Artykuł metodologiczny

Modelowanie krwotoku śródkomorowego noworodka poprzez dokomorowe wstrzyknięcie hemoglobiny

DOI:

10.3791/63345

⸱

25 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, University of Kentucky, 2Department of Pediatric Surgery, University of Texas, 3Department of Neurological Surgery, Washington University in St. Louis School of Medicine, 4Department of Orthopedic Surgery, Washington University in St. Louis School of Medicine, 5Department of Pediatrics, Washington University in St. Louis School of Medicine

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Prezentujemy model krwotoku wewnątrzkomorowego u noworodków na szczurzych szczeniętach, który naśladuje patologię obserwowaną u ludzi.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Noworodkowy krwotok wewnątrzkomorowy (IVH) jest częstą konsekwencją przedwczesnego porodu i prowadzi do uszkodzenia mózgu, wodogłowia pokrwotocznego (PHH) i deficytów neurologicznych na całe życie. Chociaż PHH można leczyć za pomocą tymczasowych i stałych procedur przekierowania płynu mózgowo-rdzeniowego (CSF) (odpowiednio zbiornik komorowy i zastawka komorowo-otrzewnowa), nie ma strategii farmakologicznych zapobiegających lub leczących uszkodzenia mózgu i wodogłowie wywołane zapłodnieniem in vitro. Modele zwierzęce są potrzebne, aby lepiej zrozumieć patofizjologię IVH i przetestować leczenie farmakologiczne. Chociaż istnieją modele IVH u noworodków, te, które niezawodnie prowadzą do wodogłowia, są często ograniczone koniecznością wstrzykiwań o dużej objętości, co może komplikować modelowanie patologii lub wprowadzać zmienność w obserwowanym fenotypie klinicznym.

Ostatnie badania kliniczne wykazały, że hemoglobina i ferrytyna powodują powiększenie komór po IVH. Tutaj opracowujemy prosty model zwierzęcy, który naśladuje kliniczny fenotyp PHH, wykorzystując małe objętościowe wstrzyknięcia dokomorowe produktu rozpadu krwi, hemoglobiny. Oprócz niezawodnego wywoływania powiększenia komór i wodogłowia, model ten powoduje uszkodzenie istoty białej, stan zapalny i infiltrację komórek odpornościowych w obszarach okołokomorowych i istoty białej. W niniejszej pracy opisano tę klinicznie istotną, prostą metodę modelowania IVH-PHH u noworodków szczurów przy użyciu iniekcji dokomorowej i przedstawiono metody ilościowego określania wielkości komór po wstrzyknięciu.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Noworodkowe IVH wywodzi się z macierzy rozrodczej, miejsca szybkiego podziału komórek, które przylega do bocznych komór rozwijającego się mózgu. Ta wysoce unaczyniona struktura jest podatna na niestabilność hemodynamiczną związaną z przedwczesnym porodem. Krew jest uwalniana do komór bocznych w krwotoku z macierzy rozrodczej (GMH)-IVH, gdy pękają kruche naczynia krwionośne w macierzy rozrodczej. W przypadku IVH stopnia IVH okołokomorowy zawał krwotoczny może również przyczyniać się do uwalniania produktów krwiopochodnych w obrębie mózgu. 1 Kombinacja GMH-IVH może powodować PHH, szczególnie po dużym krwotoku (stopnie III i IV)1. PHH można leczyć poprzez założenie zastawki komorowo-otrzewnowej, ale umieszczenie zastawki nie odwraca uszkodzenia mózgu, które może wystąpić w wyniku IVH. Chociaż współczesna intensywna terapia noworodków obniżyła wskaźniki IVH2, 3, nie ma konkretnych metod leczenia uszkodzenia mózgu lub wodogłowia spowodowanego IVH po jego wystąpieniu. Istotnym ograniczeniem w opracowywaniu metod leczenia zapobiegawczego uszkodzeń mózgu wywołanych zapłodnieniem in vitro i PHH jest niepełne zrozumienie patofizjologii zapłodnienia in vitro.

