Artykuł metodologiczny

Ocena błędu oceny myszy za pomocą zadania kopania węchowego

2.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63426

⸱

4 marca 2022

 ,  ,  , 
1Department of Integrative Biology, University of Guelph, 2Institute of Cell Biology and Neurosciences, National Scientific and Technical Research Council-University of Buenos Aires, 3Laboratory of Experimental Animals, Faculty of Veterinary Sciences, National University of La Plata, 4Department of Animal Biosciences, University of Guelph

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł zawiera szczegółowy opis nowego protokołu błędu oceny myszy. Przedstawiono również dowody na wrażliwość tego zadania węchowego na stan afektywny i omówiono jego użyteczność w różnych dziedzinach badawczych.

Streszczenie

Błędy oceny (JB) to różnice w sposobie, w jaki osoby w pozytywnych i negatywnych stanach afektywnych/emocjonalnych interpretują niejednoznaczne informacje. Zjawisko to od dawna obserwuje się u ludzi, przy czym osoby w stanach pozytywnych reagują na niejednoznaczność "optymistycznie", a osoby w stanach negatywnych zamiast tego wykazują "pesymizm". Naukowcy dążący do oceny afektu zwierząt wykorzystali te zróżnicowane reakcje, opracowując zadania do oceny błędu oceny jako wskaźnika stanu afektywnego. Zadania te stają się coraz bardziej popularne wśród różnych gatunków i dziedzin badań. Jednak w przypadku myszy laboratoryjnych, najczęściej wykorzystywanych kręgowców w badaniach i gatunku, na którym w dużym stopniu opiera się modelowanie zaburzeń afektywnych, tylko jedno zadanie JB zostało pomyślnie zatwierdzone jako wrażliwe na zmiany stanu afektywnego. Tutaj przedstawiamy szczegółowy opis tego nowatorskiego mysiego zadania JB i dowody na jego wrażliwość na wpływ myszy. Chociaż udoskonalenia są nadal konieczne, ocena JB myszy otwiera drzwi do odpowiedzi zarówno na praktyczne pytania dotyczące dobrostanu myszy, jak i fundamentalne pytania o wpływ stanu afektywnego na badania translacyjne.

Wprowadzenie

Mierzenie afektywnie modulowanego błędu oceny (odtąd JB) okazało się użytecznym narzędziem do badania stanów emocjonalnych zwierząt. To innowacyjne podejście czerpie z ludzkiej psychologii, ponieważ ludzie doświadczający pozytywnych lub negatywnych stanów afektywnych (emocji i długotrwałych nastrojów) niezawodnie wykazują różnice w sposobie przetwarzania informacji1,2,3. Na przykład ludzie doświadczający lęku lub depresji mogą interpretować neutralną mimikę twarzy jako negatywną, a neutralne zdania jako groźby4,5. Jest prawdopodobne, że te odchylenia mają wartość adaptacyjną i dlatego są zachowane u różnych gatunków6,7. Badacze dążący do oceny afektu zwierząt sprytnie wykorzystali to zjawisko, operacjonalizując optymizm jako zwiększone oczekiwanie nagrody w odpowiedzi na neutralne lub niejednoznaczne sygnały, a pesymizm jako zwiększone oczekiwanie kary lub nagrody brak8,9. Tak więc w warunkach eksperymentalnych optymistyczne i pesymistyczne reakcje na niejednoznaczne bodźce mogą być interpretowane odpowiednio jako wskaźniki pozytywnego i negatywnego afektu10,11.

W porównaniu z innymi wskaźnikami afektu zwierzęcego, zadania JB mają potencjał, aby być szczególnie cennymi narzędziami, ponieważ są w stanie wykryć zarówno walencję, jak i intensywność stanów afektywnych10,11. Zdolność zadań JB do wykrywania stanów pozytywnych (np. Rygula i in.12) jest szczególnie przydatna, ponieważ większość wskaźników afektu zwierzęcego ogranicza się do wykrywania stanów negatywnych13. Podczas zadań JB zwierzęta są zazwyczaj szkolone, aby reagować na pozytywną wskazówkę dyskryminacyjną przewidującą nagrodę (np. ton o wysokiej częstotliwości) i negatywną wskazówkę dyskryminacyjną przewidującą karę (np. ton o niskiej częstotliwości), zanim zostaną im przedstawione niejednoznaczne wskazówki (np. ton pośredni)8. Jeśli w odpowiedzi na niejednoznaczne sygnały zwierzę "optymistycznie" wykonuje wytrenowaną odpowiedź dla pozytywnej wskazówki (jakby oczekiwało nagrody), oznacza to błąd w pozytywnej ocenie. Alternatywnie, jeśli zwierzęta wykazują negatywną wytrenowaną reakcję, aby uniknąć kary, wskazuje to na "pesymizm" lub negatywną ocenę sytuacji.

Od czasu opracowania pierwszego udanego zadania JB dla zwierząt przez Hardinga i współpracowników8, opracowano kilka zadań JB dla szerokiego zakresu gatunków w różnych dziedzinach badań7. Jednak pomimo ich rosnącej popularności, zadania JB dla zwierząt są często pracochłonne. Co więcej, być może dlatego, że metodologicznie różnią się od ludzkich zadań, które je zainspirowały, czasami dają zerowe lub sprzeczne z intuicją wyniki14 i zwykle dają tylko niewielkie rozmiary efektów leczenia15. W rezultacie, zadania JB mogą być trudne do opracowania i wdrożenia. W rzeczywistości, w przypadku myszy laboratoryjnych, najczęściej używanych kręgowców w badaniach16,17 i gatunku, na którym w dużym stopniu polegano przy modelowaniu zaburzeń afektywnych18, tylko jedno zadanie JB zostało pomyślnie zweryfikowane jako wrażliwe na zmiany stanu afektywnego19 pomimo wielu prób w ciągu ostatniej dekady (zobacz materiał uzupełniający Resasco et al.19w celu zapoznania się z podsumowaniem). Ten artykuł opisuje niedawno zatwierdzone mysie zadanie JB, szczegółowo opisując jego biologicznie istotny projekt i podkreślając sposoby, w jakie to humanitarne zadanie można zastosować do testowania ważnych hipotez dotyczących wpływu na myszy. Ogólnie rzecz biorąc, protokół można wdrożyć w celu zbadania afektywnego wpływu dowolnej zmiennej będącej przedmiotem zainteresowania na JB u myszy. Obejmuje to kategoryczne zmienne leczenia, jak opisano tutaj (wpływ leku lub choroby, warunki środowiskowe, tło genetyczne itp.) lub relacje ze zmiennymi ciągłymi (zmiany fizjologiczne, zachowania w klatce domowej itp.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Doświadczenia zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami Uniwersytetu w Guelph (AUP #3700), przeprowadzone zgodnie z wytycznymi Kanadyjskiej Rady ds. Opieki nad Zwierzętami i opisane zgodnie z wymogami ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments)20.

