Method Article

Zastosowanie optycznej koherentnej tomografii do mysiego modelu retinopatii

DOI:

10.3791/63421

⸱

January 12th, 2022

 ,  ,  ,  , 
1Joint Shantou International Eye Center, Shantou University and the Chinese University of Hong Kong, 2Shantou University Medical College, 3Department of Ophthalmology and Visual Sciences, the Chinese University of Hong Kong

* These authors contributed equally

In This Article

Summary

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj opisujemy technikę obrazowania in vivo wykorzystującą optyczną koherentną tomografię ułatwiającą diagnozę i ilościowy pomiar retinopatii u myszy.

Abstract

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optyczna koherentna tomografia (OCT) oferuje nieinwazyjną metodę diagnozowania retinopatii. Maszyna OCT może rejestrować obrazy przekroju poprzecznego siatkówki, na podstawie których można obliczyć grubość siatkówki. Chociaż OCT jest szeroko stosowany w praktyce klinicznej, jego zastosowanie w badaniach podstawowych nie jest tak powszechne, zwłaszcza u małych zwierząt, takich jak myszy. Ze względu na mały rozmiar gałek ocznych przeprowadzenie badań obrazowania dna oka u myszy jest trudne. Dlatego wymagany jest specjalistyczny system obrazowania siatkówki, aby umożliwić obrazowanie OCT u małych zwierząt. W artykule przedstawiono specyficzny dla małych zwierząt system procedur badawczych OCT oraz szczegółową metodę analizy obrazu. Przedstawiono wyniki badania OCT siatkówki myszy z nokautem receptora lipoprotein o bardzo niskiej gęstości (Vldlr) oraz myszy C57BL/6J. Obrazy OCT myszy C57BL / 6J wykazały warstwy siatkówki, podczas gdy obrazy myszy z nokautem Vldlr wykazały neowaskularyzację podsiatkówkową i ścieńczenie siatkówki. Podsumowując, badanie OCT może ułatwić nieinwazyjne wykrywanie i pomiar retinopatii w modelach mysich.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Optyczna koherentna tomografia (OCT) to technika obrazowania, która może zapewnić in vivo wysoką rozdzielczość i przekrojowe obrazowanie tkanek 1,2,3,4,5,6,7,8, szczególnie do nieinwazyjnego badania w siatkówce9,10,11,12. Można go również wykorzystać do ilościowego określenia niektórych ważnych biomarkerów, takich jak grubość siatkówki i grubość warstwy włókien nerwowych siatkówki. Zasadą działania OCT jest optyczna reflektometria koherentna, która uzyskuje informacje o przekroju poprzecznym tkanki na podstawie spójności światła odbitego od próbki i przekształca je w formę graficzną lub cyfrową za pomocą systemu komputerowego7. OCT jest szeroko stosowany w klinikach okulistycznych jako niezbędne narzędzie do diagnozowania, obserwacji i leczenia pacjentów z zaburzeniami siatkówki. Może również dostarczyć informacji na temat patogenezy chorób siatkówki.

Oprócz zastosowań klinicznych, OCT był również używany w badaniach na zwierzętach. Chociaż patologia jest złotym standardem charakterystyki morfologicznej, OCT ma tę zaletę, że umożliwia nieinwazyjne obrazowanie in vivo i długotrwałą obserwację. Ponadto wykazano, że OCT jest dobrze skorelowany z histopatologią w modelach zwierzęcych retinopatii11,13,14,15,16,17,18,19,20. Mysz jest najczęściej wykorzystywanym zwierzęciem w badaniach biomedycznych. Jednak jego małe gałki oczne stanowią wyzwanie techniczne dla przeprowadzenia obrazowania OCT u myszy.

W porównaniu do OCT po raz pierwszy użytego do obrazowania siatkówki u myszy21,22, OCT u małych zwierząt zostało teraz zoptymalizowane pod względem systemów sprzętowych i programowych. Na przykład OCT, w połączeniu z trackerem, znacznie zmniejsza stosunek sygnału do szumu; Aktualizacje systemu oprogramowania OCT umożliwiają automatyczne wykrywanie większej liczby warstw siatkówki; a zintegrowany rzutnik DLP pomaga zredukować artefakty ruchu.