Ostatnio wykazano, że wczesne poziomy hemoglobiny produktu rozpadu krwi w płynie mózgowo-rdzeniowym są związane z późniejszym rozwojem PHH u noworodków z wysokim stopniem IVH4. Co więcej, poziomy płynu mózgowo-rdzeniowego białek szlaku przenoszenia żelaza - hemoglobiny, ferrytyny i bilirubiny - są związane z wielkością komór w noworodkowym IVH. Wykazano to również w wieloośrodkowej kohorcie niemowląt z wcześniakami PHH, gdzie wyższe poziomy ferrytyny w płynie mózgowo-rdzeniowym były związane z większym rozmiarem komory5.

W tym badaniu opracowaliśmy klinicznie istotny model uszkodzenia mózgu i wodogłowia wywołanego IVH, wykorzystując wstrzyknięcie hemoglobiny do komór mózgu, co pozwala na ilościowe określenie uszkodzenia mózgu i PHH oraz testowanie nowych strategii terapeutycznych (Rysunek 1)6, 7. Ten model IVH wykorzystuje nowonarodzone młode szczurów, które są poddawane znieczuleniu ogólnemu na czas zabiegu. Na skórze głowy wykonuje się nacięcie w linii środkowej, a współrzędne wyprowadzone z punktów orientacyjnych czaszki - bregma lub lambda - są używane do celowania w boczne komory do wstrzyknięcia. Powolne wstrzykiwanie za pomocą pompy infuzyjnej dostarcza hemoglobinę do komory. Protokół ten jest łatwy w użyciu, wszechstronny i może modelować różne składniki IVH, które skutkują PHH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

UWAGA: Wszystkie protokoły dotyczące zwierząt zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt instytucji. Szczegółowe informacje na temat wszystkich materiałów, odczynników, sprzętu i oprogramowania użytego w tym protokole można znaleźć w Tabeli materiałów.

1. Przygotowanie roztworów hemoglobiny i płynu mózgowo-rdzeniowego

  1. Przygotować sterylny sztuczny roztwór płynu mózgowo-rdzeniowego (aCSF), dodając 500 μl roztworu aCSF do mikroprobówki o pojemności 1,5 ml i przechowywać na lodzie.
  2. Przygotować sterylny roztwór hemoglobiny o stężeniu 150 mg/ml, dodając 75 mg hemoglobiny do 500 μl aCSF w mikroprobówce o pojemności 1,5 ml i przechowywać na lodzie.

2. Przygotowanie zwierzęcia do wstrzyknięcia

  1. Ustaw poduszkę grzewczą na średnie ustawienie, aby utrzymać temperaturę ciała szczura.
  2. Znieczulenie szczurów w 4. dobie porodowej (P4) w komorze indukcyjnej wypełnionej 3% izofluranem.
    UWAGA: Potwierdź wystarczające znieczulenie, stosując reakcję na szczypanie palca/ogona co 15 minut. Monitoruj znieczulenie z wizualną obserwacją koloru tkanek, temperatury ciała i częstości oddechów.
  3. Znieczulonemu szczurowi należy podać środek przeciwbólowy za pomocą podskórnego wstrzyknięcia karprofenu w dawce 5 mg/kg.
  4. Umieścić znieczulonego szczura leżącego w aparacie stereotaktycznym z nosem umieszczonym w adapterze anestezjologicznym ze stałym przepływem 1,5% izofluranu.
  5. Dokręć niepękające pręty uszne na zewnętrznym przewodzie słuchowym, aby zabezpieczyć głowę.
    UWAGA: Zastosuj maść weterynaryjną, aby oczy były nawilżone, jeśli oczy są otwarte w wieku wstrzyknięcia.
  6. Wyczyść głowę, na przemian sterylnymi aplikatorami z bawełnianą końcówką nasączonymi betadyną i 70% etanolem.
    1. Przyłóż aplikator nasączony betadyną do środka skóry głowy i rozprowadź betadynę okrężnymi ruchami, przesuwając się na zewnątrz.
    2. Powtórzyć krok 2.6.1.1 z aplikatorem nasączonym etanolem.
    3. Powtórz krok 2.6.1.1 i krok 2.6.1.2 3x.
  7. Zastosuj sterylną serwetę chirurgiczną, aby chronić pole operacyjne.
  8. Za pomocą sterylnego skalpela wykonaj 0,3 cm nacięcie pionowo w dół środka głowy, aby odsłonić bregmę czaszki.
    UWAGA: W przypadku wstrzykiwania z lambdy, należy odsłonić lambdę czaszki zamiast bregmy.
  9. Użyj sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką, aby wysuszyć obszar.