1. Przygotowanie eksperymentu

  1. Projekt eksperymentalny (patrz Tabela 1).
    UWAGA: Niniejszy test behawioralny jest zadaniem kopania typu Go/Go opartym na zapachu, w którym myszy muszą kopać w poszukiwaniu nagród o wysokiej lub niskiej wartości. Wykorzystuje on prostokątną arenę (Rycina 1) z dwoma ramionami, z których jedno jest zapachowe, a drugie bezzapachowe. Jak opisano poniżej, myszy są szkolone w rozróżnianiu pozytywnych i negatywnych sygnałów zapachowych przed przedstawieniem im niejednoznacznej mieszaniny zapachowej.
    1. Pseudolosowo przydziel klatki do grup z pozytywnym bodźcem dyskryminacyjnym (DS+) o zapachu mięty lub wanilii w następujący sposób.
      UWAGA: Protokół ten został zwalidowany wyłącznie dla myszy przydzielonych do mieszaniny zapachowej waniliowego DS+ (szczegóły w sekcji Wyniki Reprezentatywne oraz w pracy Resasco i wsp.19). Jednakże zdecydowanie zaleca się przeprowadzenie testów pilotażowych w celu potwierdzenia, że mieszaniny DS+, DS- i niejednoznaczne spełniają wymagania dla poprawnej oceny JB (kroki 4.7.3 i 5.3). Z tego powodu metody opisane tutaj obejmują testowanie zarówno waniliowego, jak i miętowego DS+, aby przedstawić przykład grupy, która pomyślnie spełnia wymagania oceny JB (myszy z waniliowym DS+) oraz grupy, która tego nie spełnia (mysze z miętowym DS+). Wcześniejsze testy pilotażowe pozwoliłyby zidentyfikować tego typu problem z wyprzedzeniem.
    2. Myszy z miętowym DS+: dla tych myszy, podczas przygotowania areny do szkolenia (patrz krok 1.4 poniżej), oznacz dozowniki zapachów i doniczki zawierające nagrodę o wysokiej wartości sygnałem zapachowym mięty, a te nie zawierające nagrody sygnałem zapachowym wanilii.
    3. Myszy z waniliowym DS+: dla tych myszy, podczas przygotowania areny do szkolenia (patrz krok 1.4 poniżej), oznacz dozowniki zapachów i doniczki zawierające nagrodę o wysokiej wartości sygnałem zapachowym wanilii, a te nie zawierające nagrody sygnałem zapachowym mięty.
      UWAGA: Zadanie to składa się z wzmocnionych prób szkoleniowych i niewzmocnionych prób testowych. Podczas niewzmocnionych prób testowych myszy nie mają dostępu do nagród (patrz krok 1.4.3 poniżej), a niejednoznaczny sygnał zapachowy dla myszy z miętowym i waniliowym DS+ jest taką samą mieszaniną mięty i wanilii w stosunku 1:1.
    4. Pseudolosowo przydziel klatki do grup z zapachowym ramieniem lewym lub prawym (z zachowaniem przeciwbilansowania pomiędzy grupami zapachowymi DS+) w następujący sposób.
    5. Lewe: dla tych myszy, podczas przygotowania areny do szkolenia i testowania (patrz krok 1.4 poniżej), oznacz lewe ramię odpowiednim sygnałem zapachowym DS+ lub DS- i upewnij się, że prawe ramię jest zawsze bezzapachowe (oznaczone tylko wodą destylowaną).
    6. Prawe: dla tych myszy, podczas przygotowania areny do szkolenia i testowania (patrz krok 1.4 poniżej), oznacz prawe ramię odpowiednim sygnałem zapachowym DS+ lub DS- i upewnij się, że lewe ramię jest zawsze bezzapachowe (oznaczone tylko wodą destylowaną).
    7. Losowo przypisz każdemu zwierzęciu „kod ślepej próby” w następujący sposób.
      UWAGA: Ślepa próba pozwala badaczowi obsługującemu myszy i oceniającemu ich zachowanie pozostać nieświadomym identyfikatora zwierzęcia lub zastosowanej procedury, co zapobiega niepożądanemu subiektywizmowi. Jest to obowiązkowy krok w celu zgodności z wytycznymi ARRIVE (Animal Research: Reporting of In Vivo Experiments) oraz innymi dokumentami referencyjnymi20.
    8. Dodaj kolumnę dla kodu ślepej próby w arkuszu kalkulacyjnym zawierającym identyfikator każdego zwierzęcia i odpowiadającą mu przypisaną procedurę.
    9. Losowo przypisz każdemu zwierzęciu unikalny kod (np. kombinację litery i cyfry „A2”), który nie jest powiązany z numerem klatki ani procedurą.
      UWAGA: Cała randomizacja powinna być przeprowadzona przy użyciu generatora liczb losowych (np. Random.org). Podczas tego kroku randomizacji zastosuj przeciwbilansowanie w zależności od procedury, szczepu itd., gdzie jest to możliwe. Powinno to być wykonane przez asystenta badawczego, który pozostanie „odsłonięty” z procedur przez cały czas trwania eksperymentów. Ta osoba nie może zbierać danych podczas testowania, aby uniknąć stronniczych ocen.
    10. Podczas całego procesu zbierania danych dostarczaj badaczowi pracującemu w ślepej próbie, który ocenia na żywo i wideo czas latencji do rozpoczęcia kopania oraz czas trwania kopania, jedynie kod ślepej próby zwierzęcia, aby badacz nie znał procedury.
      UWAGA: Arkusze używane podczas zbierania danych będą zawierać tylko kod ślepej próby zwierzęcia oraz odpowiadającą mu latencję do kopania i czas trwania kopania dla każdej próby. Po zakończeniu eksperymentów do arkusza można dodać odpowiadający identyfikator zwierzęcia i informacje o procedurze, tym samym „odsłaniając” badaczy w celu analizy danych.
  2. Przygotowanie materiałów.
    1. Nagrody żywieniowe o wysokiej wartości: ręcznie połamać suszone słodzone chipsy bananowe na kawałki o wymiarach około 0,5 cm x 0,5 cm.
    2. Nagrody żywieniowe o niskiej wartości: używając deski do krojenia i noża, pokroić karmę dla gryzoni (z regularnej diety zwierząt) na kawałki o objętości około 0,125 cm3.
      UWAGA: Przed rozpoczęciem zadania należy przeprowadzić testy pilotażowe w celu zidentyfikowania nagród o wysokiej i niskiej wartości.
    3. Esencje z mięty i wanilii: używając strzykawki 1 mL lub mikropipety, nalać ekstrakt z mięty i wanilii do oznakowanych probówek wirówkowych. Rozcieńczyć ekstrakty w stosunku 1:4 wodą destylowaną i wymieszać, odwracając probówkę kilka razy. Przygotowywać je codziennie i wielokrotnie odwracać przed użyciem, aby zapewnić świeżość i spójność mieszanin.
    4. Niejednoznaczna mieszanina zapachowa: po rozcieńczeniu esencji z mięty i wanilii, dodać równe objętości do probówki wirówkowej (tworząc mieszaninę rozcieńczonych esencji w stosunku 1:1). Przygotować je w dniu testowania reakcji na niejednoznaczną mieszaninę zapachową i wielokrotnie odwracać przed użyciem, aby zapewnić świeżość i spójność mieszaniny.
