Artykuł metodologiczny

Preparatyka biologiczna i technika mechaniczna do określania właściwości lepkosprężystych włókien strefowych

DOI:

10.3791/63171

⸱

16 grudnia 2021

 ,  ,  , 
1Department of Basic Sciences, University of Health Sciences and Pharmacy, 2Department of Ophthalmology & Visual Sciences, Washington University School of Medicine, 3Department of Biomedical Engineering, The Ohio State University, 4Department of Cell Biology & Physiology, Washington University School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół opisuje metodę badania lepkosprężystości macierzy zewnątrzkomórkowej i jej zależności od składu białka lub czynników środowiskowych. Docelowym systemem matrycowym jest strefa myszy. Skuteczność metody wykazano poprzez porównanie lepkosprężystego zachowania włókien strefowych typu dzikiego z tymi, które nie mają glikoproteiny 1 związanej z mikrofibrylami.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Elastyczność jest niezbędna do funkcjonowania tkanek, takich jak naczynia krwionośne, mięśnie i płuca. Właściwość ta wynika głównie z macierzy zewnątrzkomórkowej (ECM), siatki białkowej, która łączy ze sobą komórki i tkanki. W jaki sposób właściwości sprężyste sieci ECM odnoszą się do jej składu i czy właściwości relaksacyjne ECM odgrywają rolę fizjologiczną, to pytania, na które nie udzielono jeszcze pełnej odpowiedzi. Część wyzwań polega na złożonej architekturze większości systemów ECM i trudnościach w izolowaniu komponentów ECM bez naruszania ich struktury. Jedynym wyjątkiem jest zonule, system ECM znajdujący się w oku kręgowców. Zonula składa się z włókien o długości od setek do tysięcy mikrometrów, które obejmują wolną od komórek przestrzeń między soczewką a ścianą oka. W tym raporcie opisujemy technikę mechaniczną, która wykorzystuje wysoce zorganizowaną strukturę zonuli do ilościowego określenia jej właściwości lepkosprężystych i określenia udziału poszczególnych składników białkowych. Metoda polega na rozwarstwieniu nieruchomego oka w celu odsłonięcia soczewki i zonuli i wykorzystuje technikę podciągania, która równomiernie rozciąga włókna strefowe, podczas gdy ich napięcie jest monitorowane. Technika ta jest stosunkowo niedroga, ale wystarczająco czuła, aby wykryć zmiany we właściwościach lepkosprężystych włókien strefowych u myszy pozbawionych określonych białek strefowych lub wraz ze starzeniem się. Chociaż przedstawiona tutaj metoda jest przeznaczona przede wszystkim do badania rozwoju i chorób oczu, może również służyć jako model eksperymentalny do badania szerszych pytań dotyczących lepkosprężystych właściwości elastycznych ECM i roli czynników zewnętrznych, takich jak stężenie jonów, temperatura i interakcje z cząsteczkami sygnałowymi.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oko kręgowca zawiera żywą soczewkę optyczną, która pomaga skupić obrazy na siatkówce1. Soczewka jest zawieszona na osi optycznej za pomocą układu delikatnych, promieniście zorientowanych włókien, jak pokazano na rysunku Rysunek 1A. Na jednym końcu włókna przyczepiają się do równika soczewki, a z drugiej do powierzchni ciała rzęskowego. Ich długości wahają się od 150 μm u myszy do 1 mm u ludzi. Łącznie włókna te są znane jako zonula Zinn2, strefa rzęskowa lub po prostu zonula. Urazy oczu, choroby i niektóre zaburzenia genetyczne mogą wpływać na integralność włókien strefowych3, powodując ich ostateczną awarię i towarzyszącą utratę wzroku. U myszy włókna mają rdzeń składający się głównie z białka fibryliny-2, otoczony płaszczem bogatym w fibrylinę-14. Chociaż włókna strefowe są unikalne dla oka, wykazują wiele podobieństw do włókien ECM na bazie elastyny, które można znaleźć w innych częściach ciała. Te ostatnie są pokryte płaszczem fibryliny-15 i mają podobne wymiary do włókien strefowych6. Inne białka, takie jak białka wiążące czynnik wzrostu β z utajonym czynnikiem wzrostu (LTBP) i glikoproteina 1 związana z mikrofibrylami (MAGP-1), występują w połączeniu z obydwoma typami włókien7,8,9,10,11. Moduł sprężystości włókien strefowych mieści się w zakresie 0,18-1,50 MPa12,13,14,15,16, porównywalny z włóknami na bazie elastyny (0,3-1,2 MPa)17. Te podobieństwa architektoniczne i mechaniczne skłaniają nas do przekonania, że każdy wgląd w role białek związanych z zonulami może pomóc w wyjaśnieniu ich roli w innych elastycznych włóknach ECM.

