Artykuł metodologiczny

Radiosynteza 1-(2-[18F]fluoroetylo)-L-tryptofanu przy użyciu jednogarnkowego, dwuetapowego protokołu

DOI:

10.3791/63025

⸱

21 września 2021

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Diagnostic & Research PET/MRI Center, Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children, 2Department of Radiology, Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children, 3Department of Neurology, Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children, 4Department of Biomedical Research, Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy radiosyntezę 1-(2-[18F]Fluoroetylo)-L-tryptofanu, środka do obrazowania metodą pozytonowej tomografii emisyjnej do badania metabolizmu tryptofanu, przy użyciu jednogarnkowej, dwuetapowej strategii w systemie syntezy radiochemicznej o dobrych wydajnościach radiochemicznych, wysokim nadmiarze enancjomerycznym i wysokiej niezawodności.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Szlak kinureninowy (KP) jest główną drogą metabolizmu tryptofanu. Dowody silnie sugerują, że metabolity KP odgrywają istotną rolę w proliferacji guza, epilepsji, chorobach neurodegeneracyjnych i chorobach psychicznych ze względu na ich działanie immunomodulujące, neuromodulujące i neurotoksyczne. Najszerzej stosowany środek pozytonowej tomografii emisyjnej (PET) do mapowania metabolizmu tryptofanu, α-[11C]metylo-L-tryptofan ([11C]AMT), ma krótki okres półtrwania wynoszący 20 minut przy pracochłonnych procedurach radiosyntezy. Do radiosyntezy [11C]AMT wymagany jest cyklotron na miejscu. Tylko ograniczona liczba ośrodków wytwarza [11C]AMT do badań przedklinicznych i badań klinicznych. W związku z tym pilnie potrzebne jest opracowanie alternatywnego środka do obrazowania, który ma dłuższy okres półtrwania, korzystną kinetykę in vivo i jest łatwy do zautomatyzowania. Użyteczność i wartość 1-(2-[18F]fluoroetylo)-L-tryptofanu, analogu tryptofanu znakowanego fluorem-18, została zgłoszona w zastosowaniach przedklinicznych w ksenoprzeszczepach pochodzących z linii komórkowych, ksenoprzeszczepach pochodzących od pacjentów i transgenicznych modelach nowotworów.

Ten artykuł przedstawia protokół radiosyntezy 1-(2-[18F]fluoroetylo)-L-tryptofanu przy użyciu jednoetapowej, dwuetapowej strategii. Korzystając z tego protokołu, radioznacznik może być wytwarzany z wydajnością radiochemiczną 20 ± 5% (rozpad skorygowany na końcu syntezy, n > 20), zarówno przy czystości radiochemicznej, jak i nadmiarze enancjomerycznym powyżej 95%. Protokół zawiera niewielką ilość prekursora z nie więcej niż 0,5 ml rozpuszczalnika reakcyjnego na każdym etapie, niskie obciążenie potencjalnie toksycznym 4,7,13,16,21,24-heksaoksa-1,10-diazabicyklo[8.8.8]heksakozanem (K222) oraz przyjazną dla środowiska i nadającą się do wstrzykiwań fazę ruchomą do oczyszczania. Protokół można łatwo skonfigurować do produkcji 1-(2-[18F]fluoroetylo)-L-tryptofanu do badań klinicznych w dostępnym na rynku module.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

U ludzi tryptofan jest niezbędnym składnikiem codziennej diety. Tryptofan jest metabolizowany głównie przez szlak kinureninowy (KP). KP jest katalizowany przez dwa enzymy ograniczające szybkość, 2,3-dioksygenazę indoloaminy (IDO) i 2,3-dioksygenazę tryptofanu (TDO). Ponad 95% tryptofanu jest przekształcane w kinureninę i jej dalsze metabolity, ostatecznie wytwarzając dinukleotyd nikotynamidoadeninowy, który jest niezbędny do transdukcji energii komórkowej. KP jest kluczowym regulatorem układu odpornościowego oraz ważnym regulatorem neuroplastyczności i efektów neurotoksycznych1,2. Nieprawidłowy metabolizm tryptofanu jest związany z różnymi zaburzeniami neurologicznymi, onkologicznymi, psychiatrycznymi i metabolicznymi; W związku z tym znakowane radioaktywnie analogi tryptofanu są szeroko stosowane w badaniach klinicznych. Dwa najczęściej badane klinicznie radioznaczniki tryptofanu to 11C-α-metylo-L-tryptofan ([11C]AMT) i 11C-5-hydroksytryptofan (11C-5-HTP)3.

W latach dziewięćdziesiątych 11C-5-HTP był używany do wizualizacji guzów neuroendokrynnych wydzielających serotoninę4 oraz do diagnozowania i monitorowania terapii opornego na hormony gruczolakoraka gruczołu krokowego z przerzutami5. Później był używany jako narzędzie do obrazowania do ilościowego oznaczania układu serotoninergicznego w endokrynologicznej trzustce6. 11C-5-HTP jest również obiecującym znacznikiem do nieinwazyjnego wykrywania żywotnych wysp trzustkowych w przeszczepie wysp trzustkowych wewnątrzwrotnych i cukrzycy typu 27,8. W ciągu ostatnich dwóch dekad wiele aminokwasów znakowanych radioaktywnie przeszło do badań klinicznych9,10. W szczególności analog tryptofanu znakowany węglem-11 [11C] AMT zyskał dużą uwagę do mapowania syntezy serotoniny w mózgu11,12,13,14 oraz do lokalizacji ognisk padaczkowych, guzów padaczkowych, zespołu stwardnienia guzowatego, glejaków i raka piersi15,16,17,18,19,20,21,22,23,24,25,26. [11kategorii]AMT ma również wysoki wychwyt w różnych nowotworach o niskim i wysokim stopniu złośliwości u dzieci27. Ponadto, kinetyczna analiza znacznikowa [11C]AMT u ludzi została wykorzystana do różnicowania i klasyfikowania różnych nowotworów oraz różnicowania glejaka od uszkodzenia tkanek wywołanego promieniowaniem15. [11kategorii]Obrazowanie pod kontrolą AMT wykazuje znaczące korzyści kliniczne w zaburzeniach mózgu3,25. Jednak ze względu na krótki okres połowicznego rozpadu węgla-11 (20 min) i pracochłonne procedury radiosyntezy, stosowanie [11C] AMT jest ograniczone do kilku ośrodków PET z cyklotronem i radiochemią.

