Ten artykuł opisuje modelowanie niedokrwienno-reperfuzyjne (I/R) w 3-dniowym zarodku pisklęcia za pomocą dostosowanego haka do igły rdzeniowej, aby lepiej zrozumieć rozwój i leczenie I/R. Ten model jest prosty, szybki i niedrogi.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Generowanie modelu niedokrwienia haka i reperfuzji przy użyciu trzydniowego rozwijającego się zarodka pisklęcia
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Zaburzenia niedokrwienia i reperfuzji (I/R), takie jak zawał mięśnia sercowego, udar mózgu i choroby naczyń obwodowych, to tylko niektóre z głównych przyczyn chorób i śmierci. Obecnie dostępnych jest wiele modeli in vitro i in vivo do badania mechanizmu I/R w chorobach lub uszkodzonych tkankach. Jednak do tej pory nie zgłoszono żadnego modelu I/R in ovo, który pozwoliłby na lepsze zrozumienie mechanizmów I/R i szybsze badania przesiewowe leków. W tym artykule opisano modelowanie I/R przy użyciu dostosowanego haka do igieł rdzeniowych w 3-dniowym zarodku pisklęcia, aby zrozumieć mechanizmy rozwoju I/R i leczenia. Nasz model może być wykorzystany do badania anomalii na poziomie DNA, RNA i białek. Ta metoda jest prosta, szybka i niedroga. Obecny model może być stosowany niezależnie lub w połączeniu z istniejącymi modelami I/R in vitro i in vivo.
Wprowadzenie
Uszkodzenie tkanki niedokrwienno-reperfuzyjnej zostało powiązane z wieloma patologiami, w tym zawałami serca, udarem niedokrwiennym, urazami i chorobami naczyń obwodowych1,2,3,4,5. Wynika to przede wszystkim z braku kompleksowego zrozumienia przebiegu choroby oraz braku skutecznego modelu badawczego. Uraz niedokrwienny występuje, gdy dopływ krwi do określonego obszaru tkanki zostaje odcięty. W rezultacie tkanka niedokrwienna ostatecznie ulega nekrotyzji, chociaż tempo różni się w zależności od tkanki. W związku z tym przywrócenie dopływu krwi może pomóc w złagodzeniu szkód. Jednak w niektórych przypadkach zaobserwowano, że reperfuzja powoduje więcej uszkodzeń tkanek niż samo niedokrwienie6,7,8. Dlatego zrozumienie molekularnych i komórkowych mechanizmów niedokrwienia-reperfuzji jest niezbędne do opracowania skutecznej interwencji terapeutycznej. Obecnie nie jest znane skuteczne leczenie urazów I/R. Ta rozbieżność skłoniła do stworzenia nowych modeli eksperymentalnych, od modeli in vitro po modele in vivo, w celu rozwiązania istniejącego problemu9,10,11,12,13.
Embriony piskląt (Gallus gallus domesticus) są szeroko stosowane w badaniach ze względu na łatwość dostępu, etyczną akceptację, stosunkowo duży rozmiar (w porównaniu do innych embrionów), niski koszt i szybki wzrost14. Użyliśmy zarodka pisklęcia w 72 godzinach rozwoju, aby stworzyć in ovo I/R poprzez zamknięcie i uwolnienie prawej tętnicy żółciowej za pomocą igły rdzeniowej. Nazwaliśmy go modelem niedokrwienia-reperfuzji Hook-I/R (Rysunek 1). Model wykorzystany w tym badaniu jest w stanie dokładnie symulować wszystkie dalsze procesy, w tym szlaki oksydacyjne i zapalne, które są często związane z uszkodzeniem I/R15,16,17.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Instytucjonalna Komisja Etyki Zwierząt w Erze w Lucknow Medical College and Hospital wydała pisemne zrzeczenie się stwierdzające, że nie jest wymagane żadne formalne zatwierdzenie do przeprowadzenia tych eksperymentów zgodnie z Komitetem ds. Celów Kontroli i Nadzoru nad Eksperymentami na Zwierzętach (CPCSEA). Przestrzegano jednak standardowych procedur operacyjnych, aby zminimalizować ryzyko wystąpienia zaburzeń embrionalnych.
