Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Ocena terapeutyczna przeszczepu mikrobioty kałowej w mysim modelu z niedoborem interleukiny 10

3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63350

⸱

6 kwietnia 2022

 ,  ,  , 
1Division of Gastroenterology, Department of Internal Medicine, University of Texas Medical Branch at Galveston, 2Department of Gastroenterology, Xiangya Hospital of Central South University

W tym artykule

Podsumowanie

Interakcja genetycznej podatności, odporności błony śluzowej i mikroekologicznego środowiska jelitowego jest zaangażowana w patogenezę nieswoistego zapalenia jelit (IBD). W tym badaniu zastosowaliśmy przeszczep mikrobioty kałowej myszom z niedoborem IL-10 i zbadaliśmy jej wpływ na zapalenie okrężnicy i czynność serca.

Streszczenie

Wraz z rozwojem mikroekologii w ostatnich latach, związek między bakteriami jelitowymi a nieswoistymi zapaleniami jelit (IBD) przyciągnął znaczną uwagę. Coraz więcej dowodów sugeruje, że mikrobiota dysbiotyczna odgrywa aktywną rolę w wyzwalaniu lub pogarszaniu procesu zapalnego w IBD oraz że przeszczep mikrobioty kałowej (FMT) jest atrakcyjną strategią terapeutyczną, ponieważ przeniesienie zdrowej mikrobioty do pacjenta z IBD może przywrócić odpowiednią komunikację między gospodarzem a mikrobiotą. Jednak mechanizmy molekularne są niejasne, a skuteczność FMT nie została zbyt dobrze ustalona. W związku z tym konieczne są dalsze badania na zwierzęcych modelach IBD. W tej metodzie zastosowaliśmy FMT od myszy C57BL / 6J typu dzikiego do myszy z niedoborem IL-10, szeroko stosowanego mysiego modelu zapalenia jelita grubego. Badanie koncentruje się na zbieraniu granulek kału od myszy dawców, wytwarzaniu roztworu/zawiesiny kałowej, podawaniu roztworu kałowego i monitorowaniu choroby. Odkryliśmy, że FMT znacząco złagodził upośledzenie czynności serca u myszy z nokautem IL-10, podkreślając jego potencjał terapeutyczny w leczeniu IBD.

Wprowadzenie

Mikroekosystem jelitowy człowieka jest niezwykle złożony, z ponad 1000 gatunków bakterii w jelicie zdrowej osoby1. Flora jelitowa bierze udział w utrzymaniu prawidłowych funkcji fizjologicznych jelit i odpowiedzi immunologicznej oraz ma nierozerwalny związek z organizmem człowieka. Coraz więcej dowodów sugeruje, że mikrobiom jelitowy stanowi ostatni ludzki narząd, który jest częścią ludzkiego ciała, a nie tylko grupą pasożytów2. "Zdrowa" symbioza między mikrobiotą jelitową, jej metabolitami a układem odpornościowym gospodarza, która powstała we wczesnym okresie życia, ma kluczowe znaczenie dla utrzymania homeostazy jelit. W niektórych nieprawidłowych stanach, takich jak przewlekłe zapalenie, zmiany w wewnętrznym i zewnętrznym środowisku organizmu poważnie zaburzają homeostazę jelit, powodując utrzymujący się brak równowagi społeczności mikrobiologicznej jelit, zwany dysbiozą3. W rzeczywistości narażenie na wiele czynników środowiskowych, w tym dietę, leki i patogeny, może prowadzić do zmian w mikrobiocie.

Dysbioza jest związana z patogenezą różnych chorób jelit, takich jak nieswoiste zapalenie jelit (IBD), zespół jelita drażliwego (IBS) i rzekomobłoniaste zapalenie jelit, a także rosnącą listę zaburzeń pozajelitowych, w tym chorób układu krążenia, otyłości i alergii4. Profilowanie mikrobioty wykazało, że pacjenci z IBD mają dramatyczny spadek różnorodności bakteryjnej, a także wyraźne zmiany w populacjach niektórych określonych szczepów bakteryjnych5,6. Badania te wykazały mniej Lachnospiraceae i Bacteroidetes, ale więcej Proteobacteria i Actinobacteria u pacjentów z IBD. Uważa się, że patogeneza IBD jest związana z różnymi czynnikami chorobotwórczymi, w tym nieprawidłową florą jelitową, rozregulowaną odpowiedzią immunologiczną, wyzwaniami środowiskowymi i wariantami genetycznymi7. Liczne dowody sugerują, że bakterie jelitowe odgrywają rolę w fazie inicjacji i stosowania IBD8,9, co wskazuje, że korygowanie dysbiozy jelitowej może stanowić nowatorskie podejście do terapii i/lub leczenia podtrzymującego IBD.

