Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Umiejętności mikrochirurgiczne w zakresie zakładania stałej kaniulacji żyły szyjnej u szczurów w celu seryjnego pobierania krwi z leku podawanego doustnie

10.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63167

⸱

14 grudnia 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Xi'an Key Laboratory of Stem Cell and Regenerative Medicine, Institute of Medical Research, Northwestern Polytechnical University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Szczegółowe techniki mikrochirurgiczne zostały zademonstrowane w celu stworzenia długoterminowego modelu kaniulacji żyły szyjnej dla sekwencyjnego pobierania krwi u tego samego zwierzęcia. Parametry fizjologiczne i hematologiczne były monitorowane w fazie rekonwalescencji szczura. Model ten został zastosowany do badania farmakokinetyki polifenoli podawanych doustnie bez wywoływania stresu u zwierząt.

Streszczenie

Pobieranie próbek krwi u małych zwierząt laboratoryjnych jest niezbędne do optymalizacji ołowiu farmaceutycznego, ale może spowodować duże szkody i stres u zwierząt doświadczalnych, co może potencjalnie wpłynąć na wyniki. Kaniulacja żyły szyjnej (JVC) u szczurów jest szeroko stosowanym modelem do wielokrotnego pobierania krwi, ale wymaga odpowiedniego przeszkolenia w zakresie umiejętności chirurgicznych i opieki nad zwierzętami. W tym artykule szczegółowo opisano procedury mikrochirurgiczne mające na celu ustanowienie i utrzymanie stałego modelu szczura JVC, ze szczególnym uwzględnieniem umieszczenia i uszczelnienia kaniuli szyjnej. Znaczenie monitorowania parametrów fizjologicznych (np. masy ciała, spożycia pokarmu i wody) i hematologicznych podkreślono w wynikach przedstawionych dla 6 dni po operacji podczas rekonwalescencji szczura. Profil lek-osocze, stężenie-czas podawanego doustnie naturalnego kwasu fenolowo-elagowego określono w modelu szczurzym JVC.

Wprowadzenie

Wielokrotne pobieranie próbek krwi od małych zwierząt laboratoryjnych, takich jak gryzonie, świnki morskie i króliki, jest ważnym aspektem dla optymalizacji ołowiu farmaceutycznego, a także dla zmniejszenia liczby zwierząt wykorzystywanych w badaniach1,2. Opracowanie nowych narzędzi diagnostycznych i formuł leków (np. szczepionki) wymaga dostępu do różnych objętości krwi w celu oceny ich wytrzymałości i skuteczności in vivo, takich jak farmakokinetyka (PK), toksyczność i czułość3,4,5.

Laboratoryjne podejście do pobierania próbek krwi dzieli się na dwa typy, chirurgiczne i niechirurgiczne6. Podejście niechirurgiczne jest stosunkowo łatwe do zrozumienia dla badacza, które obejmuje powszechne techniki, takie jak nakłucie serca, nakłucie zatoki oczodołowej oraz krwawienie z żyły odpiszczelowej i ogonowej. Wielokrotne pobieranie próbek krwi jest możliwe niektórymi metodami niechirurgicznymi, ale objętość próbki jest mała i może powodować rany fizyczne i stres psychiczny u zwierząt1. Z drugiej strony, podejście chirurgiczne jest ulubioną alternatywą dla wielokrotnego nakłucia żyły i polega na umieszczeniu tymczasowej lub stałej kaniuli w naczyniach krwionośnych zwierząt7,8,9. Duża objętość krwi może być wielokrotnie pobierana przez kaniulę u przytomnych szczurów, unikając stresu i bólu spowodowanego techniką obsługi, powściągliwością i znieczuleniem7,8,10,11. Jednak implantacja kaniuli wymaga doświadczonego badacza z odpowiednim przeszkoleniem, aby skutecznie pobrać krew.

