Artykuł metodologiczny

Drosophila Pasywne zachowanie unikające jako nowy paradygmat badania awersyjnego uczenia się awersyjnego

DOI:

10.3791/63163

⸱

15 października 2021

 , 
1Department of Physiology, East Carolina University

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca opisuje prosty paradygmat behawioralny, który pozwala na analizę awersyjnego uczenia się asocjacyjnego u dorosłych muszek owocowych. Metoda opiera się na tłumieniu wrodzonego negatywnego zachowania geotaksji ze względu na związek powstały między określonym kontekstem środowiskowym a porażeniem prądem.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten protokół opisuje nowy paradygmat analizy awersyjnego uczenia się awersyjnego u dorosłych muszek (Drosophila melanogaster). Paradygmat jest analogiczny do pasywnego zachowania unikającego u gryzoni laboratoryjnych, w którym zwierzęta uczą się unikać komory, w której wcześniej zostały porażenie prądem. Test wykorzystuje ujemną geotaksję u much, która objawia się chęcią wspinania się na górę, gdy są one umieszczone na pionowej powierzchni. Konfiguracja składa się z pionowo zorientowanych górnych i dolnych komór. Podczas pierwszej próby mucha jest umieszczana w dolnej komorze, skąd zwykle wychodzi w ciągu 3-15 sekund, i wchodzi do górnej komory, gdzie zostaje porażenia prądem. Podczas drugiej próby, 24 godziny później, opóźnienie jest znacznie zwiększone. Jednocześnie liczba wstrząsów zmniejszyła się w porównaniu z pierwszym badaniem, co wskazuje, że muchy tworzyły długotrwałą pamięć o górnym przedziale. Zapisy opóźnień i liczby wstrząsów można było wykonać za pomocą licznika liczników i stopera lub za pomocą prostego urządzenia opartego na Arduino. Aby zilustrować, w jaki sposób można zastosować test, scharakteryzowano pasywne zachowanie unikające D. melanogaster i D. simulans samca i samicy. Porównanie opóźnień i liczby wstrząsów wykazało, że zarówno muchy D. melanogaster, jak i D. simulans skutecznie nauczyły się pasywnego unikania. Nie zaobserwowano różnic statystycznych między samcami i samicami much. Jednak samce były nieco szybsze podczas wchodzenia do górnego przedziału w pierwszej próbie, podczas gdy samice otrzymywały nieco większą liczbę wstrząsów w każdej próbie retencji. Zachodnia dieta (WD) znacznie upośledzała uczenie się i pamięć u samców much, podczas gdy ćwiczenia w locie równoważyły ten efekt. Podsumowując, pasywne zachowanie unikające u much oferuje prosty i powtarzalny test, który można wykorzystać do badania podstawowych mechanizmów uczenia się i pamięci.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uczenie się i pamięć to ewolucyjnie starożytny mechanizm adaptacji do środowiska, zachowany od Drosophila (D.) do human1. Muszka owocowa jest solidnym organizmem modelowym do badania podstawowych zasad uczenia się i pamięci, ponieważ oferuje szeroki zakres potężnych narzędzi genetycznych do analizowania wewnętrznych mechanizmów molekularnych2. Pionierskie genetyczne badania przesiewowe, które zidentyfikowały rutabaga<sup class="xref">3, amnesiac4 i dunce5 genów krytycznych dla uczenia się i pamięci2, wykorzystały warunkowanie węchowe, ponieważ muszki owocowe polegają na swoim wyostrzonym węchu, aby znaleźć pożywienie, potencjalnych partnerów i uniknąć drapieżników6.

Kondycjonowanie węchowe stało się popularnym paradygmatem do badania mechanizmu uczenia się i pamięci, dzięki wprowadzeniu węchowego labiryntu T-labiryntu przez Tully'ego i Quinna7,8. Następnie zaproponowano inne metody pomiaru różnych typów uczenia się i pamięci, w tym warunkowanie wizualne9, warunkowanie zalotów10, awersyjne badanie tłumienia fototaksji11 oraz warunkowanie ekspozycji na osy12. Jednak większość z tych testów ma złożoną konfigurację, która musi być zbudowana na zamówienie w warsztacie uniwersyteckim lub zakupiona za pośrednictwem dostawcy. Opisany tutaj paradygmat opiera się na prostym teście behawioralnym do badania awersyjnego uczenia się asocjacyjnego u much, które można łatwo złożyć za pomocą kilku dostępnych materiałów.