Prototyp przeszczepu mikrobioty kałowej (FMT) rozpoczął się w starożytnych Chinach10. W 1958 roku dr Eiseman i jego koledzy z powodzeniem wyleczyli cztery przypadki ciężkiego rzekomobłoniastego zapalenia jelit kałem od zdrowych dawców za pomocą lewatywy, otwierając nowy rozdział we współczesnej medycynie zachodniej wykorzystującej ludzki kał do leczenia chorób ludzkich11. Stwierdzono, że zakażenie Clostridium difficile (CDI) jest główną przyczyną rzekomobłoniastego zapalenia jelit12, a FMT jest wysoce skuteczne w leczeniu CDI. W ciągu ostatnich ośmiu lat FMT stała się standardową terapią w leczeniu nawracających CDI13, co skłoniło do dalszych badań nad rolą FMT w innych zaburzeniach, takich jak IBD. W ciągu ostatnich dwudziestu lat liczne opisy przypadków i badania kohortowe udokumentowały stosowanie FMT u pacjentów z IBD14. Metaanaliza, obejmująca 12 badań, wykazała, że 62% pacjentów z chorobą Leśniowskiego-Crohna (CD) osiągnęło remisję kliniczną po FMT, a 69% pacjentów z CD miało odpowiedź kliniczną15. Pomimo tych zachęcających wyników, rola FMT w leczeniu IBD pozostaje niepewna, a mechanizmy, za pomocą których FMT łagodzi stan zapalny jelit, są słabo poznane. Konieczne są dalsze badania, zanim FMT będzie mogło dołączyć do obecnego arsenału opcji leczenia IBD w klinikach.

W tym protokole zastosowaliśmy FMT na myszach IL-10-/-, u których zapalenie jelita grubego rozwija się spontanicznie po odsadzeniu i posłużyło jako złoty standard odzwierciedlający wieloczynnikową naturę IBD16,17,18. IL-10−/− myszy są szeroko wykorzystywane do analizy etiologii IBD, ponieważ wykazują podobne cechy molekularne i histologiczne do pacjentów z IBD i, podobnie jak pacjenci, choroba może być złagodzona za pomocą terapii anty-TNFα16. Starzejące się myszy IL10−/− (>9 miesięcy) mają zwiększoną wielkość serca i upośledzoną czynność serca w porównaniu z dopasowanymi wiekowo myszami typu dzikiego19, co czyni je doskonałym modelem do badania chorób serca wywołanych zapaleniem jelita grubego. Jednak można również zastosować inne mysie modele zapalenia jelita grubego, takie jak model siarczanu sodu dekstranu i model zapalenia jelita grubego wywołanego przez limfocyty T. Podawaliśmy zawiesinę kałową przez zgłębnik doustny, która okazała się skuteczną i lepszą drogą niż lewatywa u ludzi20.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie procedury wykonywane na zwierzętach zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Użytkowania Oddziału Medycznego Uniwersytetu Teksańskiego w Galveston (Protokół # 1512071A).

1. Zbieranie świeżych granulek kału

  1. Przygotuj sterylne ręczniki papierowe, kleszcze z końcami i stożkowe probówki o pojemności 50 ml.
    1. Umieść kilka ręczników papierowych i kleszczyków w oddzielnych torebkach autoklawowych i sterylizuj je w autoklawie w temperaturze 180 °C w suchym ogniu przez 30 minut. Używaj również sterylnych probówek stożkowych. Zważ stożkowe rurki i zapisz ich wagę na probówkach.
  2. Włącz szafę bezpieczeństwa biologicznego w pomieszczeniu dla zwierząt.
  3. Weź autoklawowaną, czystą klatkę na myszy bez pościeli i umieść ją w szafce bezpieczeństwa biologicznego. Zdejmij pokrywę i stojak na żywność i umieść je w szafce.
  4. Umieść sterylne ręczniki papierowe na dnie klatki i umieść metalowy stojak z powrotem na klatce.
  5. Zidentyfikuj dawców kału w tym samym wieku i umieść klatkę dla myszy w komorze bezpieczeństwa biologicznego. Otwórz klatkę i delikatnie chwyć mysz-dawcę (C57BL/6J) za ogon i umieść ją na metalowym stojaku na czystej klatce.
  6. Umieść pokrywę klatki na stojaku i poczekaj, aż zwierzę (zwierzęta) się wypróżni.
    UWAGA: Umieść jednocześnie kilka rodzeństwa myszy na stojaku.
  7. Zbierz granulki kału i umieść je w sterylnej stożkowej probówce o pojemności 50 ml. Zbierz granulki według płci. Nie mieszaj granulek kału zebranych od samców i samic.
  8. Ponownie zważ probówkę i oblicz wagę granulek kału.