Pobieranie krwi przez kaniulację żyły szyjnej (JVC) u szczurów jest najczęściej stosowaną metodą badania leku PK6,10,12,13. Jednak stworzenie modelu szczura JVC wymaga starannego ćwiczenia umiejętności mikrochirurgicznych oraz wiedzy na temat opieki pooperacyjnej i konserwacji. Szczególnie po operacji szczur wymaga podania leków przeciwbólowych i wystarczającego czasu na rekonwalescencję, aby osiągnąć stabilny stan fizjologiczny do dalszych eksperymentów13,14,15. Chociaż przyrost masy ciała (tj. >10 g) jest ważnym i powszechnie stosowanym wskaźnikiem powrotu do zdrowia szczura, nierzadko zdarza się, że szczury mają nieoczekiwaną śmierć po operacji z powodu odwodnienia, infekcji i stanu zapalnego, co może być subtelne do zauważenia na wczesnym początku14,15. Ponadto niedrożność cewnika w modelu JVC pozostaje problemem podczas pobierania krwi.

Obecny protokół szczegółowo zademonstrował procedury mikrochirurgiczne dla JVC u znieczulonego szczura, ze szczególnym naciskiem na identyfikację, izolację i kaniulację żyły szyjnej. Podkreślono znaczenie fizjologicznego i hematologicznego monitorowania szczurów w fazie rekonwalescencji. Na koniec pobrano seryjne próbki krwi przez cewnik żylny w celu zbadania farmakokinetki podawanego doustnie naturalnego kwasu fenolowo-elagowego o słabej biodostępności (tj. niskim stężeniu ogólnoustrojowym) w celu zweryfikowania modelu szczurzego JVC.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Procedury opisane poniżej zostały wykonane jako część protokołu zatwierdzonego przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt Northwestern Polytechnical University (nr 202101117).

1. Przygotowanie przedoperacyjne (dzień przed zabiegiem)

UWAGA: Wymagane roztwory: sól fizjologiczna (0,9% w/v chlorku sodu), sól fizjologiczna heparynizowana (1% w/v heparyny sodowej), roztwór do zamka cewnika, niesteroidowy lek przeciwzapalny (NLPZ), taki jak roztwór meloksykamu (2 mg/ml).

  1. Przygotowanie roztworu
    1. Podwielokrotność 200 μl paczkowanego roztworu blokującego cewnik w sterylnej probówce do mikrowirówki o pojemności 1,5 ml.
      UWAGA: Roztwór blokujący cewnik składa się z heparynizowanej soli fizjologicznej (0,4% v/v heparyny sodowej) zmieszanej z glicerolem (v/v,1:1).
    2. Zmieszaj 1 g heparyny sodowej w 100 ml soli fizjologicznej, aby przygotować 1% sól fizjologiczną heparynizowaną.
    3. Rozpuść meloksykam w soli fizjologicznej, aby przygotować roztwór o stężeniu 2 mg/ml do łagodzenia bólu pooperacyjnego.
      UWAGA: Przygotowany roztwór soli fizjologicznej i meloksykamu filtruje się przez filtr 0,22 μm. Wszystkie roztwory są sterylizowane i przechowywane w temperaturze 4°C do wykorzystania w przyszłości.
  2. Narzędzia i materiały chirurgiczne
    1. Zapakuj wszystkie czyste narzędzia chirurgiczne do woreczka i zaklej go kawałkiem taśmy do sterylizacji w autoklawie. Zapoznaj się z Rysunek 1A dla konkretnych używanych narzędzi chirurgicznych.
    2. Autoklawuj worek chirurgiczny w temperaturze 121 °C przez 30 minut do następnego dnia.
  3. Przygotowanie zwierząt
    1. Przed zabiegiem wszystkie samce szczurów rasy Sprague-Dawley (SD) należy umieścić w standardowym pomieszczeniu dla zwierząt o kontrolowanej temperaturze 22 ± 1 °C. Karmić je standardowym pokarmem laboratoryjnym i wodą ad libitum przez co najmniej 7 dni.
      UWAGA: W modelu JVC można wykorzystać zarówno samce, jak i samice szczurów, a ich typowy wiek i masa ciała wahają się odpowiednio od 9 do 14 tygodni i od 294 ± 57 g.
    2. Znieczulij szczura 3%-3,5% izofluranem zmieszanym z tlenem w komorze przed znieczuleniem. Ustal, czy szczur traci przytomność z powodu braku reakcji na uszczypnięcie stopy.
    3. Delikatnie wyjmij szczura, umieść nos szczura w końcówce znieczulającej dostarczającej 2%-2,5% izofluranu.
    4. W pozycji brzusznej i grzbietowej dokładnie usuń sierść wokół prawego ramienia i tylnych obszarów szyi za pomocą kremu do depilacji i maszynki do golenia. Zwróć szczura do klatki na operację, która ma zostać wykonana następnego dnia.