Głównym celem opracowania opisanej tutaj metody jest uzyskanie wglądu w rolę specyficznych białek strefowych w postępie dziedzicznej choroby oczu. Ogólne podejście polega na porównaniu właściwości lepkosprężystych włókien strefowych u myszy typu dzikiego z właściwościami myszy z celowanymi mutacjami w genach kodujących białka strefowe. Chociaż do pomiaru właściwości sprężysto-mechanicznych włókien strefowych stosowano już wcześniej kilka metod, wszystkie zostały zaprojektowane z myślą o oczach znacznie większych zwierząt12,13,14,15,16. W związku z tym modele nie są genetycznie podatne; Staraliśmy się opracować metodę eksperymentalną, która byłaby lepiej dopasowana do małych i delikatnych oczu myszy.

Metoda, którą opracowaliśmy do oceny lepkosprężystości mysich włókien strefowych, to technika, którą nazywamy testem pull-up4,18, który jest wizualnie podsumowany w Rysunek 1. Szczegółowy opis metody pull-up i analizy wyników znajduje się poniżej. Zaczynamy od opisania budowy aparatury, w tym części wydrukowanych w trójwymiarze (3D) wykorzystanych w projekcie. Następnie szczegółowo opisujemy protokół używany do uzyskania i przygotowania oczu do eksperymentu. Na koniec podajemy instrukcje krok po kroku, jak uzyskać dane do określenia właściwości lepkosprężystych włókien strefowych. W sekcji Reprezentatywne wyniki udostępniamy wcześniej niepublikowane dane uzyskane naszą metodą na temat właściwości lepkosprężystych włókien strefowych od myszy pozbawionych MAGP-119, a także zestawu kontrolnego uzyskanego od zwierząt typu dzikiego o dopasowanym wieku. Na koniec kończymy ogólnymi uwagami na temat zalet i ograniczeń metody oraz sugestiami dotyczącymi potencjalnych eksperymentów, które mogą wyjaśnić, w jaki sposób czynniki środowiskowe i biochemiczne wpływają na właściwości lepkosprężyste włókien ECM.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Komitet Badań nad Zwierzętami Uniwersytetu Waszyngtońskiego i przestrzegały Oświadczenia ARVO dotyczącego wykorzystania zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych.