Fluor-18 ma korzystny okres półtrwania wynoszący 109,8 min, w porównaniu do 20-minutowego okresu połowicznego rozpadu węgla-11. Coraz częściej wysiłki koncentrują się na opracowaniu znakowanych fluorem-18 radioznaczników do metabolizmu tryptofanu3,28. W sumie zgłoszono 15 unikalnych radioznaczników tryptofanu znakowanych radioizotopanem fluorem-18 pod względem znakowania radioaktywnego, mechanizmów transportu, stabilności in vitro i in vivo, biodystrybucji i wychwytu guza w ksenoprzeszczepach. Jednak szybką defluorację in vivo zaobserwowano dla kilku znaczników, w tym 4-, 5- i 6-[18F]fluorotryptofanu, co uniemożliwiło dalszą translację kliniczną29. 5-[18F]fluoro-α-metylotryptofan (5-[18F]FAMT) i 1-(2-[18F]fluoroetylo)-L-tryptofan (L-[18F]FETrp, znany również jako kwas (S)-2-amino-3-(1-(2-[18F]fluoroetylo)-1 H-indol-3-ylo)propanowy, masa cząsteczkowa 249,28 g/mol), to dwa najbardziej obiecujące radioznaczniki o korzystnej kinetyce in vivo w modelach zwierzęcych i dużym potencjale do przekroczenia [11C]AMT do oceny stanów klinicznych z rozregulowanym metabolizmem tryptofanu28. 5-[18F]FAMT wykazał wysoki wychwyt w ksenoprzeszczepach guza IDO1-dodatnich myszy z obniżoną odpornością i jest bardziej specyficzny do obrazowania KP niż [11C] AMT28,30. Jednak stabilność in vivo 5-[18F]FAMT pozostaje potencjalnym problemem, ponieważ nie zgłoszono żadnych danych dotyczących defluorowania in vivo po upływie 30 minut od wstrzyknięcia znacznika30.

Badanie przedkliniczne na genetycznie zmodyfikowanym mysim modelu rdzeniaka zarodkowego wykazało, że w porównaniu z 18F-fluorodeoksyglukozą (18F-FDG), L-[18F]FETrp miał wysoką akumulację w guzach mózgu, znikomą defluorację in vivo i niski pobór tła, wykazując lepszy stosunek celu do niedocelowego31,32. Badania dozymetrii promieniowania na myszach wykazały, że L-[18F]FETrp miał około 20% niższą ekspozycję na korzystną dozymetrię niż kliniczny 18F-FDG PET tracer33. Zgodnie z ustaleniami innych badaczy, dane z badań przedklinicznych dostarczają istotnych dowodów na poparcie klinicznego tłumaczenia L-[18F]FETrp do badania nieprawidłowego metabolizmu tryptofanu u ludzi z zaburzeniami mózgu, takimi jak padaczka, neuroonkologia, autyzm i stwardnienie guzowate28,31,32,33,34,35,36. Ogólne porównanie trzech najszerzej badanych znaczników metabolizmu tryptofanu, 11C-5-HTP, [11C] AMT i L-[18F]FETrp, przedstawiono w tabeli 1. Zarówno 11C-5-HTP, jak i [11C]AMT mają krótki okres półtrwania i pracochłonne procedury znakowania radioaktywnego. Opisano tutaj protokół radiosyntezy L-[18F]FETrp przy użyciu jednoetapowego, dwuetapowego podejścia. Protokół obejmuje użycie niewielkiej ilości prekursora znakowania radioaktywnego, małej objętości rozpuszczalników reakcyjnych, niskiego obciążenia toksycznym K222 oraz przyjaznej dla środowiska i nadającej się do wstrzykiwania fazy ruchomej w celu oczyszczenia i łatwego formułowania.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Protokół dotyczy materiałów radioaktywnych. Każda dodatkowa dawka materiałów radioaktywnych może prowadzić do proporcjonalnego wzrostu ryzyka wystąpienia niepożądanych skutków zdrowotnych, takich jak rak. Badacze muszą postępować zgodnie z praktykami "tak niskimi, jak rozsądnie osiągalne" dawkami (ALARA), aby kierować protokołem radiosyntezy z odpowiednią ochroną w gorącej komórce lub ołowianym kapturze. Niezbędne jest zminimalizowanie czasu bezpośredniego kontaktu, użycie ołowianej osłony i zachowanie maksymalnej odległości dla każdego etapu ekspozycji na promieniowanie w procesie radiosyntezy. Noś plakietkę dozymetryczną promieniowania i pierścienie do monitorowania dłoni przez cały czas trwania eksperymentu i często monitoruj potencjalnie skażone powierzchnie, takie jak rękawice, rękawy i stopy. Należy przestrzegać przepisów Komisji Dozoru Jądrowego (NRC), lokalnych i instytucjonalnych dotyczących użytkowania, transportu i utylizacji wszelkich materiałów radioaktywnych.