      UWAGA: Zdecydowanie zaleca się przeprowadzenie testów pilotażowych w celu zidentyfikowania odpowiednich rozcieńczeń i pośrednich mieszanin zapachowych, aby zapewnić użyteczność niejednoznacznych sond, ponieważ intensywność może różnić się w zależności od producenta, partii itp. Jeśli oferowanych jest wiele niejednoznacznych sygnałów, losowo przydziel myszy do sygnałów testowych: bliskich pozytywnemu, środkowych i bliskich negatywnemu. Szczegóły znajdują się w sekcji Dyskusja.
    5. Waciki bawełniane: przeciąć każdy okrągły wacik bawełniany na sześć równych części (aby zmieściły się w kasetach do tkanek używanych jako dozowniki zapachów).
      UWAGA: Liczba nagród żywieniowych o wysokiej i niskiej wartości, wacików bawełnianych oraz objętości mieszanin zapachowych będzie zależeć od liczby testowanych osobników. Prosimy odnieść się do Tabeli 1 w celu sprawdzenia liczby prób na osobnik w każdej fazie oraz do Tabeli 2 w celu sprawdzenia materiałów wymaganych dla każdego typu próby.
    6. Wyznaczenie obszaru eksperymentalnego: prowadzić szkolenie i testowanie na stole laboratoryjnym w pomieszczeniu z koloniami lub w innym miejscu. Wszystkie próby należy przeprowadzać pod czerwonym światłem podczas fazy ciemnej, kiedy myszy są aktywne.
  3. Przedszkolenie (1 tydzień przed eksperymentami) z kopania w klatce domowej.
    1. Do każdej testowanej klatki wsypać niewielką ilość podłoża z kolb kukurydzianych do dwóch doniczek do kopania (tyle, aby tylko przykryć dno doniczki), co pomoże utrzymać przysmaki w centrum doniczki podczas zakopywania.
    2. W jednej doniczce umieścić kawałki nagrody o wysokiej wartości na warstwie kolb kukurydzianych w taki sposób, aby każda mysz w klatce otrzymała jeden kawałek (np. trzy kawałki chipsów bananowych dla klatki z trzema myszami). W drugiej doniczce umieścić kawałki nagrody o niskiej wartości na warstwie kolb kukurydzianych w taki sposób, aby każda mysz w klatce otrzymała jeden kawałek (np. trzy kawałki karmy dla klatki z trzema myszami).
    3. Powoli wsypać podłoże z kolb kukurydzianych na przysmaki w każdej doniczce, przykrywając je i wypełniając doniczki do wysokości 3 cm.
    4. Jednocześnie umieścić jedną doniczkę z nagrodą o wysokiej wartości i jedną z nagrodą o niskiej wartości w każdej klatce na 10 min. Po 10 min usunąć doniczki ze wszystkich klatek.
    5. Wyrzucić pozostałe w doniczce kolby kukurydziane i przysmaki. Dokładnie przetrzeć wszystkie doniczki 70% etanolem, aby zapobiec wpływowi zapachów zwierząt i klatek na przyszłe próby.
    6. Powtarzać kroki 1.3.1–1.3.5 raz dziennie przez 5 kolejnych dni.
      UWAGA: Celem tej fazy jest umożliwienie wszystkim współlokatorom z klatki możliwości kopania i zjedzenia przysmaku przed rozpoczęciem formalnego szkolenia. Ułatwia to również habituację do nagród żywieniowych.
  4. Przygotowanie areny do szkolenia i testowania.
    1. Umieścić arenę na stole roboczym pod czerwonym światłem. Wszystkie elementy areny, doniczki do kopania i dozowniki zapachów dokładnie przetrzeć 70% etanolem, aby usunąć kurz i wszelkie zapachy z poprzednich prób.
    2. Przygotować doniczki do kopania w następujący sposób.
    3. Umieścić odpowiednie nagrody żywieniowe w „przedziale niedostępnym” (patrz Rycina 1).
      UWAGA: Nagrody umieszczone w tym przedziale zależą od tego, jakie przysmaki (jeśli w ogóle) są zakopywane w danej próbie (patrz Tabela 2). Zatem każda doniczka zawsze będzie zawierać jeden kawałek chipsa bananowego i jeden kawałek karmy w dwóch przedziałach.
      1. Doniczki z zapachem DS+: podczas prób wzmocnionych umieścić jeden kawałek karmy w przedziale niedostępnym i zakopać jeden kawałek chipsa bananowego w dostępnej części doniczki.
      2. Doniczki z zapachem DS-: podczas prób wzmocnionych umieścić jeden kawałek karmy i jeden kawałek chipsa bananowego w przedziale niedostępnym. W dostępnej części doniczki nie będą dostępne żadne nagrody żywieniowe.
      3. Doniczki bezzapachowe: podczas prób wzmocnionych umieścić jeden kawałek chipsa bananowego w przedziale niedostępnym i zakopać jeden kawałek karmy w dostępnej części doniczki.
      4. Podczas wszystkich niewzmocnionych prób testowych (pozytywnych, negatywnych i niejednoznacznych) umieścić jeden kawałek karmy i jeden kawałek chipsa bananowego w przedziale niedostępnym. W dostępnej części doniczki nie będą dostępne żadne nagrody żywieniowe.
        UWAGA: Ten krok ma zapobiec ujawnieniu, która doniczka jest nagradzana, poprzez zapach zakopanych przysmaków. W związku z tym bariera między dwoma przedziałami jest perforowana, aby ułatwić przenikanie zapachu.
    4. Wsypać niewielką ilość podłoża z kolb kukurydzianych do każdej doniczki, aby utrzymać nagrody żywieniowe w centrum podczas zakopywania. Umieścić jeden kawałek odpowiedniej nagrody żywieniowej (patrz Tabela 2) na warstwie kolb kukurydzianych i powoli wsypać podłoże z kolb kukurydzianych na przysmaki, przykrywając je i wypełniając doniczki do wysokości 3 cm.
    5. Używając strzykawki 1 mL lub mikropipety, pobrać 0,1 mL odpowiedniej mieszaniny zapachowej (t.j. mieszaniny miętowej, waniliowej lub niejednoznacznej) lub wody destylowanej (patrz Tabela 2) i wstrzyknąć ją bezpośrednio na kolby kukurydziane ruchem okrężnym.
    6. Przygotować dozowniki zapachów.
      1. Umieścić jeden kawałek wacika bawełnianego w podstawie kasety do tkanek. Używając strzykawki 1 mL lub mikropipety, pobrać 0,1 mL odpowiedniej mieszaniny zapachowej (t.j. mieszaniny miętowej, waniliowej lub niejednoznacznej) lub wody destylowanej (patrz Tabela 2) i wstrzyknąć ją na kawałek bawełny. Przykryć kasetę do tkanek pokrywką, aby zamknąć zapachową bawełnę, tworząc dozownik zapachu.
    7. Umieścić doniczki do kopania na końcach ramion, a dozowniki zapachów na początku każdego ramienia. Wsunąć wyjmowane „drzwi” bezpośrednio przed gniazdami kaset, aby zablokować wejście do ramion areny i stworzyć przedział startowy (patrz Rycina 1).
      ​UWAGA: Doniczki do kopania, dozowniki zapachów i strzykawki muszą być wyraźnie oznakowane i używane tylko dla jednego zapachu przez cały czas trwania eksperymentów, aby uniknąć niezamierzonego zmieszania sygnałów zapachowych (t.j. przez cały czas używać oddzielnych zestawów materiałów dla mieszanin miętowych, waniliowych, bezzapachowych i niejednoznacznych).

