Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pomiar fotofizjologii dołączonego stadium Colacium sp. za pomocą fluorometru kuwetowego o dużej częstotliwości powtarzania

1.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63108

⸱

12 listopada 2021

 ,  ,  , 
1Lake Biwa Branch Office, National Institute for Environmental Studies, 2Center for Regional Environmental Research, National Institute for Environmental Studies, 3Graduate School of Human Development and Environment, Kobe University, 4Lake Biwa Environmental Research Institute

W tym artykule

Podsumowanie

Szybki fluorometr powtarzalności (FRRf) jest korzystną metodą pomiaru fotofizjologii II fotosystemu i produktywności pierwotnej. W tym miejscu opisujemy protokół pomiaru fotofizjologii PSII alg epizoicznych, Colacium sp. na zooplanktonie substratowym za pomocą FRRf typu kuwetowego.

Streszczenie

Szybki fluorometr powtarzalności (FRRf) jest korzystną metodą pomiaru fotofizjologii II (PSII) i pierwotnej produktywności. Chociaż FRRf może mierzyć przekrój absorpcyjny PSII (σPSII), maksymalną wydajność fotochemiczną (Fv/Fm), efektywną wydajność fotochemiczną (Fq′/Fm′) i hartowanie niefotochemiczne (NPQNSV) dla różnych glonów eukariotycznych i cyjanobakterii, prawie wszystkie dotychczasowe badania FRRf koncentrowały się na fitoplanktonie. W tym miejscu protokół opisuje, w jaki sposób zmierzyć fotofizjologię PSII epizoicznej algi Colacium sp. Ehrenberg 1834 (Euglenophyta), w stadium przyłączonym (przyłączonym do zooplanktonu), przy użyciu FRRf typu kuwetowego. Po pierwsze, oszacowaliśmy wpływ zooplanktonu substratowego (Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776, Cladocera, Daphniidae) na wyjściową fluorescencję i σPSII, Fv / Fm, Fq′ / Fm′ i NPQNSV planktonu Colacium sp. Aby potwierdzić tę metodologię, przeprowadziliśmy pomiary fotofizjologiczne przyczepionego Colacium sp. na S. mucronata i porównaliśmy te wyniki z jego stadium planktonowym. Reprezentatywne wyniki pokazały, w jaki sposób protokół może określić wpływ wapnia (Ca) i manganu (Mn) na fotofizjologię Colacium sp. oraz zidentyfikować różne efekty wzbogacania Mn między etapami przyłączonymi i planktonowymi. Na koniec omawiamy zdolność adaptacji tego protokołu do innych glonów peryfitycznych.

Wprowadzenie

Zmienna fluorescencja chlorofilu jest użytecznym narzędziem do pomiaru fotofizjologii fotosystemu glonów II (PSII). Glony reagują na różne stresy środowiskowe, takie jak nadmiar światła i niedobór składników odżywczych, zmieniając ich fotofizjologię PSII. Fluorometr o szybkim tempie powtarzania (FRRf) jest powszechną metodą pomiaru fotofizjologii PSII1,2 i szacowania pierwotnej produktywności1,3,4, która umożliwia monitorowanie fitoplanktonu PSII, fotofizjologii, a także pierwotnej produktywności w szerokich skalach przestrzennych i czasowych5,6,7. FRRf może jednocześnie mierzyć przekrój absorpcyjny PSII (σPSII), stężenie w centrum reakcji ([RCII]), maksymalną wydajność fotochemiczną (Fv/Fm), efektywną wydajność fotochemiczną (Fq′/Fm′) i hartowanie niefotochemiczne (NPQNSV) (Tabela 1). Ogólnie rzecz biorąc, Fv/Fm i Fq′/Fm′ są definiowane jako aktywność PSII8, podczas gdy NPQNSV jest definiowane jako względna energia rozpraszana przez ciepło9.

Co ważne, pojedyncze błyski obrotu (ST) FRRf całkowicie redukują pierwotny akceptor elektronów chinonu, QA, ale nie pulę plastochinonu. I odwrotnie, wielokrotne błyski (MT) z fluorometru z modulacją amplitudy impulsu (PAM) mogą zmniejszyć oba. Metoda ST ma wyraźną przewagę nad metodą MT przy identyfikacji możliwych źródeł NPQNSV poprzez jednoczesny pomiar kinetyki odzysku Fv/Fm, Fq′/Fm′, NPQNSV i σPSII10. Do tej pory na rynku dostępnych jest kilka typów przyrządów FRRf, takich jak zatapialne, kuwetowe i przepływowe. Typ zanurzeniowy FRRf umożliwia pomiary in situ w oceanach i jeziorach, podczas gdy typ kuwetowy FRRf nadaje się do pomiaru małych objętości próbek. Typ przepływowy jest powszechnie stosowany do ciągłego pomiaru fotofizjologii fitoplanktonu w wodach powierzchniowych.

Biorąc pod uwagę rozwój fluorometrów PAM, w tym typu kuwetowego, dla szerokiego zakresu tematów11, fluorometry PAM są nadal bardziej powszechne niż FRRfs w badaniach nad fotofizjologią glonów12. Na przykład, mimo że struktura komory próbki i pojemność kuwety między tymi narzędziami różnią się tylko nieznacznie, PAM typu kuwety został zastosowany do fitoplanktonów13,14,15, mikroalgi bentosowe16,17,18, lodowe glony19 i epizoiczne glony20, podczas gdy FRRf typu kuwety został zastosowany głównie do fitoplanktonów21,22,23 i ograniczonej liczbie społeczności glonów lodowych24,25. Biorąc pod uwagę jego skuteczność, FRRf typu kuwetowego ma zastosowanie w równym stopniu do glonów bentosowych i epizoicznych. W związku z tym rozszerzenie jego zastosowania dostarczy istotnych informacji na temat fotofizjologii PSII, w szczególności w przypadku mniej znanej fotofizjologii epizoicznych glonów.

