Artykuł metodologiczny

Stereotaktyczne podejście chirurgiczne do mikroiniekcji ogonowego pnia mózgu i górnego odcinka szyjnego rdzenia kręgowego za pośrednictwem Cisterna magna u myszy

11.8K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63344

⸱

21 stycznia 2022

 ,  ,  , 
1Beth Israel Deaconess Medical Center, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Stereotaktyczna operacja celowania w miejsca mózgu u myszy zwykle obejmuje dostęp przez kości czaszki i jest prowadzona przez punkty orientacyjne czaszki. Poniżej przedstawiamy alternatywne podejście stereotaktyczne do celowania w ogonowy pień mózgu i górny odcinek szyjny rdzenia kręgowego za pomocą cisterna magna, które opiera się na bezpośredniej wizualizacji punktów orientacyjnych pnia mózgu.

Streszczenie

Stereotaktyczny zabieg chirurgiczny ukierunkowany na miejsca w mózgu u myszy jest zwykle kierowany przez punkty orientacyjne czaszki. Dostęp uzyskuje się następnie przez otwory w kształcie zadziorów wywiercone w czaszce. To standardowe podejście może być trudne dla celów w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym ze względu na specyficzne wyzwania anatomiczne, ponieważ miejsca te są oddalone od punktów orientacyjnych czaszki, co prowadzi do niedokładności. Poniżej przedstawiamy alternatywne podejście stereotaktyczne za pomocą cisterna magna, które zostało użyte do celowania w dyskretne obszary zainteresowania w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym. Cisterna magna rozciąga się od kości potylicznej do atlasu (tj. drugiej kości kręgu), jest wypełniona płynem mózgowo-rdzeniowym i jest pokryta oponą twardą. Takie podejście zapewnia powtarzalną drogę dostępu do wybranych struktur ośrodkowego układu nerwowego (OUN), do których w przeciwnym razie trudno byłoby dotrzeć ze względu na bariery anatomiczne. Co więcej, pozwala na bezpośrednią wizualizację punktów orientacyjnych pnia mózgu w bliskiej odległości od miejsc docelowych, zwiększając dokładność podczas dostarczania małych objętości iniekcji do ograniczonych obszarów zainteresowania w ogonowym pniu mózgu i górnym rdzeniu szyjnym. Wreszcie, takie podejście daje możliwość uniknięcia móżdżku, co może być ważne dla badań motorycznych i sensomotorycznych.

Wprowadzenie

Standardowa operacja stereotaktyczna celująca w miejsca mózgu u myszy1 zwykle polega na unieruchomieniu czaszki za pomocą zestawu pasków do uszu i paska do ust. Współrzędne są następnie szacowane na podstawie atlasów referencyjnych2,3 oraz punktów orientacyjnych czaszki, a mianowicie bregma (punkt, w którym stykają się szwy kości czołowej i ciemieniowej) lub lambda (punkt, w którym łączą się szwy kości ciemieniowej i potylicznej; Rysunek 1A,B). Przez otwór w czaszce powyżej szacowanego celu, można następnie dotrzeć do obszaru docelowego, w celu wykonania mikroiniekcji lub oprzyrządowania za pomocą kaniul lub światłowodów. Ze względu na różnice w anatomii tych szwów i błędy w lokalizacji bregma lub lambda4,5, położenie punktów zerowych w stosunku do mózgu różni się w zależności od zwierzęcia. Podczas gdy małe błędy w celowaniu, które wynikają z tej zmienności, nie stanowią problemu dla dużych lub pobliskich celów, ich wpływ jest większy w przypadku mniejszych obszarów zainteresowania, które są oddalone od punktów zerowych w płaszczyźnie przednio-tylnej lub grzbietowo-brzusznej i/lub podczas badania zwierząt o różnej wielkości ze względu na wiek, szczep i/lub płeć. Istnieje kilka dodatkowych wyzwań, które są unikalne dla rdzenia przedłużonego i górnego rdzenia szyjnego. Po pierwsze, niewielkie zmiany we współrzędnych przednio-tylnych są związane ze znaczącymi zmianami współrzędnych grzbietowo-brzusznych względem opony twardej, ze względu na położenie i kształt móżdżku (Rysunek 1Bi)2,6,7. Po drugie, górny rdzeń szyjny nie jest zawarty w skull2. Po trzecie, pochyłe położenie kości potylicznej i leżąca nad nią warstwa mięśni szyi2 sprawia, że standardowe podejście stereotaktyczne jest jeszcze trudniejsze dla struktur znajdujących się w pobliżu przejścia między pniem mózgu a rdzeniem kręgowym (Rysunek 1Bi). Wreszcie, wiele interesujących celów w ogonowym pniu mózgu i rdzeniu szyjnym jest małych2, wymagających precyzyjnych i powtarzalnych iniekcji8,9.