1. Przygotowanie buforu (Tabela 1)
- Przygotuj roztwór Ringera
- Aby przygotować roztwór Ringera, rozpuścić 0,72 g NaCl (123 mM), 0,017 g CaCl2 (1,53 mM), 0,037 g KCl (4,96 mM) w 70 ml sterylnego destylowanegoH2O, o końcowej objętości 100 ml. Dostosować pH do 7,4. Pozwól mu całkowicie się rozpuścić i autoklawować. Następnie przefiltruj przez filtr 0,22 μm, podziel na ilości jednorazowego użytku (około 10 ml) i przechowuj w temperaturze pokojowej.
- Przygotuj sól fizjologiczną (0,9% chlorek sodu, NaCl).
- W 70 ml sterylnego destylowanegoH2Orozpuścić 0,9 g NaCl (154 mM). Uzupełnić objętość do 100 ml. Autoklaw przez 15 minut w temperaturze 121 °C. W razie potrzeby doprowadzić pH do 7,4 za pomocą 0,1 N HCl lub 0,1 N NaOH. Przygotować 10 ml porcji w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 15 ml i przechowywać w temperaturze pokojowej.
- Przygotuj 70% etanolu (v/v).
- Zmieszać 70 ml czystego etanolu (masowo 46,07 g/l) z 30 ml sterylnegoH2O. Przygotować w razie potrzeby lub przechowywać w temperaturze pokojowej. Nie ma potrzeby sterylizacji.
- Przygotować 1x Bufor Fosforanowy Soli Fizjologicznej (1x PBS).
- Przygotować 100 ml 1x PBS, dodając 0,144 g Na2HPO4·7H2O (5,37 mM), 0,8 g NaCl (136,8 mM), 0,2 g KCl (26,8 mM), 0,2 g KH2PO4 (14,6 mM) do 70 ml wody destylowanej. Rozpuścić i uzupełnić objętość do objętości 100 ml i sterylizować w autoklawie przez 15 minut w temperaturze 121 °C. Doprowadzić pH do 7,4, dodając kilka kropli 0,1 N HCl lub 0,1 N NaOH, jeśli to konieczne. Przygotować porcje 10 ml w sterylnej probówce wirówkowej o pojemności 15 ml i przechowywać w temperaturze pokojowej.
2. Dzień 1
- Ułóż wszystkie narzędzia niezbędne do sterylizacji jaj (70% etanol, chusteczki czyszczące, stojak na jajka i marker OHP).
- Oczyść jajka 0-day z 70% etanolem za pomocą chusteczek bibułkowych. Używaj tylko komórki jajowej 0-day, ponieważ starsze jaja mogą nie dać zarodka.
- Na jajach należy zapisać aktualną datę za pomocą markera OHP.
- Umieść jaja w inkubatorze do jaj ustawionym na temperaturę 36-37 °C i wilgotność 60%-65%. Inkubuj jaja przez następne 24 godziny.
3. Dzień 2
- Zorganizuj niezbędny sprzęt do pobrania 5-6 ml albuminy (nożyczki z ostrymi krawędziami, strzykawka 5 ml, igła 18 G, odrzutnik strzykawki i taśma klejąca).
- Przetrzyj nożyczki chirurgiczne 70% etanolem lub wysterylizuj w autoklawie po przetarciu ich 70% etanolem.
- Teraz wyjmij jajko z inkubatora do jaj w temperaturze 37 °C w celu ułożenia warstw .
- Umieść jajko na czystym stojaku na jajka.
- Przymocuj mały kawałek taśmy klejącej (rozmiar: około 1 cala długości x szerokości) do krawędzi jajka.
- Zrób mały otwór w krawędzi skorupki jajka za pomocą nożyczek o ostrych krawędziach. Włożyć strzykawkę o pojemności 5 ml pod przybliżonym kątem 75°.