2. Przed operacją w dniu

  1. Przygotowanie aseptycznego stanowiska pracy
    1. Spryskaj 75% alkoholem medycznym, aby zdezynfekować miejsce operacji, a następnie umieść poduszkę grzewczą przykrytą czystą poduszką. Ustaw lampę LED ze źródłem zimnego światła obok stanowiska pracy.
    2. Podgrzej wymagane roztwory (krok 1.1) do temperatury pokojowej.
    3. Wlej 0,6 ml heparynizowanej soli fizjologicznej i 0,15 ml roztworu śluzującego cewnik odpowiednio w dwóch sterylnych strzykawkach o pojemności 1,0 ml z końcówką. Pobrać 2,5 ml soli fizjologicznej za pomocą sterylnej strzykawki o pojemności 5,0 ml.
    4. Namocz waciki w 75% alkoholu medycznym. Wyciśnij nadmiar etanolu przed użyciem.
    5. Zważ i zapisz masę ciała szczura.

3. Podczas zabiegu

  1. Przygotowanie chirurgiczne
    1. Noś fartuch chirurgiczny, sterylne rękawiczki i maskę na twarz. Następnie otwórz wysterylizowaną torbę chirurgiczną, pozostaw wszystkie narzędzia chirurgiczne w 75% alkoholu medycznym i wysusz je przed użyciem.
  2. Izolacja żył szyjnych
    UWAGA: Szacowany czas pracy dla tej części to 10 min.
    1. Znieczulenie gotowego do operacji i ogolonego szczura za pomocą 3%-3,5% izofluranu zmieszanego z tlenem w komorze indukcyjnej i określ, czy szczur traci przytomność z powodu braku reakcji na szczypanie stopy.
    2. Umieść nos szczura w końcówce dostarczonej z 2%-2,5% izofluranu, aby utrzymać znieczulenie.
    3. Wstrzyknąć podskórnie (s.q.) roztwór meloksykamu w dawce 2 mg/kg.
      UWAGA: Należy wybrać leki przeciwbólowe, które nie wchodzą w interakcje ze związkiem leczniczym będącym przedmiotem zainteresowania w badaniu farmakokinetycznym.
    4. Za pomocą taśmy klejącej przymocuj przedramiona szczura w pozycji brzusznej po obu stronach platformy chirurgicznej.
    5. Delikatnie wyszoruj obszar operacyjny, naprzemiennie naprzemiennie waciki nasączone 75% alkoholem medycznym i peeling na bazie jodu, w sumie trzy razy.
    6. Ostrożnie unieś skórę w pobliżu obojczyka po prawej stronie linii środkowej szyi za pomocą kleszczy i wykonaj nacięcie w kierunku klatki piersiowej o długości około 1,5-2,0 cm nożyczkami chirurgicznymi.
    7. Tępo wypreparuj cienką osłonę tkanki nożyczkami do tęczówki, aby odsłonić dolną żyłę szyjną. Proksymalny koniec głowy żyły szyjnej zewnętrznej składa się z dwóch gałęzi, które można zidentyfikować wizualnie.
      UWAGA: W zależności od wieku i płci szczura tkanka miękka (np. gruczoły ślinowe, węzły chłonne i tkanki tłuszczowe) pokrywająca żyłę szyjną różni się. W porównaniu z młodymi szczurami, stare szczury są grubsze (np. masa ciała > 300 g), a zatem potrzebują większej separacji tkanek, zanim żyła szyjna będzie widoczna.
    8. Podnieś żyłę szyjną wraz z jej łącznymi tkankami błoniastymi, aby uwidocznić gruczoł limfatyczny przyczepiony do żyły szyjnej. Ostrożnie oddziel żyłę wzdłuż kierunku naczyniowego od otaczających mięśni, tłuszczu i innych tkanek.
    9. Szturchnij kleszcze pod żyłą szyjną, nie uszkadzając pobocznych naczyń krwionośnych i przełóż dwa kawałki szwu 6-0 pod żyłą, aby indywidualnie zaznaczyć dwa końce naczynia krwionośnego.
    10. Pociągnij jeden kawałek szwu tak daleko, jak to możliwe, w kierunku głowy szczura i podwiąż żyłę czaszkowo z prędkością 2-3 węzłów za pomocą kleszczy.
    11. Umieść drugą ligaturę na ogonowym końcu żyły z 1 luźnym węzłem.
  3. Kanegulacja żyły szyjnej
    UWAGA: Szacowany czas pracy dla tej części to 15 min.
    1. Otwórz opakowanie zawierające 11-centymetrowy cewnik poliuretanowy (PU) (ID 0,6 mm x OD 0,9 mm, Rysunek 1B) i podłącz cewnik do przygotowanej strzykawki z końcówką wypełnionej heparynizowaną solą fizjologiczną.