2. Przygotowanie zawiesiny kałowej

  1. Przygotuj sterylny roztwór (10% glicerol w soli fizjologicznej).
  2. Dodaj 10 ml 10% glicerolu/soli fizjologicznej do stożkowej probówki na każdy gram granulek kału.
    UWAGA: W razie potrzeby zwiększyć objętość roztworu do 20 ml. W tym badaniu użyto również 1 ml roztworu na każdą osadkę (5-10 mg).
  3. Homogenizować mieszaninę na niskich obrotach za pomocą homogenizatora stołowego lub blendera umieszczonego w okapie wyciągowym w celu ponownego zawieszenia kału (3 x 30 s).
  4. Przefiltruj zawiesinę kałową przez 2 warstwy sterylnej gazy bawełnianej (10,2 cm x 10,2 cm). Filtrat należy przechowywać tymczasowo w lodówce do 6 godzin lub zapakować do sterylnych fiolek kriogenicznych i przechowywać w zamrażarce o temperaturze -80 °C.
  5. Dokładnie wyczyść homogenizator lub blender zgodnie ze standardową procedurą.

3. Podawanie zawiesiny kałowej przez zgłębnik doustny

  1. Rozmrozić zamrożoną zawiesinę kału na lodzie, jeśli używa się zamrożonych próbek. Wymieszaj rozmrożoną zawiesinę kałową przez wirowanie.
  2. Przenieść świeżą lub rozmrożoną zawiesinę kału do strzykawek o pojemności 1 ml.
    UWAGA: Każda mysz otrzyma łącznie 200 μl zawiesiny kałowej, a każda mysz IL-10-/- w grupie kontrolnej otrzyma 200 μl 10% glicerolu/soli fizjologicznej17.
  3. Zważ myszy i wybierz odpowiedni rozmiar igły do zgłębnika oraz maksymalną objętość dawki.
    UWAGA: W przypadku myszy o masie ciała między 20-25 gramami użyj zakrzywionej igły do zgłębnika o wadze 20 G i długości 3,81 cm z kulką o średnicy 2,25 mm. Sprawdź gavageneedle.com, aby uzyskać więcej informacji.
  4. Przetestuj igłębnik do zgłębnika, mierząc długość od czubka nosa myszy do wyrostka mieczykowatego (spód mostka). Napełnić strzykawkę 10% glicerolem/solą fizjologiczną lub zawiesiną kałową i usunąć pęcherzyki powietrza z wnętrza strzykawki i igły.
    UWAGA: Jeśli igła jest dłuższa niż długość, umieść znak na trzonie/rurce igły na poziomie nosa. Nie należy przekładać igły/rurki przez zwierzę poza ten punkt, aby zapobiec perforacji żołądka.
  5. Umieść jedną klatkę na myszy w szafie bezpieczeństwa biologicznego, zdejmij plastikową pokrywę klatki i pozostaw metalowy stojak na miejscu.
  6. Chwyć jedną mysz za ogon i połóż ją na metalowym stojaku. Jedną ręką trzymaj mysz za ogon, a drugą ręką kciukiem i środkowymi palcami drugiej ręki przytrzymuj zwierzę, chwytając skórę za ramiona. W ten sposób przednie łapy są rozciągnięte na boki, co zapobiegnie wypychaniu igły przez przednie stopy. Delikatnie wyciągnij głowę zwierzęcia do tyłu i przytrzymaj głowę jedną ręką.
    UWAGA: Ćwicz obsługę myszy, aż eksperymentator będzie miał pełną pewność siebie, zanim przystąpisz do eksperymentu.
  7. Umieść igłębkę na języku w jamie ustnej. Delikatnie przesuwaj się wzdłuż górnego podniebienia, aż igła dotrze do przełyku. Przesunąć igłę płynnie jednym ruchem. Nie należy wciskać igły na siłę, jeśli wyczuwalny jest jakikolwiek opór. Wyjmij igłę i spróbuj ponownie.
  8. Po prawidłowym umieszczeniu i sprawdzeniu igły, powoli podawać materiał, wciskając strzykawkę przymocowaną do igły. Nie obracać igły ani nie popychać igły do przodu, ponieważ może to spowodować pęknięcie przełyku. Po podaniu należy delikatnie wyciągnąć igłę.
  9. Umieść mysz z powrotem w klatce domowej. Monitoruj zwierzę przez 5-10 minut, szukając oznak trudności w oddychaniu lub niepokoju. Ponownie monitoruj myszy między 12-24 godzinami po FMT.