Epizoiczne glony nie spotkały się z dużym zainteresowaniem, z nielicznymi badaniami analizującymi ich fotofizjologię PSII20,26, najprawdopodobniej ze względu na ich niewielką rolę w wodnych sieciach pokarmowychxref"27,28. Jednak epibionty, w tym algi epizoiczne, mogą pozytywnie wpływać na dynamikę zbiorowisk zooplanktonu, takich jak zwiększanie wskaźników reprodukcji i przeżywalności29,30, a także negatywnie wpływać na procesy, takie jak zwiększanie tempa opadania29,31 i podatność na wizualne drapieżniki32,33,34,35,36. Dlatego kluczowe znaczenie ma zbadanie czynników środowiskowych i biologicznych kontrolujących dynamikę epibiontów w zbiorowiskach zooplanktonu.

Wśród alg epizoicznych, Colacium Ehrenberg 1834 (Euglenophyta) jest powszechną, słodkowodną grupą glonów32,37,38,39 z różnymi etapami życia, w tym dołączonymi (Rysunek 1A-D), nieruchoma planktona (Rysunek 1E,F) i ruchliwe stadia planktonu40,41. W fazie nieruchliwego planktonu komórki żyją jako jednokomórkowe planktony, zagregowane kolonie lub jednowarstwowe kolonie arkuszowe, pokryte śluzem42. Na etapie dołączonym, Colacium sp. wykorzystuje śluz wydzielany z przedniego końca komórki37,39,41 do przyłączania się do organizmów substratowych (bazibiontów), w szczególności mikroskorupiaków41,43. Ich cykl życiowy obejmuje również odłączenie się od wyliniejącego egzoszkieletu lub martwego podstawiaka i pływanie z wiciami w celu znalezienia innego organizmu substratowego39. Zarówno stadia planktonowe, jak i przyłączone mogą zwiększyć wielkość swojej populacji poprzez mitosis40. Chociaż przypuszcza się, że ich etap jest cechą ewolucyjną służącą do gromadzenia zasobów, takich jak light44 i pierwiastki śladowe41,45,46, lub jako strategia dyspersji27, niewiele jest dostępnych dowodów eksperymentalnych na temat tych aspektów37,41,44 A kluczowe mechanizmy przywiązania są w dużej mierze nieznane. Na przykład Rosowski i Kugrens spodziewali się, że Colacium otrzymuje mangan (Mn) z substratu widłonogi41, skoncentrowany w egzoszkielecie47.

Tutaj opisujemy, jak mierzyć fotofizjologię PSII glonów planktonowych i związaną z tym metodę aplikacji do celowania w przyczepione glony (przyłączające się do zooplanktonu) za pomocą komórek Colacium sp. za pomocą kuwety typu FRRf. Używamy systemu Act2 wyposażonego w trzy diody elektroluminescencyjne (LED), które zapewniają energię wzbudzenia błysku wyśrodkowaną na 444 nm, 512 nm i 633 nm48. Tutaj 444 nm (niebieski) odpowiada pikowi absorpcji chrofilu a (Chl-a), podczas gdy 512 nm (zielony) i 633 nm (pomarańczowy) odpowiadają pikom absorpcji odpowiednio fikoerytryny i fikocyjaniny. Szczyt detekcji sygnału fluorescencyjnego wynosi 682 nm przy połowie szerokości pasma 30 nm. Ponieważ trudno jest znaleźć stadium planktonowe Colacium sp. w środowisku naturalnym, do eksperymentów pobrano ich przyłączone stadium. Wśród licznych organizmów substratowych, Scapholeberis mucronata O.F. Müller 1776 (Branchiopoda, Daphniidae; Rysunek 1A,B,G) jest jedną z najprostszych w obsłudze ze względu na niską prędkość pływania, duże rozmiary ciała (400-650 μm) i unikalne zachowanie (wiszące do góry nogami na powierzchni wody). W związku z tym w protokole tym wykorzystano Colacium sp. przyczepiony do S. mucronata jako studium przypadku systemu Colacium-basibiont. Aby uniknąć fluorescencji pochodzącej z treści jelitowej, S. mucronata była głodzona. Ponieważ poprzednie badanie wykazało, że sygnał fluorescencyjny z treści jelitowej (spożyte glony) wykazuje pięciokrotny spadek po 40 min49, spodziewaliśmy się, że 90 minut głodu wystarczy, aby zminimalizować możliwość fluorescencji treści jelitowej wpływającej na pomiar FRRf przy minimalnych skutkach stresu eksperymentalnego dla Colacium sp., takich jak niedobór składników odżywczych. Ponadto protokół ten został zastosowany w celu wyjaśnienia mechanizmu przyłączania Colacium sp. i określenia, w jaki sposób dwa metale, wapń (Ca) i mangan (Mn) wpływają na fotofizjologię zarówno etapów planktonowych, jak i przyłączonych. Wapń odgrywa kluczową rolę w szlakach fotosyntezy50 na wiele sposobów, a oba metale są niezbędne do konstruowania kompleksów wydzielających tlen klasy PSII51. Ponieważ wapń i mangan są silnie skoncentrowane w pancerzu zooplanktonu skorupiaków47, stawiamy hipotezę, że fotofizjologia Colacium sp. może bardziej wyraźnie reagować na wzbogacenie Ca i Mn w stadium planktonu, jeśli na tym etapie życia uzyska te pierwiastki z S. mucronata podczas etapu dołączenia.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Pobieranie próbek