1. Produkcja specjalistycznych części i budowa aparatury

  1. Produkcja specjalistycznych części
    1. Produkcja sondy. Trzymaj szklaną kapilarnę pod kątem, jak pokazano na lewym panelu Rysunek 2A. Umieść płomień z zapalniczki w odległości około 2 cm od jednego końca i trzymaj go tam, aż koniec wygina się o 90°, jak pokazano w prawym panelu Rysunek 2A.
    2. Przykładowa produkcja platformy. Korzystając z oprogramowania do rysowania 3D, zaprojektuj platformę o wymiarach 30 x 30 x 5 mm i zawierającą półkuliste wgłębienia o średnicy 2,0, 2,5 i 3,0 mm, jak pokazano na Rysunek 2B.
    3. Produkcja uchwytu sondy. Korzystając z oprogramowania do rysowania 3D, zaprojektuj uchwyt, który trzyma sondę kapilarną i przymocuj ją do mikromanipulatora (patrz Rysunek 2C).
      UWAGA: Przykładowy plik 3D do produkcji platformy i produkcji uchwytu sondy w formacie STL jest dostępny na żądanie u autora korespondencyjnego.
    4. Montaż obiektywu negatywowego. Umieść ujemną soczewkę cylindryczną (ogniskowa -75 mm i około 50 mm wysokości i długości), jak pokazano na Rysunek 1C i Rysunek 1D, aby skorygować zniekształcenia spowodowane dodaniem płynu do szalki Petriego (dodanie płynu zniekształca widok wypreparowanego oka, gdy jest obrazowane z boku).
    5. Przyklej soczewkę negatywową do jednej z 2-szczelinowych podstaw (patrz Rysunek 2D, aby zapoznać się z ustawieniem soczewki na podstawie).
    6. Złóż pozostałe części, jak pokazano na Rysunek 2D.
    7. Wyreguluj wysokość słupka tak, aby obiektyw ledwo unosił się nad skalą i dokręć w uchwycie słupka.
  2. Budowa aparatury
    1. Zainstaluj na komputerze program rejestrujący dostarczony z wagą, oprogramowanie kamery mikroskopu i aplikację sterownika mikrometru z napędem.
    2. Podłącz zmotoryzowany mikrometr do sterownika serwomotoru, a ten ostatni do komputera. Uruchom aplikację sterownika silnika i edytuj ustawienia silnika.
      UWAGA: Ustawienia motoryczne, które są wymienione poniżej, zostały wybrane po wstępnych eksperymentach, które wykazały, że stresy rozluźniają się w skali czasowej 10-20 s. Na podstawie tego oznaczenia wybraliśmy prędkość i przyspieszenie, które pozwoliły silnikowi na wykonanie przemieszczenia o 50 μm w czasie krótszym niż czas relaksacji, ale nie za krótkim, aby uniknąć wstrząsów próbki. Tutaj wybraliśmy czas przemieszczenia około 5-10 s.
    3. Ustaw maksymalną prędkość na 0,01 mm/s, a przyspieszenie na 0,005 mm/s2.
    4. Zainstaluj kamerę w mikroskopie inspekcyjnym i przetestuj oprogramowanie do obrazowania kamery.
    5. Umieść wagę na stole przeznaczonym na urządzenie.
    6. Przyklej wydrukowaną w 3D platformę (z kroku 1.1.2) do szalki Petriego i dodaj szklany koralik o średnicy 2-3 mm do jednego z dołków. Umieść szalkę Petriego na wadze tak, aby koralik znajdował się w pobliżu środka patelni.
    7. Wymień mikrometr ręczny z mikromanipulatora na zmotoryzowany.
    8. Wkręć dwie 4-40 w uchwyt sondy. Przymocuj uchwyt sondy do manipulatora, jak pokazano na Rysunek 1C.
    9. Przygotuj sondę, jak pokazano na rysunku Rysunek 2A, umieść ją w uchwycie sondy wygiętą częścią skierowaną w dół i dokręć.
    10. Umieść mikromanipulator na stole tak, aby końcówka sondy znajdowała się nad koralikiem na platformie. Przymocuj mikromanipulator do stołu, aby zapobiec przypadkowemu ruchowi podczas eksperymentu.
    11. Ustaw mikroskop boczny na stole tak, aby koralik znajdował się w środku swojego pola view i był ostry.