4. Monitorowanie chorób i eutanazja

  1. Monitoruj myszy podłużnie pod kątem wystąpienia IBD za pomocą utajonej krwi kałowej i/lub kolonoskopii21. Oceń czynność serca za pomocą echokardiografii przezklatkowej22,23.
  2. Eutanazja zwierząt przez dekapitację w głębokim znieczuleniu za pomocą izofluranu (1%-4%).
  3. Zebrać krew do probówek do mikrowirówek z antykoagulantem i odwirować przy 1000-2000 x g przez 10 minut w wirówce z chłodzeniem (4 °C). Zachowaj supernatant, oznaczone osoczem w zamrażarce o temperaturze -80°C.
  4. Po eutanazji przygotuj okrężnicę myszy za pomocą techniki Swiss-roll24 do analizy histopatologicznej (barwienie H&E)25.
  5. Zmierz peptyd natriuretyczny (BNP) typu B w osoczu za pomocą zestawu do testu immunoenzymatycznego (EIA)23.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przeprowadziliśmy przeszczep mikrobioty jelitowej (FMT) od zdrowych dawców 3 razy (raz w miesiącu przez 3 miesiące) u 2-miesięcznych myszy szczepu C57BL/6J typu dzikiego (WT) oraz myszy z nokautem genu IL-10. Myszy C57BL/6J w podobnym wieku (różnica wieku powinna wynosić <2 miesiące) służyły jako dawcy kału; za każdym razem wykorzystywano świeże granulki kału. Analizy EIA wykazały, że poziom BNP w osoczu myszy z niedoborem IL-10 był wyraźnie podwyższony, a FMT od zdrowego dawcy znacząco złagodziło wzrost poziomu BNP (...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Jako innowacyjna terapia eksperymentalna, FMT stała się w ostatnich latach gorącym tematem w leczeniu różnych zaburzeń, ponieważ dysbioza mikrobioty komensalnej jest zaangażowana w patogenezę wielu chorób człowieka, w tym IBD, otyłości, cukrzycy, autyzmu, chorób serca i raka26. Chociaż mechanizm nie został ustalony, uważa się, że FMT działa poprzez budowę nowej flory biologicznej i zapobieganie utracie resztkowych bakterii. Przedstawiona w niniejszym dokumencie metoda przyjęła zgłębnik doustny jak...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie mają sprzecznych interesów.

Podziękowania

Ta praca była częściowo wspierana przez granty z National Institutes of Health (R01 HL152683 i R21 AI126097 dla Q. Li) oraz przez American Heart Association Grant-in-Aid 17GRNT33460395 (dla Q. Li) (heart.org).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Strzykawka BD, 1 mlFisher Scientific14-829-10F
KleszczeKnipex926443
Zestaw EIA peptydu natriuretycznego mózgu MyszySigmaRAB0386
C57BL/6J Wirówka000664Jackson Lab
Eppendorf5415R
Rurki stożkoweThermoFisher339650
Zakrzywione igły do karmieniaKent ScientificFNC-20-1.5-2
GLH-115 homogenizatorOmni InternationalGLH-115
GlicerolMiliporeSigmaG5516
IL-10 nokaut myszyJackson Lab004366
IsofluranePiramal Critical careNDC66794-017-10
USP sól fizjologiczna normalnaWaporyzator Grainger6280
Euthanex Corp.EZ-108SA
do