1. Wstępne przygotowania

  1. Przygotować 10% etanol w 50 mM octanu sodu/kwasie octowym fazy ruchomej do półpreparatywnej wysokosprawnej chromatografii cieczowej (HPLC).
    1. Umieścić 3 ml lodowatego kwasu octowego w czystej kolbie pomiarowej o pojemności 1000 ml. Dodać 900 ml ultraczystej wody (rezystywność 18 milionów omów-cm w temperaturze 25 °C) do kolby miarowej; dodać około 8 ml 6 M roztworu wodorotlenku sodu i dostosować pH do 5,5 za pomocą skalibrowanego pH-metru i paska pH. Po ostygnięciu roztworu do temperatury pokojowej uzupełnić objętość do 1000 ml ultraczystą wodą, aby przygotować 50 mM roztwór octanu sodu/kwasu octowego (pH 5,5).
    2. Przefiltruj próżniowo roztwór przez filtr membranowy 0,2 μm i przenieś roztwór do dwóch butelek z rozpuszczalnikiem o pojemności 500 ml.
    3. Umieścić około 250 ml powyższego buforu w kolbie miarowej o pojemności 500 ml. Za pomocą cylindra z podziałką odmierzyć 50 ml etanolu z Farmakopei Stanów Zjednoczonych (USP) i dodać etanol do kolby miarowej. Uzupełnić objętość do 500 ml 50 mM octanu sodu/kwasu octowego i zmierzyć wartość pH za pomocą paska pH.
  2. Przygotowanie rozwiązań kontroli jakości (QC) do testu przydatności systemu.
    1. Napełnij butelki z rozpuszczalnikiem HPLC świeżą ultraczystą wodą (rozpuszczalnik A) i etanolem (rozpuszczalnik B). Zalać pompę HPLC i załadować program HPLC natężeniem przepływu 1 ml/min składającym się z 30% rozpuszczalnika A i 70% rozpuszczalnika B (v/v).
    2. Przygotuj roztwór kontrolny (roztwór ślepy) do kontroli jakości. Dodać 5 ml 0,9% chlorku sodu do szklanej fiolki o pojemności 20 ml. Dodać 0,15 ml 23,4% chlorku sodu do powyższego roztworu. Dodać 6 ml półpreparatywnej fazy ruchomej HPLC przygotowanej w kroku 1.1.3 (10% etanolu w 50 mM octanu sodu/kwasu octowego, pH 5,5) do szklanej fiolki.
    3. Przygotować 1 μg/ml nieznakowanego radioizotopowo L-FETrp i 5 μg/ml racemicznych mieszanin L-FETrp i D-FETrp (roztwory wzorcowe).
    4. Zbuduj krzywą kalibracyjną przy użyciu standardowych roztworów L-FETrp (0,1 μg/ml, 0,5 μg/ml, 1,0 μg/ml, 10 μg/mL, 100 μg/mL).
    5. Skonfiguruj sekwencję HPLC. Należy upewnić się, że sekwencja obejmuje jeden przebieg roztworu próbki ślepej, dwa przebiegi wzorcowego L-FETrp (1 μg/ml), jeden przebieg racemicznych mieszanin L-FETrp i D-FETrp (5 μg/ml) oraz jeden przebieg końcowego preparatu promieniotwórczego.
    6. Uruchomić częściową sekwencję HPLC w celu przetestowania przydatności systemu przed analizą próbek promieniotwórczych przy użyciu analitycznej kolumny HPLC (250 x 4,6 mm).
      1. Uruchomić jedną próbkę ślepą i upewnić się, że chromatogram próbki ślepej nie wykazuje żadnych pików lub wykazuje one nieznaczne piki między objętością pustej przestrzeni a 10 minutami chromatogramu.
      2. Przeprowadzić dwie kontrpróby roztworu wzorcowego (zawiera 1 μg/ml L-FETrp). Upewnij się, że obszary L-FETrp w dwóch kontrpróbach mieszczą się w zakresie ±5 % wartości średniej.
      3. Uruchomić jedną próbkę mieszanin L-FETrp i D-FETrp (odpowiednio 5 μg/ml L-FETrp i D-EFTrp). Upewnij się, że L-FETrp i D-FETrp mogą być zidentyfikowane na chromatogramie i rozwiązane na linii podstawowej.
  3. Przygotować roztwory do znakowania radioaktywnego i inne materiały.
    1. Dodaj następujące roztwory odpowiednio do pięciu fiolek w kształcie litery V o pojemności 1,5 ml. Fiolka 1: 1 ml roztworu węglanu potasu (K2CO3)/K222 (5 mg/ml K222 i 1 mg/mlK2CO3 w roztworze wody/acetonitrylu, 1/99, v/v) do elucji [18F]fluorku; Fiolka 2: 0,4 ml bezwodnego acetonitrylu do suszenia [18F]fluorkiem; Fiolka 3: prekursor znakowania radioaktywnego w bezwodnym acetonitrylu (1-2 mg w 0,5 ml bezwodnego acetonitrylu) do włączenia [18F]fluorku; Fiolka 4: kwas solny (2 M, 0,25 ml) w acetonitrylu (0,25 ml) do kwasolizy; Fiolka 5: 2 M wodorotlenek sodu (0,25 ml) do neutralizacji mieszanin reakcyjnych.
    2. Aktywować czwartorzędowy wkład świetlny z metyloamonem (QMA), przepuszczając najpierw przez 10 ml nasyconego roztworu wodorowęglanu sodu, a następnie 10 ml ultraczystej wody, a następnie przepłukać wkład strumieniem azotu. Kondycjonuj lekki wkład C8 i neutralny wkład z tlenku glinu, przepuszczając przez 10 ml etanolu, a następnie 10 ml ultraczystej wody.
    3. Dodać 0,15 ml 23,4% chlorku sodu i 5 ml 0,9% chlorku sodu do sterylnej fiolki z preparatem o pojemności 30 ml w celu dostosowania toniczności i rozcieńczenia frakcji HPLC.
    4. Przygotować roztwór (1 ml octanu sodu/buforu kwasu octowego, 50 mM, pH = 5,5 przygotowanego w kroku 1.1.1, 1 ml etanolu i 0,5 ml wody [łącznie 2,5 ml]) w strzykawce do przepłukania naczynia reakcyjnego; załadować do sterylnej fiolki o pojemności 10 ml.

