Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Model ścierania nabłonka do badania gojenia się ran rogówki

3.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63112

⸱

29 grudnia 2021

 ,  ,  ,  , 
1College of Optometry, University of Houston, 2Children’s Nutrition Research Center, Baylor College of Medicine, 3Center for Translational Research on Inflammatory Diseases (CTRID), Michael E. DeBakey Veterans Affairs Medical Center

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisany jest protokół tworzenia centralnej rany po otarciu nabłonka rogówki u myszy za pomocą trepanacji i kija golfowego. Ten model gojenia się ran rogówki jest wysoce powtarzalny i jest obecnie wykorzystywany do oceny upośledzonego gojenia się ran rogówki w kontekście chorób.

Streszczenie

Rogówka jest kluczowa dla widzenia, odpowiada za około dwie trzecie mocy refrakcyjnej oka. Kluczowe znaczenie dla roli rogówki w widzeniu ma jej przezroczystość. Jednak ze względu na swoje zewnętrzne położenie rogówka jest bardzo podatna na wiele różnych urazów, które mogą prowadzić do utraty przezroczystości rogówki i ostatecznej ślepoty. Skuteczne gojenie się ran rogówki w odpowiedzi na te urazy ma kluczowe znaczenie dla utrzymania homeostazy rogówki oraz zachowania przezroczystości rogówki i zdolności refrakcyjnych. W przypadku upośledzonego gojenia się ran rogówki, rogówka staje się podatna na infekcje, owrzodzenia i blizny. Biorąc pod uwagę fundamentalne znaczenie gojenia się ran rogówki dla zachowania przezroczystości rogówki i widzenia, lepsze zrozumienie prawidłowego procesu gojenia się ran rogówki jest warunkiem wstępnym zrozumienia upośledzonego gojenia się ran rogówki związanych z infekcjami i chorobami. W tym celu mysie modele zranień rogówki okazały się przydatne w pogłębianiu naszego zrozumienia mechanizmów gojenia się ran rogówki działających w normalnych warunkach fizjologicznych. W tym miejscu opisano protokół tworzenia centralnego ścierania nabłonka rogówki u myszy za pomocą trepanacji i kija golfowego. W tym modelu do wyznaczenia obszaru rany stosuje się okrągłą trepanację o średnicy 2 mm, wyśrodkowaną nad rogówką. Kij golfowy jest używany z ostrożnością do oczyszczenia nabłonka i stworzenia okrągłej rany bez uszkadzania błony podstawnej nabłonka rogówki. Wynikająca z tego reakcja zapalna przebiega jako dobrze scharakteryzowana kaskada zdarzeń komórkowych i molekularnych, które mają kluczowe znaczenie dla skutecznego gojenia się ran. Ten prosty model gojenia się ran rogówki jest wysoce powtarzalny i dobrze opublikowany, a obecnie jest wykorzystywany do oceny upośledzonego gojenia się ran rogówki w kontekście choroby.

Wprowadzenie

Rogówka to przezroczysta przednia jedna trzecia oka. Rogówka pełni kilka funkcji, w tym ochronę wewnętrznych struktur oka i tworzenie bariery strukturalnej, która chroni oko przed infekcjami1. Co ważniejsze, rogówka ma kluczowe znaczenie dla widzenia, zapewniając około dwóch trzecich mocy refrakcyjnej oka2,3. Kluczowe znaczenie dla roli rogówki w widzeniu ma jej przezroczystość. Jednak ze względu na swoje położenie na zewnątrz, rogówka jest codziennie narażona na wiele różnych urazów, które mogą prowadzić do zakłócenia jej funkcji barierowej, utraty przezroczystości i ostatecznie ślepoty. Utrata przezroczystości rogówki jest główną przyczyną zaburzeń widzenia na całym świecie4,5. Otarcia rogówki są częstym powodem wizyt na izbie przyjęć (ER), stanowiąc połowę przypadków związanych z oczami przedstawionych na ER6. Szacuje się, że ponad 1 milion osób rocznie cierpi z powodu urazów oczu w Stanach Zjednoczonych7. Skuteczne gojenie się ran rogówki w odpowiedzi na te urazy ma kluczowe znaczenie dla utrzymania homeostazy rogówki oraz zachowania jej przezroczystości i zdolności refrakcyjnych. W przypadku upośledzonego gojenia się ran rogówki, rogówka staje się podatna na infekcje, owrzodzenia i blizny8,9. Również rosnąca popularność chirurgii refrakcyjnej stanowi wyjątkowe wyzwanie traumatyczne dla klasy cornea10. Biorąc pod uwagę fundamentalne znaczenie gojenia się ran rogówki dla zachowania przezroczystości rogówki i widzenia, lepsze zrozumienie prawidłowego procesu gojenia się ran rogówki jest warunkiem wstępnym zrozumienia upośledzonego gojenia się ran rogówki związanych z infekcjami i chorobami.

