Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Rejestrowanie ciśnienia wewnątrzjaminnego w modelu szczura z uszkodzeniem nerwu jamiętnego

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63024

⸱

20 września 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Urology, The Fifth Affiliated Hospital of Sun Yat-sen University, 2Guangdong Provincial Key Laboratory of Biomedical Imaging, The Fifth Affiliated Hospital, Sun Yat-sen University, 3Department of Urology, The Third Xiangya Hospital of Central South University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół ten opisuje opracowanie stabilnego obustronnego modelu radykalnej prostatektomii związanej z zaburzeniami erekcji i pomiarem ciśnienia wewnątrzjaminnego.

Streszczenie

Model szczura z obustronnym urazem nerwu jamistej (CN) był szeroko stosowany do symulacji klinicznego urazu nerwu jasinnego związanego z zaburzeniem erekcji (ED) w celu oceny efektu klinicznych metod terapeutycznych. Jednak metody konstruowania modeli urazów CN są wadliwe i zróżnicowane w dziedzinie badań ED. To właśnie uraz zgniatania ośrodkowego mózgu jest najczęściej stosowaną metodą w ostatnich latach. Celem tego badania jest szczegółowe opisanie procedury obustronnej budowy modelu uszkodzeń CN oraz pomiaru ciśnienia wewnątrzjamowego (ICP), zapewniając wiarygodny i powtarzalny model szczura uszkodzonego CN. Prace te z powodzeniem opracowały metodę urazu ośrodkowego ośrodkowego (CN) przy użyciu urazu hemostatowego (crush crush), wykorzystując igłę strzykawki jako twarde wsparcie oraz hemostat z gumową rękawą. Ponadto metoda ta stwierdza, że napięcie 1,0 V, częstotliwość 20 Hz i szerokość impulsu 5 ms są zoptymalizowanymi parametrami stymulacji do rejestracji ICP w modelu szczura z urazem obojstronnego CN.

Wprowadzenie

Zaburzenia erekcji są jedną z najczęstszych chorób u dorosłych mężczyzn. Szacuje się, że liczba pacjentów z zaburzeniami odżywiania na świecie osiągnie 322 miliony do 2025roku. Jedno z wieloośrodkowych, szeroko zakrojonych badań próbnych w Chinach pokazuje, że odsetek ED spowodowanych operacją lub urazem miednicy wynosi około 8%2. Pomimo ciągłego doskonalenia technik chirurgicznych i narzędzi chirurgicznych, częstość zachorowań na zaburzenia erekcyjne pozostaje wysoka. Uważa się, że rozwój i postęp ED po radykalnej prostatektomii oszczędzającej nerwy (RP) przyczyniają się do uszkodzenia nerwu jaminnego, skutkującego zanikiem mięśni gładkich ciała jaminnego, apoptozą komórek śródbłonkowych oraz patologiczną remodelacją 3,4.

Do badania mechanizmu hemodynamiki i histologii zmian urazu ośrodkowego ośrodkowego związanego z ED, opracowano i oceniono kilka różnych modeli zwierzęcych uszkodzeń ośrodkowego ośrodkowego, w tym gryzonie, psy, koty i małpy 5,6,7. Opierając się na korzyściach w wydatkach i powtarzalności, model szczurów z uszkodzeniem obojstronnego CN stał się najczęstszym modelem oceny ED po radykalnej operacji miednicy8. Jednak w licznej literaturze opisano różne formy urazów nerwów, których główne różnice dotyczą podejścia do uszkodzeń nerwów (zgniatanie, zamrażanie, przecięcie i wycięcie)9,10,11. Ponadto różnorodność podejść do uszkodzeń nerwów może prowadzić do niespójności parametrów rejestrowania ciśnienia wewnątrzjaminowego (ICP) w modelu szczura, co decyduje o dokładności i ocenie ICP8. Niemniej jednak nie istnieje jeszcze ustandaryzowana metoda indukcji uszkodzenia nerwów i rejestrowania ICP modelu.

Dlatego celem tego badania jest stworzenie bardziej wiarygodnego i powtarzalnego modelu szczura uszkodzonego przez uszkodzenie CN. Metoda ta dostarcza szczegółowego opisu procedury budowy modelu i pomiaru ICP, co może być pomocne w badaniu mechanizmów ED i opracowywaniu skutecznych metod leczenia w przyszłości.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

W badaniu wykorzystano piętnaście dorosłych samców szczurów Sprague-Dawley (3-miesięczne) o masie od 300 do 350 g. Wszystkie procedury na zwierzętach były wykonywane zgodnie z Wytycznymi NIH dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych oraz za zgodą piątego szpitala afiliowanego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Sun Yat-Sena. Zwierzęta były trzymane w wygodnym obiekcie z kontrolowaną temperaturą i światłem.