Opisany paradygmat jest równoznaczny z pasywnym (lub hamującym) zachowaniem unikającym u myszy laboratoryjnych i szczurów, w którym zwierzęta uczą się unikać przedziału, w którym wcześniej zostały porażenie prądem nożnym13. U muridów procedura opiera się na ich wrodzonym unikaniu jasnego światła i preferowaniu ciemniejszych obszarów14. Podczas pierwszej próby zwierzę umieszcza się w jasnym pomieszczeniu, skąd zwierzę szybko wychodzi, wchodząc do ciemnego pomieszczenia, w którym wywoływany jest wstrząs elektryczny stopy. Zazwyczaj pojedyncze badanie wystarcza do stworzenia solidnej pamięci długotrwałej, co skutkuje znacznie zwiększonym opóźnieniem 24 godziny później. Opóźnienie jest następnie używane jako wskaźnik zdolności zwierzęcia do zapamiętania związku między bodźcem awersyjnym a określonym środowiskiem15.

Ta praca opisuje analogiczną procedurę wykorzystującą D. jako system modelowy, który oferuje kilka zalet w porównaniu z modelami gryzoni, w tym opłacalność, większy rozmiar próbki, brak nadzoru regulacyjnego i dostęp do potężnych narzędzi genetycznych16,17. Procedura opiera się na negatywnym zachowaniu geotaksji, które przejawia się w dążeniu much do wspinania się na górę, gdy są umieszczone na pionowej powierzchni18. Konfiguracja składa się z dwóch pionowych komór. Podczas pierwszej próby muszkę owocową umieszcza się w dolnej komorze. Stamtąd zwykle wychodzi w ciągu 3-15 s, wchodząc do górnej komory, gdzie doznaje porażenia prądem. Podczas 1-minutowej próby niektóre muchy mogą od czasu do czasu ponownie dostać się do górnej komory, co powoduje dodatkowe porażenie prądem. W fazie testowania, 24 godziny później, opóźnienie jest znacznie zwiększone. Jednocześnie liczba wstrząsów zmniejszyła się w porównaniu z pierwszym dniem, co wskazuje, że muchy utworzyły awersyjną pamięć asocjacyjną dotyczącą górnego przedziału. Opóźnienie, liczba wstrząsów oraz czas trwania i częstotliwość napadów pielęgnacyjnych są następnie wykorzystywane do analizy zachowania zwierząt oraz zdolności do tworzenia i zapamiętywania związku między bodźcem awersyjnym a określonym środowiskiem. Reprezentatywne wyniki ujawniają, że ekspozycja na zachodnią dietę (WD) znacznie upośledza pasywne zachowanie unikające u samców much, co sugeruje, że WD głęboko wpływa na zachowanie i funkcje poznawcze muchy. I odwrotnie, ćwiczenia w locie złagodziły negatywny wpływ WD, poprawiając pasywne unikanie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Przygotowanie aparatu do pasywnego unikania

  1. Wywierć otwór o średnicy 4 mm prostopadły do powierzchni ścianki probówki do hodowli polipropylenu o pojemności 14 ml i w odległości 8 mm od dna probówki.
    UWAGA: Aby uzyskać najlepsze wyniki, użyj wiertarki elektrycznej i wiertła 5/32.
  2. Za pomocą stalowego noża uniwersalnego odetnij górną część probówki do hodowli polipropylenu o pojemności 14 ml, aby utworzyć fragment dna probówki o długości 45 mm. Dolny fragment służy jako dolna komora.
  3. Odetnij końcówkę niebieskiej końcówki do pipet o pojemności 1 000 μl za pomocą żyletki o pojedynczej krawędzi, aby otwór był wystarczająco szeroki, aby mogła przejść jedna mucha. Odetnij zwężającą się część niebieskiej końcówki, aby utworzyć fragment o średnicy 12 mm. Włóż ten fragment mocno do 4 mm otworu w dolnej komorze. Służy on jako dok załadunkowy do przenoszenia much.
  4. Wytnij 15-milimetrowy kawałek przezroczystej rurki winylowej 5/8" ID (patrz tabela materiałów), aby utworzyć złącze. Włóż górną i dolną komorę do złącza z przeciwległych końców, aby bezpiecznie przymocować dolną komorę do górnej komory.
  5. Za pomocą 2-bolcowego regulowanego zacisku przymocuj zespół do pionowego stojaka. Ustaw zespół pionowo z rurką amortyzującą jako górną komorą.
  6. Podłącz przewody rurki uderzeniowej do stymulatora elektrycznego (patrz tabela materiałów), aby wywołać wstrząsy elektryczne. Czas trwania szkolenia wynosi 1 min.
    UWAGA: Aby ułatwić obserwację, umieść kawałek białego papieru za rurką uderzeniową, aby służył jako białe tło urządzenia. Umieść lampę z miękką żarówką o mocy 75 W nad komorą amortyzatorów. Umieść lampę powiększającą z regulowanym ramieniem przed zestawem. Reprezentacja pasywnego aparatu unikania jest pokazana w Rysunek 1.