UWAGA: Do strzykawki o pojemności 5 ml dołączona jest igła 24 G x 1 (sterylna), ale dobrze jest wymienić igłę 24 G x 1 na igłę 18 G x 1,5 (sterylna). Igła 18 G x 1,5 ma szerokość 1,25 x 38 mm. W związku z tym ułatwi usuwanie albuminy. - Po wbiciu igły do woreczka żółtkowego powoli pobrać 5-6 ml albuminy.
UWAGA: Zapewnia to zarodkowi podłoże, na którym może rosnąć. Wycofanie albuminy zapobiega nadmiernemu rozlewaniu się albuminy podczas tworzenia okna. Wreszcie, ryzyko uszkodzenia zarodka podczas okienkowania jest zmniejszone poprzez wyeliminowanie 5-6 ml albuminy. - Po usunięciu albuminy ponownie zakleić otwór taśmą klejącą i pozostawić jaja do inkubacji w temperaturze 37 °C przez 48 godzin.
4. Dzień 4
- Przygotuj roztwór Ringera, 0,9% soli fizjologicznej i 1x PBS, jak opisano w sekcji 1 protokołu. Następnie przeprowadź trzy roztwory w autoklawie. Po sterylizacji w autoklawie umieść odpowiedni roztwór w temperaturze pokojowej.
- Wyjąć jajko z inkubatora do jaj w temperaturze 37 °C i pokroić skorupkę w okrągły kształt. Przed przecięciem skorupki jajka przykryj obszar do cięcia taśmą klejącą.
UWAGA: Zakrycie obszaru okna taśmą klejącą zapobiega rozbijaniu skorupki jajka w niepożądane miejsca. Jeśli jednak włamiesz się w niechciane miejsce, uszczelnij to miejsce taśmą klejącą. Zaklejenie miejsc do cięcia taśmą klejącą zapobiega spadaniu kawałków skorupy na woreczek żółtkowy. - Za pomocą nożyczek o ostro zakończonych krawędziach wykonaj mały otwór w skorupce jajka w miejscu, w którym pożądane jest okienko, i zacznij wycinać okrągły otwór. Ten proces jest znany jako windowing.
UWAGA: Upewnij się, że okrągłe nacięcie jest wystarczająco duże, aby umożliwić łatwy dostęp do zarodka z dowolnego kierunku. W razie potrzeby zmień pozycję komórki jajowej, aby dostosować się do pozycji zarodka. - Następnie, za pomocą mikroskopu chirurgicznego z zoomem stereoskopowym, zlokalizuj prawą tętnicę żółciową (RVA).
UWAGA: Zarodki kurczaków zwykle ulegają skręceniu klatki piersiowej (wraz ze zgięciem szyjki macicy itp.) w miarę rozwoju, tak że lewa strona głowy przylega do żółtka w fazie 72 godzin. Bardziej doogonowo, tam, gdzie tętnice witelinowe wychodzą z ciała, zarodek nie jest zbytnio skręcony, a ta część ciała leży brzuszną stroną w dół w kierunku żółtka. Tak więc, patrząc bezpośrednio, prawo od embrionu znajduje się po prawej stronie badacza. - Po zlokalizowaniu RVA utwórz dwa małe otwory po lewej i prawej stronie RVA za pomocą igły 26 G (Rysunek 2).
- Umieść sondę do obrazowania przepływu krwi Dopplera nad RVA. Upewnij się, że sonda do obrazowania przepływu krwi metodą Dopplera jest umieszczona w odległości 5 ± 1 mm od miejsca niedokrwienia i w kierunku dystalnego końca RVA. Odczytuj strumień przez 2 minuty i 30 s (lub dłużej, jeśli chcesz). Będzie to odczyt fazy normoksycznej.
- W międzyczasie, za pomocą szczypiec do nosa i kleszczyków zębatych, ręcznie uformuj krawędź igły rdzeniowej w kształt haczyka (Rysunek 3). W tym celu należy zginać krawędź igły rdzeniowej na około 1 mm. Większy rozmiar utrudni wkładanie i wyjmowanie igły rdzeniowej podczas zabiegu I/R.