1. Przygotowanie do materiałów do zabiegu chirurgicznego

  1. Przygotuj następujące instrumenty: skalpel, nożyczki do tkanek, nożyczki do nici, kleszcze do zginania, kleszcze tkankowe, kleszcze mikrochirurgiczne, kleszcze hemostatyczne Hartmana przeciw komarom, sterylne arkusze chirurgiczne, uchwyt na mikroigły, odciągacze jamy brzusznej szczurów oraz system akwizycji i przetwarzania sygnałów biologicznych (patrz Tabela materiałów).
    1. Przed operacją sterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne. Użyj chusteczek alkoholowych (70% etanolu) do oczyszczenia miejsca operacyjnego.
      UWAGA: Narzędzia chirurgiczne powinny być sterylizowane przez autoklaw.
  2. Przygotuj system rejestrowania ciśnienia
    1. Podłącz strzykawkę 10 mL zawierającą sol heparynową i igłę 25 g do 3-drożnego zaworu z rurką (długość 20 cm). Przepłucz sterylną rurkę sterylną solą heparynową (200 U/mL).
      UWAGA: Napełnianie rurki solą heparynową zapobiega wprowadzaniu pęcherzyków powietrza do organizmu.
  3. Podnieś igłę 25 G 20 cm (tylko długość rurki) nad podkład operacyjny zwierzęcia. Następnie sprawdzi dokładność pomiaru systemu pomiaru ciśnienia poprzez przepłukiwanie lub nabijanie nasłuchu.

2. Przygotowanie zwierzęcia

  1. Znieczulaj szczury za pomocą intraperitonealnego zastrzyku z pentobarbitalem sodu (60 mg/kg) (patrz Tabela materiałów).
    UWAGA: Aby potwierdzić wystarczającą głębokość znieczulenia, przeprowadzono ocenę spontanicznego rytmu oddechu oraz odruchów szczura poprzez uszczypnięcie tylnej łapy.
  2. Nakładaj maść na oczy obustronne, aby uniknąć suchości rogówki.
  3. Po potwierdzeniu odpowiedniej znieczulenia ogol dolną część brzucha, szyi i kroczka za pomocą golarki elektrycznej. Połóż szczura w pozycji leżącej na termoforze (37 °C). Noszenie rękawiczek medycznych, aby utrzymać sterylność podczas zabiegów chirurgicznych.

3. Izolacja CN i procedura urazu

  1. Użyj skalpela, aby wykonać 4 cm nacięcie przez skórę w dolnej części brzucha. Aby w pełni odsłonić pęcherz i prostatę, użyj nożyczek do tkanek i kleszczy tkankowych, aby wykonać odpowiednie nacięcie przez powięź podskórną, tkankę mięśniową i otrzewną.
  2. Użyj retraktora szczura brzusznego, aby powiększyć operacyjną mapę pola. Użyj chłonnych patyczków watowych, aby oddzielić prostatę od sąsiednich tkanek, takich jak więzadła.
    UWAGA: Duże zwoje miednicy (MPG) i CN można znaleźć w jednym z dwóch – grzbietowo-bocznych obszarach prostaty.
  3. Użyj skośnych mikronożyczek, aby naciąć powięzi nad CN 1-6 mm dalej od MPG. Następnie przesuwam szew 9-0 pod CN za pomocą kleszczy mikrochirurgicznych.
  4. Umieść igłę strzykawki (25 G) pod oczem centralnym, 5 mm dalej od MPG. Następnie umieść hemostat w świetle struktury kanapki "końcówka hemostatu-strzykawka-igła-nerw-końcówka hemostat" (Rysunek 1 i Rysunek 2).
    UWAGA: Igła strzykawki musi być stępiona.
  5. Aplikuj hemostat z pełnym zamknięciem końcówki na odległość 5 mm od zwoja przez 1 minutę, następnie wyjmij hemostat i igłę strzykawki (Rysunek 2).
  6. Delikatnie unieś nerw za pomocą szwu 9-0 i umieść haczyki elektrody dwubiegunowej (patrz Tabela materiałów) wokół CN 2-4 mm dalej od MPG (Rysunek 3).
    UWAGA: Dwie pary MPG i CN działały w ten sam sposób.

