Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Bioprospekcja mikroorganizmów ekstremofilnych w celu rozwiązania problemu zanieczyszczenia środowiska

3.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63453

⸱

30 grudnia 2021

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biology, University of Naples Federico II, 2Institute of Polymers, Composites and Biomaterials (IPCB), Consiglio Nazionale delle Ricerche CNR, 3Division of Biological Systems and Engineering, Lawrence Berkeley National Laboratory, 4BAT Center-Interuniversity Center for Studies on Bioinspired Agro-Environmental Technology, University of Napoli Federico II

W tym artykule

Podsumowanie

Izolacja odpornych na metale ciężkie mikroorganizmów ze źródeł geotermalnych jest gorącym tematem dla rozwoju biosystemów bioremediacji i monitorowania środowiska. Badanie to zapewnia metodologiczne podejście do izolowania i identyfikacji bakterii tolerujących metale ciężkie z gorących źródeł.

Streszczenie

Źródła geotermalne są bogate w różne jony metali ze względu na interakcję między skałą a wodą, która zachodzi w głębokiej warstwie wodonośnej. Ponadto, ze względu na sezonowe wahania pH i temperatury, w tych ekstremalnych środowiskach okresowo obserwuje się wahania składu pierwiastków, wpływając na środowiskowe zbiorowiska drobnoustrojów. Mikroorganizmy ekstremofilne, które rozwijają się w wulkanicznych kominach termicznych, rozwinęły mechanizmy oporu do radzenia sobie z kilkoma jonami metali obecnymi w środowisku, biorąc w ten sposób udział w złożonych cyklach biogeochemicznych metali. Co więcej, ekstremofile i ich produkty znalazły rozległą pozycję na rynku, a dotyczy to zwłaszcza ich enzymów. W tym kontekście ich charakterystyka jest funkcjonalna dla rozwoju biosystemów i bioprocesów do monitorowania środowiska i bioremediacji. Do tej pory izolacja i hodowla mikroorganizmów ekstremofilnych w warunkach laboratoryjnych nadal stanowi wąskie gardło dla pełnego wykorzystania ich potencjału biotechnologicznego. W niniejszej pracy opisano uproszczony protokół izolacji mikroorganizmów ciepłolubnych z gorących źródeł, a także ich identyfikację genotypową i fenotypową poprzez następujące etapy: (1) Pobieranie próbek mikroorganizmów z miejsc geotermalnych ("Pisciarelli", obszar wulkaniczny Campi Flegrei w Neapolu, Włochy); (2) Izolacja mikroorganizmów odpornych na metale ciężkie; (3) Identyfikacja izolatów drobnoustrojów; (4) Charakterystyka fenotypowa izolatów. Metodologie opisane w tej pracy mogą być ogólnie stosowane również do izolacji mikroorganizmów z innych ekstremalnych środowisk.

Wprowadzenie

Ekstremalne środowiska na naszej planecie są doskonałym źródłem mikroorganizmów zdolnych do tolerowania trudnych warunków (np. temperatury, pH, zasolenia, ciśnienia i metali ciężkich)1,2, czyli Islandia, Włochy, USA, Nowa Zelandia, Japonia, Afryka Środkowa i Indie, najlepiej poznane i zbadane obszary wulkaniczne3,4,5,6,7,8,9. Termofile wyewoluowały w trudnych warunkach w zakresie temperatur od 45 °C do 80 °C10,11,12. Mikroorganizmy ciepłolubne, należące do królestwa archeonów lub bakterii, są rezerwuarem do badania różnorodności biologicznej, filogenezy i produkcji ekskluzywnych biomolekuł do zastosowań przemysłowych 13,14,15,16. Rzeczywiście, w ostatnich dziesięcioleciach ciągły popyt przemysłowy na rynku światowym zachęcił do wykorzystywania ekstremofilów i termozymów do ich zróżnicowanych zastosowań w kilku dziedzinach biotechnologicznych 17,18,19.