2. Przygotowanie much do procedury pasywnego unikania

  1. Unieruchomić 3-4 dniowe muchy D. melanogaster lub D. simulans za pomocą lodowatego bloku i przenieść je do indywidualnych fiolek z jedzeniem na 24 godziny przed eksperymentem (1 mucha na fiolkę) zgodnie z procedurą opisaną wcześniej19.
    UWAGA: W opisanych tutaj eksperymentach porównano 3-4 dniowych chłopców i mężczyzn. samice much u D. melanogaster i D. simulans.
  2. Przed eksperymentami behawioralnymi zakoduj wszystkie fiolki. W tym celu przypisz każdej grupie literę, na przykład "A", "B", "C" itp., a każda z nich ma liczbę. Ujawnij ten kod dopiero po zarejestrowaniu i przeanalizowaniu wszystkich danych. Użyj co najmniej 20 much na genotyp lub zabieg, aby przeciwdziałać indywidualnym wariacjom.
    UWAGA: Przeprowadzanie eksperymentów i analiz "na ślepo" pozwala wykluczyć błąd systematyczny w ocenie wydajności muchy i analizie danych.

3. Przeprowadzanie pierwszej próby

  1. Za pomocą aspiratora do pyska muchy (patrz Tabela Materiałów) opisanego wcześniej20, delikatnie przenieś muchę z pojedynczej fiolki do dolnej komory przez dok załadowczy. Delikatnie zassaj jedną muchę do aspiratora do ust, zasysając powietrze. Zdeponuj muchę, lekko do doku załadunkowego.
    UWAGA: Unikaj stresowania zwierzęcia podczas łapania i załadunku.
  2. Natychmiast po załadowaniu muchy do dolnej komory uruchom 1-minutowy timer i stoper.
    UWAGA: Stoper służy do pomiaru opóźnień i licznika tally do zliczania liczby wstrząsów.
  3. Naciśnij stoper, aby zarejestrować pierwsze opóźnienie, gdy mucha wejdzie do rurki amortyzującej, umieszczając wszystkie łapy na siatce. Włącz stymulator, aby spowodować porażenie prądem muchy. Parametry stymulacji to 120 woltów, czas trwania 1000 ms, 1 impuls/s (PPS), czas trwania pociągu 2000 ms.
  4. Dostarcz dodatkowe wstrząsy, jeśli mucha ponownie wejdzie do rurki amortyzującej. Zapisz liczbę otrzymanych wstrząsów podczas 1-minutowej próby za pomocą licznika zliczeń lub licznika opartego na Arduino (patrz Tabela materiałów). Jeśli korzystasz z licznika opartego na Arduino, wykonaj poniższe czynności.
    UWAGA: Opcjonalne urządzenie oparte na Arduino AKM-007 (patrz Tabela materiałów) może być używane do pomiaru czasu, opóźnienia, liczby wstrząsów oraz częstotliwości i czasu trwania napadów pielęgnacyjnych dla każdego zwierzęcia poprzez naciśnięcie i zwolnienie odpowiednich przycisków na urządzeniu. Przyciski na urządzeniu są przypisane do pomiaru opóźnienia, administrowania i rejestrowania liczby wstrząsów oraz pomiaru częstotliwości i czasu trwania napadów pielęgnacyjnych.
    1. Naciśnij przycisk Start w kroku 3.2 i naciśnij przycisk Shock w kroku 3.3.
    2. Aby zarejestrować czas trwania zabiegu pielęgnacji, naciśnij przycisk Pielęgnacja na początku zabiegu pielęgnacji na urządzeniu i zwolnij ten przycisk po zakończeniu zabiegu pielęgnacji.
      UWAGA: Napady pielęgnacyjne były mierzone przez 1 minutę próby. Intensywna pielęgnacja może wskazywać na stres zwierząt21,22. Urządzenie oparte na Arduino zapisuje wszystkie dane w postaci pliku CSV na karcie pamięci.
  5. Pod koniec 1-minutowej próby delikatnie przenieś muchę z powrotem do pojedynczej fiolki. Zapisz opóźnienie, liczbę otrzymanych wstrząsów i wszelkie zauważalne zmiany w zachowaniu.
  6. Wyczyść dolną i amortyzatorową komorę 70% etanolem, przetrzyj niestrzępiącą się chusteczką czyszczącą (patrz tabela materiałów) i osusz suszarką do włosów. Powtórz próbę z następną muchą.
  7. Po eksperymentach behawioralnych wyczyść dolną komorę wodą i bezwonnym detergentem. Wytrzyj dolną komorę i komorę amortyzatora 70% etanolem i wysusz na powietrzu przez noc.