3. Konfiguracja wtryskiwacza stereotaktycznego

  1. Pobrać roztwór hemoglobiny przygotowany w kroku 1.2 do sterylnej strzykawki o pojemności 0,3 ml z igłą 30G i umieścić strzykawkę w stereotaktycznym systemie wstrzykiwań.
    UWAGA: W przypadku generowania warunków kontrolnych należy pobrać roztwór płynu mózgowo-rdzeniowego przygotowany w kroku 1.1 do sterylnej strzykawki o pojemności 0,3 ml i postępować zgodnie z protokołem.
  2. Włącz interfejs wtryskiwacza stereotaktycznego i kliknij przycisk Konfiguracja, aby wprowadzić ustawienia głośności i szybkości wtrysku.
    1. Kliknij Głośność i ustaw głośność na 20 000 nL (20 μL).
    2. Kliknij Szybkość infuzji i ustaw szybkość na 8 000 nL/min (8 μL/min).
  3. Wyjdź z konfiguracji, klikając przycisk Resetuj pos.
  4. Przepłucz końcówkę igły, klikając przycisk Zaparzanie, aż na końcu igły pojawi się mała kulka roztworu hemoglobiny.
  5. Delikatnie odsączyć roztwór hemoglobiny z końcówki igły za pomocą sterylnego aplikatora z bawełnianą końcówką.

4. Wstrzyknięcie zwierzęcia

  1. Ustaw bregma jako zero w stereotaktycznym systemie wstrzykiwaczy, regulując przyśrodkowo-boczne i przednio-tylne położenie strzykawki przed opuszczeniem końcówki przepłukanej igły strzykawki, aby delikatnie dotknąć czaszki na bregmie.
    UWAGA: W przypadku wstrzykiwania z wyrażenia lambda należy ustawić wartość lambda na zero.
  2. Zidentyfikuj współrzędne wyboru.
    1. W przypadku wstrzykiwania z bregmy, u szczurów P4 opisanych tutaj, należy użyć 1,5 mm bocznej, 0,4 mm przedniej i 2,0 mm głębokości od bregma.
    2. W przypadku wstrzykiwania z lambdy należy użyć następujących współrzędnych dla szczurów P4: 1,1 mm boczny, 4,6 mm z przodu i 3,3 mm głębokości od lambda.
  3. Podnieś igłę strzykawki 1 cm nad czaszkę, aby oczyścić skórę głowy. Gdy strzykawka zostanie podniesiona, przystąp do ustawiania współrzędnych przyśrodkowo-bocznych i przednio-tylnych.
  4. Opuścić igłę strzykawki, aby delikatnie dotknąć czaszki. Sprawdź, czy igła dotyka czaszki.
  5. Ustaw współrzędną grzbietowo-brzuszną w okresie 30 sekund.
    UWAGA: Podczas ustawiania współrzędnej grzbietowo-brzusznej igła przebije czaszkę. Należy dołożyć starań, aby strzykawka przeszła przez czaszkę bez deformacji czaszki. Deformacji czaszki unika się, powoli wycofując igłę wzdłuż współrzędnej grzbietowo-brzusznej, jeśli wystąpi deformacja, a następnie umieszczając igłę z powrotem wzdłuż tej samej trajektorii. Dzięki temu igła przechodzi przez otwór w czaszce z mniejszą siłą i bez deformacji.
  6. W interfejsie wtryskiwacza stereotaktycznego kliknij przycisk Uruchom, aby rozpocząć wstrzykiwanie.
  7. Po zakończeniu wstrzykiwania należy pozostawić igłę strzykawki na miejscu na 2 minuty, aby zminimalizować cofanie się roztworu.
  8. Powoli wyjmować strzykawkę wzdłuż współrzędnej grzbietowo-brzusznej przez 2 minuty, aż końcówka igły znajdzie się 2 cm nad skórą głowy.
  9. Obróć ramię wtryskiwacza stereotaktycznego z dala od pola operacyjnego.