4. Cewnikowanie ciała jamnego i stymulacja CN do pomiaru ICP

  1. Przepłukaj rurkę sterylną solą heparynową (200 U/mL) przed wprowadzeniem do ciała jamowego.
  2. Trzymaj igłę 25 G i trzymaj kierunek wkładu równolegle do biegu ciała jamnego (rysunek 3).
    UWAGA: Tunica albuginea powinna być rozciągnięta, aby ułatwić wstawienie.
  3. Wpychaj igłę 25 G 6 mm do ciała jamnego (Rysunek 3). Przepłucz rurkę i lekko dociśnij ciałko jamowe, aby ocenić czułość przetwornika (Rysunek 4). Aby zapobiec przypadkowemu spadkowi, przymocuj rurę na stole roboczym taśmą klejącą.
  4. Do stymulacji CN stosuj następujące parametry: napięcie 1,0 V, częstotliwość 20 Hz, szerokość impulsu 5 ms. Zastosuj 1 minutę stymulacji z 5 minutami przerwy między kolejnymi bodźcami.
    UWAGA: Podczas rozpoczęcia pomiaru należy przekręcić 3-drożny zaworek odcinający na kanał przetwornika ciśnienia.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Do zamknięcia nacięć chirurgicznych używaj szwów monofilamentowych. Umieść szczury na podgrzanej podkładce (37 °C) i uważnie obserwuj je pod kątem znieczulenia po znieczuleniu.
  2. W przypadku kontroli bólu pooperacyjnego należy podawać niesteroidowe leki przeciwzapalne (takie jak karprofen, 5 mg/kg, zastrzyk podskórny) (patrz Tabela materiałów), gdy szczury w pełni wyzdrowieją. Obserwuj objawy pooperacyjne u szczurów i powtórz lek przeciwbólowy, jeśli to konieczne.
  3. Przenieś szczury do klatki aseptycznej i monitoruj je przez 5-7 dni, aby ocenić stan odżywienia, stan psychiczny i infekcję rany nacięciowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Zabieg chirurgiczny wygenerował typową krzywą odpowiedzi ICP według tego protokołu z zalecanymi ustawieniami stymulacji. Krzywa odpowiedzi ICP rośnie natychmiast podczas stymulacji nerwu i spada, gdy stymulacja zostaje wycofana (Rysunek 5). Przed pomiarem ICP konieczne jest zbadanie linii ciśnienia wewnątrzjamistycznej, co wpływa na ocenę podwyższonych wartości ICP (Rysunek 4).

Jak pokazano na Rysunku 6, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

ED to poważne powikłanie po operacji lub urazie miednicy. Mimo operacji oszczędzającej nerwy, częstość występowania ED wynosi około 14-90% w radykalnej prostatektomii (RP)12. Z powodu problematycznej regeneracji urazowego CN, kliniczny efekt leczniczy jest niezadowalający. Dlatego stabilny model zwierzęcy z urazem CN do badania leczenia ED jest niezbędny. Quinlan i in. jako pierwsi przedstawili model szczura z urazami CN do badania ED13 związanego z RP. Kilka badań opracowa...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Prace te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (Grant nr 82071636).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Igla 25 GBD Bioscience367391
Retraktor brzusznyNauki o życiu z napędem na tylne kołaR22009-01
Platforma operacyjna dla zwierzątDostarczone przez Prowincjonalne Laboratorium Obrazowania Biomedycznego w GuangdongNA
Kleszcze zginająceNauki o życiu z napędem na tylne kołaF12011-10
System pozyskiwania i przetwarzania sygnałów biologicznychTechman SoftwareBL-420
Elektroda dwubiegunowaTechman SoftwareAC0047
KarprofenSigma-AldrichMFCD00079028
Hemostatyczne kleszcze HARTMAN przeciw komaromNauki o życiu z napędem na tylne kołaF22002-10
HeparynaTechnologia biochemiczna Szanghajskiego Aladyna2608411
Uchwyt na mikroigłyNauki o życiu z napędem na tylne kołaF31047-12
Kleszcze mikrochirurgiczneNauki o życiu z napędem na tylne kołaF11001-11
SkalpelNauki o życiu z napędem na tylne kołaS32003-12
Pentobarbital soduProwincjonalne Kluczowe Laboratorium Obrazowania Biomedycznego w GuangdongNA
Sprague– Szczur DawleyCentrum Zwierząt Laboratorium Medycznego GuangdongGDMLAC-035
Nożyczki do niciNauki o życiu z napędem na tylne kołaS15001-11
Kleszcze tkankoweNauki o życiu z napędem na tylne kołaF13019-12
Nożyczki do tkanekNauki o życiu z napędem na tylne kołaS13029-14