4. Przeprowadzanie drugiej próby

  1. Wykonaj drugą próbę, powtarzając procedurę opisaną powyżej (krok 3) 24 godziny później. Przetestuj muchy w tej samej kolejności, co poprzedniego dnia.

5. Analiza wyników

  1. Oblicz średnie opóźnienie, średnią liczbę wstrząsów i czas trwania napadów pielęgnacyjnych dla próby 1 i próby 2 dla każdej eksperymentalnej grupy zwierząt. Wykonaj test t-studenta dla porównania dwóch grup lub ANOVA dla wielokrotnych porównań z analizami post-hoc przy użyciu testu Tukeya23.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pasywne unikanie było badane u D. melanogaster (Canton-S) i D. symulany. W eksperymentach porównano opóźnienia i liczbę otrzymanych wstrząsów między kolejnymi próbami. Początkowo eksperymenty prowadzono na 3-4 dniowych samcach much D. melanogaster. Muchy utrzymywano na standardowej diecie Bloomington Formulation w środowisku o kontrolowanym klimacie w temperaturze 24 °C w 12-godzinnym cyklu jasno-ciemnym, wilgotności 70% i kontrolowanej gęstości populacji. Zagęszczenie kontrolowano pop...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Unikanie zagrażających bodźców jest kluczową cechą zachowań adaptacyjnych u różnych gatunków, od C. elegancji po człowieka32. Procedury uczenia się unikania, które zazwyczaj pociągają za sobą ucieczkę przed zdarzeniem awersyjnym, są powszechnie stosowanymi zadaniami behawioralnymi do badania procesów uczenia się i zapamiętywania u gryzoni laboratoryjnych13 od lat 1970-tych32. W procedurach aktywnego unikania po obojętnym bodźcu lub sygnale w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było częściowo wspierane przez NIH R15ES029673 (AKM).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Dieta Bloomington FormulationNutri-Fly  66-112Dostępne w Genesee Scientific Inc., San Diego, CA
1000 µ L Niebieska końcówkaFisherNC9546243
17 x 100 mm 14 ml polipropylenowa rurka hodowlanaVWR&nbsp; 60818-689
Moduł automatycznego sterowania oparty na AduinoAKM-007To urządzenie jest opcjonalne. Pełny opis, schematy, schemat połączeń i kod znajdują się na stronie ECU Digital Market - https://digitalmarket.ecu.edu/akmmodule
Dual-Display 2-Channel  Cyfrowy zegar / timerDigi-SenseAO-94440-10https://www.amazon.com/Cole-Parmer-AO-94440-10-Dual-Display-2-Channel-Jumbo-Digit/dp/B00PR0809G/ref=sr_1_5?dchild=1&keywords=Dual-Display+timer+jumbo&qid=1627660660&sr=
8-5#customerReviews
Elektroniczny licznik palcówN/A N/Ahttps://www.amazon.com/gp/product/B01M8IRK6F/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&psc=1
Fisherbrand Sparkleen 1 DetergentFisher Scientific04-320-4
Aspirator do ust muchyPrzygotowany we własnym zakresiezgodnie z opisem w odnośniku 19.
Stymulator trawy S88NIEDOTYCZYNie dotyczy Można go zastąpić dowolnym stymulatorem, który może zapewnić opisane parametry
Kim-wipesFisher Scientific06-666Kimberly-Clark Professional 34120
Metalowy blok do unieruchomienia muchWłasnyblok aluminiowy 4 x 13 x 23,5 cm
Nutiva Certyfikowany przez USDA Organiczny, niemodyfikowany genetycznie, Czerwony olej palmowyNutivaN/Ahttps://www.amazon.com/Nutiva-Certified-Cold-Filtered-Unrefined-Ecuadorian/dp/B00JJ1E83G/ref=sxts_rp_s1_0?cv_ct_cx=Nutiva+USDA+Certified+Organic%2C+non-GMO%2C+Red+Palm+Oil&dchild=1&keywords=Nutiva+USDA+Certified+Organic%2C+non-GMO%2C+Red+Palm+Oil&pd_rd_i=B00JJ1E83G&pd_
rd_r=f35e9d2f-afe4-44b6-afc2-1c9cd705be18& pd_rd_w=
R3Zb4& pd_rd_wg=eUv1m& pf_rd_
p=c6BDE456-f877-4246-800f-44405f638777& pf
_rd_r=M94N11RC7NH333EMJ66Y
& psc=1& qid=1627661533& sr=1-1-f0029781-b79b-4b60-9cb0-eeda4dea34d6
Rurka amortyzującaCelExplorerTMA-201
https://www.celexplorer.com/product_detail.asp?id=217&MainType=110&SubType=8 StoperAccusplitA601XLN https://www.amazon.com/gp/product/B0007ZGZYI/ref=ppx_yo_dt_b_search_asin_title?ie=UTF8&psc=1
Przezroczyste rurki winylowe (3/4" Średnica zewnętrzna, 5/8" ID)LowesDostępne w Lowes