2. Trening kopania: 5 dni, dwie udane próby dziennie (Tabela 2)

  1. Głodzić myszy przez 1 h przed treningiem w ich domowej klatce, usuwając pokarm z karmnika.
  2. Przygotować arenę do próby pozytywnej z wzmocnieniem, postępując zgodnie z powyższymi instrukcjami przygotowania areny (krok 1.4).
  3. W 1. dniu treningu kopania umieścić nagrody pokarmowe na wierzchu 3 cm ściółki z kolb kukurydzy, zamiast je zakopywać.
  4. Stopniowo zakopywać nagrody głębiej pod kolbami kukurydzy przez kolejne 4 dni, aż w 5. dniu znajdą się one na dnie 3 cm ściółki (tzn. dzień 1: na wierzchu kolb kukurydzy, dzień 2: zakopane bardzo cienką warstwą kolb kukurydzy, dzień 3: zakopane do połowy głębokości naczynia, dzień 4: zakopane do trzech czwartych głębokości naczynia i dzień 5: zakopane na dnie naczynia).
  5. Przenieść myszy z klatki domowej do pustej klatki transportowej. Umieścić na klatce transportowej kartę z zaszyfrowanym kodem zwierzęcia, aby badacz przeprowadzający eksperymenty nie znał tożsamości zwierzęcia ani zastosowanej procedury. Przenieść myszy do obszaru doświadczalnego.
    UWAGA: Kroki 2.1 i 2.5 powinny zostać wykonane przez asystenta badawczego zaznajomionego z myszami. Kolejne kroki podczas prób będą prowadzone przez badacza nieznającego tożsamości zwierzęcia (oraz zastosowanej procedury, jeśli dotyczy). Myszy należy zawsze przenosić, używając metody kubeczkowej (otwartą dłonią) lub tunelowej (za pomocą papierowego kubka lub plastikowego tunelu), aby uniknąć efektów awersyjnych związanych z tradycyjnym chwytaniem za ogon21.
  6. Przenieść myszy z klatki transportowej do komory startowej areny. Usunąć „drzwiczki” startowe, natychmiast opuścić pleksiglasową pokrywę nad areną i uruchomić 5-minutowy timer próby.
    UWAGA: Jeśli testowane są jednocześnie myszy z tej samej klatki, należy to zrobić w tym samym czasie. Liczba zwierząt testowanych jednocześnie zależy jednak od liczby dostępnych ślepych obserwatorów; idealnie jeden badacz powinien obserwować i obsługiwać jedno zwierzę na raz, ale w razie potrzeby jedna osoba może obserwować i obsługiwać dwa zwierzęta jednocześnie.
  7. Na bieżąco oceniać czas latencji do rozpoczęcia kopania oraz latencję do zjedzenia nagrody w obu ramionach.
    1. Zarejestrować latencję do kopania jako czas, w którym zaobserwowano pierwsze wystąpienie kopania. Kopanie definiuje się jako aktywne odpychanie lub manipulowanie ściółką z kolb kukurydzy przednimi łapami i/lub pyszczkiem.
    2. Zarejestrować latencję do jedzenia jako czas, w którym zaobserwowano pierwsze wystąpienie jedzenia. Jedzenie definiuje się jako konsumpcję nagrody przez mysz, podczas gdy trzyma ją ona w przednich łapach i siedzi na tylnych kończynach.
  8. Po zakończeniu próby podnieść pleksiglasową pokrywę i przenieść mysz z powrotem do klatki transportowej.
  9. Wyrzucić całą ściółkę z kolb kukurydzy i pozostałe w naczyniach przysmaki. Otworzyć kasety do tkanek i wyrzucić kawałki waty. Przetrzeć wszystkie elementy areny i naczyń do kopania oraz dokładnie zdezynfekować dyspensery 70% etanolem.
  10. Przygotować arenę do drugiej próby pozytywnej (krok 1.4). Powtórzyć kroki 2.6–2.9 dla próby pozytywnej z wzmocnieniem.
  11. Oddać klatkę transportową asystentowi badawcznemu, aby myszy mogły zostać umieszczone z powrotem w klatce domowej.
  12. Powtarzać kroki 2.1–2.11 przez 5 kolejnych dni.