W tym celu opracowano kilka zwierzęcych modeli gojenia ran rogówki11,12,13,14,15. Mysie modele gojenia się ran rogówki okazały się przydatne w pogłębianiu naszego zrozumienia mechanizmów gojenia się ran rogówki działających w normalnych warunkach fizjologicznych. Do badania gojenia się ran rogówki wykorzystano różne rodzaje ran rogówki, z których każda nadaje się do badania różnych aspektów procesu gojenia się ran. Najczęstszymi typami modeli ran stosowanych w badaniach gojenia się ran rogówki są mechaniczne i chemiczne modele ran. Chemiczne rany rogówki, głównie związane z powstawaniem zasadowych oparzeń na rogówce, są przydatne do badania owrzodzeń rogówki, zmętnienia i neowaskularyzacji13. Mechaniczne rany rogówki obejmują rany oczyszczone (otarcia) i rany po keratektomii14,15,16. Nienaruszona lub przerwana błona podstawna nabłonka rogówki definiuje odpowiednio rany po oczyszczeniu i keratektomii. W ranach po oczyszczeniu błona podstawna nabłonka pozostaje nienaruszona, podczas gdy w ranach po keratektomii błona podstawna zostaje przerwana z penetracją głównie do zrębu przedniego. Rany pozabiegowe są najbardziej przydatne do badania reepitelializacji, proliferacji komórek nabłonka, odpowiedzi immunologicznej i regeneracji nerwów po zranieniu rogówki. Z drugiej strony rany po keratetektomii są najbardziej przydatne do badania bliznowacenia rogówki14,15.

Tutaj opisany jest protokół tworzenia centralnej rany po otarciu nabłonka rogówki u myszy za pomocą trepanacji i kija golfowego. Ten prosty model gojenia ran rogówki jest wysoce powtarzalny i dobrze opublikowany, a obecnie jest używany do oceny pogorszonego gojenia się ran rogówki w kontekście choroby17.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalne Komisje ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt na Uniwersytecie w Houston oraz w Baylor College of Medicine. Podczas obchodzenia się z myszami i ich wykorzystywania przestrzegano wytycznych zawartych w oświadczeniu Association for Research in Vision and Ophthalmology (ARVO) dotyczącym wykorzystania zwierząt w badaniach nad wzrokiem i okulistyką.

1. Przygotowanie

  1. Przygotowanie roztworu fluoresceiny
    1. Przygotować 1% roztwór fluoresceiny, rozpuszczając 10 mg soli sodowej fluoresceiny w 1 mL sterylnej soli fizjologicznej lub sterylnego 1x fosforanu buforu solnego (PBS).
      UWAGA: Roztwór fluoresceiny sodowej należy przygotować w dniu użycia lub dzień wcześniej, aby uniknąć kontaminacji mikrobiologicznej. W przypadku przygotowania dzień przed użyciem, roztwór fluoresceiny należy przechowywać w temperaturze 4 °C w ciemności. Probówki należy owinąć folią aluminiową, aby zapobiec fotoblaknięciu.
    2. Podzielić roztwór na alikwoty odpowiednie do użycia w pojedynczym eksperymencie. Na jedną mysz w jednym punkcie czasowym zużywa się 1-1,5 µL roztworu fluoresceiny. Do obliczenia objętości alikwoty odpowiedniej dla pojedynczego eksperymentu należy zastosować następujący wzór:
      Równanie obliczania objętości alikwoty; wzór obejmuje liczbę myszy, punkty czasowe; metoda badawcza.
      UWAGA: Na przykład, jeśli w pojedynczym eksperymencie bada się sześć myszy, a wielkość rany monitoruje się w pięciu punktach czasowych, objętość alikwoty odpowiednia dla tego pojedynczego eksperymentu wyniesie:
      Wzór obliczania objętości, 1,5 x 6 x 5 = 45μL, przedstawiony dla analizy rozcieńczeń.
  2. Przygotowanie koktajlu ketaminy/ksylazyny do znieczulenia myszy.
    1. Aby przygotować 10 mL koktajlu, zmieszać 2,0 mL ketaminy (100 mg/mL) z 1,0 mL ksylazyny (20 mg/mL) i dodać 7,0 mL sterylnego PBS. Koktajl ketaminy/ksylazyny należy przygotować dzień przed lub w dniu operacji.
      UWAGA: Wszystkie roztwory należy stosować w temperaturze pokojowej, chyba że wskazano inaczej.