Bibliografia

  1. Ayta, I. A., McKinlay, J. B., Krane, R. J. The likely worldwide increase in erectile dysfunction between 1995 and 2025 and some possible policy consequences. BJU International. 84 (1), 50-56 (1999).
  2. Li, D., et al. Multicenter pathophysiologic investigation of erectile dysfunction in clinic outpatients in China. Urology. 79 (3), 601-606 (2012).
  3. Montorsi, F., et al. Recovery of spontaneous erectile function after nerve-sparing radical retropubic prostatectomy with and without early intracavernous injections of alprostadil: results of a prospective, randomized trial. The Journal of Urology. 158 (4), 1408-1410 (1997).
  4. Mulhall, J. P., Graydon, R. J. The hemodynamics of erectile dysfunction following nerve-sparing radical retropubic prostatectomy. International Journal of Impotence Research. 8 (2), 91-94 (1996).
  5. Lue, T. F., Takamura, T., Schmidt, R. A., Palubinskas, A. J., Tanagho, E. A. Hemodynamics of erection in the monkey. Journal of Urology. 130 (6), 1237-1241 (1983).
  6. Lue, T. F., Takamura, T., Umraiya, M., Schmidt, R. A., Tanagho, E. A. Hemodynamics of canine corpora cavernosa during erection. Urology. 24 (4), 347-352 (1984).
  7. Semans, J. H., Langworthy, O. R. Observations on the neurophysiology of sexual function in the male cat. The Journal of Urology. 40 (6), 836-846 (1938).
  8. Canguven, O., Burnett, A. Cavernous nerve injury using rodent animal models. TheJournal of Sexual Medicine. 5 (8), 1776-1785 (2008).
  9. Sezen, S. F., Hoke, A., Burnett, A. L., Snyder, S. H. Immunophilin ligand FK506 is neuroprotective for penile innervation. Nature Medicine. 7 (10), 1073-1074 (2001).
  10. Leungwattanakij, S., et al. Cavernous neurotomy causes hypoxia and fibrosis in rat corpus cavernosum. Journal of Andrology. 24 (2), 239-245 (2003).
  11. Burnett, A. L., Becker, R. E. Immunophilin ligands promote penile neurogenesis and erection recovery after cavernous nerve injury. Journal of Urology. 171 (1), 495-500 (2004).
  12. Mulhall, J. P. Defining and reporting erectile function outcomes after radical prostatectomy: challenges and misconceptions. Journal of Urology. 181 (2), 462-471 (2009).
  13. Quinlan, D. M., Nelson, R. J., Partin, A. W., Mostwin, J. L., Walsh, P. C. The rat as a model for the study of penile erection. Journal of Urology. 141 (3), 656-661 (1989).
  14. Burnett, A. L., Lowenstein, C. J., Bredt, D. S., Chang, T. S., Snyder, S. H. Nitric oxide: a physiologic mediator of penile erection. Science. 257 (5068), 401-403 (1992).
  15. Carrier, S., et al. Regeneration of nitric oxide synthase-containing nerves after cavernous nerve neurotomy in the rat. Journal of Urology. 153 (5), 1722-1727 (1995).
  16. El-Sakka, A. I., et al. Effect of cavernous nerve freezing on protein and gene expression of nitric oxide synthase in the rat penis and pelvic ganglia. Journal of Urology. 160 (6), Pt 1 2245-2252 (1998).
  17. Mullerad, M., Donohue, J. F., Li, P. S., Scardino, P. T., Mulhall, J. P. Functional sequelae of cavernous nerve injury in the rat: is there model dependency. TheJournal of Sexual Medicine. 3 (1), 77-83 (2006).
  18. Hayashi, N., et al. The effect of FK1706 on erectile function following bilateral cavernous nerve crush injury in a rat model. Journal of Urology. 176 (2), 824-829 (2006).
  19. Hsieh, P. S., et al. The effect of vascular endothelial growth factor and brain-derived neurotrophic factor on cavernosal nerve regeneration in a nerve-crush rat model. BJU International. 92 (4), 470-475 (2003).
  20. Hox, M., Mann-Gow, T., Lund, L., Zvara, P. Cavernous Nerve Stimulation and Recording of Intracavernous Pressure in a Rat. Journal of Visualized Experiments. (134), e56807(2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Dysfunkcja erekcjiuraz zmiażdżeniowy nerwu sromowegouraz zmiażdżeniowy hemostatycznypomiar ICPobustronny uraz nerwówocena funkcji erekcyjnejparametry stymulacji nerwów

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.