2. Zbierz materiały do radioznakowania i zsyntetyzuj radiomagnetycznie L-[18F]FETrp

  1. Zmontuj materiały do znakowania radioaktywnego.
    1. Włącz zasilanie modułu, dwutlenek węgla, sprężone powietrze, przewody argonowe i zasilanie programowalnego sterownika logicznego (PLC). Kliknij przycisk mod_pscf18, aby aktywować program systemu syntezy radiochemicznej. Zainicjuj MVP wejścia, wyjścia i receptury i upewnij się, że MVP znajdują się odpowiednio na pozycjach 4, 1, 1.
    2. Upewnij się, że pętla HPLC znajduje się w pozycji wstrzykiwania, a wkład świetlny QMA w pozycji wychwytywania fluorku [18F].
    3. Zainstalować półpreparatywną butelkę z fazą ruchomą HPLC (zawierającą roztwór przygotowany w kroku 1.1.3). Zrównoważyć system HPLC, przepuszczając fazę ruchomą przez chiralną kolumnę HPLC (250 x 10 mm) i kolumnę C18 (100 x 10 mm) przy natężeniu przepływu 2 ml/min przez co najmniej 30 minut, a następnie przełączyć zawór przekierowujący, pozwolić mobilnej HPLC przejść tylko przez chiralną kolumnę HPLC i zwiększyć natężenie przepływu do 3 ml / min.
    4. Zainstaluj wkład świetlny QMA w linii wychwytywania/uwalniania fluorku [18F]. Zainstalować ułożone w stos wkłady z tlenku glinu/C8 między wejściową pozycją MVP 6 a fiolką pośrednią, która jest fiolką o pojemności 10 ml w kształcie litery V podłączoną do pętli próbki HPLC. Zainstalować pustą fiolkę o pojemności 10 ml (fiolkę odpowietrzającą) do wyjściowej pozycji MVP 4 z kolejną igłą przymocowaną do fiolki jako odpowietrznik. Zainstaluj fiolki z odczynnikami 1-5 odpowiednio w pozycjach wejściowych MVP 1-5.
    5. Umieścić fiolkę zawierającą roztwór płuczący przygotowany w kroku 1.3.4 w pozycji wyjściowej MVP 6.
    6. Zainstalować butelkę na odpady o pojemności 500 ml (w celu zebrania odpadów HPLC przechodzących zarówno przez kolumnę chiralną, jak i C18) w pozycji MVP preparatu 1. Zainstalować kolejną butelkę na odpady o pojemności 500 ml (w celu zebrania odpadów HPLC przechodzących przez kolumnę chiralną) do końca pojemnika na odpady czteroportowego zaworu dwupozycyjnego.
    7. Połączyć fiolkę z frakcją (roztwór wstępnie napełniony przygotowany w kroku 1.3.3) do pozycji 2 MVP preparatu. Podłącz wyjściową pozycję MVP 3 (linia gazowa) i linię dostarczania produktu końcowego do fiolek pozycji 2 MVP preparatu, aby odzyskać produkt końcowy. Zainstalować pustą sterylną fiolkę o pojemności 10 ml w pozycji MVP 3 preparatu, która będzie używana jako fiolka zapasowa do zbierania frakcji docelowej.
    8. Zamontuj krótką kolumnę C18 między czteroportowym, dwupozycyjnym zaworem przekierowującym a preparatem MVP.
      UWAGA: Podczas instalacji fiolek z odczynnikiem i preparatem należy upewnić się, że dopływ argonu w panelu sterowania jest wyłączony, a ciśnienie argonu wynosi zero, aby uniknąć nieoczekiwanego przeniesienia cieczy podczas montażu fiolki. Dokładnie sprawdź wszystkie połączenia igieł, pozycje fiolek i pozycje MVP w celu uzyskania powtarzalnej radiosyntezy.
  2. Radiosynteza L-[18F]FETrp
    1. Otrzymaj i zbadaj [18F] fluorek.
      1. Otrzymując roztwór fluorku [18F] (15 ± 3 gigabekerel (GBq) na początku syntezy, patrz Tabela materiałów), należy zbadać ołowianą skrzynkę na powierzchni i w odległości 1 m, aby zarejestrować maksymalne wskaźniki narażenia na promieniowanie. Wykonaj test wycierania, aby upewnić się, że pudełko wysyłkowe nie jest zanieczyszczone. Zapisz dawkę [18F] fluorku i czas.
    2. Przenieś [18F] fluorek.
      1. Przenieść radioaktywność do systemu syntezy radiochemicznej.
      2. Połączyć linię argonu z krótką igłą, a linię transferu fluorku [18F] z długą igłą z fiolką z fluorkiem [18F]. Zamknij szklane drzwiczki z gorącymi komórkami i drzwiczki ołowiane.
        UWAGA: Użyj długiego zacisku, aby wcisnąć obie igły; upewnić się, że długa końcówka igły znajduje się na dnie fiolki z fluorkiem [18F], tak aby można było przenieść cały fluorek [18F]. Zazwyczaj do podawania [18F] fluorku wymagana jest fiolka w kształcie litery V.
    3. Wychwytuj, eluuj i azeotropowo susz [18F]fluorku.
      1. Kliknij Ar Supply, aby włączyć przewód doprowadzający argon, zwiększyć ciśnienie argonu, włączyć przewód do przepychania fluorku [18F] i przepchnąć wodny fluorek [18F] przez wkład świetlny QMA. Po tym, jak cała radioaktywność zostanie uwięziona we wkładzie świetlnym QMA, a odczyt detektora radioaktywności będzie stały, zwiększ ciśnienie argonu i wdmuchuj argon przez wkład przez kolejne 5 minut, aby usunąć nadmiar wody.
      2. Wyłącz przewód do wypychania fluorku [18F], zmniejsz ciśnienie argonu do zera, przełącz sześcioportowy zawór dwupozycyjny z pozycji wychwytywania fluorku [18F] do pozycji elucji. Otwórz fiolkę reakcyjną, włącz wejściową linię argonową MVP w pozycji 1, wepchnij roztwór K222/K2CO3 do wejściowej fiolki MVP w pozycji 1 przez wkład świetlny QMA, aby wymyć radioaktywność do fiolki reakcyjnej. Przełącz pozycję elucji fluorku [18F] na pozycję pułapki.
      3. Kliknij przycisk Podgrzewanie, aby podgrzać reaktor do temperatury 110 °C, włączyć linię argonową MVP w pozycji 4 (linia zamiatania), która łączy się z reaktorem, i odparować rozpuszczalnik do wyjściowej fiolki MVP w pozycji 4
        4. .