Receptor lipoprotein o bardzo niskiej gęstości (Vldlr) jest białkiem transbłonowym w komórkach śródbłonka. Ulega ekspresji na komórkach śródbłonka naczyń krwionośnych siatkówki, komórkach nabłonka barwnikowego siatkówki oraz wokół zewnętrznej błony granicznej23,24. Neowaskularyzacja podsiatkówkowa jest fenotypem myszy z nokautem Vldlr23. Dlatego myszy z nokautem Vldlr są wykorzystywane do badania patogenezy i potencjalnej terapii neowaskularyzacji podsiatkówkowej. Artykuł ten demonstruje zastosowanie obrazowania OCT do wykrywania zmian w siatkówce u myszy z nokautem Vldlr, mając nadzieję na dostarczenie pewnych technicznych odniesień do badań nad retinopatią na małych modelach zwierzęcych.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Protocol

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Operacje zostały przeprowadzone zgodnie z Oświadczeniem o wykorzystaniu zwierząt w badaniach okulistycznych i wzrokowych od Stowarzyszenia Badań nad Wzrokiem i Okulistyką. Projekt eksperymentalny został zatwierdzony przez instytucjonalną Komisję Etyki Zwierząt (Komisja Etyki Medycznej JSIEC, EC 20171213(4)-P01). W badaniu wykorzystano dwumiesięczne myszy C57BL/6J i myszy z nokautem Vldlr. W każdej grupie było 7 myszy, z których wszystkie były samicami i ważyły od 20 g do 24 g.

1. Warunki eksperymentalne

  1. Przypisz myszy do dwóch grup: grupy eksperymentalnej składającej się z myszy z nokautem Vldlr i grupy kontrolnej składającej się z myszy C57BL / 6J.
  2. Karm myszy jedzeniem i wodą konwencjonalnie.
  3. Hoduj myszy w laboratorium zwierzęcym w stabilnych warunkach temperatury pokojowej (22 °C), wilgotności (50-60%), cyklu jasne-ciemnego (12 h-12 h) i natężenia światła w pomieszczeniu (350-400 luksów).
  4. Przygotowanie sprzętu doświadczalnego: optycznej koherentnej tomografii z konfokalnym skaningowym laserowym oftalmoskopem (cSLO) dla małych zwierząt (Rysunek 1A).
  5. Przygotuj wszystkie materiały potrzebne do eksperymentu (Rysunek 1B) i zważ myszy (Rysunek 1C).

2. Rekordy informacyjne

  1. Zapisz informacje: grupę, kod, datę urodzenia, wiek, płeć, wagę i dawkę środka znieczulającego.

3. Uruchamianie i testowanie instrumentu

  1. Włącz komputer i uruchom oprogramowanie.
  2. Kliknij przycisk Testuj program, aby zakończyć program testowy.
  3. Włącz termostat i podgrzej go do temperatury 37 °C.
  4. Rozpocznij procedurę modułu OCT po przetestowaniu programu.
  5. Utwórz nowy temat i uzupełnij informacje o myszy.
  6. Rozgrzej koc elektryczny i przykryj go ręcznikami chirurgicznymi.

4. Znieczulenie

  1. Do przygotowania mieszaniny znieczulającego należy użyć liofilizowanego proszku znieczulającego zawierającego Tiletaminę i Zolazepam.
    UWAGA: Postępuj zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etyki zwierząt dotyczącymi wyboru, dawki i drogi podawania znieczulenia. Znieczulij zwierzę środkiem znieczulającym, który zapewni unieruchomienie i utratę percepcji bólu przez co najmniej 1 godzinę, po czym zwierzę szybko wraca do zdrowia. Dawkowanie powinno być oparte na długości czasu eksperymentu, wadze zwierzęcia i innych czynnikach.
  2. Znieczulić zwierzę przygotowaną mieszanką znieczulającą. Upewnij się, że zwierzę jest w cieple podczas całej procedury, aż do wyzdrowienia.

5. Stosowanie kropli rozszerzających rozszerzenie

  1. Osiągnij ręczne unieruchomienie myszy za kark, spraw, aby gałka oczna lekko wystawała i obróć głowę myszy tak, aby jedno oko było skierowane do góry.
  2. Zastosuj krople rozszerzające źrenice, aby rozszerzyć źrenice (Rysunek 2A).
  3. Sprawdź, czy źrenica nie jest rozszerzona po 10 minutach.