Bibliografia

  1. D'Argenio, V., Salvatore, F. The role of the gut microbiome in the healthy adult status. Clinica Chimica Acta. 451, Pt A 97-102 (2015).
  2. Baquero, F., Nombela, C. The microbiome as a human organ. Clinical Microbiology and Infection. 18, Suppl 4 2-4 (2012).
  3. Hawrelak, J. A., Myers, S. P. The causes of intestinal dysbiosis: a review. Alternative Medcine Review. 9 (2), 180-197 (2004).
  4. Carding, S., Verbeke, K., Vipond, D. T., Corfe, B. M., Owen, L. J. Dysbiosis of the gut microbiota in disease. Microbial Ecology in Health and Disease. 26 (1), 26191(2015).
  5. Ma, H. Q., Yu, T. T., Zhao, X. J., Zhang, Y., Zhang, H. J. Fecal microbial dysbiosis in Chinese patients with inflammatory bowel disease. World Journal of Gastroenterology. 24 (13), 1464-1477 (2018).
  6. Chu, Y., et al. Specific changes of enteric mycobiota and virome in inflammatory bowel disease. Journal of Digestive Diseases. 19 (1), 2-7 (2018).
  7. Manichanh, C., Borruel, N., Casellas, F., Guarner, F. The gut microbiota in IBD. Nature reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (10), 599-608 (2012).
  8. Podolsky, D. K. Inflammatory bowel disease. The New England Journal of Medicine. 347 (6), 417-429 (2002).
  9. Tamboli, C. P., Neut, C., Desreumaux, P., Colombel, J. F. Dysbiosis in inflammatory bowel disease. Gut. 53 (1), 1-4 (2004).
  10. Shi, Y. C., Yang, Y. S. Fecal microbiota transplantation: Current status and challenges in China. JGH Open: An Open Access Journal of Gastroenterology and Hepatology. 2 (4), 114-116 (2018).
  11. Markley, J. C., Carson, R. P., Holzer, C. E. Pseudomembranous enterocolitis: A clinico pathologic study of fourteen cases with a common etiologic factor. AMA Archives of Surgery. 77 (3), 452-461 (1958).
  12. Wilcox, M. H. Clostridium difficile infection and pseudomembranous colitis. Best Practice and Research Clinical Gastroenterology. 17 (3), 475-493 (2003).
  13. Kelly, C. R., de Leon, L., Jasutkar, N. Fecal microbiota transplantation for relapsing Clostridium difficile infection in 26 patients: methodology and results. Journal of Clinical Gastroenterology. 46 (2), 145-149 (2012).
  14. Borody, T. J., Warren, E. F., Leis, S., Surace, R., Ashman, O. Treatment of ulcerative colitis using fecal bacteriotherapy. Journal of Clinical Gastroenterology. 37 (1), 42-47 (2003).
  15. Cheng, F., Huang, Z., Wei, W., Li, Z. Fecal microbiota transplantation for Crohn's disease: a systematic review and meta-analysis. Techniques in Coloproctology. 25 (5), 495-504 (2021).
  16. Scheinin, T., Butler, D. M., Salway, F., Scallon, B., Feldmann, M. Validation of the interleukin-10 knockout mouse model of colitis: antitumour necrosis factor-antibodies suppress the progression of colitis. Clinical and Experimental Immunology. 133 (1), 38-43 (2003).
  17. Keubler, L. M., Buettner, M., Hager, C., Bleich, A. A multihit model: Colitis lessons from the interleukin-10-deficient mouse. Inflammatory Bowel Diseases. 21 (8), 1967-1975 (2015).
  18. Kiesler, P., Fuss, I. J., Strober, W. Experimental models of inflammatory bowel diseases. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 1 (2), 154-170 (2015).
  19. Sikka, G., et al. Interleukin 10 knockout frail mice develop cardiac and vascular dysfunction with increased age. Experimental Gerontology. 48 (2), 128-135 (2013).
  20. Fecal microbiota transplantation-standardization study group. Nanjing consensus on methodology of washed microbiota transplantation. Chinese Medical Journal (Engl). 133 (19), 2330-2332 (2020).
  21. Kodani, T., et al. Flexible colonoscopy in mice to evaluate the severity of colitis and colorectal tumors using a validated endoscopic scoring system). Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50843(2013).
  22. Cheng, H. -W., et al. Assessment of right ventricular structure and function in mouse model of pulmonary artery constriction by transthoracic echocardiography. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (84), e51041(2014).
  23. Tang, Y., et al. Chronic colitis upregulates microRNAs suppressing brain-derived neurotrophic factor in the adult heart. PLoS One. 16 (9), 0257280(2021).