2. Znieczulenie

  1. Zważ mysz (myszy szczepu C57BL/6 typu dzikiego w wieku 8-12 tygodni), aby określić odpowiednią dawkę środka znieczulającego. W celu unieruchomienia i manipulacji myszami podczas iniekcji środka znieczulającego zastosuj technikę dwuręcznego unieruchamiania myszy18. Podaj cocktail ketaminy i ksylazyny drogą doszpikową (i.p.) w końcowym stężeniu 80 mg/kg ketaminy i 8 mg/kg ksylazyny.
  2. Odczekaj do momentu pełnego znieczulenia przed wykonaniem uszkodzenia rogówki u myszy. Oceń głębokość znieczulenia poprzez sprawdzenie odruchu stopy po uciśnięciu palca. Po osiągnięciu odpowiedniego poziomu znieczulenia mysz nie powinna reagować ruchem na uciśnięcie palca.
    UWAGA: Ponieważ myszy szybko tracą ciepło ciała podczas znieczulenia, ważne jest zapewnienie im źródła ciepła, aby zapobiec hipotermii. Umieść myszy na źródle ciepła (macie grzewczej) podczas fazy znieczulenia oraz wybudzania.

3. Wykonanie rany rogówki

  1. Wykonaj uraz tylko w prawym lub lewym oku. Zachowaj spójność w wyborze oka (tj. lewego lub prawego) poddawanego zabiegowi przy przechodzeniu z jednej myszy na drugą.
    UWAGA: Ponieważ ścierania uszkadzają nerwy rogówki i zmniejszają ostrość widzenia, uszkodzenie obu oczu może spowodować znaczny dyskomfort i upośledzenie funkcji wzrokowych. Ze względu na to, że leki przeciwbólowe mogą tłumić odpowiedzi zapalne, ich stosowanie może stanowić czynnik zakłócający w niektórych eksperymentach mających na celu zrozumienie stanu zapalnego rogówki. Rezygnacja z leków przeciwbólowych w eksperymentach z ranieniem rogówki została zatwierdzona przez naszą Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt (IACUC).
  2. Aby stworzyć ranę nabłonkową rogówki:
    1. Pod mikroskopem stereoskopowym użyj trepanu o średnicy 2 mm (patrz Rysunek 1), aby wyznaczyć środek rogówki, trzymając oko szeroko otwarte za pomocą kciuka i palca wskazującego podtrzymujących powieki. Delikatnie obróć trepan, aby odcisnąć go na nabłonku rogówki.
      UWAGA: Należy uważać, aby nie wywierać nadmiernego nacisku podczas korzystania z trepanu, ponieważ może to doprowadzić do perforacji rogówki. Należy również zadbać o centralne ustawienie trepanu. Jako punkt orientacyjny do zlokalizowania środka rogówki można wykorzystać źrenice.
    2. Pod mikroskopem stereoskopowym trzymaj tępy zgłębnik (patrz Rysunek 1) pod kątem około 45° względem powierzchni rogówki w obszarze wyznaczonym trepanem. Ostrożnie i w sposób ciągły zeskrob nabłonek w wyznaczonym obszarze za pomocą zgłębnika, aby usunąć warstwę nabłonkową.
      UWAGA: Podczas usuwania nabłonka nie stosuj nadmiernej siły, ponieważ może to również spowodować perforację rogówki. Oczy myszy mogą wysychać podczas procesu ranienia, co utrudnia usuwanie nabłonka. W takim przypadku nanieś sterylny PBS na powierzchnię oka, aby zachować optymalne nawodnienie.