2. Przygotowanie próbki i akwizycja danych

  1. Fiksacja i rozwarstwienie oka
    1. Utrzymuj myszy typu dzikiego i zwierzęta o zerowej wartości Magp1 na identycznym tle C57/BL6J. Eutanazja 1-miesięcznych lub rocznych myszy przez wdychanie CO2 .
    2. Usunąć oczy cienkimi kleszkami i utrwalić wyłuszczone kule w temperaturze 4 °C przez noc w 4% paraformaldehydzie/roztworze soli fizjologicznej buforowanej fosforanem (PBS, pH 7,4). Utrzymuj dodatnie ciśnienie 15-20 mmHg w oku podczas procesu fiksacji, zgodnie z opisem6.
      UWAGA: Eksperymenty przeprowadza się na samcach myszy, aby kontrolować możliwe związane z płcią różnice w wielkości gałki ocznej. Nadciśnienie zapewnia, że gałka ziemska pozostaje napompowana, zachowując szczelinę między soczewką a ścianą oka rozpiętą przez włókna strefowe.
    3. Myj oczy przez 10 minut w PBS. Za pomocą okulistycznych nożyczek chirurgicznych i pracując pod mikroskopem stereoskopowym wykonaj nacięcie na całej grubości w ścianie oka w pobliżu głowy nerwu wzrokowego.
    4. Przedłuż cięcie do przodu do równika, a następnie wokół równikowego obwodu oka. Uważaj, aby oszczędzić delikatne wyrostki rzęskowe i związane z nimi włókna strefowe.
    5. Zdejmij tylną część kuli ziemskiej, odsłaniając tylną powierzchnię soczewki.
    6. Użyj kleszczy, aby usunąć wypreparowane oko z roztworu buforowego i umieść je na suchej chusteczce z rogówką skierowaną w dół. Delikatnie przeciągnij rogówkę po powierzchni chusteczki, aby ją wysuszyć.
    7. Dodaj 3 μl kleju instant do dołków platformowych, które pomieszczą oko na szalce Petriego.
    8. Umieść naczynie na płycie scenicznej mikroskopu stereoskopowego tak, aby studzienka z klejem była widoczna.
    9. Przenieś oko z chusteczki na krawędź studzienki zawierającej klej. Następnie ostrożnie przeciągnij oko do studzienki i szybko dostosuj jego orientację tak, aby tył soczewki znajdował się powyżej.
    10. Osusz odsłoniętą stronę soczewki, delikatnie osuszając ją rogiem suchej chusteczki.
    11. Nałóż odrobinę kleju błyskawicznego na spód szalki Petriego o średnicy 50 mm i przymocuj do niej platformę.
  2. Pomiar strefowej odpowiedzi lepkosprężystej
    1. Włącz wagę, uruchom program rejestrujący wagę i oprogramowanie aparatu. Upewnij się, że program rejestrowania może pobierać dane przez 30 minut, ponieważ niektóre wersje próbne mogą trwać tak długo.
    2. Włącz sterownik serwomotoru i uruchom aplikację sterownika na komputerze. Upewnij się, że kontroler jest ustawiony na ruch w krokach co 50 μm przy użyciu parametrów ruchu podobnych do tych opisanych w UWAGA w kroku 1.2.2.
    3. Utwórz zagięcie pod kątem 90° w pręcie kapilarnym zgodnie z opisem w kroku 1.1.1.
    4. Wsuń wygiętą kapilę do uchwytu sondy kapilarnej i dokręć mocujące.
      UWAGA: Aby zminimalizować odwodnienie próbki, zalecamy wykonanie kroków 1-4 przed lub w trakcie sekcji oka.
    5. Dodaj małą (~1 mm) kulkę kleju utwardzanego promieniami UV na końcówkę kapilary.
    6. Korzystając z ręcznych regulacji na manipulatorze, przesuń końcówkę sondy kapilarnej tak, aby znajdowała się bezpośrednio nad środkiem soczewki. Sprawdź, czy dolna część kleju UV wydaje się wyśrodkowana nad górną częścią soczewki, gdy patrzy się na nią z przodu (kontrola wzrokowa) i z boku (przez kamerę mikroskopu).
    7. Patrząc przez kamerę, opuść końcówkę sondy, aż klej UV zetknie się z obiektywem i pokryje jedną trzecią do połowy jego górnej powierzchni.
    8. Do utwardzenia kleju należy użyć kierunkowego, prawie widocznego źródła światła UV o niskiej intensywności (~ 1 mW).
      UWAGA: Te specyfikacje wystarczą, aby utwardzić klej w ciągu kilku sekund, jednocześnie minimalizując możliwość indukowania sieciowania białek. Źródła światła UV dostarczane z komercyjnymi pisakami do kleju UV spełniają te specyfikacje.
    9. Dodać roztwór PBS do naczynia, aż oko zostanie pokryte płynem na głębokość co najmniej 2 mm.
    10. Umieścić cylindryczną soczewkę przed mikroskopem inspekcyjnym i jak najbliżej szalki Petriego, nie dotykając jej.
    11. Jednocześnie uruchom program rejestrujący i program timera. Zrób zdjęcie oka/sondy za pomocą aparatu.