- Wbić igłę rdzeniową bezpośrednio pod prawą tętnicę żółciową za pomocą mikromanipulatora.
UWAGA: Wbij igłę rdzeniową z najwyższą ostrożnością, aby uniknąć uszkodzenia RVA lub sąsiednich tętnic. Optymalna technika polega na wyregulowaniu specjalnie zaprojektowanego haka igły rdzeniowej dokładnie nad prawą stroną otworu RVA, a następnie stopniowym wprowadzaniu specjalnie zaprojektowanej krawędzi igły rdzeniowej do woreczka żółtkowego za pomocą mikromanipulatora pod kierunkiem mikroskopu chirurgicznego stereo zoom przez prawy otwór. Gdy haczyk igły rdzeniowej znajdzie się w woreczku żółtkowym, stopniowo reguluj haczyk pod RVA tak, aby jego krawędź znajdowała się dokładnie poniżej lewego otworu. Nadszedł czas, aby podnieść igłę rdzeniową. - Teraz, za pomocą mikromanipulatora, stopniowo podnoś tętnicę, aż dopplerowski strumień przepływu krwi wskaże minimalny spadek przepływu tętniczego o 80%.
- Po osiągnięciu spadku strumienia dopplerowskiego o 80% lub więcej, pozostaw igłę rdzeniową uniesioną (ciągnącą tętnicę do góry) na 5 minut. Będzie to okres niedokrwienia w RVA.
UWAGA: Bardzo ważne jest monitorowanie strumienia dopplerowskiego w czasie trwania niedokrwienia. Jeśli zostanie stwierdzona znaczna fluktuacja, zakończ testy. - Po 5-minutowym okresie niedokrwienia stopniowo uwalniaj tętnicę, aby przywrócić prawidłowy poziom przepływu krwi. Upewnij się, że odczyt przepływomierza krwi Dopplera wyświetla wartości porównywalne z tymi uzyskanymi podczas normoksji. Będzie to okres reperfuzji w RVA (Rysunek 4).
- Po zabiegu I/R nanieś kilka kropli (2-3) 1x PBS na zarodek i obserwuj go przez 2-3 min.
UWAGA: Stosowanie 1x PBS pomaga zapobiegać wysychaniu zarodka. - Na koniec ponownie uszczelnij okno taśmą klejącą i umieść jajo z powrotem w inkubatorze na 5 godzin i 55 minut.
- Po 5 godzinach i 55 minutach wyjmij jajo z inkubatora, umieść je na stojaku na jajka, ponownie otwórz okno i postępuj zgodnie z protokołem dalszego przetwarzania.
5. Zabiegi
- W przypadku leczenia tętnic lekami, aktywatorami lub inhibitorami, RVA należy wyciąć po 1 godzinie procesu I/R.
- W przypadku dalszych badań należy najpierw usunąć zarodek ze skorupki jaja, umieszczając go na sterylnej szalce Petriego o średnicy 90 mm.
- Gdy zarodek zostanie uwolniony na szalkę Petriego, wytnij RVA za pomocą tęczówki oka pod kierunkiem stereoskopowego mikroskopu chirurgicznego .
- Upewnij się, że wymiar wycięcia RVA wynosi do 15 ± 1 mm (dystalnie od tułowia), 5 ± 1 mm po lewej i prawej stronie tętnicy oraz 2 ± 1 mm w kierunku tułowia.
UWAGA: Do pomiaru powierzchni do wycięcia można użyć linijki (opcjonalnie). - Po wycięciu RVA umyj go 1x PBS na sterylnej szalce Petriego zawierającej 1x PBS.
- W celu uzyskania pożądanych zabiegów należy umieścić tętnicę w probówce wirówkowej o pojemności 1,5 ml (wysterylizowanej) wypełnionej 500 μl roztworu Ringera. Umieścić RVA w probówce wirówkowej i umieścić ją w inkubatorze o temperaturze 37 °C na 5 godzin i 55 minut.