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kandel, E. R., Dudai, Y., Mayford, M. R. The molecular and systems biology of memory. Cell. 157 (1), 163-186 (2014).
  2. McGuire, S. E., Deshazer, M., Davis, R. L. Thirty years of olfactory learning and memory research in Drosophila melanogaster. Progress in Neurobiology. 76 (5), 328-347 (2005).
  3. Livingstone, M. S., Sziber, P. P., Quinn, W. G. Loss of calcium/calmodulin responsiveness in adenylate cyclase of rutabaga, a Drosophila learning mutant. Cell. 37 (1), 205-215 (1984).
  4. Quinn, W. G., Sziber, P. P., Booker, R. The Drosophila memory mutant amnesiac. Nature. 277 (5693), 212-214 (1979).
  5. Dudai, Y., Jan, Y. N., Byers, D., Quinn, W. G., Benzer, S. dunce, a mutant of Drosophila deficient in learning. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 73 (5), 1684-1688 (1976).
  6. Busto, G. U., Cervantes-Sandoval, I., Davis, R. L. Olfactory learning in Drosophila. Physiology. 25 (6), Bethesda, Md. 338-346 (2010).
  7. Tully, T., Quinn, W. G. Classical conditioning and retention in normal and mutant Drosophila melanogaster. Journal of Comparative Physiology. A: Sensory, Neural, and Behavioral Physiology. 157 (2), 263-277 (1985).
  8. Wright, N. J. Evolution of the techniques used in studying associative olfactory learning and memory in adult Drosophila in vivo: A historical and technical perspective. Invertebrate Neuroscience. 14 (1), 1-11 (2014).
  9. Vogt, K., Yarali, A., Tanimoto, H. Reversing stimulus timing in visual conditioning leads to memories with opposite valence in Drosophila. PloS One. 10 (10), 0139797(2015).
  10. Koemans, T. S., et al. Drosophila courtship conditioning as a measure of learning and memory. Journal of Visualized Experiments. (124), e55808(2017).
  11. Ali, Y. O., Escala, W., Ruan, K., Zhai, R. G. Assaying locomotor, learning, and memory deficits in Drosophila models of neurodegeneration. Journal of Visualized Experiments. (49), e2504(2011).
  12. Bozler, J., et al. A systems level approach to temporal expression dynamics in Drosophila reveals clusters of long term memory genes. Plos Genetics. 13 (10), 1007054(2017).
  13. Atucha, E., Roozendaal, B. The inhibitory avoidance discrimination task to investigate accuracy of memory. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 9, 60(2015).
  14. Thiels, E., Hoffman, E. K., Gorin, M. B. A reliable behavioral assay for the assessment of sustained photophobia in mice. Current Eye Research. 33 (5), 483-491 (2008).
  15. Detrait, E. R., Hanon, E., Dardenne, B., Lamberty, Y. The inhibitory avoidance test optimized for discovery of cognitive enhancers. Behavior Research Methods. 41 (3), 805-811 (2009).
  16. Piper, M. D. W., Partridge, L. Drosophila as a model for ageing. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1864 (9), Pt A 2707-2717 (2018).
  17. Chalmers, J., et al. A multicomponent screen for feeding behaviour and nutritional status in Drosophila to interrogate mammalian appetite-related genes. Molecular Metabolism. 43, 101127(2021).
  18. Gargano, J. W., Martin, I., Bhandari, P., Grotewiel, M. S. Rapid iterative negative geotaxis (RING): a new method for assessing age-related locomotor decline in Drosophila. Experimental Gerontology. 40 (5), 386-395 (2005).