    2. Powoli wepchnij heparynizowaną sól fizjologiczną do cewnika, aby uniknąć pęcherzyków powietrza.
    3. Popchnij płaską stronę kleszczy bez czubka pod żyłą szyjną, aby wyjść po drugiej stronie. Wykonaj małe nacięcie w kształcie litery V na żyle w pobliżu krawata czaszkowego za pomocą mikronożyczek castroviejo i delikatnie otwórz nacięcie końcówką kleszczyków rozszerzających naczynie łokciowe.
      UWAGA: Przepłucz nacięcie wstępnie podgrzaną solą fizjologiczną (37 °C), jeśli wytryśnie niewielka ilość krwi.
    4. Wytnij ukośny otwór przedniego końca cewnika do żyły szyjnej. Zacisnąć skośny koniec rurki za pomocą kleszczy i wsunąć go do żyły szyjnej.
      UWAGA: Ten krok może wymagać innej osoby, aby ułatwić przesuwanie cewnika.
    5. Przesuwając cewnik, powoli wycofaj kleszczyki mikrochirurgiczne łokcia i zaciśnij zewnętrzną powierzchnię naczynia za pomocą kleszczy.
      UWAGA: Jeśli wybrane zostanie właściwe naczynie krwionośne, a końcówka cewnika zostanie pomyślnie wsunięta do naczynia krwionośnego, cały proces wprowadzania cewnika nie powinien odczuwać żadnych oporów przepływu.
    6. Przestań wprowadzać cewnik po uderzeniu w pierwszy niebieski znak rurki PU (Rysunek 1B), która ma około 3,0 cm długości.
    7. Przymocuj wprowadzony cewnik do żyły za pomocą ligatur ogonowych i rostralnych za pomocą kleszczy.
    8. Przeciągnij szew 6-0 przez odsłoniętą tkankę po prawej stronie nacięcia za pomocą igły do szycia (1/2 zakrzywionego cięcia, 12 mm) i zawiąż ligaturę hemostatem.
    9. Zegnij cewnik w drugim niebieskim znaku (Rysunek 1B), aby związać się z tą samą ligaturą (w kroku 3.3.8) i uniknąć niedrożności rurki PU.
    10. Odetnij całą dodatkową nić szwu i zamknij cewnik, zastępując strzykawkę z końcówką zatyczką ze stali nierdzewnej 22 G.
  4. Eksterioryzacja cewnika
    UWAGA: Szacowany czas pracy dla tej części to 10 min.
    1. Umieść szczura w pozycji grzbietowej i delikatnie oczyść obszar między łopatkami wacikiem nasączonym 75% alkoholem medycznym.
    2. Wykonaj bardzo małe nacięcie na środku szyi grzbietowej nożyczkami chirurgicznymi. Przez nacięcie grzbietowe poprowadź i delikatnie wepchnij trochar pod skórą w kierunku brzusznego nacięcia po prawej stronie szyi.
    3. Umieść cewnik żylny w trochar, a następnie wyciągnij i poprowadź cewnik żylny w kierunku nacięcia grzbietowego.
    4. Przymocuj zewnętrzny cewnik do warstwy mięśniowej w taki sam sposób jak szew (patrz procedura w krokach 3.3.8 i 3.3.9).
    5. Zamknij warstwę skóry nacięć brzusznych i grzbietowych za pomocą nylonowej igły do szwów i szwów 6-0 (cięcie zakrzywione 3/8, 17 mm). Przetrzyj wszystkie nacięcia chirurgiczne za pomocą jodoforu.
      UWAGA: Klipsy do ran to alternatywna metoda zamykania nacięcia skóry.
    6. Wyjmij zatyczkę cewnika, zaciskając cewnik opuszkami palców. Umieścić nową strzykawkę z końcówką i powoli cofnąć strzykawkę, aby sprawdzić przepływ krwi.
      UWAGA: Ponieważ szczur znajduje się w pozycji leżącej, może nie być w stanie pobrać próbek krwi. Próbki krwi można było uzyskać, zmieniając pozycję ciała na boczną.
    7. Ponownie przytrzymaj cewnik opuszkami palców i wstrzyknij 0,2 ml heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej i 0,1 ml roztworu blokującego do cewnika za pomocą strzykawki z końcówką.
    8. Chwyć cewnik opuszkami palców i zastąp strzykawkę zatyczką ze stali nierdzewnej. Odkręć cewnik i lekko wciśnij zatyczkę, aby zapewnić szczelność cewnika.