5. Opieka pooperacyjna

  1. Zamknij skórę głowy szwem monofilamentowym 6-0. Wykonaj jeden prosty przerywany szew w środku nacięcia o długości 0,3 cm.
  2. Wyjmij szczeniaka ze znieczulenia i umieść go w bezpiecznym miejscu na poduszce grzewczej.
  3. Zwróć gryzonia do klatki domowej, aby wyzdrowiał po znieczuleniu pod opieką jego matki.
    UWAGA: Terminowy powrót do opieki nad zaporą zmniejsza wczesną śmiertelność pooperacyjną.
  4. Monitoruj zwierzęta pod kątem znieczulenia przez utratę odruchu prostującego co godzinę po operacji przez 3 godziny.
  5. Monitoruj zwierzęta codziennie przez 7 dni pod kątem normalnej aktywności, spożycia pokarmu i przyrostu masy ciała. Monitoruj miejsce nacięcia pod kątem gojenia się rany, zamykania i ponownego pojawienia się sierści w miejscu operacji.
    UWAGA: W rzadkich przypadkach, gdy podczas monitorowania obserwuje się zmiany neurologiczne, takie jak drgawki, depresja centralna lub zmniejszony apetyt, należy poddać zwierzę eutanazji za pomocą perfuzji wewnątrznaczyniowej lub zwichnięcia szyjki macicy w znieczuleniu.
  6. Aby zapobiec infekcji po zamknięciu szwu i gojeniu się rany, należy zastosować miejscowy potrójny antybiotyk w miejscu nacięcia.

6. Akwizycja i kwantyfikacja MRI

  1. Wykonaj rezonans magnetyczny na skanerze małych zwierząt o masie 4,7 T lub 9,4 T.
  2. Ustaw poduszkę grzewczą na średnie ustawienie, aby utrzymać temperaturę ciała szczura.
  3. Wywołać znieczulenie w komorze za pomocą 3% izofluranu.
    UWAGA: Potwierdź wystarczające znieczulenie, stosując reakcję na szczypanie palca/ogona co 15 minut. Monitoruj znieczulenie z wizualną obserwacją koloru tkanek, temperatury ciała i częstości oddechów.
  4. Umieścić znieczulonego szczura w pozycji leżącej w rezonansie magnetycznym z nosem umieszczonym w adapterze do znieczulenia ze stałym przepływem 1,5% izofluranu.
  5. Wykonaj obrazowanie T2-zależne, wybierając sekwencję szybkiego echa wirowego T2-ważonego.
    1. W przypadku korzystania ze skanera MRI 4,7 T wprowadź następujące parametry do oprogramowania MRI: czas powtarzania = 3 000 ms, czas echa = 27,50 ms, liczba średnich = 3, pole widzenia = 18,0 mm x 18,0 mm, matryca = 128 x 128, liczba warstw osiowych = 24, grubość = 0,50 mm.
    2. W przypadku korzystania ze skanera MRI 9,4 T wprowadź następujące parametry do oprogramowania MRI: czas powtarzania = 5 000 ms, czas echa = 66,00 ms, odstępy między echami = 16,50 ms, liczba średnich = 2, powtórzenia = 1, rzadki czynnik = 8, pole widzenia = 16,0 mm x 16,0 mm, matryca = 256 x 256, liczba warstw osiowych = 32, grubość = 0,50 mm.
  6. Kliknij przycisk Kontynuuj, aby rozpocząć sekwencję.

7. Przetwarzanie i analiza obrazu

  1. Użyj natywnych danych ważonych T2 do analizy objętości mózgu. Użyj oprogramowania do segmentacji, aby ręcznie wyznaczyć komory boczne6. Kliknij Tryb pędzla i wybierz kwadratowy styl pędzla. Dostosuj rozmiar pędzla do 1. Kliknij Inspektor układu i wybierz widok osiowy. Kliknij przycisk Powiększenie, aby dopasować. Umieść kursor na obrazie; Śledź i wypełniaj przestrzeń komory bocznej.
  2. Kliknij Segmentacja na pasku narzędzi | Objętość i statystyki, aby wyświetlić woluminy podzielone na segmenty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Sukces iniekcji został potwierdzony środkami radiologicznymi i immunohistochemicznymi. Zwierzęta, które poddały się wstrzyknięciu hemoglobiny, rozwinęły umiarkowaną ostrą powiększenie komór podczas oceny za pomocą MRI (Figura 2A), ze znacznie większymi komorami bocznymi po 24 godzinach i 72 godzinach po wstrzyknięciu hemoglobiny w porównaniu ze zwierzętami, którym wstrzyknięto CSF (Figura 2B, C). Chociaż nie było znaczącej różnicy w objętości komory bocznej między ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ten model IVH wykorzystujący wstrzyknięcie hemoglobiny pozwala na badanie patologii IVH, w której pośredniczy hemoglobina. W przypadku badań uzupełniających hemoglobina może być również łatwo dostarczana in vitro i nie myli testów biochemicznych dla białek wytwarzanych przez mikroglej / makrofagi, które są obecne we krwi pełnej.