Narzędzia chirurgiczne: trepan 2,0 mm i tępy zgłębnik typu golf pokazujące sprzęt do oczyszczania rany.
Rysunek 1: Trepan 2 mm i tępy zgłębnik typu golf. Trepan służy do wyznaczenia okrągłego obszaru w centrum rogówki, a zgłębnik typu golf do usunięcia nabłonka wewnątrz wyznaczonego obszaru. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Monitorowanie zamykania się rany i reepitelializacji

  1. Nanieść pipetą 1-1,5 µL 1% roztworu fluoresceiny na uszkodzoną powierzchnię i sfotografować rogówkę za pomocą mikroskopu cyfrowego z niebieskim źródłem światła.
  2. Zdjęcia należy wykonać w ciągu pierwszej minuty od dodania roztworu fluoresceiny, aby zapobiec rozprzestrzenianiu się barwnika na otaczający nabłonek, co mogłoby prowadzić do zawyżenia wielkości rany. Uszkodzone rogówki są obrazowane w określonych odstępach czasu (tj. 0 h, 12 h, 18 h, 24 h i 30 h) po zadaniu rany.
    UWAGA: We wszystkich punktach czasowych obrazowanie jest wykonywane w znieczuleniu; w momencie zadawania rany stosuje się ketaminę/ksylazynę, natomiast w kolejnych punktach czasowych stosuje się izofluran. Myszy są utrzymywane indywidualnie w osobnych klatkach przez cały okres monitorowania gojenia rany. W przypadku wspólnego przebywania myszy mają tendencję do wylizywania oczu współmieszkańców klatki, co – jak wykazano – wpływa na gojenie ran w różnych tkankach19,20.
  3. Przeanalizować wykonane zdjęcia, wyznaczając obszar rany za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Powierzchnia rany dla każdego punktu czasowego jest wyrażona jako procent pierwotnej powierzchni rany w czasie 0 h.

5. Obrazowanie i analiza immunofluorescencyjna

  1. Uśmierć myszy metodą zatwierdzoną przez IACUC (w tym przypadku przedawkowanie dwutlenku węgla, a następnie zwichnięcie szyi) w wybranych punktach czasowych po zranieniu.
  2. Pobierz gałki oczne, delikatnie naciskając zewnętrzny kącik oka, aby przesunąć gałkę za pomocą zakrzywionych nożyczek do tęczówki. Poprowadź nożyczki za gałką oczną, aby pewnie chwycić nerw wzrokowy, a następnie przetnij nerw, co umożliwi usunięcie gałki ocznej.
  3. Utrwal każdą gałkę oczną w 1 mL 1x PBS zawierającego 2% paraformaldehydu przez 1 h w temperaturze pokojowej, a następnie przemyj trzy razy w 1 mL 1x PBS po 5 min każdy.
  4. Pod mikroskopem stereoskopowym, używając skalpela chirurgicznego, wykonaj nacięcie w twardówce, około 500 µm dystalnie od limbusa, a następnie przetnij gałkę oczną. Używając pęsety, delikatnie usuń tkankę tęczówki z rogówki, a następnie ostrożnie odetnij tkankę twardówki, dbając o pozostawienie nienaruszonego limbusa.
  5. Wykonaj cztery częściowe nacięcia radialne, każde o długości około 1 mm, rozciągające się od obwodowej części rogówki i kończące się przed jej centrum, aby umożliwić spłaszczenie rogówki.
  6. Przeprowadź permeabilizację i blokowanie rogówek w 1 mL 2% albuminy surowicy wołowej (BSA) i 0,01% TritonX -100 w 1x PBS przez 15 min, a następnie blokowanie w 2% BSA w 1x PBS przez kolejne 45 min w temperaturze pokojowej.
  7. Inkubuj rogówki przez noc w 4 °C w koktajlu bezpośrednio znakowanych przeciwciał sprzężonych z unikalnymi fluorochromami, przygotowanym w 1x PBS zawierającym 2% BSA.
    UWAGA: Przeciwciała są dobierane w celu znakowania konkretnych komórek i tkanek zainteresowania. Na przykład śródbłonek, neutrofile i płytki krwi są znakowane odpowiednio przeciwciałami anty-CD3121,22, anty-Ly-6G23,24 oraz anty-CD4125,26. Do koktajlu przeciwciał dodaje się 4',6-diamidyno-2-fenyloindol (DAPI) w celu wizualizacji jąder komórkowych.
  8. Po inkubacji przemyj rogówki trzy razy w 1x PBS po 15 min każdy.
  9. Zamocuj rogówki na szkiełku przedmiotowym w kropli medium montażowego do fluorescencji typu anti-fade, przykryj szkiełkiem nakrywnym i wykonaj obrazowanie z pożądanym powiększeniem (obiektyw od 4x do 100x) przy użyciu fluorescencyjnego mikroskopu świetlnego. Wykonaj obrazy pełnej grubości rogówki w różnych obszarach, zgodnie z ilustracją na Rysunku 2A.
    UWAGA: Schemat analizy mikroskopowej przedstawiony na Rysunku 2A służy do analizy specyficznych regionalnych zmian w procesach zapalnych i podziałach komórkowych. Barwienia DAPI i Ly-6G są wykorzystywane do identyfikacji neutrofili naczyniowych. W barwieniu DAPI sferyczne neutrofile mają charakterystyczne jądro w kształcie podkowy lub pączka (Rysunek 2B).