6. Umiejscowienie myszy

  1. Umieść mysz na platformie z kocem elektrycznym
    2. .
  2. Pokryj oba oczy medycznym żelem hialuronianu sodu (Rysunek 2B).
  3. Przykręć podwójną soczewkę sferyczną 60 D (wstępnie ustawioną soczewkę) do urządzenia cSLO (Rysunek 1A-5, 6).
  4. Umieść soczewkę kontaktową 100 D na rogówce myszy tak, aby wklęsła strona dotykała żelu hialuronianu sodu na powierzchni rogówki (Rysunek 2C, D i Rysunek 3A-II).
  5. Umieść mysz na małej platformie dla zwierząt o stałej temperaturze i trzymaj oko w odległości 1-2 mm od soczewki urządzenia cSLO (Rysunek 3A).
  6. Wyreguluj kąt soczewki kontaktowej za pomocą kleszczyków, aby źrenica znajdowała się pośrodku soczewki.
  7. Dostosuj regulacje głowy, aby oko było skierowane prosto przed siebie.

7. Konfokalny skaningowy laserowy oftalmoskop (cSLO)

  1. Kliknij przycisk OCT, wybierz moduł myszy i uruchom program cSLO (Rysunek 4B).
  2. Wybierz tryb IR (źródło światła: czerwone światło) i dostosuj parametr (zakres: 2047, Rysunek 4D).
  3. Wybierz oko do zbadania (prawe oko: Rysunek 4C-1; lewe oko: Ryc. 4C-2).
  4. Steruj dźwignią i powoli przesuwaj ustawioną soczewkę w kierunku soczewki kontaktowej.
  5. Dostosuj wartość dioptrii, aż obrazowanie tylnego bieguna będzie wyraźne (Rysunek 4E).
  6. Dokonaj dalszych korekt, aby wyrównać obraz tylnego bieguna siatkówki, centrując go na głowie nerwu wzrokowego.

8. Optyczna koherentna tomografia (OCT)

  1. Uruchom program OCT (Rysunek 4G).
  2. Klikaj pasek postępu w górę i w dół, aż pojawi się obraz OCT (Rysunek 4H).
  3. Dostosuj parametry: Zakres Min (Rysunek 4I) = 0-20, Maksymalny zakres (Rysunek 4J) = 40-60.
  4. Dostosuj wstępnie ustawioną odległość obiektywu i kierunek położenia, aż do uzyskania idealnego obrazu OCT.
  5. Wybierz pozycję skanowania, przesuwając standardową linię w cSLO (Rysunek 4M).
  6. Rozpocznij skanowanie od głowy nerwu wzrokowego.
  7. Zbierz obrazy w tej samej kolejności dla każdego oka: linia pozioma: głowa nerwu wzrokowego → górna → dolna; linia pionowa: głowa nerwu wzrokowego → nosowa → skroniowa.
  8. Zbieraj obrazy z czterech kierunków.
  9. Kliknij Średnia, aby nałożyć sygnały obrazu cSLO i OCT (Rysunek 4F i Rysunek 4O).
  10. Kliknij przycisk strzału, aby uzyskać obraz SLO-OCT (Rysunek 4P).
  11. Zapisz i wyeksportuj wszystkie obrazy (Rysunek 4Q, R).

9. Zakończenie eksperymentu (po badaniu OCT)

  1. Umieść mysz na kocu elektrycznym, aby utrzymać ją w cieple, dopóki się nie obudzi.
    UWAGA: Mysz powinna być monitorowana, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka. Pooperacyjna ekspozycja na jasne światło powinna być zminimalizowana.
  2. Wyjąć soczewkę kontaktową 100 D.
  3. Nałożyć żel pod oczy z lewofloksacyną, aby chronić rogówkę.
  4. Umieść mysz z powrotem w klatce po przebudzeniu.
    UWAGA: Upewnij się, że badana mysz nie zostanie zwrócona do towarzystwa innych myszy, dopóki w pełni nie wyzdrowieje.
  5. Wyłącz oprogramowanie i wyłącz komputer.
  6. Wyczyść soczewkę kontaktową 100 D wodą, a następnie osusz soczewkę.
  7. Oczyść i zdezynfekuj środowisko.