UWAGA: W zależności od zabiegów, należy stosować roztwór Ringera bez żadnego leczenia lub stosować leczenie pożądaną objętością i stężeniem leku, aktywatora lub inhibitora. - Po 5 godzinach i 55 minutach inkubacji wyjąć RVA z inkubatora laboratoryjnego o temperaturze 37 °C i przystąpić do żądanych zabiegów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Do oceny skuteczności naszego modelu wykorzystano technikę obrazowania przepływu krwi metodą Dopplera. W skrócie, dane z grupy kontrolnej porównano z danymi z grupy RVA, aby określić sukces naszej procedury. Rysunek 4A przedstawia typowy przepływ u zwierzęcia kontrolnego, natomiast Rysunek 4B przedstawia wyniki uzyskane z RVA. Numery 1-8 reprezentują poszczególne zdarzenia związane z fazami I/R. Mówiąc krótko, numery 1-3 odpowiadają fazie normoksji, natomiast gw...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Celem badań nad niedokrwieniem i reperfuzją jest stworzenie strategii terapeutycznych, które zapobiegają śmierci komórek i sprzyjają rekonwalescencji29,30. Aby przezwyciężyć obecne ograniczenia w badaniach I/R, zaprojektowaliśmy model zarodka pisklęcia Hook I/R, aby uzyskać wiarygodny i powtarzalny model I/R. O ile nam wiadomo, jest to pierwszy model I/R, jaki kiedykolwiek stworzono na 3-dniowym zarodku pisklęcia do rutynowych eksperymentów I/R, oprócz badania sy...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują brak sprzecznych interesów.
Podziękowania
Chcemy wyrazić naszą wdzięczność Hari Shankarowi za jego krytyczny wkład podczas filmowania i montażu, Panu Baqer Hussainowi za podkładanie głosu, Panu Asgharowi Rizvi za montaż wideo, Panu Mohammadowi Haiderowi za sesje wideo, Panu Mohammadowi Danish Siddiqui za pomoc podczas eksperymentów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| (-80° C) zamrażarka | Haier, Chiny-1,5 | ||
| ml probówka wirówkowa | TARSONS, Indie | 500010X 100mm | |
| szalka Petriego (sterylna) | Tarsons, Indie | 460050 | |
| 18G Igła (18G&razy; 1.5 (1.25 razy; 38mm) | Ramsons, Indie | 13990 | |
| 1mL Strzykawka | Igła DISPO VAN-26G | ||
| (26G& razy; 1/2 (10.45x13mm) | DISPO VAN, indie | 30722D | |
| 37° Inkubator do jaj C z regulowaną wilgotnością procentową | Gentek, Indie | GL-100 | |
| 37° Inkubator laboratoryjny C | SCIENCE TECH, Indie | CB 101-14 | |
| 3-metyladenina (3-MA) | Sigma Aldrich, USA | M9281 | |
| 3mL pipeta pastwiskowa | TARSONS, Indie | 940050 | |
| 50mL zlewka | TARSONS, | Indie-5mL | |
| strzykawka | DISPO VAN, Indie | IP53 | |
| 70% etanol | Merck Millipore, Stany Zjednoczone | 64-17-5 | |
| Taśma klejąca/taśma wiolonczelowa | Sunrise, | Indie-Podkłady | |
| Ambra1 | Applied Biosystems, Foster city, USA | Hs00387943_m1 | |
| Technologia sygnalizacji komórkowej | IgG przeciw myszym | 7076S | |
| Anti-Rabbit IgG | Jackson Immuno Research Laboratories, USA | 711-035-152 | |
| Atg7 | R& D Systems, Stany Zjednoczone | MAB6608 | |