Schemat obszaru rogówki i obraz fluorescencyjny z mikroskopu; struktura komórkowa i analiza przekroju.
Rycina 2: Strategia obrazowania rogówki i infiltracja neutrofili po centralnym zniesieniu nabłonka. (A) Schematyczna reprezentacja preparatu całej rogówki, pokazująca dziewięć pól mikroskopowych wzdłuż średnicy rogówki. Obszar szary reprezentuje pierwotną powierzchnię rany. Szerokość każdego regionu wynosi 500 µm. (B) Zwróć uwagę na charakterystyczny kształt podkowy lub pączka jąder neutrofili po barwieniu DAPI. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rycina 3 przedstawia mikrofotografię transmisyjną elektronową rany rogówki powstałej w wyniku uderzenia tępym kijem do golfa, wykazującą, że błona podstawna nabłonka pozostaje nienaruszona po urazie.

Struktura błony komórkowej, obraz z mikroskopu elektronowego pokazujący warstwy i mikrokosmki w skali 5 µm....

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Celem tej pracy metodycznej było opisanie protokołu tworzenia centralnej rany ścierania nabłonka rogówki u myszy za pomocą trepanacji i kija golfowego. Ten mysi model został wykorzystany do badania zapalenia rogówki i jego udziału w gojeniu się ran. Ten typ modelu może być używany do badania mechanizmów gojenia się ran rogówki w normalnych warunkach fizjologicznych oraz w patologiach 17,28,29,41,42.<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Finansowanie: Wspierane przez: NIH EY018239 (A.R.B., C.W.S. i R.E.R.), P30EY007551 (A.R.B.) oraz Sigma Xi Grant in Aid of Research (P.K.A.). Wyłączną odpowiedzialność za treść ponoszą autorzy i nie reprezentują one oficjalnych poglądów National Institutes of Health ani Sigma Xi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Przeciwciało anty-CD31BD Bioscience, Pharmingen550274
Przeciwciało anty-CD41BD Bioscience, Pharmingen553847
Przeciwciało anty-Ly6GBD Bioscience, Pharmingen551459
Albumina surowicy bydlęcej (BSA)ThermoFisher scientificB14
C57BL/6 myszyJackson Laboratories664
DAPISigma AldrichD8417
Szerokokątny mikroskop fluorescencyjny do dekonwolucji DeltaVisionGE Life Sciences
Mikroskop preparacyjnyLeica microsystems
Elektroniczne wagi ładowane od góry (waga ważenia)Fisher Scientific
EtanolThermoFisher scientificT038181000CS
Kij golfowyInstrumenty StephensS2-1135
Nożyczki do krzywej tęczówkiFisher Scientific31212
IzofluranPatterson weterynaryjny07-893-1389
KetaminaPatterson weterynaryjny07-890-8598
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS)ThermoFisher scientificAM9624
Sól fluoresceiny soduSigma Aldrich46970
Ostrze chirurgiczne (ostrze scapel)Narzędzia do nauki10022-00
TrephineIntegra Miltex33-31
TritonX -100Fisher Scientific50-295-34
KleszczeNarzędzia do nauki11923-13
XylazinePatterson weterynaryjne07-808-1947