Alternatywne podejście poprzez cisterna magna pozwala obejść te problemy. Cisterna magna to duża przestrzeń, która rozciąga się od kości potylicznej do atlasu (Ryc. 1A, tj. druga kość kręgowa)10. Jest wypełniony płynem mózgowo-rdzeniowym i pokryty oponą twardą class<="xref">10. Ta przestrzeń między kością potyliczną a atlasem otwiera się podczas przednio-zgięcia głowy. Dostęp do niego można uzyskać, poruszając się między leżącymi nad nim sparowanymi brzuchami długiego mięśnia główki, odsłaniając grzbietową powierzchnię ogonowego pnia mózgu. Obszary zainteresowania mogą być następnie wybierane na podstawie punktów orientacyjnych samych tych regionów, jeśli znajdują się one w pobliżu powierzchni grzbietowej; lub używając obsuwki, punktu, w którym kanał centralny otwiera się do komory dożylnej, jako punktu zerowego dla współrzędnych, aby dotrzeć do głębszych struktur. Podejście to zostało z powodzeniem zastosowane u różnych gatunków, w tym u szczurów11, cat12, mouse8,9 i naczelnych innych niż ludzie13 w celu celowania w brzuszną grupę oddechową, rdzeniastą przyśrodkową siatkowatą formację, jądro samotnego odcinka, obszar postrema lub jądro podjęzykowe. Jednak to podejście nie jest powszechnie stosowane, ponieważ wymaga znajomości anatomii, specjalistycznego zestawu narzędzi i bardziej zaawansowanych umiejętności chirurgicznych w porównaniu ze standardowym podejściem stereotaktycznym.

Tutaj opisujemy krok po kroku chirurgiczne podejście, aby dotrzeć do pnia mózgu i górnej części rdzenia szyjnego przez cisterna magna, wizualizować punkty orientacyjne, ustawiać punkt zerowy (Rysunek 2) oraz szacować i optymalizować współrzędne docelowe dla stereotaktycznego dostarczania mikroiniekcji do dyskretnych obszarów zainteresowania pnia mózgu i rdzenia kręgowego (Rysunek 3). Następnie omawiamy zalety i wady związane z tym podejściem.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Autor oświadcza, że protokół jest zgodny z wytycznymi Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Beth Israel Deaconess Medical Center.

1. Przygotowanie narzędzi chirurgicznych i ramy stereotaktycznej

UWAGA: Operacja jest przeprowadzana w warunkach aseptycznych. Sterylność jest utrzymywana przy użyciu techniki sterylnej końcówki.

  1. Zamontuj ramię stereotaktyczne z mikropipetą lub strzykawką wypełnioną wybranym środkiem do wstrzykiwań (wirus związany z adenowirusem (AAV) lub konwencjonalnym znacznikiem) na ramie stereotaktycznej i przygotuj adapter myszy (Rysunek 2A).
  2. Przygotuj autoklawizowane narzędzia chirurgiczne (tabela materiałów) i umieść je na sterylnej powierzchni.

2. Indukcja znieczulenia i przygotowanie myszy

  1. Włącz O2 przy 0,5 l/min i ustaw parownik izofluranu na 4,0, upewniając się, że przepływ O2 jest do skrzynki indukcyjnej.
    UWAGA: Upewnij się, że pojemnik indukcyjny izofluranu jest umieszczony w kapturze i że izofluran jest usuwany z dala od pola operacyjnego.
  2. Umieść mysz (10-tygodniowy samiec C57BL/6J) w komorze indukcyjnej.
  3. Gdy oddech zwolni, otwórz komorę indukcyjną i lekko unieś mysz. Użyj maszynki do strzyżenia, aby usunąć włosy od głowy do ramion.