      4. Kliknij przycisk Chłodzenie, aby schłodzić reaktor do temperatury pokojowej za pomocą sprężonego dwutlenku węgla, wyłącz linię zamiatania, przełącz pozycję wejściową MVP 1 na pozycję 2 i dodaj bezwodny acetonitryl do fiolki 2. Włącz zamiataczkę i grzałkę, aby wysuszyć azeotropowo [18F] fluorek w temperaturze 110 °C.
    4. Dodać prekursor znakowania promieniotwórczego i dodać [18F]fluorek.
      1. Schłodzić reaktor do temperatury pokojowej, wyłączyć linię zamiatania, przełączyć pozycję wejściową MVP 2 na pozycję 3 i dodać prekursor znakowania radioaktywnego tosylanu do fiolki 3. Zamknąć reaktor i podgrzewać mieszaniny reakcyjne w temperaturze 100 °C przez 10 minut.
    5. Odparować rozpuszczalnik reakcyjny i zakwasić.
      1. Schłodzić i otworzyć reaktor, włączyć linię zamiatania i odparować rozpuszczalnik reakcyjny w temperaturze 100 °C.
      2. Schłodzić reaktor, wyłączyć linię zamiatania, przełączyć pozycję wejściową MVP 3 na pozycję 4 i dodać mieszaninę kwasu solnego i acetonitrylu (0,5 ml, 1/1, v/v). Podgrzewać reakcję w temperaturze 100 °C przez 10 minut w celu deochrony grup chroniących przed tert-butylem i tert-butyloksykarbonylem w prekursorze znakowania promieniotwórczego.
    6. Zneutralizuj reakcję.
      1. Schłodzić reaktor do temperatury pokojowej i przełączyć pozycję wejściową MVP 4 na pozycję 5, aby dodać 2 M wodorotlenek sodu w celu zobojętnienia mieszaniny reakcyjnej. Wyłącz wejściową linię argonową MVP.
    7. Przenieść mieszaninę reakcyjną do fiolki pośredniej.
      1. Kliknij przycisk F w wyjściowym MVP, aby przełączyć wyjściowy MVP z pozycji wentylacji 4 na pozycję 5, a następnie kliknij przycisk F w wejściowym MVP, aby przełączyć wejściowy MVP z pozycji 5 na pozycję 6. Włącz wyjściową linię argonową MVP. Przepchnąć mieszaninę reakcyjną przez ułożone w stos neutralne wkłady z tlenkiem glinu i C8 do fiolki pośredniej zainstalowanej przed pętlą próbki HPLC.
    8. Przepłukać reaktor i przenieść roztwór.
      1. Przełączyć wyjście MVP w pozycji 5 na pozycję 6, przepchnąć kolejno roztwór płuczący w fiolce wyjściowej pozycji MVP 6 przez fiolkę reakcyjną, a następnie wkłady do fiolki pośredniej. Należy pamiętać, że objętość połączonej mieszaniny wynosi około 3,5 ml. Zamknąć naczynie reakcyjne.
    9. Załadować połączoną mieszaninę do pętli HPLC i oczyścić mieszaninę.
      1. Przełącz pętlę HPLC z pozycji wtrysku do pozycji obciążenia, włącz wejściową linię argonową MVP i załaduj mieszaniny do pętli HPLC o pojemności 5 ml. Po zakończeniu ładowania przełącz przycisk obciążenia na wstrzyknięcie i kliknij Wstrzyknij HPLC, aby rozpocząć chromatogram HPLC przy natężeniu przepływu 3 ml/min. Kliknij przycisk monitora HPLC, aby uzyskać dostęp do chromatogramu HPLC w czasie rzeczywistym.
    10. Przekieruj frakcję docelową do kolumny C18.
      1. Kliknij przycisk MVP przekierowania, aby przekierować docelową frakcję HPLC do krótkiej kolumny C18 po około 12 minutach.
    11. Przepłukać chiralną kolumnę HPLC i oczyścić frakcję w kolumnie C18.
      1. Po zebraniu docelowej promieniotwórczości w kolumnie C18 (i przepływie fazy ruchomej HPLC do butelki na odpady w pozycji 1 preparatu), należy przełączyć czteroportowy dwupozycyjny zawór przekierowujący do pozycji odbioru odpadów. Przepłukać kolumnę chiralną z prędkością 4 ml/min przez 6 minut, aby usunąć niewielki enancjomer D-[18F]FETrp i inne zanieczyszczenia ultrafioletowe (UV).
      2. Kliknij przycisk MVP przekierowania, aby przekierować fazę ruchomą HPLC z powrotem do pozycji 1 MVP preparatu przy natężeniu przepływu 3 ml / min. Obserwuj, że faza ruchoma przechodzi przez kolumnę chiralną i kolumnę C18 w celu oczyszczenia L-[18F] FETrp zatrzymanego w kolumnie C18.
    12. Zbierz frakcję docelową.
      1. Zebrać eluent po około 32-34 minutach do fiolki z pozycją 2 preparatu.
        UWAGA: Zazwyczaj zbiera się 2-minutową frakcję HPLC, a całkowita objętość wraz z wstępnie napełnionym roztworem chlorku sodu wynosi 8-15 ml.
    13. Dostarczyć dawkę do sterylnej fiolki z produktem końcowym.
      1. Przepchnąć roztwór z fiolki z preparem MVP w pozycji 2 przez przewód doprowadzający i sterylny filtr do fiolki z ostatnią dawką (za pomocą fabrycznie zainstalowanej sterylnej igły filtra odpowietrzającego).
        UWAGA: Kroki protokołu 2.2.9-2.2.13 są etapami stosowanymi do oczyszczania L-[18F]FETrp metodą HPLC.
    14. Oznaczyć radioaktywność i objętość dawki.
      1. Wyjąć sterylny filtr i oznaczyć ostateczną dawkę, aktywność i objętość.
      2. Przepłukać system ultraczystą wodą, a następnie etanolem w ilości 4 ml/min przez co najmniej 15 minut. Wyłącz pompę HPLC i skrzynkę PLC; zamknij program; wyłączyć przewód sprężonego powietrza, przewód argonu i przewód dwutlenku węgla; i wyłącz główne zasilanie modułu.
    15. Pobrać dawkę kontroli jakości i uruchomić próbki kontroli jakości.
      1. Pobrać około 0,1 ml ostatniej dawki do 0,2 ml wkładki fiolki z kontrolą jakości. Uruchom gorącą próbkę jako program "częściowej sekwencji" zgodnie z testem przydatności systemu opisanym w kroku 1.2.6 .
    16. Przeanalizuj dane QC i uwolnij dawkę.
      1. Obliczyć czystość chemiczną i radiochemiczną, wartość nadmiaru enancjomerycznego i aktywność molową; określić wartość pH.
      2. Zwolnić dawkę, jeśli wszystkie wyniki badań mieszczą się w dopuszczalnym zakresie.