3. Trening dyskryminacyjny: 10 dni, cztery próby dziennie

  1. Przygotować arenę do próby pozytywnej lub negatywnej (patrz Tabela 2) zgodnie z instrukcjami w kroku 1.4.
  2. Przeprowadzić dwie próby pozytywne i dwie negatywne dziennie, zgodnie z kolejnością określoną w Tabeli 2 (tj. naprzemienne próby pozytywne i negatywne w dniach 1-5 oraz kolejność pseudolosowa w dniach 6-10).
  3. Postępować zgodnie z instrukcjami w kroku 2.1 na początku każdego dnia treningowego, a następnie wykonać kroki 2.5-2.10. Powtarzać do momentu, aż myszy przejdą łącznie cztery próby.
  4. Przekazać klatkę transportową asystentowi badawczemu, aby myszy mogły zostać umieszczone z powrotem w klatce domowej.
  5. Powtarzać kroki 3.1-3.4 raz dziennie przez łącznie 10 dni (tj. dwa kolejne 5-dniowe tygodnie pracy, przedzielone 2-dniowym weekendem).

4. Testowanie

UWAGA: Czas trwania testowania wynosi 3-5 dni (w zależności od czasu potrzebnego każdemu myszy na spełnienie kryteriów uczenia się); w sesjach, w których przeprowadzane są próby testowe pozytywne i negatywne, wykonuje się pięć prób dziennie, natomiast podczas testu niejednoznacznego wykonuje się trzy próby dziennie.

  1. Głodzić myszy przez 1 h przed treningiem/testowaniem w ich klatce domowej poprzez usunięcie pokarmu z dozownika.
  2. Przeprowadzić jedną próbę pozytywną i jedną próbę negatywną w losowej kolejności (patrz Tabela 1), stosując instrukcje przygotowania areny z kroku 1.4 oraz instrukcje dotyczące prób wzmocnionych z kroków 2.5-2.10.
  3. Przeprowadzić jedną próbę testową bez wzmocnienia, rejestrowaną wideo.
    UWAGA: Próby bez wzmocnienia są identyczne z próbami wzmocnionymi, z wyjątkiem miejsca umieszczenia nagród. W związku z tym w próbie bez wzmocnienia jedna sztuka każdej nagrody o wysokiej i niskiej wartości jest umieszczana w przedziale niedostępnym, zarówno dla doniczkowych zapachowych, jak i bezzapachowych.
    1. Przeprowadzać codziennie jedną pozytywną lub negatywną próbę testową dla każdej myszy, aż do spełnienia kryteriów uczenia się (maksymalnie 4 dni; kryteria uczenia się opisano w kroku 4.7.3). Upewnić się, że pozytywne i negatywne próby testowe są przeprowadzane naprzemiennie w kolejne dni (np. Dzień 1: test pozytywny, Dzień 2: test negatywny, Dzień 3: test pozytywny itd.).
    2. Postępować zgodnie z instrukcjami przygotowania areny z kroku 1.4.
    3. Przenieść myszy z klatki transportowej do przedziału startowego areny. Ustawić kamerę wideo na statywie tak, aby obie doniczki na końcach ramion były w polu widzenia, i rozpocząć nagrywanie. Upewnić się, że karta z zakodowaną tożsamością zwierzęcia i rodzajem próby (Test Pozytywny lub Test Negatywny) została zarejestrowana na wideo (do celów referencyjnych podczas oceny nagrań).
    4. Zdjąć „drzwi” startowe, natychmiast opuścić pleksiglasową pokrywę nad areną i uruchomić 2-minutowy timer próby.
    5. Po zakończeniu próby zatrzymać nagrywanie, odsunąć kamerę na bok, podnieść pleksiglasową pokrywę i przenieść mysz z powrotem do klatki transportowej.
    6. Usunąć całą ściółkę z kolb kukurydzianych oraz pozostałe w doniczkach smakołyki. Otworzyć kasety z chusteczkami i usunąć kawałki waty. Dokładnie przetrzeć wszystkie elementy areny, doniczki do kopania oraz dyspensery zapachów 70% etanolem.
  4. Przeprowadzić jedną próbę pozytywną i jedną próbę negatywną w losowej kolejności (patrz Tabela 1), stosując instrukcje przygotowania areny z kroku 1.4 oraz instrukcje dotyczące prób wzmocnionych z kroków 2.5-2.10.
  5. Przekazać klatkę transportową asystentowi badawczemu, aby myszy mogły wrócić do klatek domowych.
  6. Po ukończeniu przez wszystkie myszy pięciu codziennych prób, przenieść filmy z karty pamięci kamery na komputer w celu oceny wideo.
  7. Ocenić nagrania z pozytywnych i negatywnych prób testowych w dniu testowania, aby sprawdzić, czy myszy spełniły kryteria uczenia się. Należy przeprowadzić ocenę wideo tego samego dnia, ponieważ zwierzęta, które spełnią kryteria uczenia się, zostaną poddane testom niejednoznacznym następnego dnia.
    1. Za pomocą oprogramowania do rejestracji zdarzeń lub stoperem, badacz nieznający przydziału grup (ślepa próba) powinien zarejestrować czas latencji do kopania oraz czas trwania kopania każdej myszy w każdej doniczce podczas pierwszej minuty pozytywnych i negatywnych prób testowych.
    2. Latencję do kopania rejestrować jako czas wystąpienia pierwszej obserwacji kopania. Kopanie definiuje się jako aktywne odpychanie lub manipulowanie ściółką z kolb kukurydzianych przednimi łapami i/lub pyszczkiem. Czas trwania kopania rejestrować jako całkowity czas, jaki mysz spędziła na kopaniu.
    3. Porównać czas trwania kopania w ramieniu zapachowym pomiędzy próbami pozytywnymi (DS+) a negatywnymi (DS-) dla każdej myszy, aby określić, czy zwierzęta potrafią rozróżnić zadanie. Kryterium uczenia się uznaje się za spełnione, jeśli czas trwania kopania w zapachowym ramieniu DS+ jest co najmniej dwukrotnie dłuższy niż w ramieniu DS- podczas pierwszej minuty testowania (przy minimalnym czasie kopania w DS+ wynoszącym 3 s).
  8. Powtarzać kroki 4.1-4.7 codziennie, aż myszy spełnią kryterium uczenia się.
    1. Wykluczyć z prób niejednoznacznych (a tym samym z oceny błędu oceny/judgment bias) osobniki, które nie spełniły kryterium do 4. dnia.
  9. W przypadku myszy, które spełniły kryteria uczenia się, przetestować reakcje na niejednoznaczną mieszaninę zapachową.
    1. Głodzić myszy przez 1 h przed treningiem/testowaniem w ich klatce domowej poprzez usunięcie pokarmu z dozownika.
    2. Przeprowadzić jedną pozytywną i jedną negatywną próbę wzmocnioną w losowej kolejności, stosując instrukcje przygotowania areny z kroków 1.4 oraz instrukcje prób wzmocnionych z kroków 2.5-2.10.
    3. Przeprowadzić jedną próbę testową bez wzmocnienia, rejestrowaną wideo, zgodnie z opisem w kroku 4.3, z użyciem niejednoznacznej mieszaniny zapachowej (patrz Tabela 2).
  10. Ocenić nagrania z prób niejednoznacznych w celu określenia błędu oceny (judgment bias).
    1. Za pomocą oprogramowania do rejestracji zdarzeń lub stoperem, badacz nieznający tożsamości zwierzęcia ani przydziału grupy powinien zarejestrować latencję do kopania każdej myszy (patrz krok 4.7.2) w każdej doniczce podczas pierwszej 1 min i 2 min prób testowych.