  1. Zbierz wodę z jeziora z powierzchni za pomocą wiadra. Aby celować w Colacium sp. przyczepiony do S. mucronata (Rysunek 1A-C) przefiltruj 0,5-10 L wody jeziora za pomocą siatki nylonowej 100 μm 52.
    UWAGA: S. mucronata często gęsto gromadzi się w płytkiej, eutroficznej, błotnistej wodzie, na przykład wśród trzcin (fragmitów).
  2. Skoncentrowane próbki należy przechowywać w plastikowych butelkach o pojemności 500 ml z 350 ml wody z jeziora. Przechowywać w ciemnych warunkach.
  3. W laboratorium wlej próbkę wody do zlewki o pojemności 500 ml i pozostaw na kilka minut, aby osiadła.
  4. Przefiltruj wodę w jeziorze przez filtr o wielkości porów 0,2 μm.
  5. Odbiór S. Osoby z mucronata za pomocą pipety pod mikroskopem optycznym przy 100-krotnym powiększeniu. Wykonaj identyfikację gatunku zgodnie z Błędzki i Rybak53.
  6. Przenieś je do kropli przefiltrowanej wody z jeziora (FLW) o grubości 0,2 μm umieszczonej na szklanym szkiełku.
    UWAGA: S. Mucronata może wypłynąć na powierzchnię lub przyczepić się do ścianki zlewki.
  7. Sprawdź S. mucronata pod mikroskopem świetlnym.
  8. Umyć S. Osobniki mucronata używające FLW (3 krople lub więcej) w celu zapobieżenia zakażeniu przez inne organizmy (Rysunek 2).
  9. Zachowaj S. Mucronata w temperaturze in situ w komorze wzrostowej poniżej 40 μmol fotonu·m−2·s−1.

2. Efekty S . Mucronata na fluorescencji wyjściowej

  1. S. Uprawa Mucronata
    1. Osobniki z S. mucronata należy pobrać pipetą pod mikroskopem optycznym przy 100-krotnym powiększeniu i umyć za pomocą FLW, jak w kroku 1.8.
    2. Napowietrzaj wodę z kranu za pomocą elektrycznej pompy powietrza za pomocą kamienia napowietrzającego przez co najmniej 1 tydzień. Wlej 300 ml napowietrzonej wody z kranu do szklanego słoika o pojemności 350 ml.
    3. Podawać Chlorellę (1 mg C·L−1) i utrzymywać w temperaturze 20 °C poniżej 40 μmol fotonu·m−2·s−1 w komorze wzrostowej.
    4. Po około 14 dniach pobierz 5-30 osób za pomocą pipety pod mikroskopem optycznym przy 100-krotnym powiększeniu i zaszczepij je w 300 ml czystej, napowietrzonej wody z kranu, aby zachować świeżość pożywki.
  2. Konfiguracja FRRf
    1. Uruchom oprogramowanie Act2Run.
    2. Kliknij zakładkę Opcje i wybierz Act2 FLC (białe diody LED) w trybie pracy, aby ustawić kolor aktynicznych diod LED.
    3. Kliknij na wartość Ciemny w kroku 1 ustawień krzywej jasności fluorescencyjnej w oknie głównym i wpisz 30, aby ustawić czas trwania okresu ciemności (Rysunek 3A).
    4. Kliknij kombinację diod LED B, C i D, aby wyłączyć zielone i pomarańczowe diody LED ( Rysunek 3C).
    5. Kliknij na wartość Fets i Pitch pod Sat, a następnie wpisz odpowiednio 100 i 2, aby ustawić liczbę i wysokość błysku w fazie nasycenia (Rysunek 3D).
    6. Kliknij wartość Fets i Pitch w obszarze Rel i wpisz odpowiednio 40 i 60, aby ustawić liczbę i wysokość błysku w fazie relaksacji (Rysunek 3E).
    7. Aktywuj pompę z płaszczem wodnym, klikając Podczas FLC (Rysunek 3F), aby kontrolować temperaturę próbki podczas pomiaru.
    8. Aktywuj, klikając Auto-LED i Auto-PMT (Rysunek 3F).
    9. Kliknij Synchronizuj, aby połączyć FRRf-Act2.
  3. Pomiary FRRf
    1. Aby zbadać wpływ osobników zooplanktonu na wyjściową fluorescencję, należy przygotować dorosłego S. mucronata (wielkość ciała 400-650 μm) z hodowli w krokach 2.1.1-2.1.4 bez żadnych dołączonych organizmów.
    2. Aby uniknąć fluorescencji z treści jelitowej, należy głodzić osoby w FLW w temperaturze 20°C przez co najmniej 90 minut.
    3. Wlej 1,5 ml FLW do kuwety. Weź 0, 1, 5 i 10 osobników S. mucronata za pomocą pipety pod mikroskopem optycznym przy 100-krotnym powiększeniu.
    4. Przelew S. mucronata do kuwety i dodać FLW, aby doprowadzić próbkę do 2 ml.
    5. Aklimatyzować się w słabym świetle (1-10 μmol fotonu·m−2·s−1) w temperaturze 20 °C przez 15 minut przed pomiarem FRRf.
    6. Kliknij Act2 Run, aby rozpocząć pomiar. Powtórz pomiary >3 razy na próbkę.
    7. Odczytaj wartość Fo z wykresu wynikowego (Rysunek 4).