10. Analiza obrazu

  1. Porównaj obrazy OCT myszy z nokautem Vldlr z obrazami myszy C57BL / 6J.
  2. Obserwuj wiele pozycji: skany pionowe i poziome przechodzące przez brodawkę wzrokową; skany górne, dolne, nosowe i skroniowe oraz nieprawidłowe skany miejsca odbicia.
  3. Obserwuj grubość, kształt, warstwy i nieprawidłowe zmiany odbicia siatkówki na każdym obrazie, a także interfejs ciała szklistego siatkówki i ciała szklistego.
  4. Zapisz lokalizacje, cechy i liczbę zmian chorobowych.

11. Korekta stratyfikacji siatkówki

  1. Kliknij Load Examination (Badanie obciążenia) na interfejsie OCT (Rysunek 5A).
  2. Wywołaj obrazy OCT myszy z wyskakującego okienka.
  3. Wybierz obrazy: Skanowanie obrazu OCT przez brodawkę wzrokową, poziomo lub pionowo.
  4. Kliknij dwukrotnie obraz w kontenerze multimediów, aby wyświetlić go na ekranie (Rysunek 5C).
  5. Kliknij Wykrywanie warstw, aby zakończyć automatyczne nakładanie warstw na siatkówkę (Rysunek 5D).
  6. Zaznacz linie podziału po obu stronach warstwy przygotowanej do analizy (Rysunek 6D-10).
  7. Wybierz oddzielną linię podziału (Rysunek 6B-6) i kliknij Edytuj warstwę (Rysunek 6A-1), aby aktywować linię, gdy pojawi się czerwone kółko (Rysunek 6B-7).
  8. Dostosuj odstępy (Rysunek 6A-4, np. 50) i zakres graniczny (Rysunek 6A-5, np. 50).
  9. Zmodyfikuj linię podziału, przesuwając czerwone kółko (porównaj zieloną linię podziału w Rysunek 6B i Rysunek 6C; Rysunek 6C pokazuje zmodyfikowany wynik).

12. Grubość laminacji siatkówki

  1. Kliknij przycisk Measure Marker (Znacznik miary) (Rysunek 6D-9).
    2. Wybierz linię podziału warstwy, która ma być analizowana (np. w zewnętrznej warstwie jądrowej wybierz 4. i 5. linię podziału z listy), aby wyświetlić granicę warstwy na obrazie OCT (Rysunek 6D-10).
  3. Wybierz opcję Połącz z warstwą (Rysunek 6D-11) i Pozostań w kontakcie w ruchu (Rysunek 6D-12).
  4. Wybierz obszar, aby wyświetlić wyniki (wybrana kolumna jest pokolorowana Rysunek 6D-13).
  5. Kliknij pozycję do analizy na obrazie OCT, aby pojawiła się linia pomiarowa (prostopadła do osi poziomej i zgodna z kolorem wynikowego obszaru) (Rysunek 6D-14).
  6. Kliknij na następną kolumnę, aby wykonać następny pomiar i wyświetlić poprzednie dane (Rysunek 6E-15).
  7. Odczytaj wartość Vert (grubość mierzonej pozycji) w wierszu Długość w μm (tkanka) (Rysunek 6E, czerwony prostokąt).
  8. Kliknij Usuń znacznik ( Rysunek 6E-16) i Nowy znacznik ( Rysunek 6E-17), aby ponownie przetestować, aby wyniki obejmowały oryginalne dane (jeśli konieczny jest ponowny pomiar).
  9. Naciśnij Print Scr na klawiaturze, aby zapisać zrzuty ekranu, lub kliknij Zapisz badanie, aby zapisać bezpośrednio (Rysunek 5H).
  10. Wprowadź dane do arkusza kalkulacyjnego lub oprogramowania statystycznego w celu analizy statystycznej.

13. Pomiar pełnej grubości siatkówki

  1. Wybierz linię 1 (ILM, wewnętrzna membrana ograniczająca, Rysunek 7B) i linię 7 (OS-RPE, OS: zewnętrzne segmenty fotoreceptorów; RPE: warstwa nabłonka barwnika siatkówki, Rysunek 7C) na liście w prawym górnym rogu.
    UWAGA: Pełna grubość siatkówki oznacza grubość warstwy neurepithelu siatkówki, która jest siatkówką między ILM a OS-RPE w OCT).
  2. Zmierz grubość siatkówki po obu stronach brodawki wzrokowej w określonych odstępach czasu.
    1. Na przykład: od wyglądu struktury siatkówki na krawędzi brodawki wzrokowej zmierz 4 wartości w odstępach 200 μm linijki poziomej (Rysunek 7G, H).
  3. Zapisz wszystkie zmierzone wartości w arkuszu kalkulacyjnym.
  4. Użyj wielu testów t (po jednym na wiersz), aby porównać zmierzone wartości dla każdej odpowiedniej pozycji w obu grupach.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Results