Wiodące teorie IVH-PHH obejmują mechaniczne utrudnienie krążenia płynu mózgowo-rdzeniowego, rozerwanie rzęsek wyściełających ściany wyściółki, stan zapalny, z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

JMS otrzymał dofinansowanie od NIH/NINDS R01 NS110793 i K12 (Neurosurgeon Research Career Development Program). BAM otrzymał dofinansowanie od NIH/NINDS K08 NS112580-01A1, University of Kentucky Neuroscience Research Priority Area Award oraz Hydrocephalus Association Innovator Award.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka insulinowa 0,3 mlBD Microfine + Strzykawka insulinowa230-45330,3-0,5 ml syntezatorki będą działać
Mikroprobówka 1,5 mlUSA Scientific1615-5500Nr partii K194642H -3 511
4,7T Rezonans magnetycznyAgilent/Varian4,7T/33 cmAgilent/Varian DirectDrive 4,7-T (200-MHz) system MRI
6-0 szew monofilamentowyETHICON667G
9,4T MRIBrukerBioSpec 94/20Używany w tym protokole bez kriosondy
Waga analitycznaCCURIS InstrumentsW3200-320
Sztuczny płyn mózgowo-rdzeniowy (aCSF)Tocris Bioscience3525Nr partii: 72A
BetadinePurdue Products L.P.301005-00NDC 67618-150-09
Karprofen (do wstrzykiwań)Zoetis Inc. PI 4019448Rimadyl
EthanolDecon Laboratories2701
Poduszka grzewczaSunbeamE12107-819UL 612A, Z-1228-001
HemoglobinaMP Biomedicals100714NR PARTII SR02321
IsofluranePiramal Critical CareNDC 66794-017-25
Waporyzator izofluranowyVETEQUIP911103
Światło do instalacji stereotaktycznejBranże Dolan-JennerFiber-Lite MI-150
Pompa strzykawkowa do mikroiniekcjiWorld Precision InstrumentsMICRO21Serial 184034 T08K
Oprogramowanie MRIBruker BioSpinParavision 360 3.2
TlenAirgas Opieka zdrowotnaUN1072NUMER PARTII S1432080XA02
SzczurySprague DawleyCharles River LaboratoriesKod szczepu: 001
Instrument stereotaktycznyKOPF InstumentsModel 900LS Lazy Susan
Sterylny aplikator z bawełnianą końcówkąFischerbrand23-400-118
Ostrze chirurgicznecovetrus#10
Miejscowy potrójny antybiotykMaść z potrójnym antybiotykiemNDC 51672-2120-1
Oprogramowanie do oznaczania ilościowego objętości komórITK-SNAPITK-SNAP 4.0.0 beta