Gorące źródła, w których organizmy żyją w konsorcjach, są bogatym źródłem różnorodności biologicznej, stanowiąc tym samym atrakcyjne środowisko do badania ekologii mikrobiologicznej20,21. Co więcej, te bogate w metale wulkaniczne obszary są powszechnie kolonizowane przez mikroorganizmy, które wykształciły systemy tolerancji, aby przetrwać i przystosować się do obecności metali ciężkich22,23 i dlatego są aktywnie zaangażowane w swoje cykle biogeochemiczne. W dzisiejszych czasach metale ciężkie są uważane za priorytetowe zanieczyszczenia dla ludzi i środowiska. Mikroorganizmy odporne na metale ciężkie są w stanie rozpuszczać i wytrącać metale poprzez ich przekształcanie i przebudowę ich ekosystemów24,25. Zrozumienie molekularnych mechanizmów oporności na metale ciężkie jest gorącym tematem ze względu na pilną potrzebę opracowania nowatorskich ekologicznych podejść26,27,28. W tym kontekście, odkrycie nowych tolerancyjnych bakterii stanowi punkt wyjścia do opracowania nowych strategii bioremediacji środowiskowej 24,29. Równolegle z wysiłkami na rzecz zbadania środowisk hydrotermalnych za pomocą procedur mikrobiologicznych i poszerzenia wiedzy na temat roli genów leżących u podstaw tolerancji na metale ciężkie, przeprowadzono badania przesiewowe mikrobiologiczne w rejonie gorących źródeł w Campi Flegrei we Włoszech. To bogate w metale ciężkie środowisko wykazuje potężną aktywność hydrotermalną, fumarol i wrzące baseny, zmienne pod względem pH i temperatury w zależności od sezonowości, opadów deszczu i podziemnych ruchów geologicznych30. W tej perspektywie opisujemy łatwy do zastosowania i skuteczny sposób izolacji bakterii odpornych na metale ciężkie, na przykład Geobacillus stearothermophilus GF1631 (nazwany jako izolat 1) i Alicyclobacillus mali FL1832 (nazwany jako izolat 2) z obszaru Pisciarelli w Campi Flegrei.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Pobieranie próbek mikroorganizmów z miejsc geotermalnych

  1. Wybierz miejsce pobierania próbek, przyjmując jako kryterium miejsca o żądanej temperaturze i pH. Zmierz parametry fizyczne za pomocą cyfrowej sondy termopary, wprowadzając ją do wybranych basenów lub błota.
  2. Zbierz 20 g próbek gleby (w tym przypadku z błota w hydrotermalnym miejscu Pisciarelli Solfatara), zbierając je wysterylizowaną łyżką. Dla każdego wybranego miejsca należy pobrać co najmniej dwie próbki.
  3. Umieścić próbki w sterylnych probówkach polipropylenowych o pojemności 50 ml i natychmiast zamknąć.
  4. Pomiar pH i temperatury za pomocą cyfrowej sondy termoparowej poprzez bezpośrednie wprowadzenie jej do miejsca pobierania próbek. Po użyciu należy dokładnie wypłukać sondę wodą dejonizowaną.

2. Izolacja mikroorganizmów odpornych na metale ciężkie

UWAGA: Wykonaj kroki 2.1-2.7 pod sterylnym kapturem biologicznym.

  1. Zaszczepić 2 g każdej pobranej próbki w 50 ml świeżo przygotowanej pożywki Luria-Bertani (LB), w której pH dostosowano do 4 lub 7 poprzez dodanie HCl lub NaOH.
  2. Próbki należy inkubować w tej samej temperaturze miejsca pobierania próbek i w temperaturze ±5 °C (55 °C i 60 °C w przypadku próbek Pisciarelli) w wytrząsarce orbitalnej o kontrolowanej temperaturze przez 24 godziny z szybkością wytrząsania 180 obr./min.
  3. Umieścić 200 μl wyhodowanych próbek na agarze LB (pH 4 lub pH 7) i inkubować w stanie statycznym przez 48 godzin w temperaturze 55 °C lub 60 °C.
  4. Wyizolować pojedyncze kolonie i powtórzyć cykle powlekania smugami (kroki 2.3 i 2.4) co najmniej trzy razy.
  5. Aby przygotować zamrożone komórki w temperaturze -80 °C, hodować kultury przez noc (ON) i dodać do wyhodowanych komórek 20% glicerolu (w końcowej objętości 1 ml); użyć mieszaniny acetonu i suchego lodu do szybkiego zamrożenia.
  6. Aby przygotować inokulum z glicerolu podstawowego, należy zaszczepić 50 μl w 50 ml LB (pH 4 lub pH 6) i inkubować w temperaturze 55 °C lub 60 °C w wytrząsarce orbitalnej przy 180 obr./min ON.
  7. Aby uzyskać profil wzrostu, należy rozcieńczyć kulturę wstępną (otrzymaną z kroku 2.6) do 0,1 OD600 nm w 10 ml LB (pH 4 lub pH 6), hodować komórki w temperaturze 55 °C lub 60 °C przez 16 godzin w wytrząsarce orbitalnej i mierzyć OD600 nm w odstępach 30 minut.
  8. Na podstawie danych uzyskanych w kroku 2.7 należy skonstruować krzywą wzrostu z czasem (min) na osi X i OD600 nm na osi Y.
  9. Zrealizuj tę samą krzywą wzrostu opisaną w krokach 2.7 i 2.8, ale zmieniając pH (± 1 jednostkę) pożywki hodowlanej (np. pH 3 i 5 dla próbek hodowanych w pH 4) w celu określenia optymalnego pH dla warunków laboratoryjnych.