5. Analiza danych

UWAGA: Dokładny zakres wymaganych analiz będzie zależeć od szczegółów projektu eksperymentalnego. Przedstawiono tutaj ogólny przegląd, jednak badaczom zdecydowanie zaleca się odniesienie do pracy Gygax22 podczas planowania analiz dla eksperymentów JB na zwierzętach oraz do Gaskill i Garner23 przy wyborze wielkości próby (ponieważ wymagane analizy są często zbyt złożone dla analiz mocy a priori).

  1. Przeprowadź „odślepienie” badacza, dodając do arkusza kalkulacyjnego odpowiedni identyfikator zwierzęcia oraz informacje o zastosowanej procedurze (np. środowisko wzbogacone lub standardowe; lek lub placebo itd.) dla każdego kodu ślepej próby. Upewnij się, że końcowy arkusz zawiera trzy wiersze dla każdego zwierzęcia, które spełniło kryteria uczenia się (tj. dla prób testowych pozytywnych, negatywnych i niejednoznacznych), wskazujące opóźnienia w kopaniu w ramieniu z zapachem.
  2. Uruchom uogólniony liniowy model mieszany z powtarzanymi pomiarami, korzystając z preferowanego oprogramowania statystycznego. W tym przypadku zmienną objaśnianą będzie opóźnienie do rozpoczęcia kopania. Upewnij się, że model obejmuje Treatment (lub interesującą zmienną ciągłą), Trial Type oraz interakcję Treatment x Trial Type jako efekty stałe. Uwzględnij Mouse ID (zagnieżdżony w ramach treatment) jako efekt losowy. Dodatkowe parametry uwzględnione w modelu będą zależeć od zastosowanego projektu eksperymentalnego.
    UWAGA: Jeśli myszy są trzymane w grupach (co jest właściwe dla tego gatunku społecznego24) i testowane są współlokatorzy z jednej klatki, wówczas klatka zagnieżdżona w ramach treatment (jeśli występuje) musi zostać uwzględniona w modelu jako efekt losowy (a Mouse ID musi być następnie zagnieżdżony w ramach klatki).
  3. Wykreśl średnie najmniejszych kwadratów opóźnienia dla każdego typu próby, aby potwierdzić, że zaprezentowany bodziec niejednoznaczny został zinterpretowany jako pośredni (tj. szacowana średnia najmniejszych kwadratów opóźnienia dla próby niejednoznacznej powinna znajdować się w połowie drogi między opóźnieniami pozytywnymi a negatywnymi). Oceń JB myszy tylko wtedy, gdy ten warunek zostanie spełniony.
  4. Oceń efekt prosty treatment (lub interesującej zmiennej ciągłej) na opóźnienie kopania w próbie niejednoznacznej poprzez analizę interakcji Treatment x Trial Type, aby ustalić, czy myszy wykazują JB modulowane przez afekt.

Schemat testu wyboru w labiryncie dla myszy, przedstawiający doniczki zapachowe i bezzapachowe do analizy behawioralnej.
Rycina 1: Schemat aparatury eksperymentalnej. Aparatura JB składa się z prostokątnej areny z dwoma ramionami. Każde ramię zawiera dozownik zapachu umieszczony na początku oraz doniczkę do kopania umieszczoną na końcu. Przedrukowano z Resasco et al.19 za zgodą wydawnictwa Elsevier. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tej ryciny.

Faza:Projekt doświadczalny
WszystkieNagroda o wysokiej wartościChips bananowy
Nagroda o niskiej wartościPasza dla gryzoni
DS+Mięta lub wanilia (zrównoważone)
DS-Mięta lub wanilia (zrównoważone)
Trening kopaniaHarmonogram treningu kopania5 dni: 2 próby Pos/dzień
Czas trwania próby kopania5 min
Trening dyskryminacjiHarmonogram treningu dyskryminacji10 dni: 4 próby/dzień
Kolejność prób kopaniaDni 1-5: 4 próby/dzień
Próba 1: Pos
Próba 2: Neg
Próba 3: Pos
Próba 4: Neg
Dni 6-10: 4 próby/dzień*
Czas trwania próby dyskryminacji5 min
TestowanieHarmonogram testowania3-5 dni (zależnie od czasu spełnienia kryteriów uczenia się)
5 prób/dzień
Kolejność faz testowaniaPróby 1 i 2: Pos lub Neg**
Próba 3: próba testowa
Próby 4 i 5: Pos lub Neg**
Czas trwania próby testowej2 min
* Próby zostały zpseudorandomizowane tak, aby myszy zawsze miały dwie próby Pos i dwie próby Neg dziennie
** Próby zostały zpseudorandomizowane tak, aby myszy zawsze miały jedną próbę Pos i jedną próbę Neg przed i po próbie testowej

Tabela 1: Podsumowanie projektu eksperymentalnego oraz harmonogramu treningu i testowania.Liczba i kolejność prób w ciągu dnia dla faz treningu kopania, treningu dyskryminacyjnego oraz testowania, wraz ze szczegółami projektu eksperymentalnego. Przedrukowano z Resasco et al.19 za zgodą wydawnictwa Elsevier.

Szczegóły badania
FazaTyp badaniaKąt zapachowyBezzapachowe ramię
Bodziec zapachowyZakopana nagrodaNiedostępna nagrodaSygnał zapachowyZakopana nagrodaNieosiągalna nagroda
Trening kopania i dyskryminacjiSzkolenie z zakresu PoSDS+BananKarmidłoWodaChowBanan
Trening negatywnyDS-Brak nagrodyBanan + paszaWodaChowBanan
TestowanieTest pozytywnyDS+Brak nagrodyBanan + paszaWodaBrak nagrodyBanan + pasza
Test negatywnyDS-Brak nagrodyBanan + karmaWodaBrak nagrodyBanan + pokarm dla zwierząt
Test niejednoznacznyMięta
mieszanina waniliowa		Brak nagrodyBanan + paszaWodaBrak nagrodyBanan + karma
Kryterium uczenia sięMyszy muszą kopać w doniczce DS+ (test pozytywny) dwa razy dłużej niż w doniczce DS- (test negatywny), a czas kopania musi wynosić minimum 3 s.