3. Czyszczenie systemu po uruchomieniu

  1. Zbadaj moduł znakowania radioaktywnego za pomocą miernika Geigera-Muellera (GM), aby upewnić się, że radioaktywność jest odpowiednio rozłożona (co najmniej 24 godziny) przed czyszczeniem systemu.
  2. Włączyć zasilanie modułu znakowania radiologicznego i zasilanie skrzynki PLC; aktywować program systemu syntezy radiochemicznej i zainicjować MVP wejścia, MVP wyjścia i MVP formulacji. Przełącz selektor kolumn w pozycję obejścia.
  3. Odłącz wkłady QMA light, tlenku glinu i C8.
  4. Najpierw przepłucz wszystkie fiolki i przewody ultraczystą wodą, a następnie etanolem. Wysuszyć fiolki i żyłki argonem o wysokiej czystości.
  5. Uszczelnij każdy otwór wentylacyjny za pomocą sterylnej igły z nasadką. Zastąp fiolki z odczynnikiem i naczynie reakcyjne odpowiednio fiolkami spalonymi w piecu i naczyniem reakcyjnym.
  6. Wyłącz pompę HPLC i skrzynkę PLC, zamknij program, wyłącz przewód sprężonego powietrza, przewód argonu i przewód dwutlenku węgla oraz wyłącz główne zasilanie modułu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Schemat reakcji jest pokazany w Rysunek 1. Znakowanie radioaktywne obejmuje następujące dwa etapy: 1) reakcja prekursora znakowania radioaktywnego tosylanu z fluorkiem [18F] dostarcza 18produktów pośrednich znakowanych F, oraz 2) deprotekcja grup chroniących przed tert-butyloksykarbonylem i tert-butylem w półprodukcie daje produkt końcowy L-[18F]FETrp. Oba etapy reakcji są kontynuowane w temperaturze 100 °C przez 10 minut.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tryptofan jest aminokwasem niezbędnym dla ludzi. Odgrywa ważną rolę w regulacji nastroju, funkcji poznawczych i zachowania. Znakowane radioaktywnie pochodne tryptofanu, w szczególności znakowany węglem 11AMT, były szeroko badane ze względu na ich unikalną rolę w mapowaniu syntezy serotoniny38,39, wykrywaniu i klasyfikowaniu nowotworów40, kierowaniu chirurgią padaczki41,42

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie istnieją konkurencyjne interesy finansowe.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez Centrum Diagnostyki i Badań PET/MRI oraz przez Departamenty Badań Biomedycznych i Radiologii w Nemours/Alfred I. duPont Hospital for Children.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
[18F]Fluor w [18O]H2OPETNET Solutions Inc.Nie dotyczy
4,7,13,16,21,24-heksaoksa-1,10-diazabicyklo[8.8.8]heksakozanaACROS291950010Kryptofix 222 lub K222, 98%
Kwas octowyACROS22214250099,8%
AcetonitrylSigma-Aldrich271004bezwodny, 99,8%
System HPLC Agilent 1260Technologie Agilent1260Seria
Analityczna chiralna kolumna HPLCSigma-Aldrich12024ASTAstec CHIROBIOTIC T, 25 cm i czasy; 4,6 mm
Dwutlenek węgla, 60 LBSAirgasREFR744R200S99,99%
D-FETrp standardowe odniesienieAffinity Research Chemicals IncNie dotyczyNiestandardowa synteza
Pusta sterylna fiolkaJubilant HollisterStier751520 mm zamknięcie, 10 ml
etanoluDecon Labs2716200 proof, klasa USP. ≥ 99,9%
Filtr strzykawkowy Fisherbrand 13 mm, 0,22 i mikro; m, PVDF, sterylneFisher Scientific09-720-3
Kwas solnySigma-Aldrich30721≥ 37%
IzopropanolDecon Labs831670%, sterylny
L-[18F]FETrp prekursor znakowania radioaktywnegoAffinity Research Chemicals IncN/ANiestandardowa synteza
L-FETrp odniesienie do standarduAffinity Research Chemicals IncN/ANiestandardowa synteza
Lekki wkład C8WodyWAT036770Sep-Pak  Igła z lekkim wkładem C8 plus
, 20 G x 1Becton-Dickinson & Co.
305175 Igła, 20 G x 1 & frac12;Becton-Dickinson & Co.
305176 Igła, 21 G x 2Becton-Dickinson & Co.
Neutralny tlenek glinuWodyWAT023561Sep-Pak tlenek glinu N plus lekka
membrana nylonowa (0,20 &mikro; m )MilliPoreGNWP0470047 mm
Sterylny filtr strzykawkowy Pall Acrodisc 25 mmPall Corporation4907
System syntezy radiochemicznej PETCHEM PETCHEMSolutions Inc. Pinckney, MIN/ARadiosyntezator
Paski pH 2,0 - 9,0EMD Millipore1.09584.0001
Węglan potasuSigma-Aldrich36787799,995%
Czwartorzędowy wkład świetlny metyloamonowyWody186004051Sep-Pak QMA light
Półpreparatywna kolumna C18 HPLCPhenomenex00D-4253-N0100 & razy; 10 mm
Półpreparatywna chiralna kolumna HPLCSigma-Aldrich12034ASTAstec CHIROBIOTIC T, 25 cm & razy; 10 mm
Chlorek sodu do wstrzykiwań 23.4%APP Pharmaceutical, LLC18730Klasa USP
Chlorek sodu do wstrzykiwań 0,9%HospiraNDC 0409-4888-10
Wodorotlenek soduHoneywell30657699,99%
Igła do rdzenia, 20 G x 3 i frac12;Becton-Dickinson & Co.
Sterylne podkładki nasączone alkoholemBioMed Resource Inc.PC661
Sterylne puste fiolki, 2 mlHollister Stier7505ZA13 mm zamknięcie
Sterylne puste fiolki, 30 mlJubilant HollisterStier7520ZA20 mm zamknięcie
Strzykawka PP/PE, 3 mL, Luer LockAir-Tite4020-X00V0
Strzykawka PP/PE, 5 mL, Luer LockBecton-Dickinson & Co.
Strzykawka,  PP/PE, 10 mL, NORM-JECTAir-Tite4100-000V0
Strzykawka, 1 mL, Luer SlipBecton-Dickinson & Co.
Strzykawka, 3 ml, Luer-LockBecton-Dickinson & Co.
Argon o ultra wysokiej czystościAirgasAR UHP30099,999%
Ultraczysta wodaMilliporeSigmaZRQSVP300Direct-Q 3 kran do systemu oczyszczania czystej i ultraczystej wody
Agilent 1260305129 klasy USP 405182309646309659309657