3. Umiejscowienie myszy w ramce stereotaktycznej

  1. Przesuń mysz do ramki stereotaktycznej i umieść nos w elastycznym stożku nosowym. Na tym etapie upewnij się, że przepływ O2 jest teraz skierowany do stożka nosowego.
  2. Umieść mysz w ramce stereotaktycznej tylko za pomocą nauszników.
    UWAGA: Upewnij się, że nauszniki są równe, a głowa wypoziomowana.
  3. Anteroflex głowę myszy pod kątem 90°, ręcznie prowadząc nos. Aby zabezpieczyć tę pozycję, umieść plastikową barierę między słupkami paska nausznego adaptera myszy, równolegle do słupków. Płaska część czaszki służy jako punkt odniesienia, podobnie jak podejście płaskiej czaszki w konwencjonalnej chirurgii stereotaktycznej.
    UWAGA: Nie należy nadmiernie zginać głowy (tj. poza kąt 90° między płaszczyzną przedniej kości czaszki a płaszczyzną powierzchni stołu), ponieważ utrudnia to przepływ powietrza przez górne drogi oddechowe. Jeśli przepływ powietrza jest utrudniony, zmień położenie myszy, upewniając się, że ciało jest podparte pod tułowiem, a plastikowa karta jest ustawiona pod kątem 90° między płaszczyzną przedniej kości czaszki a płaszczyzną powierzchni stołu, jak opisano w Rysunek 2A,C.
  4. Umieść poduszkę grzewczą pod myszką, a następnie upewnij się, że szyja i reszta ciała są ustawione na tym samym poziomie (tj. pod kątem około 180° lub równolegle do stołu). Skrzynka narzędziowa, w której znajdują się nożyczki sprężynowe, może być użyta do podniesienia ciała do tej pozycji.
    UWAGA: Ten krok jest ważny, ponieważ ogonowy pień mózgu i górny rdzeń szyjny poruszają się w zależności od pozycji, w przeciwieństwie do bardziej rostralnych części OUN, które są utrzymywane na miejscu przez czaszkę.
  5. Wstrzyknąć pojedynczą dawkę 4 mg/kg meloksykamu o spowolnionym uwalnianiu (SR) podskórnie (s.c.) o objętości 2 μl/g masy ciała i nałożyć lubrykant na oczy.
  6. Najpierw oczyść miejsce nacięcia chirurgicznego wacikiem nasączonym 70% alkoholem, następnie padem betadynowym, a następnie ponownie padem nasączonym alkoholem i pozostaw do wyschnięcia.
  7. Umieść zasłonę pod ciałem.
  8. Zdezynfekuj ręce i załóż sterylne rękawiczki.
  9. Umieść serwetę w miejscu operacji.

4. Operacja dostępu do cisterna magna

  1. Upewnij się, że mysz jest odpowiednio znieczulona, szczypiąc palce u nóg lub sprawdzając odruch rogówkowy.
  2. Zmniejszyć stężenie izofluranu do poziomu podtrzymującego (2.0).
  3. Wykonaj 1-1,2 cm nacięcie ostrzem chirurgicznym #10 od krawędzi kości potylicznej w kierunku ramion jednym płynnym ruchem.
  4. Wykonaj nacięcie w szwie linii środkowej mięśnia czworobocznego. To odsłania sparowane mięśnie długie główki.
    UWAGA: U myszy mięsień czworoboczny jest bardzo cienkim, prawie przezroczystym mięśniem. Upewnij się, że pozostajesz w linii środkowej i nie wcinaj się w leżące poniżej mięśnie, ponieważ spowoduje to niepotrzebne krwawienie.
  5. Umieść oba haki zwijacza pomiędzy sparowanymi mięśniami longus capitis, jeden zorientowany w lewo, a drugi w prawo. Ciężar hemostatów zapewnia napięcie haków zwijacza, które można modyfikować poprzez ponowne dostosowanie położenia hemostatów.
  6. Ustaw mikroskop chirurgiczny na miejscu, aby lepiej uwidocznić pole operacyjne.
  7. Użyj kleszczy do laminektomii, aby oddzielić lewy i prawy brzuch sparowanego mięśnia długiego główki, zaczynając od potylicy, gdzie linia środkowa jest dobrze widoczna. Poprowadź kleszcze przez kość potylicy w linii środkowej w dół do miejsca, w którym styka się z oponą twardą cisterny, a następnie kontynuuj przez oponę twardą do atlasu.
    UWAGA: Nie ma potrzeby przecinania sparowanych mięśni longus capitis, ponieważ nic nie trzyma ich razem w linii środkowej; Spowoduje to niepotrzebne krwawienie.
  8. Zmień położenie retraktorów i wyreguluj napięcie, zmieniając położenie hemostatów, otwierając view cisterna magna.
  9. Użyj kleszczy do laminektomii, aby oddzielić mięśnie dalej w linii środkowej, aby uzyskać dobre okno obserwacyjne pnia mózgu i móżdżku.
  10. W razie potrzeby powtarzaj kroki 4.7-4.9, aż móżdżek i pień mózgu pojawią się poniżej opony twardej.
  11. Za pomocą kleszczy do laminektomii oczyść oponę twardą z małych pasm tkanki łącznej, przesuwając kleszcze od linii środkowej w kierunku bocznym, aż do uzyskania wyraźnego widoku pnia mózgu i stworzenia większej przestrzeni bocznej, zgodnie z potrzebami celu.