  19. Yang, D. Simple homemade tools to handle fruit flies-Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments. (149), e59613(2019).
  20. Barradale, F., Sinha, K., Lebestky, T. Quantification of Drosophila grooming behavior. Journal of Visualized Experiments. (125), e55231(2017).
  21. Denmark, A., et al. The effects of chronic social defeat stress on mouse self-grooming behavior and its patterning. Behavioural Brain Research. 208 (2), 553-559 (2010).
  22. Kalueff, A. V., et al. Neurobiology of rodent self-grooming and its value for translational neuroscience. Nature Reviews: Neuroscience. 17 (1), 45-59 (2016).
  23. Motulsky, H. Intuitive biostatistics: A nonmathematical guide to statistical thinking. Fourth edition. , Oxford University Press. (2018).
  24. Qiao, B., Li, C., Allen, V. W., Shirasu-Hiza, M., Syed, S. Automated analysis of long-term grooming behavior in Drosophila using a k-nearest neighbors classifier. Elife. 7, 34497(2018).
  25. Mu, M. D., et al. A limbic circuitry involved in emotional stress-induced grooming. Nature Communications. 11 (1), 2261(2020).
  26. Song, C., Berridge, K. C., Kalueff, A. V. Stressing' rodent self-grooming for neuroscience research. Nature Reviews: Neuroscience. 17 (9), 591(2016).
  27. Wang, C., Chan, J. S., Ren, L., Yan, J. H. Obesity reduces cognitive and motor functions across the lifespan. Neural Plasticity. 2016, 2473081(2016).
  28. Lewis, A. R., Singh, S., Youssef, F. F. Cafeteria-diet induced obesity results in impaired cognitive functioning in a rodent model. Heliyon. 5 (3), 01412(2019).
  29. Yohn, S. E., Galbraith, J., Calipari, E. S., Conn, P. J. Shared behavioral and neurocircuitry disruptions in drug addiction, obesity, and binge eating disorder: Focus on Group I mGluRs in the mesolimbic dopamine pathway. ACS Chemical Neuroscience. 10 (5), 2125-2143 (2019).
  30. Lopez-Taboada, I., Gonzalez-Pardo, H., Conejo, N. M. Western Diet: Implications for brain function and behavior. Frontiers in Psychololgy. 11, 564413(2020).
  31. Murashov, A. K., et al. Preference and detrimental effects of high fat, sugar, and salt diet in wild-caught Drosophila simulans are reversed by flight exercise. FASEB Bioadvances. 3 (1), 49-64 (2021).
  32. Krypotos, A. M., Effting, M., Kindt, M., Beckers, T. Avoidance learning: A review of theoretical models and recent developments. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 9, 189(2015).
  33. Encyclopedia of Neuroscience. Binder, M. D., Hirokawa, N., Windhorst, U. , Springer Berlin Heidelberg. 3093(2009).
  34. Mery, F., Belay, A. T., So, A. K., Sokolowski, M. B., Kawecki, T. J. Natural polymorphism affecting learning and memory in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 104 (32), 13051-13055 (2007).
  35. Tan, Y., Yu, D., Pletting, J., Davis, R. L. Gilgamesh is required for rutabaga-independent olfactory learning in Drosophila. Neuron. 67 (5), 810-820 (2010).
  36. Ögren, S. O., Stiedl, O. Encyclopedia of Psychopharmacology. Stolerman, I. P. , Springer Berlin Heidelberg. 960-967 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Sprostowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Formal Correction: Erratum: Drosophila Passive Avoidance Behavior as a New Paradigm to Study Associative Aversive Learning
Posted by JoVE Editors on 2/23/2022. Citeable Link.