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dzięki skanom OCT o wysokiej rozdzielczości, można obserwować warstwy siatkówki myszy i identyfikować nietypowe odbicia oraz ich dokładne lokalizacje. W tym badaniu porównano obrazy OCT siatkówki myszy z nokautem Vldlr i myszy C57BL / 6J. Obrazy OCT wszystkich myszy C57BL/6J wykazały różne warstwy siatkówki o różnym współczynniku odbicia, a rozgraniczenie było wyraźne (Ryc. 8D). W przeciwieństwie do tego, wszystkie myszy z nokautem Vldlr wykazywały nieprawidłowe, hiperrefleksyjne zmi...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym badaniu obrazowanie OCT przy użyciu systemu obrazowania siatkówki małych zwierząt zastosowano do oceny zmian siatkówki u myszy z nokautem Vldlr , które wykazują niepełne tylne odwarstwienie ciała szklistego, neowaskularyzację podsiatkówkową i ścieńczenie grubości siatkówki. OCT to nieinwazyjna metoda obrazowania służąca do badania stanu siatkówki in vivo. Większość urządzeń OCT jest przeznaczona do badania wzroku człowieka. Wielkość sprzętu sprzętowego, ustawienie ogniskowej, ustawienie parametrów...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Disclosures

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak potencjalnego konfliktu interesów.

Acknowledgements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Źródło projektu: Fundacja Nauk Przyrodniczych Prowincji Guangdong (2018A0303130306). Autorzy pragną podziękować Laboratorium Badań Okulistycznych, Joint Shantou International Eye Center Uniwersytetu Shantou oraz Chińskiemu Uniwersytetowi w Hongkongu za fundusze i materiały.

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Materials

List of materials used in this article
NameCompanyCatalog NumberComments
Soczewki kontaktowe 100-DptVolk Optical,Inc, Mentor, OHAkcesorium należące do RETImap
Podwójna soczewka asferyczna ze szkła 60-DptVolk Optical,Inc, Mentor, OHAkcesorium należące do RETImap
Elektryczny koc grzewczyPOPOCOLACW-DRT-0150 x 35 cm
Strzykawka iniekcyjna (1 mL)Kaile0,45 x 16RWLB
Żel pod oczy chlorowodorku lewofloksacynyEBE PHARMACEUTICAL Co.LTD5 g: 0,015 g
Medyczny żel hialuronianu soduAlcon16H01E
Strzykawki mikrolitroweShanghai high pigeon industry and trade co., LTDQ31/0113000236C001-201750 µ L
roztwór jodu powidonuGuangdong medihealth pharmaceutical Co., LTD100 ml
RETImapROLAND CONSULT19-99_50-2.1_1.2EcSLO/ERG/VEP/FA/OCT/GFP
Kolczyki do uszu małych zwierzątOSMO POCKET OT110INS1005-1S
Krople do oczu tropicamidu fenylefrynySanten Pharmaceutical Co., LTD5 mg / ml
ksylazynySigmaX1251-5G5 g
Zoletil 50Virbac.S.A7FRPATiletamine 125 mg + Zolazepam 125 mg