Bibliografia

  1. DelMonte, D. W., Kim, T. Anatomy and physiology of the cornea. Journal of Cataract and Refractive Surgery. 37 (3), 588-598 (2011).
  2. Meek, K. M., Knupp, C. Corneal structure and transparency. Progress in Retinal and Eye Research. 49, 1-16 (2015).
  3. Sridhar, M. S. Anatomy of cornea and ocular surface. Indian Journal of Ophthalmology. 66 (2), 190-194 (2018).
  4. Flaxman, S. R., et al. Global causes of blindness and distance vision impairment 1990-2020: a systematic review and meta-analysis. The Lancet Global Health. 5 (12), 1221-1234 (2017).
  5. Robaei, D., Watson, S. Corneal blindness: A global problem. Clinical & Experimental Ophthalmology. 42 (3), 213-214 (2014).
  6. McGwin, G., Owsley, C. Incidence of emergency department-treated eye injury in the United States. Archives of Ophthalmology. 123 (5), 662-666 (2005).
  7. Ljubimov, A. V., Saghizadeh, M. Progress in corneal wound healing. Progress in Retinal and Eye Research. 49, 17-45 (2015).
  8. Wilson, S. L., Haj, A. J. E., Yang, Y. Control of scar tissue formation in the cornea: Strategies in clinical and corneal tissue engineering. Journal of Functional Biomaterials. 3 (3), 642(2012).
  9. Vaidyanathan, U., et al. Persistent corneal epithelial defects: A review article. Medical Hypothesis, Discovery and Innovation in Ophthalmology. 8 (3), 163-176 (2019).
  10. Netto, M., et al. Wound healing in the cornea: a review of refractive surgery complications and new prospects for therapy. Cornea. 24 (5), 509-522 (2005).
  11. Friedenwald, J. S., Buschke, W. Some factors concerned in the mitotic and wound-healing activities of the corneal epithelium. Transactions of the American Ophthalmological Society. 42, 371-383 (1944).
  12. Xu, K., Yu, F. -S. X. Impaired epithelial wound healing and EGFR signaling pathways in the corneas of diabetic rats. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 52 (6), 3301-3308 (2011).
  13. Bai, J. Q., Qin, H. F., Zhao, S. H. Research on mouse model of grade II corneal alkali burn. International Journal of Ophthalmology. 9 (4), 487-490 (2016).
  14. Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Stepp, M. A., Zieske, J. D. αVβ6 integrin promotes corneal wound healing. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (11), 8505-8513 (2011).
  15. Blanco-Mezquita, J. T., Hutcheon, A. E. K., Zieske, J. D. Role of thrombospondin-1 in repair of penetrating corneal wounds. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 54 (9), 6262-6268 (2013).
  16. Stepp, M. A., et al. Wounding the cornea to learn how it heals. Experimental Eye Research. 121, 178-193 (2014).
  17. Hargrave, A., et al. Corneal dysfunction precedes the onset of hyperglycemia in a mouse model of diet-induced obesity. PLoS ONE. 15, 0238750(2020).
  18. Machholz, E., Mulder, G., Ruiz, C., Corning, B. F., Pritchett-Corning, K. R. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (67), e2771(2012).
  19. Bodner, L., Dayan, D. Effect of parotid submandibular and sublingual saliva on wound healing in rats. Comparative Biochemistry and Physiology. Part A, Physiology. 100 (4), 887-890 (1991).
  20. Abbasian, B., Azizi, S., Esmaeili, A. Effects of rat's licking behavior on cutaneous wound healing. Iranian Journal of Basic Medical Sciences. 13 (1), 242-247 (2010).
  21. DeLisser, H. M., et al. Involvement of endothelial PECAM-1/CD31 in angiogenesis. The American Journal of Pathology. 151 (3), 671-677 (1997).
  22. Piali, L., et al. CD31/PECAM-1 is a ligand for alpha v beta 3 integrin involved in adhesion of leukocytes to endothelium. The Journal of Cell Biology. 130 (2), 451-460 (1995).
  23. Fleming, T. J., Fleming, M. L., Malek, T. R. Selective expression of Ly-6G on myeloid lineage cells in mouse bone marrow. RB6-8C5 mAb to granulocyte-differentiation antigen (Gr-1) detects members of the Ly-6 family. The Journal of Immunology. 151 (5), 2399-2408 (1993).
  24. Fleming, T. J., Malek, T. R. Multiple glycosylphosphatidylinositol-anchored Ly-6 molecules and transmembrane Ly-6E mediate inhibition of IL-2 production. The Journal of Immunology. 153 (5), 1955-1962 (1994).