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Cetina Biefer, H. R., Vasudevan, A., Elkhal, A. Aspects of tryptophan and nicotinamide adenine dinucleotide in immunity: A new twist in an old tale. International Journal of Tryptophan Research. 10, 1178646917713491(2017).
  2. Savitz, J. The kynurenine pathway: a finger in every pie. Molecular Psychiatry. 25 (1), 131-147 (2020).
  3. Zlatopolskiy, B. D., et al. 11C- and 18F-labelled tryptophans as PET-tracers for imaging of altered tryptophan metabolism in age-associated disorders. Russian Chemical Reviews. 89 (9), 879-896 (2020).
  4. Eriksson, B., et al. Positron emission tomography (PET) in neuroendocrine gastrointestinal tumors. Acta Oncologica. 32 (2), 189-196 (1993).
  5. Kälkner, K. M., et al. Positron emission tomography (PET) with 11C-5-Hydroxytryptophan (5-HTP) in patients with metastatic hormone-refractory prostatic adenocarcinoma. Nuclear Medicine and Biology. 24 (4), 319-325 (1997).
  6. Eriksson, O., et al. Quantitative imaging of serotonergic biosynthesis and degradation in the endocrine pancreas. Journal of Nuclear Medicine. 55 (3), 460-465 (2014).
  7. Carlbom, L., et al. 11C]5-hydroxy-tryptophan pet for assessment of islet mass during progression of type 2 diabetes. Diabetes. 66 (5), 1286-1292 (2017).
  8. Eriksson, O., et al. Positron emission tomography to assess the outcome of intraportal islet transplantation. Diabetes. 65 (9), 2482-2489 (2016).
  9. Jager, P. L., et al. Radiolabeled amino acids: Basic aspects and clinical applications in oncology. Journal of Nuclear Medicine. 42 (3), 432-445 (2001).
  10. Langen, K. J., Galldiks, N. Update on amino acid pet of brain tumours. Current Opinion in Neurology. 31 (4), 354-361 (2018).
  11. Chugani, D. C., Muzik, O., Chakraborty, P., Mangner, T., Chugani, H. T. Human brain serotonin synthesis capacity measured in vivo with α-[C-11]methyl-L-tryptophan. Synapse. 28 (1), 33-43 (1998).
  12. Chugani, D. C., Muzik, O. Alpha[C-11]methyl-L-tryptophan PET maps brain serotonin synthesis and Kynurenine pathway metabolism. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 20, 2-9 (2000).
  13. Diksic, M., Nagahiro, S., Sourkes, T. L., Yamamoto, Y. L. A new method to measure brain serotonin synthesis in vivo. I. Theory and basic data for a biological model. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 10 (1), 1-12 (1990).
  14. Diksic, M., Young, S. N. Study of the brain serotonergic system with labeled α-methyl-L-tryptophan. Journal of Neurochemistry. 78 (6), 1185-1200 (2001).
  15. Alkonyi, B., et al. Accurate differentiation of recurrent gliomas from radiation injury by kinetic analysis of α-11C-methyl-L-tryptophan PET. Journal of Nuclear Medicine. 53, 1058-1064 (2012).
  16. Bagla, S., et al. A distinct microRNA expression profile is associated with α[11C]-methyl-L-tryptophan (AMT) PET uptake in epileptogenic cortical tubers resected from patients with tuberous sclerosis complex. Neurobiology of Disease. 109, 76-87 (2018).
  17. Alkonyi, B., et al. Increased tryptophan transport in epileptogenic dysembryoplastic neuroepithelial tumors. Journal of Neuro-oncology. 107 (2), 365-372 (2012).
  18. Chugani, D. C. α-methyl-L-tryptophan: Mechanisms for tracer localization of epileptogenic brain regions. Biomarkers in Medicine. 5 (5), 567-575 (2011).
  19. Chugani, D. C., et al. Imaging epileptogenic tubers in children with tuberous sclerosis complex using α-[11C]methyl-L-tryptophan positron emission tomography. Annals of Neurology. 44 (6), 858-866 (1998).
  20. Chugani, H. T., et al. α-[11C]-Methyl-L-tryptophan-PET in 191 patients with tuberous sclerosis complex. Neurology. 81 (7), 674-680 (2013).
  21. Jeong, J. W., et al. Multi-modal imaging of tumor cellularity and tryptophan metabolism in human Gliomas. Cancer Imaging. 15 (1), 10(2015).
  22. Juhász, C., et al. Quantitative PET imaging of tryptophan accumulation in gliomas and remote cortex. Clinical Nuclear Medicine. 37 (9), 838-842 (2012).
  23. Juhász, C., et al. Tryptophan metabolism in breast cancers: Molecular imaging and immunohistochemistry studies. Nuclear Medicine and Biology. 39 (7), 926-932 (2012).
  24. Juhász, C., et al. Successful surgical treatment of an inflammatory lesion associated with new-onset refractory status epilepticus. Neurosurgical Focus. 34, 5(2013).
  25. Kumar, A., Asano, E., Chugani, H. T. α-[11C]-methyl-L-tryptophan PET for tracer localization of epileptogenic brain regions: Clinical studies. Biomarkers in Medicine. 5 (5), 577-584 (2011).