4. Natychmiastowa opieka pooperacyjna

  1. Odzyskaj szczura w pozycji grzbietowo-odleżynowa, umieszczając go w klatce ze świeżą ściółką z kolb kukurydzy. Często należy zapewnić poduszkę grzewczą o regulowanej temperaturze, aby utrzymać temperaturę ciała.
    UWAGA: Dla dobrostanu zwierząt pozostawienie jedzenia i wody na pościeli jest skutecznym sposobem na złagodzenie bólu spowodowanego ruchami szyi podczas jedzenia i picia.
  2. Zapisz czas zakończenia operacji i monitoruj szczura w odstępach 2-godzinnych przez co najmniej 4 godziny. Zapewnij dodatkowe działanie przeciwbólowe w celu powrotu do zdrowia, jeśli szczur wykazuje oznaki bólu lub niepokoju.

5. Monitorowanie fizjologiczne i hematologiczne w fazie rekonwalescencji

  1. Codziennie monitoruj masę ciała oraz spożycie pokarmu i wody oraz rejestruj dane.
  2. Aby pobrać niewielką objętość świeżej krwi do badania hematologicznego, umieść szczura w unieruchomieniu. Otwórz zatyczkę i włóż strzykawkę do cewnika żylnego PU, aby upewnić się, że cewnik nie jest zatkany.
    UWAGA: Pobieranie krwi odbywało się codziennie o tej samej porze przez 6 kolejnych dni.
  3. Odrzuć początkową pobraną krew, która zawiera mieszaninę krwi, heparynizowanej soli fizjologicznej i roztworu śluzy cewnika.
  4. Za pomocą nowej strzykawki pobrać 150 μl próbki świeżej krwi i przenieść próbkę krwi do probówki o pojemności 0,5 ml zawierającej K2EDTA (1,8 mg/ml krwi) wysuszonej w sprayu na ściance probówki.
    UWAGA: Jeśli cewnik jest zablokowany, można wstrzyknąć do cewnika 0,2 ml heparynizowanej soli fizjologicznej w celu przepłukania cewnika na kilka minut przed następnym czasem pobrania krwi.
  5. Wstrzyknąć sterylną sól fizjologiczną w tej samej objętości, aby skompensować pobraną krew. Wstrzyknąć 150 μl wstępnie podgrzanej soli fizjologicznej (37 °C) i wprowadzić przez cewnik 0,2 ml sterylnego soli fizjologicznej w kolorze heparynizowanym.
  6. Wstrzyknąć 100 μl roztworu blokującego do cewnika, aby zapewnić szczelność i sterylność cewnika przed następnym pobraniem próbki.
  7. Analizuj próbki krwi w ciągu 2 godzin od pobrania za pomocą automatycznego licznika krwinek.

6. Wielokrotne pobieranie próbek krwi do badań farmakokinetycznych leku podawanego doustnie

UWAGA: Sugeruje się, aby szczury z przyrostem masy ciała >10 g i stabilnym poziomem hematologicznym zostały włączone do przyszłych badań. Zgodnie z obecnym protokołem, szczury JVC potrzebowały od 4 do 6 dni na powrót do zdrowia.