3. Wpływ organizmu substratowego na fluorescencję Chl-a

  1. Uprawa Colacium sp.
    1. Przygotuj FLW i AF-6 medium54 do uprawy (Tabela 2).
    2. Zebrać Colacium sp. przyczepiony do S. mucronata jak w krokach 1.1 i 1.2 i przechowywać w temperaturze in situ w komorze wzrostowej.
    3. Zebrać Colacium sp. z wyliniałym pancerzem (Rysunek 1D) za pomocą pipety pod mikroskopem optycznym przy 100-krotnym powiększeniu. Umyj je za pomocą FLW, jak w kroku 1.8.
    4. Aseptycznie zaszczepić Colacium sp. i pożywkę AF-6 w szklanej probówce o pojemności 10 ml na czystej ławce.
    5. Utrzymuj kulturę w temperaturze in situ poniżej 200 μmol fotonu·m−2·s−1 w komorze wzrostowej. Delikatnie potrząsaj szklaną rurką ręcznie co najmniej raz dziennie, aby zapobiec osadzaniu się komórek.
      UWAGA: Aby utrzymać efekt tłumienia zagregowanych kolonii na jak najniższym poziomie, przed pomiarem FRRf sprawdź kolonie pod mikroskopem. Agregacja komórek może powodować powstawanie gęstych kolonii i wpływać na fotofizjologię glonów55.
  2. Pomiary FRRf
    1. Aby zbadać wpływ osobników zooplanktonu na fluorescencję Chl-a z Colacium sp., przygotuj dorosłego S. Mucronata (wielkość ciała 400-650 μm) bez żadnych przyczepionych organizmów.
    2. Aby uniknąć fluorescencji z treści jelitowej, należy głodzić osobniki w FLW przez co najmniej 90 minut.
    3. Skonfiguruj fluorometr z szybką częstotliwością powtarzania typu kuwetowego (FRRf).
    4. Wlej 1,5 ml podpróbki wstępnie wyhodowanego Colacium sp. do kuwety. Przenieś 0, 5, 10 i 15 S. mucronata do tych kuwet i dodać 2 μm przefiltrowanego podłoża, aby doprowadzić próbkę do 2 ml.
    5. Zaaklimatyzować się w słabym świetle (1-10 μmol fotonu·m−2·s−1) w temperaturze 20 °C przez 15 minut przed wykonaniem pomiaru FRRf.
      UWAGA: Podczas pomiarów należy utrzymywać próbki w temperaturze inkubacji
    6. Kliknij Act2 Run, aby rozpocząć pomiar. Powtórz pomiary >3 razy na próbkę.
    7. Odczytaj wartości FO i Fm z wykresu wyników (Rysunek 4).
      UWAGA: Sprawdź wartość RσPSII (Tabela 1), która pokazuje, czy moc diody LED mieści się w optymalnym zakresie, aby prawidłowo oszacować parametry PSII. Gdy Auto-LED jest aktywna, system Act2run kontroluje moc diody LED, aby osiągnąć optymalny zakres Rσ PSII (0,042-0,064). Eksperymentalna wartość odcięcia Rσ PSII została zdefiniowana na 0,03 i 0,08 w poprzednim badaniu48.
    8. Aby skorygować podstawową fluorescencję22, przefiltruj pożywkę hodowlaną za pomocą filtra o wielkości porów 0,2 μm i zmierz fluorescencję. Odejmij FO próbki podstawowej od FO i Fm Colacium sp. lub zmodyfikuj wartość Korekcja ślepej próby w Ustawienia na karcie Opcje.

4. Fotofizjologia Colacium sp. (załączony etap)

  1. Odizolować osoby z S. mucronata za pomocą Colacium sp. za pomocą pipety pod mikroskopem optycznym.
  2. Umyć S. mucronata za pomocą FLW, jak w kroku 1.8.
  3. Przelew S. mucronata do 100 ml FLW. W przypadku głodu przechowywać w ciemnych warunkach w temperaturze in situ przez 90 minut.
  4. Wlej 1,5 ml FLW do kuwety.
  5. Transfer ~10 s. osobniki mucronata z Colacium sp. do kuwety. Do pomiarów potrzeba ponad 100 komórek Colacium na 2 ml. Dodaj FLW, aby doprowadzić próbkę do 2 ml.
  6. Aklimatyzować się w słabym świetle (1-10 μmol fotonu·m−2·s−1) w temperaturze in situ przez 15 minut. Zmierzyć fluorescencję Chl-a jak w krokach 3.2.6-3.2.8.
  7. Aby określić liczbę przyłączonych komórek, utrwal próbkę aldehydem glutarowym (2% objętości końcowej) po wykonaniu pomiaru FRRf. Rób zdjęcia na kilku głębokościach ogniskowych i w pozycjach S. mucronata pod mikroskopem świetlnym.

5. Fotofizjologia Colacium sp. (stadium planktonowe)

  1. Pobrać próbki Colacium sp. w podłożu AF-6 w temperaturze in situ, jak w krokach 3.1.1-3.1.5.
  2. W fazie stacjonarnej weź 2 ml hodowanego Colacium sp. i wlej do kuwety.
  3. Aklimatyzować się w słabym świetle (1-10 μmol fotonu·m−2·s−1) w temperaturze in situ przez 15 minut. Zmierzyć fluorescencję Chl-a jak w krokach 3.2.6-3.2.8.