    12. Po 60 s należy zainicjować kolejne przemieszczenie o 50 μm, a następnie co 60 s aż do zakończenia eksperymentu, tj. do momentu, gdy wszystkie włókna zostaną zerwane. Należy pamiętać, że sygnał nie powróci do poziomu wyjściowego z powodu parowania buforu podczas eksperymentu. Skorygować wynikający z tego dryft odczytów podczas analizy danych, jak pokazano w kroku 2.2.14.
    13. Po zakończeniu przebiegu zapisz dane rejestrowania wagi i wyeksportuj je do formatu zgodnego z arkuszem kalkulacyjnym, np. formatu .csv. Zapisz zdjęcia obiektywu, które zostały zebrane podczas biegu.
    14. Importowanie danych do arkusza kalkulacyjnego. Użyj pierwszego i ostatniego odczytu skali, aby interpolować dryft w odczycie tła w czasie spowodowany parowaniem (patrz Rysunek 3). Odejmij odczyt interpolowany od odczytu w każdym punkcie czasowym.
      UWAGA: W przypadku korzystania z arkusza kalkulacyjnego interpolację można wykonać automatycznie, wprowadzając formułę = B2 - $B$2 + ($B$2 - @INDIRECT("B"&COUNTA(B:B))))/(COUNTA(B:B)-2) * A2 w komórce po prawej stronie pierwszego odczytu skali, a następnie przesuwając kursor do prawego dolnego rogu komórki i przeciągając go w dół do ostatniej wartości danych. W formule założono, że dane są zorganizowane w kolumnie, w której pierwszy punkt danych znajduje się w komórce B2. W razie potrzeby dane przetworzone w kroku 2.2.14 mogą być analizowane za pomocą quasi-elastycznego modelu lepkosprężystego opracowanego przez jednego ze współautorów, dr Matthew Rileya4.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisana tutaj technika podciągania zapewnia proste podejście do określania właściwości lepkosprężystych włókien strefowych u myszy. Krótko mówiąc, oko myszy jest najpierw konserwowane przez wstrzyknięcie utrwalacza przy fizjologicznym ciśnieniu wewnątrzgałkowym. Takie podejście utrzymuje naturalne nadmuchanie oka i utrzymuje włókna odpowiednio wstępnie napięte (mocowanie uznano za dopuszczalne po tym, jak wstępne eksperymenty wykazały, że nie zmieniło to znacząco elastyczności ani wytrzymałości włókien). Tylna część oka ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zonula to nietypowy system ECM, w którym włókna są ułożone symetrycznie i można nimi manipulować identycznie, przesuwając soczewkę oka wzdłuż osi optycznej. Przestrzeń może być również łatwo dostępna bez zakłóceń komórkowych, co pozwala na badanie włókien w środowisku zbliżonym do ich rodzimego stanu. Technika podciągania wykorzystuje tę prezentację ECM do manipulowania delikatnymi włóknami myszy, genetycznie podatnego systemu, i dokładnego ilościowego określania ich właściwości mechanicznych. Pozwoliło nam to na zbadani...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez NIH R01 EY029130 (S.B.) i P30 EY002687 (S.B.), R01 HL53325 i Ines Mandl Research Foundation (R.P.M.), Fundację Marfan, a także nieograniczony grant dla Wydziału Okulistyki i Nauk Wizualnych Uniwersytetu Waszyngtońskiego z Research to Prevent Blindness. J.R. otrzymał również grant z Uniwersytetu Nauk o Zdrowiu i Farmacji na wsparcie tego projektu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
sześciokątne 1/4-20 o długości 3/4 calaThorlabsSH25S075
nakrętka 1/4-20w sklepie
AnycubicPhoton
4-40 o długości 3/8 cala, 2Kapilary sklepu
narzędziami, średnica zewnętrzna 1,2 mm i 3 cale długości, bez filamentuWPI1B120-3
Cyjanoakrylan (super) klejLoctite
Skala cyfrowa z dokładnością do 0,01 gNoniuszOHAUS Scout 220
ExcelArkusz kalkulacyjnyMicrosoft
Zapalniczka
Mikroskop inspekcyjny/preparacyjnyAmscopeSKU: SM-4NTPOdległość robocza ~ 15 cm
Mikromanipulator, ekonomiczny 4-osiowyWPIKite-L
Zmotoryzowany mikrometrThorlabsZ812B
Ujemna soczewka cylindrycznaThorlabsLK1431L1-75 mm
Ogniskowa szalki Petriego, 50 mm
Uchwyt na słupek, 3 caleThorlabsPH3
Post, 4 caleThorlabsTR4
Oprogramowanie do rejestrowania wagiNoniuszLoggePro
Sterownik silnika serwoThorlabsKDC101
Oprogramowanie sterownika serwomotorówThorlabsAPT
Podstawa szczelinowa, 1ThorlabsBA1S
Podstawy szczelinowe, 2ThorlabsBA2
Stojak do mikromanipularnejWPIM-10
Kamera USB do mikroskopuAmscopeSKU: MD500
Klej aktywowany promieniami UV ze źródłem UVAmazon
Drukarka 3D SLA z narzędziamizgazowa