| Startery Atg7 | Applied Biosystems, Foster city, USA | Hs00893766_m1 | |
| Torba do autoklawu | Tarsons, Indie | 550022 | |
| Autoklaw Maszyna | wyprodukowana lokalnie, Lucknow, | Indie-Beclin-1 | |
| Proteintech, USA | 66665-1-Ig | ||
| Beta Actin | ImmunoTag, USA | ITT07018 | |
| Albumina surowicy bydlęcej | Himedia, Bombaj, Indie | TC194 | |
| Chlorek wapnia | Himedia, Bombaj, Indie | GRM534 | |
| Katalaza | ImmunoTag, USA | ITT5155 | |
| Chusteczki czyszczące | Kimberly-Clark, Indie | 370080 | |
| Rozszczepiona kaspaza3 | ImmunoTag, USA | ITT07022 | |
| di-sodowy wodorofosforan siedmiowodny | Himedia, Bombaj, Indie | GRM39611 | |
| Dopplerowski przepływomierz krwi | Przyrząd Moors, Wielka Brytania | moorVMS-LDF1 | |
| Stojak na jajka | - | ||
| Stojak na jajka | |||
| GAPDH | ImmunoTag, USA | M1000110 | |
| Startery GAPDH | Applied Biosystems, Foster city, USA | ||
| Glycine | Himedia, Bombaj, Indie | MB013 | |
| Tacka nerkowa | HOSPITO-LC3A | ||
| /B | Cell Signaling Technology, USA | 4108S | |
| Laboratoria metanolu | Rankem, Bombaj, Indie | M0252 | |
| Mikromanipulator | Narishige, Japonia | M-152 | |
| N-acetylo-L-cysteina (NAC) | Sigma Aldrich, Stany Zjednoczone | A7250 | |
| Naringenina | Sigma Aldrich, Stany | Zjednoczone 67604-48-2 | |
| NF-kβ | Thermo Fisher Scientific, Stany | Zjednoczone 51-0500 | |
| NLRP3 | ImmunoTag, Stany Zjednoczone | ITT07438 | |
| Szczypce do nosa | Lokalnie wyprodukowane, Lucknow, | Indie-Kleszcze | |
| do oczu | Stoelting, Niemcy | 52106-40 | |
| z tęczówką oka | , Jaipur, Indie | Mikronożyczki Hard Age Vannas kątowe 8 CM / 3 1/8 " | |
| OHP | marker Camlin, | ||
| ImmunoTag, Stany | Zjednoczone ITT08329 | ||
| Spiczaste nożyczki z ostrymi krawędziami | Stoelting, Niemcy | 52132-11 | |
| Chlorek potasu | Himedia, Bombaj, Indie | MB043 | |
| Fosforan potasu jednozasadowy bezwodny | Himedia, Bombaj, Indie | MB050 | |
| Inhibitor proteazy | Abcam, Stany Zjednoczone | Ab65621 | |
| SOD-1 | ImmunoTag, Stany Zjednoczone | ITT4364 | |
| Chlorek sodu | Fisher Scientific, Bombaj, Indie | 27605 | |
| Dodecylosiarczan sodu | Himedia, Bombaj, Indie | GRM886 | |
| Igła do rdzenia kręgowego 25GA; 3,50 cala (90,51 x 90 mm) | Ramson, Indie | GS-2029 | |
| Mikroskop chirurgiczny z zoomem stereoskopowym | Olympus, Japonia | Odrzutnik strzykawek SZ2-STU3 | |
| BIOHAZARD | 882210 | ||
| Kleszcze zębate | Stoelting, Niemcy | 52102-30 | |
| Tris Base | G Biosciences, Stany Zjednoczone | RC1217 | |
| Tris Kwas solny | Himedia, Bombaj, Indie | MB030 | |
| Tween 20 | G Biosciences, Stany Zjednoczone | RC1227 | |
| Jaja 0-dniowe z kurczaka White Leghorn | - | - | |
| Z-Val-Ala-Asp(OMe)-FMK | MP Biomedicals, LLC, USA | FK009 |
Bibliografia
- Fauzia, E., et al. Chick Embryo: A Preclinical Model for Understanding Ischemia-Reperfusion Mechanism. Frontiers in Pharmacology. 21 (9), 1034(2018).