6. Wpływ dodatku Ca i Mn na fotofizjologię Colacium sp.

  1. Efekty na dołączonej scenie
    1. Odizolować osoby z S. mucronata za pomocą Colacium sp. za pomocą pipety pod mikroskopem optycznym. Umyć za pomocą FLW, jak w kroku 1.8.
    2. Przenieść sześć osób do 12 szklanych zlewek z 30 ml FLW. Upewnij się, że każda zlewka zawiera >100 komórek Colacium sp.
    3. Do każdej zlewki dodać 200 μmol·L−1 CaCl2·H2O (traktowanie Ca), 40 μmol·L−1 MnCl4 (traktowanie Mn) lub ultraczystą wodę (kontrola). Próbki inkubować w temperaturze 200 μmol fotonu·m−2 ·s−1 w temperaturze in situ w komorze wzrostowej.
    4. Po 3 godzinach i 21 godzinach przenieść wszystkie osobniki i stopione skóry do kuwety z 2 ml pożywki.
    5. Aby sprawdzić szybką reakcję na narastające światło, kliknij na Up z okresów 8 kroków światła aktynicznego i wpisz 20 (Rysunek 3A), aby ustawić czas trwania każdego kroku w ciągu 20 sekund. Aby ustawić krokowe światło aktyniczne jako 0, 11, 25, 44, 68, 101, 144 i 200 μmol fotonu·m−2·s−1, kliknij High E i Step Up i zmień wartości odpowiednio na 200 i 34 (Rysunek 3B).
    6. Po 15 minutach aklimatyzacji w ciemności zmierzyć fluorescencję Chl-a każdej próbki, podobnie jak w krokach 3.2.6-3.2.8.
      UWAGA: Sprawdź, czy wartości RσPSII i RσPSII mieszczą się w optymalnym zakresie (0,03-0,08)48.
  2. Wpływ na stadium planktonowe
    1. Pobrać próbki Colacium sp. w podłożu AF-6 w temperaturze in situ, jak w krokach 3.1.1-3.1.5.
    2. Przenieść wyhodowany Colacium sp. do FLW i zaaklimatyzować się w temperaturze in situ poniżej 200 μmol fotonu·m−2·s−1 przez 3 dni.
    3. Przenieść 1 ml zaaklimatyzowanych próbek do trzech szklanych fiolek z 10 ml FLW.
    4. Dodać 200 μmol·L−1 CaCl2·H2O (traktowanie Ca), 40 μmol·L−1 MnCl3 (traktowanie Mn) lub ultraczystą wodę (kontrola) do fiolek. Próbki inkubować pod 200 μmol fotonu·m−2·s−1 w temperaturze in situ w komorze wzrostowej.
    5. Po 3 godzinach i 21 godzinach zmierzyć fluorescencję Chl-a każdej próbki, jak w krokach 3.2.6-3.2.8.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Nie odnotowano istotnego wpływu fluorescencji bazowej (Rycyna 5) ani fluorescencji Chl-a (Rycyna 6) przy stężeniu S. mucronata do 5 osobników (inds.) mL−1. Jednakże Fv/Fm oraz NPQNSV uległy istotnym zmianom przy stężeniu S. mucronata wynoszącym 7,5 inds·mL−1. W związku z tym, w celu pomiaru fotofizjologii Colacium sp. w stadium przytwierdzenia, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół ten wykazał po raz pierwszy, że fotofizjologia Colacium sp. podczas etapu przyłączonego w środowisku naturalnym jest porównywalna z jego stadium planktonowym w pożywce AF-6. Dodatkowo, zawartość jelit wygłodzonego S. mucronata nie wpływała na fluorescencję wyjściową i Chl-a, gdy gęstość wynosiła ≤5 inds·mL-1 (Figura 5 i Figura 6). Wyniki te sugerują, że protokół ten może mierzyć fotofizjologię Colacium sp. ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają żadnych ujawnień do zadeklarowania.

Podziękowania

Praca została wsparta przez Fundusz Badawczy z Prefektury Shiga zatytułowana "Badanie jakości wody i środowiska dna jeziora w celu ochrony solidności środowiska wodnego" w ramach japońskiego grantu na rewitalizację regionalną oraz Fundusz Rozwoju Badań i Rozwoju Technologii Środowiska (nr 5-1607) Ministerstwa Środowiska, Japonia. https:// www.kantei.go.jp/jp/singi/tiiki/tiikisaisei/souseikoufukin.html. Autorzy pragną podziękować wydawnictwu Enago (www.enago.jp) za recenzję w języku angielskim.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Filtr strzykawkowy AcrodiscPall Corporation, Ann Arbor, MI, USA0,2 μ m wielkość porów
Act2RunCTG Ltd., West Molesey, Wielka Brytania
BiotynaWako023-08711AF-6 średni
CaCl2· 2H2OWako031-25031AF-6 medium
CaCO3Wako036-00382AF-6 medium
Kwas cytrynowyWako036-05522AF-6 medium
CoCl2· 6H2OWako036-03682AF-6
medium Skoncentrowana chlorellaRecenttec, Tokio, Japonia20 mg C· mL− 1 ; Przechowywać w temperaturze 4 & Deg; C
FastOcean Act2CTG Ltd., West Molesey, Wielka Brytania
Fe-cytrynianWako093-00952AF-6 medium
FeCl3· 6H2OWako091-00872AF-6 medium
HCLP-880PFNippon Medical and Chemical Instruments
 Co., Ltd., Osaka, Japonia		Z żarówkami LED
K2HPO4Wako160-04292AF-6 średni
KH2PO4Wako167-04241AF-6
średnie MgSO4· 7H2OWako137-00402AF-6 średni
MnCl3· 4H2OWako139-00722AF-6 średni
Na2EDTAWako343-01861AF-6 średni
Na2MoO4Wako196-02472AF-6 średni
NaNO3Wako191-02542AF-6 średni
NH4NO3Wako015-03231AF-6 medium
Plankton CounterMatsunami Glass, Osaka, JaponiaS6300
Probówka PylexCTG Ltd., West Molesey, Wielka BrytaniaZ obrzeżem, 16 x 100 mm
Vit. B1Wako203-00851AF-6 medium
Vit. B12Wako226-00343AF-6 medium
B6Wako165-05401AF-6 średni
ZnSO4· 7H2OWako264-00402AF-6 średni