References

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Frombach, J., et al. Serine protease-mediated cutaneous inflammation: characterization of an ex vivo skin model for the assessment of dexamethasone-loaded core multishell-nanocarriers. Pharmaceutics. 12 (9), 862(2020).
  2. Osiac, E., Săftoiu, A., Gheonea, D. I., Mandrila, I., Angelescu, R. Optical coherence tomography and Doppler optical coherence tomography in the gastrointestinal tract. Journal of Gastroenterology. 17 (1), 15-20 (2011).
  3. Xiong, Y. Q., et al. Diagnostic accuracy of optical coherence tomography for bladder cancer: A systematic review and meta-analysis. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 27, 298-304 (2019).
  4. Andrews, P. M., et al. Optical coherence tomography of the aging kidney. & Clinical Transplantation. 14 (6), 617-622 (2016).
  5. Terashima, M., Kaneda, H., Suzuki, T. The role of optical coherence tomography in coronary intervention. The Korean Journal of Internal Medicine. 27 (1), 1-12 (2012).
  6. Avital, Y., Madar, A., Arnon, S., Koifman, E. Identification of coronary calcifications in optical coherence tomography imaging using deep learning. Scientific Reports. 11 (1), 11269(2021).
  7. Huang, D., et al. Optical coherence tomography. Science. 254 (5035), 1178-1181 (1991).
  8. Tsai, T. H., et al. Optical coherence tomography in gastroenterology: a review and future outlook. Journal of Biomedical Optics. 22 (12), 1-17 (2017).
  9. Chen, J., et al. Relationship between optical intensity on optical coherence tomography and retinal ischemia in branch retinal vein occlusion. Scientific Reports. 8 (1), 9626(2018).
  10. Chen, X., et al. Quantitative analysis of retinal layer optical intensities on three-dimensional optical coherence tomography. Investigative Opthalmology & Visual Science. 54 (10), 6846-6851 (2013).
  11. Cruz-Herranz, A., et al. Monitoring retinal changes with optical coherence tomography predicts neuronal loss in experimental autoimmune encephalomyelitis. Journal of Neuroinflammation. 16 (1), 203(2019).
  12. Podoleanu, A. G. Optical coherence tomography. Journal of Microscopy. 247 (3), 209-219 (2012).
  13. Augustin, M., et al. Optical coherence tomography findings in the retinas of SOD1 knockout mice. Translational Vision Science & Technology. 9 (4), 15(2020).
  14. Berger, A., et al. Spectral-domain optical coherence tomography of the rodent eye: highlighting layers of the outer retina using signal averaging and comparison with histology. PLoS One. 9 (5), 96494(2014).
  15. Burns, M. E., et al. New developments in murine imaging for assessing photoreceptor degeneration in vivo. Advances in Experimental Medicine & Biology. 854, 269-275 (2016).
  16. Jagodzinska, J., et al. Optical coherence tomography: imaging mouse retinal ganglion cells in vivo. Journal of Visualized Experiments: Jove. (127), e55865(2017).
  17. Kocaoglu, O. P., et al. Simultaneous fundus imaging and optical coherence tomography of the mouse retina. Investigative Opthalmology & Visual Science. 48 (3), 1283-1289 (2007).
  18. Tode, J., et al. Thermal stimulation of the retina reduces Bruch's membrane thickness in age related macular degeneration mouse models. Translational Vision Science & Technology. 7 (3), 2(2018).
  19. Wang, R., Jiang, C., Ma, J., Young, M. J. Monitoring morphological changes in the retina of rhodopsin-/- mice with spectral domain optical coherence tomography. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (7), 3967-3972 (2012).
  20. Xie, Y., et al. A spectral-domain optical coherence tomographic analysis of Rdh5-/- mice retina. PLoS ONE. 15 (4), 0231220(2020).
  21. Li, Q., et al. Noninvasive imaging by optical coherence tomography to monitor retinal degeneration in the mouse. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 42 (12), 2981-2989 (2001).
  22. Horio, N., et al. Progressive change of optical coherence tomography scans in retinal degeneration slow mice. Archives of Ophthalmology. 119 (9), 1329-1332 (2001).
  23. Hu, W., et al. Expression of VLDLR in the retina and evolution of subretinal neovascularization in the knockout mouse model's retinal angiomatous proliferation. Investigative Opthalmology & Visual Science. 49 (1), 407-415 (2008).
  24. Wyne, K. Expression of the VLDL receptor in endothelial cells. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 16 (3), 407-415 (1996).
  25. Augustin, M., et al. In vivo characterization of spontaneous retinal neovascularization in the mouse eye by multifunctional optical coherence tomography. Investigative Opthalmology & Visual Science. 59 (5), 2054-2068 (2018).
  26. Fang, Y., et al. Fundus autofluorescence, spectral-domain optical coherence tomography, and histology correlations in a Stargardt disease mouse model. The FASEB Journal. 34 (3), 3693-3714 (2020).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

Reprints and Permissions

Request permission to reuse the text or figures of this JoVE article

Request Permission

Tags

Optical Coherence TomographyMouse Retinopathy ModelRetinal Thickness MeasurementRetinal Cross Section ImagingSubretinal NeovascularizationRetinal Layer AnalysisSmall Animal ImagingVldlr Knockout MiceFundus ImagingNoninvasive Retinal Imaging

Related Articles