  24. Orner, G. A., et al. Suppression of tumorigenesis in the Apc(min) mouse: down-regulation of beta-catenin signaling by a combination of tea plus sulindac. Carcinogenesis. 24 (2), 263-267 (2003).
  25. Kline, K. T., et al. Neonatal injury increases gut permeability by epigenetically suppressing E-Cadherin in adulthood. The Journal of Immunology. 204 (4), 980-989 (2020).
  26. DeGruttola, A. K., Low, D., Mizoguchi, A., Mizoguchi, E. Current understanding of dysbiosis in disease in human and animal models. Inflammatory Bowel Diseases. 22 (5), 1137-1150 (2016).
  27. Chevalier, G., et al. Effect of gut microbiota on depressive-like behaviors in mice is mediated by the endocannabinoid system. Nature Communications. 11 (1), 6363(2020).
  28. Kao, D., et al. Effect of oral capsule- vs colonoscopy-delivered fecal microbiota transplantation on recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 318 (20), 1985-1993 (2017).
  29. Cammarota, G., et al. International consensus conference on stool banking for faecal microbiota transplantation in clinical practice. Gut. 68 (12), 2111-2121 (2019).
  30. Vemuri, R., et al. The microgenderome revealed: sex differences in bidirectional interactions between the microbiota, hormones, immunity and disease susceptibility. Seminar Immunopathology. 41 (2), 265-275 (2019).
  31. Wilkinson, N. M., Chen, H. -C., Lechner, M. G., Su, M. A. Sex differences in immunity. Annual Review of Immunology. , (2022).
  32. Lee, C. H., et al. Frozen vs fresh fecal microbiota transplantation and clinical resolution of diarrhea in patients with recurrent clostridium difficile infection: A randomized clinical trial. JAMA. 315 (2), 142-149 (2016).
  33. Hamilton, M. J., Weingarden, A. R., Sadowsky, M. J., Khoruts, A. Standardized frozen preparation for transplantation of fecal microbiota for recurrent clostridium difficile infection. American Journal of Gastroenterology. 107 (5), 761-767 (2012).
  34. Tang, G., Yin, W., Liu, W. Is frozen fecal microbiota transplantation as effective as fresh fecal microbiota transplantation in patients with recurrent or refractory Clostridium difficile infection: A meta-analysis. Diagnostic Microbiology and Infectious Disease. 88 (4), 322-329 (2017).
  35. Cui, B., et al. Fecal microbiota transplantation through mid-gut for refractory Crohn's disease: safety, feasibility, and efficacy trial results. Journal of Gastroenterology and Hepatology. 30 (1), 51-58 (2015).
  36. Li, P., et al. Timing for the second fecal microbiota transplantation to maintain the long-term benefit from the first treatment for Crohn's disease. Applied Microbiology and Biotechnology. 103 (1), 349-360 (2019).
  37. Moayyedi, P. Update on fecal microbiota transplantation in patients with inflammatory bowel disease. Gastroenterology and Hepatology. 14 (5), 319(2018).
  38. Saha, S., Mara, K., Pardi, D. S., Khanna, S. Long-term safety of fecal microbiota transplantation for recurrent clostridioides difficile infection. Gastroenterology. 160 (6), 1961-1969 (2021).
  39. Perler, B. K., et al. Long-term efficacy and safety of fecal microbiota transplantation for treatment of recurrent clostridioides difficile infection. Journal of Clinical Gastroenterology. 54 (8), 701-706 (2020).
  40. Safety alert regarding use of fecal microbiota for transplantation and risk of serious adverse events likely due to transmission of pathogenic organisms. FDA. , Available from: https://www.fda.gov/vaccines-blood-biologics/safety-availability-biologics/safety-alert-regarding-use-fecal-microbiota-tramsplantation-and-risk-serious-adverse-events-likely (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

nieswoiste zapalenia jelitmysi model zapalenia jelita grubegogavage doustnyprzygotowanie zawiesiny kałowejuszkodzenie funkcji sercakomora z laminarnym przepływem powietrzatest immunoenzymatycznyechokardiografia
Ocena terapeutyczna przeszczepu mikrobioty kałowej w mysim modelu z niedoborem interleukiny 10
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.