Bibliografia

  1. Kolber, Z., Falkowski, P. G. Use of active fluorescence to estimate phytoplankton photosynthesis in situ. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1646-1665 (1993).
  2. Kolber, Z. S., Prášil, O., Falkowski, P. G. Measurements of variable chlorophyll fluorescence using fast repetition rate techniques: defining methodology and experimental protocols. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1367 (1), 88-106 (1998).
  3. Oxborough, K., Moore, C. M., Suggett, D. J., Lawson, T., Chan, H. G., Geider, R. J. Direct estimation of functional PSII reaction center concentration and PSII electron flux on a volume basis: a new approach to the analysis of Fast Repetition Rate fluorometry (FRRf) data. Limnology and Oceanography: Methods. 10 (3), 142-154 (2012).
  4. Smyth, T. J., Pemberton, K. L., Aiken, J., Geider, R. J. A methodology to determine primary production and phytoplankton photosynthetic parameters from fast repetition rate fluorometry. Journal of Plankton Research. 26 (11), 1337-1350 (2004).
  5. Lawrenz, E., et al. Predicting the electron requirement for carbon fixation in seas and oceans. PLoS ONE. 8 (3), 58137(2013).
  6. Zhu, Y., et al. Relationship between light, community composition and the electron requirement for carbon fixation in natural phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 580, 83-100 (2017).
  7. Schuback, N., Tortell, P. D. Diurnal regulation of photosynthetic light absorption, electron transport and carbon fixation in two contrasting oceanic environments. Biogeosciences. 16 (7), 1381-1399 (2019).
  8. Cosgrove, J., Borowitzka, M. A. Chlorophyll fluorescence terminology: an introduction. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , Springer. Dordrecht. 1-17 (2010).
  9. McKew, B. A., et al. The trade-off between the light-harvesting and photoprotective functions of fucoxanthin-chlorophyll proteins dominates light acclimation in Emiliania huxleyi (clone CCMP 1516). New Phytologist. 200 (1), 74-85 (2013).
  10. Warner, M. E., Lesser, M. P., Ralph, P. J. Chlorophyll fluorescence in reef building corals. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. , Springer. Dordrecht. 209-222 (2010).
  11. Bhagooli, R., et al. Chlorophyll fluorescence - A tool to assess photosynthetic performance and stress photophysiology in symbiotic marine invertebrates and seaplants. Marine Pollution Bulletin. 165, 112059(2021).
  12. Zavafer, A., Labeeuw, L., Mancilla, C. Global trends of usage of chlorophyll fluorescence and projections for the next decade. Plant Phenomics. 2020, 6293145(2020).
  13. Goto, N., Tanaka, Y., Mitamura, O. Relationships between carbon flow through freshwater phytoplankton and environmental factors in Lake Biwa, Japan. Fundamental and Applied Limnology/Archiv für Hydrobiologie. 184 (4), 261-275 (2014).
  14. Napoléon, C., Raimbault, V., Claquin, P. Influence of nutrient stress on the relationships between PAM measurements and carbon incorporation in four phytoplankton species. PLOS ONE. 8 (6), 66423(2013).
  15. Morris, E. P., Kromkamp, J. C. Influence of temperature on the relationship between oxygen- and fluorescence-based estimates of photosynthetic parameters in a marine benthic diatom (Cylindrotheca closterium). European Journal of Phycology. 38 (2), 133-142 (2003).
  16. Fraga, S., Rodríguez, F., Bravo, I., Zapata, M., Marañón, E. Review of the main ecological features affecting benthic dinoflagellate blooms. Cryptogamie, Algologie. 33 (2), 171-179 (2012).
  17. McMinn, A., et al. Quantum yield of the marine benthic microflora of near-shore coastal Penang, Malaysia. Marine and Freshwater Research. 56 (7), 1047-1053 (2005).
  18. Salleh, S., McMinn, A. The effects of temperature on the photosynthetic parameters and recovery of two temperate benthic microalgae, Amphora cf. coffeaeformis and Cocconeis cf. sublittoralis (Bacillariophyceae). Journal of Phycology. 47 (6), 1413-1424 (2011).
  19. McMinn, A., Pankowskii, A., Ashworth, C., Bhagooli, R., Ralph, P., Ryan, K. In situ net primary productivity and photosynthesis of Antarctic sea ice algal, phytoplankton and benthic algal communities. Marine Biology. 157 (6), 1345-1356 (2010).
  20. Garbary, D. J., Bird, C. J., Kim, K. Y. Sporocladopsis jackii, sp. nov. (Chroolepidaceae, chlorophyta): a new species from eastern Canada and Maine symbiotic with the mud snail, Ilyanassa obsoleta (Gastropoda). Rhodora. 107 (929), 52-68 (2005).
  21. Suggett, D. J., Oxborough, K., Baker, N. R., MacIntyre, H. L., Kana, T. M., Geider, R. J. Fast repetition rate and pulse amplitude modulation chlorophyll a fluorescence measurements for assessment of photosynthetic electron transport in marine phytoplankton. European Journal of Phycology. 38 (4), 371-384 (2003).
  22. Hughes, D. J., et al. Impact of nitrogen availability upon the electron requirement for carbon fixation in Australian coastal phytoplankton communities. Limnology and Oceanography. 63 (5), 1891-1910 (2018).
  23. Melrose, D. C., Oviatt, C. A., O'Reilly, J. E., Berman, M. S. Comparisons of fast repetition rate fluorescence estimated primary production and 14C uptake by phytoplankton. Marine Ecology Progress Series. 311, 37-46 (2006).