5. Otwarcie błony cysternalnej

  1. Użyj ustawionych pod kątem kleszczy Dumonta (#4/45), aby chwycić oponę twardą, która rozciąga się od kości potylicznej do atlasu. Chwyć oponę twardą w pobliżu kości potylicznej i użyj nożyczek sprężynowych, aby zrobić mały otwór (~0,5 do 1,5 mm) w oponie twardej.
    UWAGA: W tym rostralnym miejscu przestrzeń między pniem mózgu a leżącą nad nią oponą twardą jest najszersza, zapewniając wystarczająco dużo miejsca na bezpieczną manipulację oponą twardą.
  2. Użyj nożyczek sprężynowych, aby podnieść oponę twardą i dalej ją otworzyć. Rozmiar okna zależy od celu.
    UWAGA: Większe okno będzie potrzebne podczas wykonywania wielu wstrzyknięć wzdłużnych lub wstrzyknięć dwustronnych; Małe okienko będzie wystarczające przy wykonywaniu pojedynczych wstrzyknięć jednostronnych lub w linii środkowej.
  3. Po otwarciu opony twardej spuść nadmiar płynu mózgowo-rdzeniowego za pomocą sterylnej końcówki wskazującej.

6. Identyfikacja punktów orientacyjnych i punktu zerowego

  1. Zobacz grzbietową powierzchnię pnia mózgu ze szczegółowymi punktami orientacyjnymi przez otwartą oponę twardą. Niedosuwka, punkt, w którym kanał centralny otwiera się do komory dożylnej, jest standardowym przednio-tylnym i przyśrodkowym punktem zerowym.

7. Współrzędne celu

UWAGA: Dla różnych celów dołączyliśmy listę standardowych współrzędnych z przednimi tylnymi (AP) i przyśrodkowymi (ML) współrzędnymi względem punktu zerowego bregma i współrzędnymi cisterna magna ze współrzędnymi AP i ML względem węzła punktu zerowego, aby ułatwić przejście między metodologiami (Tabela 1). Współrzędne grzbietowo-brzuszne (DV) są względne w stosunku do powierzchni mózgu lub móżdżku (podejście standardowe) lub powierzchni pnia mózgu lub górnego rdzenia szyjnego (podejście cisterna magna) w punkcie wejścia AP i ML. Planowanie powinno być wykonane przed zabiegiem.