  25. Phillips, D. R., Charo, I. F., Scarborough, R. M. GPIIb-IIIa: the responsive integrin. Cell. 65 (3), 359-362 (1991).
  26. Nieswandt, B., et al. Acute systemic reaction and lung alterations induced by an antiplatelet integrin gpIIb/IIIa antibody in mice. Blood. 94 (2), 684-693 (1999).
  27. Li, Z., Burns, A. R., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. γδ T cells are necessary for platelet and neutrophil accumulation in limbal vessels and efficient epithelial repair after corneal abrasion. American Journal of Pathology. 171 (3), 838-845 (2007).
  28. Liu, Q., Smith, C. W., Zhang, W., Burns, A. R., Li, Z. NK cells modulate the inflammatory response to corneal epithelial abrasion and thereby support wound healing. American Journal of Pathology. 181 (2), 452-462 (2012).
  29. Gao, Y., et al. NK cells are necessary for recovery of corneal CD11c+ dendritic cells after epithelial abrasion injury. Journal of Leukocyte Biology. 94 (2), 343-351 (2013).
  30. Xiao, C., et al. Acute tobacco smoke exposure exacerbates the inflammatory response to corneal wounds in mice via the sympathetic nervous system. Communications Biology. 2, 33(2019).
  31. Wang, H., et al. Epothilone B speeds corneal nerve regrowth and functional recovery through microtubule stabilization and increased nerve beading. Scientific Reports. 8 (1), 2647(2018).
  32. Li, Z., Burns, A. R., Smith, C. W. Lymphocyte function-associated Antigen-1-dependent inhibition of corneal wound healing. Cell Injury. 169, 1590-1600 (2006).
  33. Wu, M., et al. The neuroregenerative effects of topical decorin on the injured mouse cornea. Journal of Neuroinflammation. 17 (1), 1-14 (2020).
  34. Rodrigues, M., Kosaric, N., Bonham, C. A., Gurtner, G. C. Wound healing: A cellular perspective. Physiological Reviews. 99 (1), 665-706 (2019).
  35. Rennard, S. I. Inflammation and repair processes in chronic obstructive pulmonary disease. American Journal of Respiratory and Critical Care Medicine. 160 (5), Pt 2 12-16 (1999).
  36. Landén, N. X., Li, D., Ståhle, M. Transition from inflammation to proliferation: a critical step during wound healing. Cellular and Molecular Life Sciences. 73 (20), 3861-3885 (2016).
  37. Li, Z., Rumbaut, R. E., Burns, A. R., Smith, C. W. Platelet response to corneal abrasion is necessary for acute inflammation and efficient re-epithelialteation. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47, 4794-4802 (2006).
  38. Lam, F. W., Burns, A. R., Smith, C. W., Rumbaut, R. E. Platelets enhance neutrophil transendothelial migration via P-selectin glycoprotein ligand-1. American Journal of Physiology - Heart and Circulatory Physiology. 300 (2), 468-475 (2011).
  39. La Cruz, A. D., et al. Platelet and erythrocyte extravasation across inflamed corneal venules depend on CD18, neutrophils, and mast cell degranulation. International Journal of Molecular Sciences. 22 (14), 7360(2021).
  40. Li, Z., Burns, A. R., Smith, C. W. Two waves of neutrophil emigration in response to corneal epithelial abrasion: Distinct adhesion molecule requirements. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 47 (5), 1947-1955 (2006).
  41. Li, Z., Burns, A. R., Han, L., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. IL-17 and VEGF Are Necessary for Efficient Corneal Nerve Regeneration. The American Journal of Pathology. 178 (3), 1106-1116 (2011).
  42. Xue, Y., et al. Modulation of circadian rhythms affects corneal epithelium renewal and repair in mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 58 (3), 1865-1874 (2017).
  43. Zhang, W., Magadi, S., Li, Z., Smith, C. W., Burns, A. R. IL-20 promotes epithelial healing of the injured mouse cornea. Experimental Eye Research. 154, 22-29 (2017).
  44. Li, Z., Burns, A. R., Miller, S. B., Smith, C. W. CCL20, γδ T cells, and IL-22 in corneal epithelial healing. FASEB Journal. 25 (8), 2659-2668 (2011).