  1. Po 4-6 dniach od zabiegu należy pościć szczura przez 12 godzin ze swobodnym dostępem do wody.
    UWAGA: W zależności od celu eksperymentu, post zwierzęcia jest opcjonalny.
  2. Doustnie podać szczurowi na czczo naturalny fenol bioaktywny kwas elagowy w dawce 6 mg/kg za pomocą prostej igły do zgłębnika16.
  3. Pobrać 200 μl próbek krwi do probówek z heparyną przez kaniulę żyły szyjnej w określonych punktach czasowych przez 24 godziny po podaniu doustnym. Proces pobierania krwi przebiega zgodnie z procedurą opisaną w kroku 5.5.
    UWAGA: Cewnika nie trzeba zamykać roztworem blokującym, dopóki pobieranie krwi nie zostanie zakończone.
  4. Natychmiast odwirować próbkę krwi o sile 3000 x g w temperaturze 4 °C przez 10 minut.
  5. Przeanalizować wyekstrahowaną próbkę osocza za pomocą chromatografii cieczowej ze spektroskopią mas17,18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Niniejszy protokół szczegółowo demonstruje sposób ustanowienia długoterminowego modelu JVC z wykorzystaniem umiejętności mikrochirurgicznych w celu seryjnego pobierania krwi. Rycina 1A przedstawia niezbędne instrumenty chirurgiczne i materiały użyte do przeprowadzenia operacji. Przedstawiono również specyfikację cewnika PU z trzema niebieskimi oznaczeniami, co pomaga badaczowi w umieszczeniu kaniuli żylnej w kroku 3.3., a także sposób wykorzystania oznaczeń na cewniku PU do prowadze...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opanowanie techniki kaniulacji naczyń wymaga znacznej praktyki i wyciągnięcia wniosków z każdej operacji. Christakis i wsp., korzystając z analizy sumy skumulowanej (CUSUM), stwierdzili, że badacz musi ćwiczyć 200 szczurów przez okres jednego roku, zanim będzie gotowy do oceny farmakokinetyki kandydatów na leki20. Jednak czas operacji wymagany do kaniulacji żył może być znacznie skrócony przez liczbę wykonanych szczurów13,20. Korzystając z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca jest wspierana przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (nr 82003692) dla R.X. Zhanga; Najlepsze stypendium akademickie na Northwestern Polytechnical University dla R. Miao.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,5 ml probówka zawierająca antykoagulant EDTAXinkangN/Apobieranie próbek krwi do badania hematologicznego
Strzykawka 0,5*20 mm 1,0 mlKLMEDICALN/Amycie lub wymiana płynu na sól fizjologiczną
Strzykawka 0,6*28,5 mm 5,0 mlHDN/AWstrzyknięcie podskórne
1,0 ml Strzykawka z końcówką (22G)skillsmodelS4-PKT22GWstrzyknąć sól fizjologiczną i pobrać próbki krwi przez cewnik
1,5 ml sterylnej probówki do mikrowirówkiAxygenMCT-150-C-S Przechowywaćsterylny roztwór blokady cewnika heparynizowany roztwór soli fizjologicznej i meloksykamu
1,5  Mikroprobówki wirówkowe ml BiosharpBS-15-M Pobieraniekrwi