An erratum was issued for: Drosophila Passive Avoidance Behavior as a New Paradigm to Study Associative Aversive Learning. The Representative Results and Discussion sections were updated.

In the Representative Results, the legend for Figure 5 was updated from:

Figure 5: Comparison of passive avoidance and grooming behavior in D. simulans males and females. (A) Average latency (s) per trial. The graph shows no statistically significant differences between males and females in the latencies. (B) An average number of received shocks per trial. The graph shows no statistically significant differences between males and females in the number of received shocks. (C) The total duration of grooming bouts in trials 1-3. While there were no statistically significant differences between males and females, the female flies showed a considerable increase in grooming behavior during trials 2 and 3 compared to trial 1. Abbreviations: *- P<0.05. One-way ANOVA with Tukey's multiple comparisons test.

to:

Figure 5: Comparison of passive avoidance and grooming behavior in D. simulans males and females. (A) Average latency (s) per trial. The graph shows no statistically significant differences between males and females in the latencies. (B) An average number of received shocks per trial. The graph shows no statistically significant differences between males and females in the number of received shocks. (C) The total duration of grooming bouts in trials 1-3. While there were no statistically significant differences between males and females, the female flies showed a considerable decrease in grooming behavior during trials 2 and 3 compared to trial 1. Abbreviations: *- P<0.05. One-way ANOVA with Tukey's multiple comparisons test.

In the Discussion, the third paragraph was updated from:

The assay worked equally well in D. melanogaster and D. simulans male and female flies, demonstrating that the paradigm could be adapted to different D. species. The changes in fly behavior characterized by increased latencies and decreased number of shocks were statistically significant in the second trial and would strengthen with subsequent trials. Interestingly, if naïve flies were habituated to the apparatus without electric shock, they would enter the upper compartment a little faster on the second and the third trials. However, the decrease in latencies was not statistically significant (data not shown). No statistically significant differences were observed between sexes, although female flies had somewhat longer latencies and received slightly more shocks. This difference could be due to a combination of factors, including females' failure to associate the shock with the upper compartment, a stronger geotaxis, or possibly because females are slightly larger and slower than males. The total duration of grooming bouts was significantly higher in the second and third trials in female flies, which draws a parallel between D. and rodent anxiety-like behaviors26.

to:

The assay worked equally well in D. melanogaster and D. simulans male and female flies, demonstrating that the paradigm could be adapted to different D. species. The changes in fly behavior characterized by increased latencies and decreased number of shocks were statistically significant in the second trial and would strengthen with subsequent trials. Interestingly, if naïve flies were habituated to the apparatus without electric shock, they would enter the upper compartment a little faster on the second and the third trials. However, the decrease in latencies was not statistically significant (data not shown). No statistically significant differences were observed between sexes, although female flies had somewhat longer latencies and received slightly more shocks. This difference could be due to a combination of factors, including females' failure to associate the shock with the upper compartment, a stronger geotaxis, or possibly because females are slightly larger and slower than males. The total duration of grooming bouts was significantly lower in the second and third trials in female flies, which draws a parallel between D. and rodent anxiety-like behaviors26.

Tagi

awersyjne uczenie asocjacyjnekonsolidacja pami citest wstrz s w elektrycznychnegatywna geotaksjatest behawioralnyupo ledzenie uczenia siefekty diety zachodniejwiczenia z lotupami d ugotrwa a

Powiązane artykuły