  1. Użyj trzech zestawów współrzędnych, aby określić cel: AP, ML i DV. Ze względu na pozycję głowy, względna orientacja struktur pnia mózgu różni się w zależności od lokalizacji.
    1. Dla odległości docelowej >0,4 mm od ogona do zasuwki (Rysunek 1B, zielony) wykonaj następujące czynności.
      1. AP: Użyj dowolnego standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego (np. Paxinos i Franklin atlas2) lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej, aby oszacować odległość AP między zasuwką a celem.
      2. ML: Użyj dowolnego standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej, aby oszacować odległość ML między zasuwką a celem.
      3. DV: Oszacuj współrzędne względem powierzchni mózgu lub móżdżku w punkcie docelowym AP i ML. Użyj dowolnego standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej, aby oszacować odległość między powierzchnią pnia mózgu o żądanych współrzędnych AP i ML a celem.
    2. Dla odległości docelowej <0,4 mm od ogona do obsuwy (Rysunek 1B, pomarańczowy) wykonaj następujące czynności.
      1. AP: Dostosuj współrzędne, aby uwzględnić przednio-zgięcie pnia mózgu. W przypadku współrzędnych brzusznych i rostralnych punkt wejścia do pnia mózgu AP będzie bardziej ogonowy w stosunku do docelowej współrzędnej AP w płaszczyźnie standardowej.
      2. ML: Wyznacz współrzędne celu ze standardowego stereotaktycznego atlasu referencyjnego lub serii tkanek wyciętych w płaszczyźnie poprzecznej. Współrzędne będą względne w stosunku do wizualizowanej linii środkowej na docelowym poziomie AP.
      3. DV: Oszacuj współrzędne względem powierzchni pnia mózgu w punkcie docelowym AP i ML. Dostosuj DV, aby uwzględnić przednio-zgięcie pnia mózgu. W przypadku współrzędnych brzusznych i rostralnych współrzędne DV będą większe niż odległość od grzbietowej powierzchni pnia mózgu w płaszczyźnie standardowej.

8. Wstrzyknięcie celu

  1. Opuścić pipetę lub strzykawkę do celu za pomocą ramienia stereotaktycznego i wstrzyknąć roztwór, jak w przypadku standardowych podejść stereotaktycznych. Pozostawić na miejscu na 1-5 minut po wstrzyknięciu, aby uniknąć śladu igły w przypadku stosowania objętości od 3 do 50 nL. Następnie podnieść pipetę lub strzykawkę za pomocą ramienia stereotaktycznego.
  2. Powtórz krok 8.1. dla wielu celów.

9. Zamknięcie pola operacyjnego

  1. Ostrożnie usuń haczyki z pola operacyjnego. Sparowane mięśnie longus capitis opadną z powrotem do pozycji neutralnej, całkowicie zakrywając cisterna magna. Nie zamykaj mięśnia czworobocznego i opony twardej w linii środkowej, ponieważ są one zbyt delikatne, aby utrzymać szwy.
  2. Zamknij skórę trzema szwami nylonowymi lub polipropylenowymi (5-0 lub 6-0).