1/2  cięcie po okręgu Igła do szwów 5 * 12 mmskillsmodelS4-FHZNawlecz warstwę mięśniową, aby zamocować cewnik
Cięcie po okręgu 3/8 Igła do szwów 7*17 mmskillsmodelS5-FHZZszyj nacięcie kory szczura
6-0 sterylna niewchłanialna nić jedwabna do szwówJUNSHENGLigatura N/A
75% alkohol medycznyHONGSONGN/ADezynfekcja
Taśma adhezyjnaLIUTAIN/Apozycjonująca szczura
Taśma do sterylizacji w autoklawieBiosharpBS-QT-028Oznacz wysterylizowane przedmioty
Automatyczny licznik komórek krwiSysmexXN-550Test hematologiczny
Mikronożyczki Castroviejomodel umiejętnościWA1010Wytnij otwór w naczyniu krwionośnym
WirówkaThermo Fisher Scientific75002402Przygotowanie osocza
Czysta poduszkaQingjieN/APrzygotuj obszar operacyjny
WacikiHC N/ADezynfekcja i sterylizacja ran
Waciki bawełnianeBEITAGOGON/ADezynfekcja
Zakrzywiony hemostatskillsmodelN/Aligatura
DN50 Stalowy środek hamujący szczury ze stali nierdzewnejskillsmodelS4-RGDQ1Ogranicz ruch szczurów, aby ułatwić obsługę
Kwas elagowyAladynE102710-25gnaturalny fenol do podawania doustnego
Półzakrzywione kleszczemodel umiejętności53072Podnieś warstwę mięśniową i tkankę, odizoluj żyłę szyjną i zawiąż szew
Poduszka grzewczaCiepła mateNie dotyczy zapobiegającautracie ciepła przez zwierzęta
Heparyna sodowaSolarbioH8060antykoagulant
JodophorXidebaoNie dotyczyOczyść ranę
Nożyczki do tęczówkimodelumiejętności 54002Niebieska separacja warstwy mięśniowej
IzofluranRWDR510-22-16anestezjologiczna
lampaLEDEMPERORFEELN/Asugery
Chromatografia cieczowa-spektroskopia masThermo Fisher ScientificVQF01-20001/ TSQ02-10002wykrywanie stężenia leku w osoczu
MeloksykamHongqiangN/APrzeciwbólowy
Sól fizjologiczna normalnaKLN/APrzygotuj roztwór i chroń naczynia krwionośne przed wysychaniem
Brzytwa dla zwierzątCodos3180Golenie futra
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiZHHCPW012Przygotowanie roztworu kwasu elagowego
Cewnik PUskillsmodelRJVC-PUKaniulacja żyły szyjnej
Konsola anestezjologiczna do operacji dla małych zwierzątRWD68620Stacja robocza
Butelka z rozpylaczemInnaaseptyczne stacja roboczaNie dotyczy
Wtyczka ze stali nierdzewnej (22G)skillsmodelS4-PKD22GZatkaj cewnik, aby zapewnić jego uszczelnienie
Umiejętność zacierania trochar ze stali nierdzewnejS$-PKDGZProwadzenie eksterioryzacji cewnika
Sterylne rozwiązanie blokadyskillsmodel SK-FBblokuje cewnik, aby zapewnić jego sterylność
Prosta igła do karmieniaumiejętnościNie dotyczyZgłębnik doustny
Worek chirurgicznyBKMAMN/Apojemnik do sterylizacji narzędzi chirurgicznych
Nożyczki chirurgicznemodel umiejętnościJ21070Wytnij nacięcie na skórze szczura
Rozszerzacz naczyń zbalansowane kleszczeskillsmodelWA3020Rozszerz naczynie krwionośne i poprowadź kaniulę do wsunięcia
ZS-MV Aparat do znieczulenia małych zwierzątZSLab1057003wywoływanie i utrzymywanie znieczulenia
model