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Bassnett, S., Shi, Y., Vrensen, G. F. Biological glass: structural determinants of eye lens transparency. Philosophical Transactions of the Royal Society B Biological Sciences. 366 (1568), 1250-1264 (2011).
  2. Bassnett, S. Zinn's zonule. Progress in Retinal and Eye Research. 82, 100902(2021).
  3. Dureau, P. Pathophysiology of zonular diseases. Current Opinion in Ophthalmology. 19 (1), 27-30 (2008).
  4. Shi, Y., et al. Latent-transforming growth factor beta-binding protein-2 (LTBP-2) is required for longevity but not for development of zonular fibers. Matrix Biology. 95, 15-31 (2021).
  5. Ushiki, T. Collagen fibers, reticular fibers and elastic fibers. A comprehensive understanding from a morphological viewpoint. Archives of Histology and Cytology. 65 (2), 109-126 (2002).
  6. Bassnett, S. A method for preserving and visualizing the three-dimensional structure of the mouse zonule. Experimental Eye Research. 185, 107685(2019).
  7. Todorovic, V., Rifkin, D. B. LTBPs, more than just an escort service. Journal of Cellular Biochemistry. 113 (2), 410-418 (2012).
  8. Mecham, R. P., Gibson, M. A. The microfibril-associated glycoproteins (MAGPs) and the microfibrillar niche. Matrix Biology. 47, 13-33 (2015).
  9. Hubmacher, D., Reinhardt, D. P., Plesec, T., Schenke-Layland, K., Apte, S. S. Human eye development is characterized by coordinated expression of fibrillin isoforms. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 55 (12), 7934-7944 (2014).
  10. Inoue, T., et al. Latent TGF-β binding protein-2 is essential for the development of ciliary zonule microfibrils. Human Molecular Genetics. 23 (21), 5672-5682 (2014).
  11. De Maria, A., Wilmarth, P. A., David, L. L., Bassnett, S. Proteomic analysis of the bovine and human ciliary zonule. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 58 (1), 573-585 (2017).
  12. Wright, D. M., Duance, V. C., Wess, T. J., Kielty, C. M., Purslow, P. P. The supramolecular organization of fibrillin-rich microfibrils determines the mechanical properties of bovine zonular filaments. Journal of Experimental Biology. 202 (21), 3011-3020 (1999).
  13. Bocskai, Z. I., Sandor, G. L., Kiss, Z., Bojtar, I., Nagy, Z. Z. Evaluation of the mechanical behaviour and estimation of the elastic properties of porcine zonular fibres. Journal of Biomechanics. 47 (13), 3264-3271 (2014).
  14. Fisher, R. F. The ciliary body in accommodation. Transactions of the Ophthalmological Societies of the United Kingdom. 105, Pt 2 208-219 (1986).
  15. Michael, R., et al. Elastic properties of human lens zonules as a function of age in presbyopes. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (10), 6109-6114 (2012).
  16. van Alphen, G. W., Graebel, W. P. Elasticity of tissues involved in accommodation. Vision Research. 31 (7-8), 1417-1438 (1991).
  17. Green, E. M., Mansfield, J. C., Bell, J. S., Winlove, C. P. The structure and micromechanics of elastic tissue. Interface Focus. 4 (2), 20130058(2014).
  18. Jones, W., Rodriguez, J., Bassnett, S. Targeted deletion of fibrillin-1 in the mouse eye results in ectopia lentis and other ocular phenotypes associated with Marfan syndrome. Disease Models & Mechanisms. 12 (1), 037283(2019).
  19. Weinbaum, J. S., et al. Deficiency in microfibril-associated glycoprotein-1 leads to complex phenotypes in multiple organ systems. Journal of Biological Chemistry. 283 (37), 25533-25543 (2008).
  20. Comeglio, P., Evans, A. L., Brice, G., Cooling, R. J., Child, A. H. Identification of FBN1 gene mutations in patients with ectopia lentis and marfanoid habitus. British Journal of Ophthalmology. 86 (12), 1359-1362 (2002).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Macierz zewn trzkom rkowatest Pull Upbiomechanika okabia ka mikrow kienkowestereomikroskopsekcja soczewkiwytrzyma o na rozci ganie

Powiązane artykuły