10. Opieka pooperacyjna

  1. Wyłącz izofluran i wyjmij mysz z ramki stereotaktycznej. Umieść mysz w czystej klatce na poduszce grzewczej i obserwuj, aż się obudzi i zacznie się poruszać.
  2. Monitoruj stan zdrowia, wagę i szwy w dniach pooperacyjnych 1-3. Usuń szwy w 10 dniu, jeśli nie zostały jeszcze usunięte.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Dostęp przez cysternę wielką (cisterna magna) umożliwia dotarcie do struktury kaudalnego pnia mózgu i górnego odcinka rdzenia szyjnego, które są trudnodostępne poprzez standardowe podejścia stereotaktyczne lub wykazują niespójność w celowaniu. Operacja umożliwiająca dostęp do cysterny wielkiej wymaga nacięcia skóry, cienkiej warstwy mięśnia czworobocznego oraz otwarcia opony twardej, dzięki czemu jest ona dobrze tolerowana przez myszy. Jest ona szczególnie efektywna i mniej inwazyjna przy targetowaniu wielu miej...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Standardowa chirurgia stereotaktyczna zwykle opiera się na punktach orientacyjnych czaszki w celu obliczenia współrzędnych miejsc docelowych w OUN1. Dostęp do miejsc docelowych jest następnie możliwy przez otwory w zadziorach, które są wiercone w czaszce1. Metoda ta nie jest idealna dla ogonowego pnia mózgu, ponieważ miejsca docelowe znajdują się daleko od punktów orientacyjnych czaszki w płaszczyźnie przednio-tylnej i grzbietowo-brzusznej2,...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez HL095491 R01 NS079623, P01 HL149630 i P01.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Podkładka nasączona alkoholemMed-Vet InternationalSKU: MDS090735Zpreparat skórny do zapobiegania zakażeniom miejsca operowanego
Kleszcze kątowe, Dumont #5/45FST11251-35tylko do chwytania podkładki Dura
BetadineMed-Vet InternationalSKU:PVP-PADpreparat skórny do zapobiegania zakażeniom miejsca operowanego
Podjednostka b, koniugat Alexa Fluor 488/594Thermo Fisher Scientific488: C34775, 594: C22842Fluorescencyjne
maszynki do strzyżeniaWahlModel MC3, 28915-10do golenia futra w miejscu operacyjnym
Uchwyt elektrody z zaciskiem narożnymKopf1770do trzymania szklanej pipety
PrzepływomierzGilmontinstrumenty model # 65 MMdo regulacji przepływu izofluranu i tlenu do myszy na płaszczyźnie operacyjnej
Mikrosfery fluorescencyjne, polistyrenThermo Fisher ScientificF13080Znacznik fluorescencyjny
Poduszka grzewczaStoelting53800Mtermoregulacja
Komora indukcyjna z zestawem do podłączenia portuMidmark Inc93805107 92800131komora zapewniająca wstępne znieczulenie
Strzykawka insulinowaExelint International26028do podawania soli fizjologicznej i przeciwbólowej
IsofluraneMed-Vet InternationalSKU:RXISO-250wziewny środek znieczulający
Waporyzator Isoflurane Matrix VIP 3000Midmark Inc91305430aparat do podawania wziewnego środka znieczulającego
Kleszcze do laminektomii, Dumont #2FST11223-20tylko do czyszczenia opony twardej
Powietrze medyczne, sprężoneLindeUN 1002używany ze stymulatorem i PicoPump do dostarczania powietrza do precyzyjnego wstrzykiwania roztworu
Meloxicam SRZoo Pharm LLCLot # MSR2-211201przeciwbólowa
mikrohematokryt szkło borokrzemianowe wstępnie skalibrowana rurka kapilarnaGlobe Scientific Inc51628do transfekcji materiału do wyznaczonych współrzędnych
Adapter myszyStoelting0051625  Adaptacja ramy stereotaktycznej szczura do chirurgii myszy
Uchwyt na igłę, Student Halsted- Mosquito HemostatsFST91308-12do szycia
Regulator tlenuProdukty do podtrzymywania życiaS / N 909328, dużo 092109regulować poziom tlenu ze zbiornika tlenu
Butla tlenu, sprężonaLindeUSP UN 1072dostarczana wraz ze znieczuleniem izofluranem
Karta plastikowanie DotyczyNie dotyczydowolna twarda karta plastikowa, przycięta tak, aby pasowała do ramy stereotaktycznej (np. dowód osobisty)
Pneumatyczna pompa PicoPump (lub podobna)World Precision Instruments (WPI)SYS-PV820Do precyzyjnego wstrzykiwania roztworu
Sól fizjologiczna, sterylnaSprzęt medyczny na zboczu góryH04888-10do uzupełnienia płynów ustrojowych utraconych podczas operacji
Rękojeść skalpela, #3FST10003-12do trzymaj skalpel
Nożyczki, WagnerFST14070-12do cięcia szwów polipropylenowych
Nożyczki sprężynowe, Vannas 2,5 mm z dołączonym pudełkiemFST15002-08nożyczki tylko do otwierania opony twardej, pudełko do podnoszenia ciała
Stereotaktyczny mikromanipulatorKopf1760-61przymocowany do uchwytu elektrody w celu regulacji pozycji na podstawie współrzędnych
Stereotaktyczny zespół ramy "U" i wewnątrzkomórkowa płyta podstawyRama Kopf1730-B, 1711do operacji
Sterylne aplikatory z bawełnianą końcówkąPuritan25-806 10WCwchłaniające krew z pola operacyjnego
Sterylne obłożenia bez okienSchein9004686do sterylnego pola operacyjnego
Sterylna maść okulistycznaPuralubeP1490do okularu
stymulator smaru i RurkiTrawa Instrumenty medyczneS44zapewniające kontrolowane powietrze do precyzyjnego wstrzykiwania roztworu
Ostrze chirurgiczne #10Med-Vet InternationalSKU: 10SSdo nacięcia skóry
Kleszcze chirurgiczne, bardzo cienkie GraefeFST11153-10do przytrzymywania skóry
Rękawice chirurgiczneMed-Vet InternationalMSG2280Zdo chirurgii
sceptykówMikroskop chirurgicznyLeicaModel M320 / F12do powiększenia pola operacyjnego 5X-40X
Szew 5-0 polipropylenOasisMV-8661do zamknięcia skóry
Tegaderm3M3M ID 70200749250zapewnia sterylną barierę
Uniwersalny zacisk i słupekstojący Kopf1725przymocowany do stereotaktycznej ramy U i wewnątrzkomórkowej płyty podstawy
Hak do nawijania z hemostatyki hartmanaFST18200-09, 13003-10do oddzielenia mięśni i zapewnienia okna operacyjnego
Henry