Bibliografia

  1. Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
  2. Sadler, A. M., Bailey, S. J. Validation of a refined technique for taking repeated blood samples from juvenile and adult mice. Laboratory Animals. 47 (4), 316-319 (2013).
  3. Zhang, R. X., et al. Coordinating biointeraction and bioreaction of a nanocarrier material and an anticancer drug to overcome membrane rigidity and target mitochondria in multidrug-resistant cancer cells. Advanced Functional Materials. 27 (39), 12(2017).
  4. Zhang, R. X., et al. Polymer-lipid hybrid nanoparticles synchronize pharmacokinetics of co-encapsulated doxorubicin-mitomycin C and enable their spatiotemporal co-delivery and local bioavailability in breast tumor. Nanomedicine-Nanotechnology Biology and Medicine. 12 (5), 1279-1290 (2016).
  5. Zhang, R. X., et al. Sample extraction and simultaneous chromatographic quantitation of doxorubicin and mitomycin C following drug combination delivery in nanoparticles to tumor-bearing mice. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e11(2017).
  6. Bakar, S. K., Niazi, S. Simple reliable method for chronic cannulation of the jugular vein for pharmacokinetic studies in rats. Journal of Pharmaceutical Sciences. 72 (9), 1027-1029 (1983).
  7. Harms, P. G., Ojeda, S. R. A rapid and simple procedure for chronic cannulation of the rat jugular vein. Journal of Applied Physiology. 36 (3), 391-392 (1974).
  8. Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain Research Protocols. 10 (2), 84-94 (2002).
  9. Weeks, J. R., Davis, J. D. Chronic intravenous cannulas for rats. Journal of Applied Physiology. 19 (3), 540-541 (1964).
  10. Goldkuhl, R., et al. Plasma concentrations of corticosterone and buprenorphine in rats subjected to jugular vein catheterization. Laboratory Animals. 44 (4), 337-343 (2010).
  11. Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiology & Behavior. 4 (5), 833-836 (1969).
  12. Terao, N., Shen, D. D. Alterations in serum protein binding and pharmacokinetics of l-propranolol in the rat elicited by the presence of an indwelling venous catheter. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 227 (2), 369-375 (1983).
  13. Feng, J., et al. Catheterization of the carotid artery and jugular vein to perform hemodynamic measures, infusions and blood sampling in a conscious rat model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (95), e51881(2015).
  14. Karim, N., Ali, S. Jugular vein cannulation in rats - A mini review. Canadian Journal of Pure and Applied Sciences. 3, 929-935 (2009).
  15. Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. Journal of Pharmacy & Pharmaceutical Sciences. 6 (2), (2003).
  16. Lei, F., et al. Pharmacokinetic study of ellagic acid in rat after oral administration of pomegranate leaf extract. Journal of Chromatography B-Analytical Technologies in the Biomedical and Life Sciences. 796 (1), 189-194 (2003).
  17. Yan, L. L., et al. Method development and validation for pharmacokinetic and tissue distributions of ellagic acid using Ultrahigh Performance Liquid Chromatography-Tandem Mass Spectrometry (UPLC-MS/MS). Molecules. 19 (11), 18923-18935 (2014).
  18. Long, J. F., et al. Bioavailability and bioactivity of free ellagic acid compared to pomegranate juice. Food & Function. 10 (10), 6582-6588 (2019).
  19. Zhang, Y., et al. PKSolver: An add-in program for pharmacokinetic and pharmacodynamic data analysis in Microsoft Excel. Computer Methods and Programs in Biomedicine. 99 (3), 306-314 (2010).
  20. Christakis, I., et al. Learning curve of vessel cannulation in rats using cumulative sum analysis. Journal of Surgical Research. 193 (1), 69-76 (2015).
  21. Nm, S., Oduola, A. Haematological profile shows that Inbred Sprague Dawley rats have exceptional promise for use in biomedical and pharmacological studies. Asian Journal of Biomedical and Pharmaceutical Sciences. 4 (37), 33-37 (2014).
  22. Lillie, L. E., Temple, N. J., Florence, L. Z. Reference values for young normal Sprague-Dawley rats: weight gain, hematology and clinical chemistry. Human & Experimental Toxicology. 15 (8), 612-616 (1996).
  23. He, Q. L., et al. Sex-specific reference intervals of hematologic and biochemical analytes in Sprague-Dawley rats using the nonparametric rank percentile method. PLoS One. 12 (12), 18(2017).
  24. EPA. Recommendations for and Documentation of Biological Values for Use in Risk Assessment. U.S. Environmental Protection Agency. , EPA/600/6-87/008 (NTIS PB88179874) (1988).
  25. Gaud, N., et al. Single jugular vein cannulated rats may not be suitable for intravenous pharmacokinetic screening of high logP compounds. European Journal of Pharmaceutical Sciences. 99, 272-278 (2017).
  26. Turck, D., et al. Clinical pharmacokinetics of meloxicam. Arzneimittel-Forschung/Drug Research. 47 (3), 253-258 (1997).
  27. Aghazadeh-Habashi, A., Jamali, F. Pharmacokinetics of meloxicam administered as regular and fast dissolving formulations to the rat: Influence of gastrointestinal dysfunction on the relative bioavailability of two formulations. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutics. 70 (3), 889-894 (2008).
  28. Ludwig, E., et al. Activation of human cytochrome P-450 3A4-catalyzed meloxicam 5 '-methylhydroxylation by quinidine and hydroquinidine in vitro. Journal of Pharmacology and Experimental Therapeutics. 290 (1), 1-8 (1999).
  29. Zhang, R. X., et al. Nanoparticulate drug delivery strategies to address intestinal cytochrome P450 CYP3A4 metabolism towards personalized medicine. Pharmaceutics. 13 (8), (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikrochirurgia szczurasta a kanulacjamonitorowanie hematologicznefarmakokinetyka lek wcewnik poliuretanowyrekonwalescencja pooperacyjnatechnika pobierania krwibiodost pno kwasu elagowego
Umiejętności mikrochirurgiczne w zakresie zakładania stałej kaniulacji żyły szyjnej u szczurów w celu seryjnego pobierania krwi z leku podawanego doustnie
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.