  45. Li, Z., Burns, A. R., Han, L., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. IL-17 and VEGF are necessary for efficient corneal nerve regeneration. American Journal of Pathology. 178 (3), 1106-1116 (2011).
  46. Reins, R. Y., Hanlon, S. D., Magadi, S., McDermott, A. M. Effects of topically applied Vitamin D during corneal wound healing. PLoS ONE. 11 (4), 0152889(2016).
  47. Gagen, D., et al. ICAM-1 mediates surface contact between neutrophils and keratocytes following corneal epithelial abrasion in the mouse. Experimental Eye Research. 91 (5), 676-684 (2010).
  48. Li, Z., Rivera, C. A., Burns, A. R., Smith, C. W. Hindlimb unloading depresses corneal epithelial wound healing in mice. Journal of Applied Physiology. 97 (2), 641-647 (2004).
  49. Byeseda, S. E., et al. ICAM-1 is necessary for epithelial recruitment of γδ T cells and efficient corneal wound healing. American Journal of Pathology. 175 (2), 571-579 (2009).
  50. Li, Z., Burns, A. R., Rumbaut, R. E., Smith, C. W. γδ T cells are necessary for platelet and neutrophil accumulation in limbal vessels and efficient epithelial repair after corneal abrasion. American Journal of Pathology. 171 (3), 838-845 (2007).
  51. Petrescu, M. S., et al. Neutrophil interactions with keratocytes during corneal epithelial wound healing: A role for CD18 integrins. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (11), 5023-5029 (2007).
  52. Pal-Ghosh, S., Pajoohesh-Ganji, A., Tadvalkar, G., Stepp, M. A. Removal of the basement membrane enhances corneal wound healing. Experimental Eye Research. 93 (6), 927-936 (2011).
  53. Pal-Ghosh, S., et al. Cytokine deposition alters leukocyte morphology and initial recruitment of monocytes and γδT cells after corneal injury. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (4), 2757-2765 (2014).
  54. Pal-Ghosh, S., Tadvalkar, G., Jurjus, R. A., Zieske, J. D., Stepp, M. A. BALB/c and C57BL6 mouse strains vary in their ability to heal corneal epithelial debridement wounds. Experimental Eye Research. 87 (5), 478-486 (2008).
  55. Kato, T., Chang, J. H., Azar, D. T. Expression of type XVIII collagen during healing of corneal incisions and keratectomy wounds. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 44 (1), 78-85 (2003).
  56. Kure, T., et al. Corneal neovascularization after excimer keratectomy wounds in matrilysin-deficient mice. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 44 (1), 137-144 (2003).
  57. Lin, A., et al. Bacterial keratitis preferred practice pattern. Ophthalmology. 126 (1), 1-55 (2019).
  58. Cable, E. J., Onishi, K. G., Prendergast, B. J. Circadian rhythms accelerate wound healing in female Siberian hamsters. Physiology and Behavior. 171, 165-174 (2017).
  59. Lyons, A. B., Moy, L., Moy, R., Tung, R. Circadian rhythm and the skin: A review of the literature. Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 12 (9), 42-45 (2019).
  60. Westman, J., Grinstein, S., Marques, P. E. Phagocytosis of Necrotic Debris at Sites of Injury and Inflammation. Frontiers in Immunology. 10, 3030(2020).
  61. Gaudry, M., et al. Intracellular pool of vascular endothelial growth factor in human neutrophils. Blood. 90 (10), 4153-4161 (1997).
  62. Pan, Z., et al. Vascular endothelial growth factor promotes anatomical and functional recovery of injured peripheral nerves in the avascular cornea. FASEB Journal. 7, 2756-2767 (2013).
  63. Di, G., et al. VEGF-B promotes recovery of corneal innervations and trophic functions in diabetic mice. Scientific Reports. 7 (1), 1-13 (2017).
  64. Thomas, M. R., Storey, R. F. The role of platelets in inflammation. Thrombosis and Haemostasis. 114 (3), 449-458 (2015).
  65. Margraf, A., Zarbock, A. Platelets in inflammation and resolution. The Journal of Immunology. 203 (9), 2357-2367 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przezroczystość rogówkimysi model rogówkibłona podstawnagojenie ranyodpowiedź zapalnabarwienie fluoresceinąmikroskopia cyfrowaanaliza obrazu
Model ścierania nabłonka do badania gojenia się ran rogówki
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.