- Eltzschig, H. K., Eckle, T. Ischemia and reperfusion--from mechanism to translation. Nature Medicine. 17 (11), 1391-1401 (2011).
- Raza, S. S., et al. Neuroprotective effect of naringenin is mediated through suppression of NF-κB signaling pathway in experimental stroke. Neuroscience. 29 (230), 157-171 (2013).
- Raza, S. S., et al. Hesperidin ameliorates functional and histological outcome and reduces neuroinflammation in experimental stroke. Brain Research. 28 (1420), 93-105 (2011).
- Raza, S. S., et al. Silymarin protects neurons from oxidative stress associated damages in focal cerebral ischemia: a behavioral, biochemical and immunohistological study in Wistar rats. Journal of the Neurological Sciences. 15 (1-2), 45-54 (2011).
- Fan, L., Zhou, L. AG490 protects cerebral ischemia/reperfusion injury via inhibiting the JAK2/3 signaling pathway. Brain and Behavior. 11 (1), 01911(2021).
- Wu, M. Y., et al. Current Mechanistic Concepts in Ischemia and Reperfusion Injury. Cellular Physiology and Biochemistry. 46 (4), 1650-1667 (2018).
- Collard, C. D., Gelman, S. Pathophysiology, clinical manifestations, and prevention of ischemia-reperfusion injury. Anesthesiology. 94 (6), 1133-1138 (2001).
- Allen, D. D., et al. Cell lines as in vitro models for drug screening and toxicity studies. Drug Development and Industrial Pharmacy. 31 (8), 757-768 (2005).
- Schmeer, C., Gamez, A., Tausch, S., Witte, O. W., Isenmann, S. Statins modulate heat shock protein expression and enhance retinal ganglion cell survival after transient retinal ischemia/reperfusion in vivo. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 49 (11), 4971-4981 (2008).
- Huang, K. Y., et al. A systematic review and meta-analysis of acupuncture for improving learning and memory ability in animals. BMC Complementary and Alternative Medicine. 16 (1), 297(2016).
- Sommer, C. J. Ischemic stroke: Experimental models and reality. Acta Neuropathologica. 133 (2), 245-261 (2017).
- Yang, W., Chen, J., Meng, Y., Chen, Z., Yang, J. Novel targets for treating ischemia-reperfusion injury in the liver. International Journal of Molecular Sciences. 19 (5), 1302(2018).
- Seabra, R., Bhogal, N. In vivo research using early life stage models. In Vivo. 24 (4), 457-462 (2010).
- Liu, H., et al. Adiponectin peptide alleviates oxidative stress and NLRP3 inflammasome activation after cerebral ischemia-reperfusion injury by regulating AMPK/GSK-3beta. Experiments in Neurology. 329, 113302(2020).
- Aboutaleb, N., Jamali, H., Abolhasani, M., Pazoki Toroudi, H. Lavender oil (Lavandula angustifolia) attenuates renal ischemia/reperfusion injury in rats through suppression of inflammation, oxidative stress and apoptosis. Biomedicine and Pharmacotherapy. 110, 9-19 (2019).
- Wallert, M., et al. alpha-Tocopherol preserves cardiac function by reducing oxidative stress and inflammation in ischemia/reperfusion injury. Redox Biology. 26, 101292(2019).
- Ashafaq, M., et al. Catechin hydrate ameliorates redox imbalance and limits inflammatory response in focal cerebral ischemia. Neurochemical Research. 37 (8), 1747-1760 (2012).
- Gallagher, S., Chakavarti, D. Immunoblot analysis. Journal of Visualized Experiments. 20 (16), 759(2008).
- Abt, M. A., Grek, C. L., Ghatnekar, G. S., Yeh, E. S. Evaluation of lung metastasis in mouse mammary tumor models by quantitative real-time PCR. Journal of Visualized Experiments. (107), e53329(2016).
- Lee, P. Y., Costumbrado, J., Hsu, C. Y., Kim, Y. H. Agarose gel electrophoresis for the separation of DNA fragments. Journal of Visualized Experiments. (62), e3923(2012).