  26. Tiwari, V. N., Kumar, A., Chakraborty, P. K., Chugani, H. T. Can diffusion tensor imaging (DTI) identify epileptogenic tubers in tuberous sclerosis complex? Correlation with α-[11C]methyl-L-tryptophan ([11C]AMT) positron emission tomography (PET). Journal of Child Neurology. 27 (5), 598-603 (2012).
  27. Juhász, C., et al. In vivo uptake and metabolism of α-[11C]methyl-L-tryptophan in human brain tumors. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 26 (3), 345-357 (2006).
  28. John, F., Muzik, O., Mittal, S., Juhász, C. Fluorine-18-labeled PET radiotracers for imaging tryptophan uptake and metabolism: a systematic review. Molecular Imaging and Biology. 22 (4), 805-819 (2020).
  29. Zlatopolskiy, B. D., et al. Discovery of 7-[ 18 F]fluorotryptophan as a novel positron emission tomography (PET) probe for the visualization of tryptophan metabolism in vivo. Journal of Medicinal Chemistry. 61 (1), 189-206 (2018).
  30. Giglio, B. C., et al. Synthesis of 5-[18F]fluoro-α-methyl tryptophan: New trp based PET agents. Theranostics. 7 (6), 1524-1530 (2017).
  31. Yue, X., et al. Comparison of 1-(2-[18F]fluoroethyl)-L-tryptophan and FDG for the detection of medulloblastoma in a transgenic mouse model. Journal of Nuclear Medicine. 60, Supplement 1 545(2019).
  32. Xin, Y., et al. PET imaging of medulloblastoma with an 18F-labeled tryptophan analogue in a transgenic mouse model. Scientific Reports. 10 (1), 3800(2020).
  33. Michelhaugh, S. K., et al. Assessment of tryptophan uptake and kinetics using 1-(2-18F-fluoroethyl)-L-tryptophan and α-11C-methyl-L-tryptophan PET imaging in mice implanted with patient-derived brain tumor xenografts. Journal of Nuclear Medicine. 58 (2), 208-213 (2017).
  34. Xin, Y., Cai, H. Improved radiosynthesis and biological evaluations of L- and D-1-[18F]fluoroethyl-tryptophan for PET imaging of IDO-mediated kynurenine pathway of tryptophan metabolism. Molecular Imaging and Biology. 19 (4), 589-598 (2017).
  35. Henrottin, J., et al. Fully automated radiosynthesis of N1-[18F]fluoroethyl-tryptophan and study of its biological activity as a new potential substrate for indoleamine 2,3-dioxygenase PET imaging. Nuclear Medicine and Biology. 43 (6), 379-389 (2016).
  36. Xin, Y., et al. Evaluation of l-1-[18F]Fluoroethyl-tryptophan for PET imaging of cancer. Molecular Imaging and Biology. 21 (6), 1138-1146 (2019).
  37. Yue, X., et al. Automated production of 1-(2-[18F]fluoroethyl)-L-tryptophan for imaging of tryptophan metabolism. Applied Radiation and Isotopes. 156, 109022(2020).
  38. Booij, L., et al. Brain serotonin synthesis in adult males characterized by physical aggression during childhood: A 21-year longitudinal study. PLoS ONE. 5 (6), 11255(2010).
  39. Chandana, S. R., et al. Significance of abnormalities in developmental trajectory and asymmetry of cortical serotonin synthesis in autism. International Journal of Developmental Neuroscience. 23 (2-3), 171-182 (2005).
  40. Juhász, C., Dwivedi, S., Kamson, D. O., Michelhaugh, S. K., Mittal, S. Comparison of amino acid positron emission tomographic radiotracers for molecular imaging of primary and metastatic brain tumors. Molecular Imaging. 13 (6), 1-10 (2014).
  41. Rubí, S., et al. Positron emission tomography with α-[11C]methyl-L-tryptophan in tuberous sclerosis complex-related epilepsy. Epilepsia. 54 (12), 2143-2150 (2013).
  42. Chugani, H. T., et al. Clinical and histopathologic correlates of 11C-alpha-methyl-L-tryptophan (AMT) PET abnormalities in children with intractable epilepsy. Epilepsia. 52 (9), 1692-1698 (2011).
  43. Muzik, O., Burghardt, P., Yi, Z., Kumar, A., Seyoum, B. Successful metformin treatment of insulin resistance is associated with down-regulation of the kynurenine pathway. Biochemical and Biophysical Research Communications. 488 (1), 29-32 (2017).
  44. Sun, T., et al. Radiosynthesis of 1-[18F]fluoroethyl-L-tryptophan as a novel potential amino acid PET tracer. Applied Radiation and Isotopes. 70 (4), 676-680 (2012).
  45. Mock, B. H., Winkle, W., Vavrek, M. T. A color spot test for the detection of Kryptofix 2.2.2 in [18F]FDG preparations. Nuclear Medicine and Biology. 24 (2), 193-195 (1997).
  46. Kim, D. W., Jeong, H. J., Lim, S. T., Sohn, M. H. Recent trends in the nucleophilic [18F]-radiolabeling method with no-carrier-added [18F]fluoride. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 44 (1), 25-32 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Protok radiosyntezyobrazowanie metabolizmu tryptofanuszlak kynureninowyznakowanie F18synteza w jednym naczyniuoczyszczanie metod HPLCkolumna chiralnaczysto radiochemicznaznacznik do neuroobrazowania

Powiązane artykuły