  24. Yoshida, K., Seger, A., Kennedy, F., McMinn, A., Suzuki, K. Freezing, melting, and light stress on the photophysiology of ice algae: ex situ incubation of the ice algal diatom Fragilariopsis cylindrus (Bacillariophyceae) using an ice tank. Journal of Phycology. 56 (5), 1323-1338 (2020).
  25. Selz, V., et al. Ice algal communities in the Chukchi and Beaufort Seas in spring and early summer: composition, distribution, and coupling with phytoplankton assemblages. Limnology and Oceanography. 63 (3), 1109-1133 (2018).
  26. Falasco, E., Bo, T., Ghia, D., Gruppuso, L., Bona, F., Fenoglio, S. Diatoms prefer strangers: non-indigenous crayfish host completely different epizoic algal diatom communities from sympatric native species. Biological Invasions. 20 (10), 2767-2776 (2018).
  27. Møhlenberg, F., Kaas, H. Colacium vesiculosum Ehrenberg (Euglenophyceae), infestation of planktonic copepods in the Western Baltic. Ophelia. 31 (2), 125-132 (1990).
  28. Zalocar, Y., Frutos, S. M., Casco, S. L., Forastier, M. E., Vallejos, S. V. Prevalence of Colacium vesiculosum (Colaciales: Euglenophyceae) on planktonic crustaceans in a subtropical shallow lake of Argentina. Revista De Biologia Tropical. 59 (3), 1295-1306 (2011).
  29. Barea-Arco, J., Pérez-Martínez, C., Morales-Baquero, R. Evidence of a mutualistic relationship between an algal epibiont and its host, Daphnia pulicaria. Limnology and Oceanography. 46 (4), 871-881 (2001).
  30. Decaestecker, E., Declerck, S., De Meester, L., Ebert, D. Ecological implications of parasites in natural Daphnia populations. Oecologia. 144 (3), 382-390 (2005).
  31. Allen, Y. C., Stasio, B. T. D., Ramcharan, C. W. Individual and population level consequences of an algal epibiont on Daphnia. Limnology and Oceanography. 38 (3), 592-601 (1993).
  32. Willey, R. L., Cantrell, P. A., Threlkeld, S. T. Epibiotic euglenoid flagellates increase the susceptibility of some zooplankton to fish predation. Limnology and Oceanography. 35 (4), 952-959 (1990).
  33. Green, J. Parasites and epibionts of Cladocera. The Transactions of the Zoological Society of London. 32 (6), 417-515 (1974).
  34. Evans, M. S., Sicko-Goad, L. M., Omair, M. Seasonal occurrence of Tokophrya quadripartita (Suctoria) as epibionts on adult Limnocalanus macrurus (Copepoda: Calanoida) in southeastern Lake Michigan. Transactions of the American Microscopical Society. 98 (1), 102-109 (1979).
  35. Chiavelli, D. A., Mills, E. L., Threlkeld, S. T. Host preference, seasonality, and community interactions of zooplankton epibionts. Limnology and Oceanography. 38 (3), 574-583 (1993).
  36. Willey, R. L., Willey, R. B., Threlkeld, S. T. Planktivore effects on zooplankton epibiont communities: epibiont pigmentation effects. Limnology and Oceanography. 38 (8), 1818-1822 (1993).
  37. Rosowski, J. R., Willey, R. L. Colacium libellae sp. nov. (euglenophyceae), a photosynthetic inhabitant of the larval damselfly rectum. Journal of Phycology. 11 (3), 310-315 (1975).
  38. Willey, R. L., Threlkeld, S. T. Organization of crustacean epizoan communities in a chain of subalpine ponds. Limnology and Oceanography. 38 (3), 623-627 (1993).
  39. Al-Dhaheri, R. S., Willey, R. L. Colonization and reproduction of the epibiotic flagellate Colacium vesiculosum (euglenophyceae) on Daphnia pulex. Journal of Phycology. 32 (5), 770-774 (1996).
  40. Rosowski, J. R. Photosynthetic euglenoids. Freshwater Algae of North America. , Elsevier Science. USA. 383-422 (2003).
  41. Rosowski, J. R., Kugrens, P. Observations on the euglenoid Colacium with special reference to the formation and morphology of attachment material. Journal of Phycology. 9 (4), 370-383 (1973).
  42. Salmaso, N., Tolotti, M. Other phytoflagellates and groups of lesser importance. Encyclopedia of Inland Waters. , Academic Press. 174-183 (2009).
  43. Threlkeld, S. T., Chiavelli, D. A., Willey, R. L. The organization of zooplankton epibiont communities. Trends in Ecology & Evolution. 8 (9), 317-321 (1993).
  44. Bertolo, A., Rodríguez, M. A., Lacroix, G. Control mechanisms of photosynthetic epibionts on zooplankton: an experimental approach. Ecosphere. 6 (11), (2015).
  45. Pringsheim, E. G. Notiz über Colacium (Euglenaceae). Österreichische Botanische Zeitschrift. 100 (3), 270-275 (1953).
  46. Wołowski, K., Duangjan, K., Peerapornpisal, Y. Colacium minimum (Euglenophyta), a new epiphytic species for Asia. Polish Botanical Journal. 60 (2), 179-185 (2015).
  47. Martin, J. H., Knauer, G. A. The elemental composition of plankton. Geochimica et Cosmochimica Acta. 37 (7), 1639-1653 (1973).
  48. Kazama, T., Hayakawa, K., Kuwahara, V. S., Shimotori, K., Imai, A., Komatsu, K. Development of photosynthetic carbon fixation model using multi-excitation wavelength fast repetition rate fluorometry in Lake Biwa. PLOS ONE. 16 (2), 0238013(2021).
  49. Chesney, T., Sastri, A. R., Beisner, B. E., Nandini, S., Sarma, S. S. S., Juneau, P. Application of fluorometry (Phyto-PAM) for assessing food selection by cladocerans. Hydrobiologia. 829 (1), 133-142 (2019).