- Wu, Y., et al. Cathelicidin aggravates myocardial ischemia/reperfusion injury via activating TLR4 signaling and P2X(7)R/NLRP3 inflammasome. Journal of Molecular and Cellular Cardiology. 139, 75(2020).
- Franke, M., et al. The NLRP3 inflammasome drives inflammation in ischemia/reperfusion injury after transient middle cerebral artery occlusion in mice. Brain Behaviour and Immunity. 92, 223(2021).
- Lawrence, T. The nuclear factor NF-kappaB pathway in inflammation. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 1 (6), 001651(2009).
- Liu, H., et al. Pterostilbene attenuates astrocytic inflammation and neuronal oxidative injury after ischemia-reperfusion by inhibiting NF-kappaB phosphorylation. Frontiers in Immunology. 10, 2408(2009).
- Prakash, R., et al. Sivelestat-loaded nanostructured lipid carriers modulate oxidative and inflammatory stress in human dental pulp and mesenchymal stem cells subjected to oxygen-glucose deprivation. Materials Science and Engineering: C Materials for Biological Applications. 120, 111700(2021).
- Prakash, R., et al. Oxidative stress enhances autophagy in stem cells through Erk1/2 signaling pathway - implications for neurotransplantations. Stem Cell Reviews and Reports. , (2021).
- Ahmad, A., et al. Gelatin-coated polycaprolactone nanoparticle-mediated naringenin delivery rescue human mesenchymal stem cells from oxygen glucose deprivation-induced inflammatory stress. ACS Biomaterials Science and Engineering. 5 (2), 683-695 (2019).
- Guan, X., et al. The neuroprotective effects of carvacrol on ischemia/reperfusion-induced hippocampal neuronal impairment by ferroptosis mitigation. Life Science. 235, 116795(2019).
- Jin, Z., Guo, P., Li, X., Ke, J., Wang, Y., Wu, H. Neuroprotective effects of irisin against cerebral ischemia/ reperfusion injury via Notch signaling pathway. Biomedicine and Pharmacotherapy. 120, 109452(2019).
- Wainrach, S., Sotelo, J. R. Electron microscope study of the developing chick embryo heart. Zeitschrift fur Zellforschung und mikroskopische Anatomie. 55, 622-634 (1961).
- Joshi, V. C., Wilson, A. C., Wakil, S. J. Assay for the terminal enzyme of the stearoyl coenzyme A desaturase system using microsomes. Journal of Lipid Research. 18 (1), 32-36 (1977).
- Kain, K. H., et al. The chick embryo as an expanding experimental model for cancer and cardiovascular research. Development Dynamics. 243 (2), 216-228 (2014).
- Mann, R. A., Moore, K. L., Persaud, T. V. N. Limitations in the u~e of the early chick embryo 88 a teratological model. Teratology. 7, 22-23 (1973).
- Chen, T., Vunjak-Novakovic, G. In vitro models of ischemia-reperfusion injury. Regenerative English and Translation Medicine. 4 (3), 142-153 (2018).
- Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: A review. Biomedicine and Pharmacotherapy. 131, 110686(2020).
- Bromage, D. I., et al. Remote ischaemic conditioning reduces infarct size in animal in vivo models of ischaemia-reperfusion injury: a systematic review and meta-analysis. Cardiovascular Research. 113 (3), 288-297 (2017).
- Kalogeris, T., Baines, C. P., Krenz, M., Korthuis, R. J. Cell biology of ischemia/reperfusion injury. International Review of Cell and Molecular Biology. 298, 229-317 (2012).
- Hogers, B., DeRuiter, M. C., Baasten, A. M., Gittenberger-de Groot , A. C., Poelmann, R. E. Intracardiac blood flow patterns related to the yolk sac circulation of the chick embryo. Circ Res. 76 (5), 871-877 (1995).
- Rezzola, S., et al. angiogenesis-inflammation cross talk in diabetic retinopathy: novel insights from the chick embryo chorioallantoic membrane/human vitreous platform. Frontiers in Immunology. 11, 581288(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