Bibliografia

  1. JoVE. Rodent Stereotaxic Surgery. JoVE Science Education Database. , Neuroscience (2021).
  2. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , Academic Press. (2001).
  3. Lein, E. S., et al. Genome-wide atlas of gene expression in the adult mouse brain. Nature. 445 (7124), 168-176 (2007).
  4. Rangarajan, J. R., et al. Image-based in vivo assessment of targeting accuracy of stereotactic brain surgery in experimental rodent models. Scientific Reports. 6 (1), 38058(2016).
  5. Blasiak, T., Czubak, W., Ignaciak, A., Lewandowski, M. H. A new approach to detection of the bregma point on the rat skull. Journal of Neuroscience Methods. 185 (2), 199-203 (2010).
  6. Popesko, P., Rajtova, V., Horak, J. A Colour Atlas of the Anatomy of Small Laboratory Animals, Volume 2: Rat, Mouse and Golden Hamster. 2, Wolfe Publishing Ltd. (1992).
  7. Allen Mouse Brain Atlas. Allen Institute for Brain Science. , Available from: https://mouse.brain-map.org/experiment/thumbnails/100042147?image_type=atlas (2004).
  8. Vanderhorst, V. G. J. M. Nucleus retroambiguus-spinal pathway in the mouse: Localization, gender differences, and effects of estrogen treatment. The Journal of Comparative Neurology. 488 (2), 180-200 (2005).
  9. Yokota, S., Kaur, S., VanderHorst, V. G., Saper, C. B., Chamberlin, N. L. Respiratory-related outputs of glutamatergic, hypercapnia-responsive parabrachial neurons in mice. Journal of Comparative Neurology. 523 (6), 907-920 (2015).
  10. Anselmi, C., et al. Ultrasonographic anatomy of the atlanto-occipital region and ultrasound-guided cerebrospinal fluid collection in rabbits (Oryctolagus cuniculus). Veterinary Radiology & Ultrasound. 59 (2), 188-197 (2018).
  11. Herbert, H., Moga, M. M., Saper, C. B. Connections of the parabrachial nucleus with the nucleus of the solitary tract and the medullary reticular formation in the rat. The Journal of Comparative Neurology. 293 (4), 540-580 (1990).
  12. Vanderhorst, V. G., Holstege, G. Caudal medullary pathways to lumbosacral motoneuronal cell groups in the cat: evidence for direct projections possibly representing the final common pathway for lordosis. The Journal of Comparative Neurology. 359 (3), 457-475 (1995).
  13. Vanderhorst, V. G., Terasawa, E., Ralston, H. J., Holstege, G. Monosynaptic projections from the nucleus retroambiguus to motoneurons supplying the abdominal wall, axial, hindlimb, and pelvic floor muscles in the female rhesus monkey. The Journal of Comparative Neurology. 424 (2), 233-250 (2000).
  14. Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (50), 21848-21853 (2010).
  15. Krashes, M. J., et al. Rapid, reversible activation of AgRP neurons drives feeding behavior in mice. The Journal of Clinical Investigation. 121 (4), 1424-1428 (2011).
  16. Ganchrow, D., et al. Nucleus of the solitary tract in the C57BL/6J mouse: Subnuclear parcellation, chorda tympani nerve projections, and brainstem connections. The Journal of Comparative Neurology. 522 (7), 1565-1596 (2014).
  17. Ung, K., Arenkiel, B. R. Fiber-optic implantation for chronic optogenetic stimulation of brain tissue. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (68), e50004(2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Chirurgia stereotaksycznapodej cie przez cystern wielkg rny odcinek rdzenia szyjnegotechnika mikrowstrzykiwaniapunkty orientacyjne pnia m zguostoneurochirurgia myszyj dro j zykaprzy rodkowo brzuszna cz rdzenia przed u onego

Powiązane artykuły