  50. Wang, Q., Yang, S., Wan, S., Li, X. The significance of calcium in photosynthesis. International Journal of Molecular Sciences. 20 (6), 1353(2019).
  51. Dau, H., Haumann, M. Eight steps preceding O-O bond formation in oxygenic photosynthesis-A basic reaction cycle of the photosystem II manganese complex. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Bioenergetics. 1767 (6), 472-483 (2007).
  52. Suthers, I., Bowling, L., Kobayashi, T., Rissik, D. Sampling methods for plankton. Plankton: A guide to their ecology and monitoring for water quality. , CSIRO Publishing. Melbourne. 63-90 (2019).
  53. Błędzki, L. A., Rybak, J. I. Freshwater Crustacean Zooplankton of Europe: Cladocera & Copepoda (Calanoida, Cyclopoida) Key to species identification, with notes on ecology, distribution, methods and introduction to data analysis. , Springer. Switzerland. (2016).
  54. Kato, S. Laboratory culture and morphology of Colacium vesiculosum Ehrb. (Euglenophyceae). Japanese Journal of Phycology (Sorui). 30, 63-67 (1982).
  55. Serôdio, J., Campbell, D. A. Photoinhibition in optically thick samples: Effects of light attenuation on chlorophyll fluorescence-based parameters. Journal of Theoretical Biology. 513, 110580(2021).
  56. Sylvan, J. B., Quigg, A., Tozzi, S., Ammerman, J. W. Eutrophication-induced phosphorus limitation in the Mississippi River plume: evidence from fast repetition rate fluorometry. Limnology and Oceanography. 52 (6), 2679-2685 (2007).
  57. Browning, T. J., et al. P. Nutrient regulation of late spring phytoplankton blooms in the midlatitude North Atlantic. Limnology and Oceanography. 65 (6), 1136-1148 (2020).
  58. Pausch, F., Bischof, K., Trimborn, S. Iron and manganese co-limit growth of the Southern Ocean diatom Chaetoceros debilis. PLOS ONE. 14 (9), 0221959(2019).
  59. Ferroni, L., Baldisserotto, C., Fasulo, M. P., Pagnoni, A., Pancaldi, S. Adaptive modifications of the photosynthetic apparatus in Euglena gracilis Klebs exposed to manganese excess. Protoplasma. 224 (3), 167-177 (2004).
  60. Gaiser, E. E., Bachmann, R. W. Seasonality, substrate pereference and attachment sites of epizoic diatoms on cladoceran zooplankton. Journal of Plankton Research. 16 (1), 53-68 (1994).
  61. Totti, C., et al. The diversity of epizoic diatoms: relationships between diatoms and marine invertebrates. The Diversity of Epizoic Diatoms. 16, 323-343 (2011).
  62. Perkins, M., Effler, S. W., Strait, C. M. Phytoplankton absorption and the chlorophyll a-specific absorption coefficient in dynamic Onondaga Lake. Inland Waters. 4 (2), 133-146 (2014).
  63. Kromkamp, J., Capuzzo, E., Philippart, C. J. M. Measuring phytoplankton primary production: review of existing methodologies and suggestions for a common approach. EcApRHA Deliverable WP 3.2. 28, (2017).
  64. Hughes, D., et al. Roadmaps and detours: active chlorophyll-a assessments of primary productivity across marine and freshwater systems. Environmental Science & Technology. 52 (21), 12039-12054 (2018).
  65. Perkins, R. G., et al. The application of variable chlorophyll fluorescence to microphytobenthic biofilms. Chlorophyll a Fluorescence in Aquatic Sciences: Methods and Applications. 4, Springer. Dordrecht. 237-275 (2010).
  66. Schuback, N., Flecken, M., Maldonado, M. T., Tortell, P. D. Diurnal variation in the coupling of photosynthetic electron transport and carbon fixation in iron-limited phytoplankton in the NE subarctic Pacific. Biogeosciences. 13 (4), 1019-1035 (2016).
  67. Schreiber, U., Gademann, R., Ralph, P. J., Larkum, A. W. D. Assessment of photosynthetic performance of Prochloron in Lissoclinum patella in hospite by chlorophyll fluorescence measurements. Plant and Cell Physiology. 38 (8), 945-951 (1997).
  68. Garbary, D. J., Miller, A. G., Scrosati, R. A. Ascophyllum nodosum and its symbionts: XI. The epiphyte Vertebrata lanosa performs better photosynthetically when attached to Ascophyllum than when alone. Algae. 29 (4), 321-331 (2014).
  69. Gorbunov, M. Y., Kolber, Z. S., Lesser, M. P., Falkowski, P. G. Photosynthesis and photoprotection in symbiotic corals. Limnology and Oceanography. 46 (1), 75-85 (2001).
  70. Yellowlees, D., Warner, M. Photosynthesis in symbiotic algae. Photosynthesis in Algae. 14, Springer. Dordrecht. 437-455 (2003).
  71. Wojtasiewicz, B., Stoń-Egiert, J. Bio-optical characterization of selected cyanobacteria strains present in marine and freshwater ecosystems. Journal of Applied Phycology. 28 (4), 2299-2314 (2016).
  72. Aardema, H. M., Rijkeboer, M., Lefebvre, A., Veen, A., Kromkamp, J. C. High-resolution underway measurements of phytoplankton photosynthesis and abundance as an innovative addition to water quality monitoring programs. Ocean Science. 15 (5), 1267-1285 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Pomiar fotofizjologiigatunki z rodzaju Colaciumglony przytwierdzonefotosystem IIfluorescencja chlorofilupodłoże zooplanktonoweniefotochemiczne gaszeniewydajność fotochemicznaprzekrój absorpcyjny PSII
Pomiar fotofizjologii dołączonego stadium Colacium sp. za pomocą fluorometru kuwetowego o dużej częstotliwości powtarzania
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.