
  4. Klein, A. S., et al. Organ donation and utilization in the united states, 1999-2008. American Journal of Transplantation. 10 (4), Pt 2 973-986 (2010).
  5. Singh, E., et al. Sequence of refusals for donor quality, organ utilization, and survival after lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (1), 35-42 (2019).
  6. Bhorade, S. M., Vigneswaran, W., McCabe, M. A., Garrity, E. R. Liberalization of donor criteria may expand the donor pool without adverse consequence in lung transplantation. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 19 (12), 1199-1204 (2000).
  7. Snell, G. I., Griffiths, A., Levvey, B. J., Oto, T. Availability of lungs for transplantation: Exploring the real potential of the donor pool. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 27 (6), 662-667 (2008).
  8. Cypel, M., et al. Normothermic ex vivo lung perfusion in clinical lung transplantation. The New England Journal of Medicine. 364 (15), 1431-1440 (2011).
  9. Wallinder, A., et al. Early results in transplantation of initially rejected donor lungs after ex vivo lung perfusion: A case-control study. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 45 (1), 40-45 (2014).
  10. Cypel, M., et al. Experience with the first 50 ex vivo lung perfusions in clinical transplantation. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 144 (1), 1200-1206 (2012).
  11. Buchko, M. T., et al. Total parenteral nutrition in ex vivo lung perfusion: Addressing metabolism improves both inflammation and oxygenation. American Journal of Transplantation. 19 (12), 3390-3397 (2019).
  12. Andreasson, A. S. I., et al. Profiling inflammation and tissue injury markers in perfusate and bronchoalveolar lavage fluid during human ex vivo lung perfusion. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 51 (3), 577-586 (2017).
  13. Sadaria, M. R., et al. Cytokine expression profile in human lungs undergoing normothermic ex-vivo lung perfusion. The Annals of Thoracic Surgery. 92 (2), 478-484 (2011).
  14. Ricard, J. D., Dreyfuss, D., Saumon, G. Ventilator-induced lung injury. European Respiratory Journal. 42, 2-9 (2003).
  15. Aboelnazar, N. S., et al. Negative pressure ventilation decreases inflammation and lung edema during normothermic ex-vivo lung perfusion. The Journal of Heart and Lung Transplantation. 37 (4), 520-530 (2018).
  16. Lai-Fook, S. J., Rodarte, J. R. Pleural pressure distribution and its relationship to lung volume and interstitial pressure. Journal of Applied Physiology. 70 (3), 967-978 (1991).
  17. Buchko, M. T., et al. Clinical transplantation using negative pressure ventilation ex situ lung perfusion with extended criteria donor lungs. Nature Communications. 11 (1), 5765(2020).
  18. Buchko, M. T., et al. A low-cost perfusate alternative for ex vivo perfusion. Transplantation Proceedings. 52 (10), 2941-2946 (2020).
  19. Forgie, K. A., et al. Left lung orthotopic transplantation in a juvenile porcine model for ESLP. The Journal of Visualized Experiments. , (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Transplantacja p ucOcena funkcji p ucPerfuzja normotermicznaMetabolizm p ucnyPrzechowywanie p uc dawcyTechnika biopsji p ucAnaliza gazometrycznaOp r naczyniowy p uc
Normothermiczna wentylacja podciśnieniowa ex situ Perfuzja płuc: ocena czynności płuc i metabolizmu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.