Tabela 2. Podsumowanie szczegółów prób. Bodźce zapachowe i nagrody przedstawione w każdym typie próby podczas faz treningu kopania, treningu dyskryminacyjnego i testowania. DS(+): pozytywny bodziec dyskryminacyjny, DS(-): negatywny bodziec dyskryminacyjny, Pos: pozytywny, Neg: negatywny. Przedrukowano z Resasco et al.19 za zgodą wydawnictwa Elsevier. Rozszerzoną tabelę zaprezentowano w Tabeli Uzupełniającej S2 w oryginalnym artykule.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawione tutaj wyniki odzwierciedlają istotne wnioski z eksperymentu 1 przeprowadzonego przez Resasco i współpracowników19. Obiektami w tym eksperymencie były 18 samic myszy C57BL/6NCrl („C57”) oraz 18 samic Balb/cAnNCrl („Balb”). Zwierzęta trafiły do placówki w wieku 3-4 tygodni i zostały losowo przydzielone do warunków treściwego środowiska lub standardowego zakwaterowania (odpowiednio EH lub CH) w mieszanych szczepowo kwartetach25. Każda klatka zawierała jedną mysz ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół kopania oparty na zapachu i przedstawione tutaj wyniki pokazują zdolność tego nowatorskiego zadania JB do wykrywania zmian w stanie afektywnym myszy. Zadanie stanowi zatem cenne narzędzie dla różnych dziedzin badań. Podobnie jak w przypadku każdego zadania JB, aby ocenić wpływ zwierzęcia, ważne jest, aby zwierzęta najpierw nauczyły się rozróżniać sygnały (krok 4.7.3) i aby niejednoznaczny bodziec był interpretowany jako pośredni (krok 5.3). Choć proste, spełnienie tych wymagań może być wyzwaniem, szczególnie u m...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni Miguelowi Ayali, Lindsey Kitchenham, Dr. Michelle Edwards, Sylvii Lam i Stephanie Dejardin za ich wkład w prace walidacyjne Reseasco et al.19 walidacji, na której opiera się ten protokół. Chcielibyśmy również podziękować myszom i naszym wspaniałym technikom opieki nad zwierzętami, Michaeli Randall i Michelle Cieplak.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Alkohol absolutnyAlkohol handlowyP016EAANRozcieńczyć do 70% wodą destylowaną, do czyszczenia
Probówki wirówkoweProbówki Fischer5539515 ml używane do rozcieńczania esencji tutaj. Jednak rozmiar można wybrać na podstawie całkowitej objętości wymaganej dla wielkości próbki
Cheerios (oryginalny)CheeriosN/ADostępne w handlu. Używany jako nagroda do szkolenia zwierząt do wchodzenia do klatki aneksowej do obsługi
ściółki z kolb kukurydzyEnvigo7092Teklad 1/8 ściółka z kolb kukurydzy używana do kopania doniczek i klatek
dla zwierząt Płatki bawełnianeEquateN/ADostępne w handlu. Zmodyfikowany w laboratorium, aby pasował do kaset na chusteczki higieniczne do dozowania zapachu
Kopanie garnkówRubbermaidN/ADostępny w handlu. Pojemniki zostały zmodyfikowane tak, aby pasowały do aparatury w laboratorium
Suszone, słodzone chipsy bananoweStock i BarrelN/ADostępne na rynku. Nagroda o wysokiej wartości w zadaniu JB
AparatNie dotyczyAparatura została wykonana w laboratorium
Oprogramowanie do nagrywania zdarzeń JWatcherAnimal Behavior Laboratory, MacquarieUniversity Wersja 1.0Bezpłatnie dostępne do pobrania online. Służy do oceny zachowania kopania podczas zadania JB
Ekstrakt miętowyFleiborN/AKomercyjnie "Menta (Solució n)". Dyskryminacyjny bodziec
Dieta dla gryzoniEnvigo2914Teklad global 14% białkowe diety pielęgnacyjne dla gryzoni. Nagroda o niskiej wartości w zadaniu JB i regularna dieta w klatce domowej
Oprogramowanie statystyczne SASSAS Wersja 9.4Inne porównywalne programy (np. R) są również odpowiednie
Ekstrakt waniliowyFleiborDostępny w handlu "Vainilla (Solució n)". Dyskryminacyjny zapach bodźca
Kamera wideoSonyDCR-SX22Sony handycam.
JB zapach