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Robinson, S. Neonatal posthemorrhagic hydrocephalus from prematurity: Pathophysiology and current treatment concepts: A review. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 9 (3), (2012).
  2. Hasselager, A. B., Børch, K., Pryds, O. A. Improvement in perinatal care for extremely premature infants in Denmark from. Danish Medical Journal. 63 (1), to (1994).
  3. Johnston, P. G., Gillam-Krakauer, M., Fuller, M. P., Reese, J. Evidence-Based Use of Indomethacin and Ibuprofen in the Neonatal Intensive Care Unit. Clinics in Perinatology. 39 (1), (2012).
  4. Mahaney, K. B., Buddhala, C., Paturu, M., Morales, D., Limbrick, D. D., Strahle, J. M. Intraventricular Hemorrhage Clearance in Human Neonatal Cerebrospinal Fluid: Associations with Hydrocephalus. Stroke. , (2020).
  5. Strahle, J. M., et al. Longitudinal CSF Iron Pathway Proteins in Posthemorrhagic Hydrocephalus: Associations with Ventricle Size and Neurodevelopmental Outcomes. Annals of Neurology. 90 (2), (2021).
  6. Strahle, J. M., et al. Role of Hemoglobin and Iron in hydrocephalus after neonatal intraventricular hemorrhage. Neurosurgery. 75 (6), (2014).
  7. Garton, T. P., He, Y., Garton, H. J. L., Keep, R. F., Xi, G., Strahle, J. M. Hemoglobin-induced neuronal degeneration in the hippocampus after neonatal intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1635, (2016).
  8. SNAP Tutorial and User’s Manual. , Medtext, Inc.. Hinsdale (IL). Available from: http://www.itksnap.org/docs/fullmanual.php (2022).
  9. Goulding, D. S., Caleb Vogel,, Gensel, R., Morganti, J. C., Stromberg, J. M., Miller, A. J., A, B. Acute brain inflammation, white matter oxidative stress, and myelin deficiency in a model of neonatal intraventricular hemorrhage. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 26 (6), (2020).
  10. Strahle, J., Garton, H. J. L., Maher, C. O., Muraszko, K. M., Keep, R. F., Xi, G. Mechanisms of Hydrocephalus After Neonatal and Adult Intraventricular Hemorrhage. Translational Stroke Research. 3, (2012).
  11. Jinnai, M., et al. A Model of Germinal Matrix Hemorrhage in Preterm Rat Pups. Frontiers in Cellular Neuroscience. 14, (2020).
  12. Georgiadis, P., et al. Characterization of acute brain injuries and neurobehavioral profiles in a rabbit model of germinal matrix hemorrhage. Stroke. 39 (12), (2008).
  13. Cherian, S. S., Love, S., Silver, I. A., Porter, H. J., Whitelaw, A. G. L., Thoresen, M. Posthemorrhagic ventricular dilation in the neonate: Development and characterization of a rat model. Journal of Neuropathology and Experimental Neurology. 62 (3), (2003).
  14. Balasubramaniam, J., Xue, M., Buist, R. J., Ivanco, T. L., Natuik, S., del Bigio,, R, M. Persistent motor deficit following infusion of autologous blood into the periventricular region of neonatal rats. Experimental Neurology. (1), (2006).
  15. Volpe, J. J. Brain injury in premature infants: a complex amalgam of destructive and developmental disturbances. The Lancet Neurology. 8 (1), (2009).
  16. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), (1979).
  17. Craig, A., et al. Quantitative analysis of perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Experimental Neurology. 181 (2), (2003).
  18. Lodygensky, G. A., Vasung, L., Sv Sizonenko,, Hüppi, P. S. Neuroimaging of cortical development and brain connectivity in human newborns and animal models. Journal of Anatomy. 217 (4), (2010).
  19. Dean, J. M., et al. Strain-specific differences in perinatal rodent oligodendrocyte lineage progression and its correlation with human. Developmental Neuroscience. 33 (34), (2011).
  20. Engelhardt, B. Development of the blood-brain barrier. Cell and Tissue Research. 314 (1), (2003).
  21. Daneman, R., Zhou, L., Kebede, A. A., Barres, B. A. Pericytes are required for bloodĝ€"brain barrier integrity during embryogenesis. Nature. 468 (7323), (2010).
  22. Alles, Y. C. J., Greggio, S., Alles, R. M., Azevedo, P. N., Xavier, L. L., DaCosta, J. C. A novel preclinical rodent model of collagenase-induced germinal matrix/intraventricular hemorrhage. Brain Research. 1356, (2010).
  23. Christian, E. A., et al. Trends in hospitalization of preterm infants with intraventricular hemorrhage and hydrocephalus in the United States. Journal of Neurosurgery: Pediatrics. 17 (3), 2000-2010 (2016).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Iniekcja hemoglobinywodog owie pokrwotocznemodel zwierz cypowi kszenie kom ruszkodzenie istoty bia ejiniekcja stereotaktycznaobrazowanie m zgu MRIinfiltracja kom rek odporno ciowychaktywacja astrocyt w

Powiązane artykuły