Bibliografia

  1. Mathews, A., MacLeod, C. Cognitive vulnerability to emotional disorders. Annual Review of Clinical Psychology. 1, 167-195 (2005).
  2. Mathews, A., MacLeod, C. Cognitive approaches to emotions. Anual Review of Psychology. 45 (1), 25-50 (1994).
  3. Blanchette, I., Richards, A. The influence of affect on higher level cognition: A review of research on interpretation, judgement, decision making and reasoning. Cognition and Emotion. 24 (4), 561-595 (2010).
  4. MacLeod, C., Cohen, I. L. Anxiety and the interpretation of ambiguity: A text comprehension study. Journal of Abnormal Psychology. 102 (2), 238-247 (1993).
  5. Everaert, J., Podina, I. R., Koster, E. H. W. A comprehensive meta-analysis of interpretation biases in depression. Clinical Psychology Review. 58, 33-48 (2017).
  6. Haselton, M. G., Nettle, D. The paranoid optimist: An integrative evolutionary model of cognitive biases. Personality and Social Psychology Review. 10 (1), 47-66 (2006).
  7. Mendl, M., Paul, E. Getting to the heart of animal welfare. The study of animal emotion. Stichting Animales. , Netherlands. (2017).
  8. Harding, E. J., Paul, E. S., Mendl, M. Cognitive bias and affective state. Nature. 427 (6972), 312(2004).
  9. Douglas, C., Bateson, M., Walsh, C., Bédué, A., Edwards, S. A. Environmental enrichment induces optimistic cognitive biases in pigs. Applied Animal Behaviour Science. 139 (1-2), 65-73 (2012).
  10. Paul, E. S., Harding, E. J., Mendl, M. Measuring emotional processes in animals: The utility of a cognitive approach. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 29 (3), 469-491 (2005).
  11. Mendl, M., Burman, O. H. P., Parker, R. M. A., Paul, E. S. Cognitive bias as an indicator of animal emotion and welfare: Emerging evidence and underlying mechanisms. Applied Animal Behaviour Science. 118 (3-4), 161-181 (2009).
  12. Rygula, R., Pluta, H., Popik, P. Laughing rats are optimistic. PLoS ONE. 7 (12), 51959(2012).
  13. Boissy, A., et al. Assessment of positive emotions in animals to improve their welfare. Physiology and Behavior. 92 (3), 375-397 (2007).
  14. Ross, M., Garland, A., Harlander-Matauschek, A., Kitchenham, L., Mason, G. Welfare-improving enrichments greatly reduce hens' startle responses, despite little change in judgment bias. Scientific Reports. 9 (1), 1-14 (2019).
  15. Lagisz, M., et al. Optimism, pessimism and judgement bias in animals: A systematic review and meta-analysis. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 118, 3-17 (2020).
  16. Canadian Council on Animal Care CCAC Animal Data Report 2019. , Available from: https://ccac.ca/Documents/AUD/2019-Animal-Data-Report.pdf (2019).
  17. Report From the Commission to the European Parlaiment and the Council. European Commission. , Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/HTML/?uri=CELEX:52020DC0016&from=EN (2020).
  18. Cryan, J. F., Holmes, A. Model organisms: The ascent of mouse: Advances in modelling human depression and anxiety. Nature Reviews Drug Discovery. 4 (9), 775-790 (2005).
  19. Resasco, A., et al. Cancer blues? A promising judgment bias task indicates pessimism in nude mice with tumors. Physiology and Behavior. 238, 113465(2021).
  20. Percie du Sert, N., et al. The ARRIVE guidelines 2.0: Updated guidelines for reporting animal research. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 40 (9), 1769-1777 (2020).
  21. Gouveia, K., Hurst, J. L. Optimising reliability of mouse performance in behavioural testing: The major role of non-aversive handling. Scientific Reports. 7, 44999(2017).
  22. Gygax, L. The A to Z of statistics for testing cognitive judgement bias. Animal Behaviour. 95, 59-69 (2014).
  23. Gaskill, B. N., Garner, J. P. Power to the people: Power, negative results and sample size. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science: JAALAS. 59 (1), 9-16 (2020).
  24. MacLellan, A., Adcock, A., Mason, G. Behavioral biology of mice. Behavioral Biology of Lab Animals. , 89-111 (2021).
  25. Walker, M., et al. Mixed-strain housing for female C57BL/6, DBA/2, and BALB/c mice: Validating a split-plot design that promotes refinement and reduction. BMC Medical Research Methodology. 16 (11), (2016).
  26. Weber, E. M., Dallaire, J. A., Gaskill, B. N., Pritchett-Corning, K. R., Garner, J. P. Aggression in group-housed laboratory mice: Why can't we solve the problem. Lab Animal. 46 (4), 157-161 (2017).
  27. Nip, E., et al. Why are enriched mice nice Investigating how environmental enrichment reduces agonism in female C57BL / 6, DBA / 2, and BALB / c mice. Applied Animal Behaviour Science. 217, 73-82 (2019).
  28. Tilly, S. C., Dallaire, J., Mason, G. J. Middle-aged mice with enrichment-resistant stereotypic behaviour show reduced motivation for enrichment. Animal Behaviour. 80 (3), 363-373 (2010).
  29. Fureix, C., et al. Stereotypic behaviour in standard non-enriched cages is an alternative to depression-like responses in C57BL/6 mice. Behavioural Brain Research. 305, 186-190 (2016).
  30. Nip, E. The long-term effects of environmental enrichment on agonism in female C57BL/6, BALB/c, and DBA/2 mice. Thesis Dissertation. , University of Guelph. (2018).
  31. Wei, J., Carroll, R. J., Harden, K. K., Wu, G. Comparisons of treatment means when factors do not interact in two-factorial studies. Amino Acids. 42 (5), 2031-2035 (2012).
  32. Ruxton, G. D., Neuhäuser, M. When should we use one-tailed hypothesis testing. Methods in Ecology and Evolution. 1 (2), 114-117 (2010).
  33. Young, J. W., et al. The odour span task: A novel paradigm for assessing working memory in mice. Neuropharmacology. 52 (2), 634-645 (2007).
  34. Latham, N., Mason, G. From house mouse to mouse house: The behavioural biology of free-living Mus musculus and its implications in the laboratory. Applied Animal Behaviour Science. 86 (3-4), 261-289 (2004).
  35. Jones, S., et al. Assessing animal affect: an automated and self-initiated judgement bias task based on natural investigative behaviour. Scientific Reports. 8 (1), 12400(2018).
  36. Novak, J., et al. Effects of stereotypic behaviour and chronic mild stress on judgement bias in laboratory mice. Applied Animal Behaviour Science. 174, 162-172 (2016).
  37. Krakenberg, V., von Kortzfleisch, V. T., Kaiser, S., Sachser, N., Richter, S. H. Differential effects of serotonin transporter genotype on anxiety-like behavior and cognitive judgment bias in mice. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 13, 263(2019).
  38. Krakenberg, V., et al. Technology or ecology? New tools to assess cognitive judgement bias in mice. Behavioural Brain Research. 362, 279-287 (2019).
  39. Krakenberg, V., et al. Effects of different social experiences on emotional state in mice. Scientific Reports. 10, 15255(2020).
  40. Bračić, M., Bohn, L., Krakenberg, V., Schielzeth, H., Kaiser, S. Once an optimist, always an optimist? Studying cognitive judgment bias in mice. EcoEvoRxiv. , (2021).
  41. Jones, S., Paul, E. S., Dayan, P., Robinson, E. S. J., Mendl, M. Pavlovian influences on learning differ between rats and mice in a counter-balanced Go/NoGo judgement bias task. Behavioural Brain Research. 331, 214-224 (2017).
  42. Roelofs, S., Boleij, H., Nordquist, R. E., vander Staay, F. J. Making decisions under ambiguity: Judgment bias tasks for assessing emotional state in animals. Frontiers in Behavioral Neuroscience. 10 (119), 1-16 (2016).
  43. Sherwin, C. M., Haug, E., Terkelsen, N., Vadgama, M. Studies on the motivation for burrowing by laboratory mice. Applied Animal Behaviour Science. 88 (3-4), 343-358 (2004).
  44. Deacon, R. M. J. Burrowing: A sensitive behavioural assay, tested in five species of laboratory rodents. Behavioural Brain Research. 200 (1), 128-133 (2009).
  45. MacDougall-Shackleton, S. A., Bonier, F., Romero, L. M., Moore, I. T. Glucocorticoids and "stress" are not synonymous. Integrative Organismal Biology. 1 (1), 1-8 (2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Stan afektywny myszydobrostan zwierz tinterpretacja niejednoznacznych wskaz wekdyskryminacyjny bodziec zapachowytesty behawioralnezadanie oparte na zapachuocena wideowzbogacenie rodowiskowe

Powiązane artykuły