3. Identyfikacja izolatów mikrobiologicznych

  1. Przygotowanie genomowego DNA
    1. Zaszczepić izolat smugowy z glicerolu w 50 ml pożywki LB (pH 4 lub pH 6) i hodować w wytrząsarce orbitalnej w temperaturze 55 °C lub 60 °C przy 180 obr./min ON.
    2. Zebrać kulturę ON przez odwirowanie przez 10 minut przy 5000 x g. Odrzucić supernatant.
    3. Bezpośrednio przed użyciem przygotuj 10 ml buforu do lizy bakterii składającego się z: 20 mM Tris-HCl pH 8,0, 2 mM EDTA, 1,2% Triton X-100 i lizozymu (20 mg/ml).
    4. Zawiesić osad w 180 μl buforu do lizy bakterii. Inkubować przez 30 minut w temperaturze 37 °C.
    5. Postępuj zgodnie ze wskazówkami wskazanymi przez zestaw do oczyszczania genomowego DNA (tabela materiałów), aby wyodrębnić genomowe DNA.
    6. Określ ilościowo wyekstrahowane genomowe DNA i jego czystość za pomocą pomiaru UV-Vis. Dla czystości określić proporcje-OD 260/280 nm i OD 260/230 nm.
    7. Oceń integralność genomowego DNA, ładując 200 ng każdej próbki na 0,8% żelu agarozowym i porównując rozkład wielkości z markerem molekularnym o dużej masie.
    8. Zlecenie zewnętrznej usługi przygotowania, sekwencjonowania i analizy porównawczej otrzymanych fragmentów 16S rRNA (1000 pz) z tymi obecnymi w bazie danych nukleotydów amerykańskiego National Center for Biotechnology Information (NCBI)33.
  2. Aby potwierdzić dane z sekwencjonowania 16S rRNA, należy również wykonać automatyczne rybotypowanie strawionego chromosomalnego DNA (usługa zewnętrzna, tabela materiałów).
  3. W przypadku gdy identyfikacja gatunku nie może być określona jedynie na podstawie danych z badania rybotypowania, należy zlecić analizę MALDI-TOF MS w celu identyfikacji kwasów tłuszczowych.
  4. Aby przeprowadzić analizę filogenetyczną zidentyfikowanego rodzaju, przeanalizuj sekwencję 16S rRNA izolatu za pomocą BLASTn34. Sekwencje o tożsamościach od 99% do 97% muszą być używane do tworzenia wyrównania wielu sekwencji za pomocą CLUSTAL Omega35. Skonstruuj drzewo łączące sąsiadów, używając domyślnej opcji ClustalW2 (Prosta Filogeneza).

4. Wrażliwość na metale ciężkie i antybiotyki

  1. Zaszczepić izolat z glicerolu (patrz krok 2.5) i wyhodować go w 200 ml LB w optymalnych warunkach pH i temperatury wcześniej ustalonych.
  2. Rozcieńczyć każdą prekulturę w stężeniu 0,1 OD600 nm w 5 ml pożywki LB (o odpowiednim pH) zawierającej rosnące stężenia metali ciężkich. Stężenia wahają się od 0,01-120 mM dla metali ciężkich [As(V), As(III), Cd(II), Co(III), Cr(VI), Cu(II), Hg(II), Ni(II), V(V)] lub 0,5-1 mg/ml dla antybiotyków [ampicylina, bacytracyna, chloramfenikol, cyprofloksacyna, erytromycyna, kanamycyna, streptomycyna, tetracyklina i wankomycyna].
  3. Zabiegi z metalami ciężkimi i antybiotykami należy wykonywać oddzielnie. Użyj probówki polipropylenowej o pojemności 50 ml i hoduj komórki w wytrząsarce orbitalnej o kontrolowanej temperaturze z szybkością wytrząsania 180 obr./min w temperaturze 55 °C lub 60 °C przez 16 godzin dla każdego stanu/zabiegu.
  4. Obliczyć minimalne stężenie hamujące (MIC) dla antybiotyków lub metali ciężkich, identyfikując wartości stężeń w probówkach, w których nie dochodzi do wzrostu drobnoustrojów, tj. określając wartości, które całkowicie hamują wzrost komórek po 16 godzinach.
  5. Sprawdzić, czy stężenie jest hamujące i nie jest śmiertelne dla komórek, posiewając 200 μl kultury wyhodowanej z wartością uważaną za MIC na płytkach agarowych LB (przy odpowiednim pH i temperaturze) i sprawdzając obecność kolonii po inkubacji ON.
    UWAGA: Ponieważ kultura na płytce agarowej LB jest żywotna w temperaturze 4 °C tylko przez kilka tygodni, w celu zachowania izolatów przez dłuższy czas, przygotowano zapasy glicerolu i przechowywano je w temperaturze -80 °C. W celu oznaczenia MIC przeprowadzono co najmniej trzy niezależne repliki przy użyciu niezależnych kultur. Odchylenie standardowe obliczono między trzema eksperymentami.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Miejsce pobierania próbek
Niniejszy protokół przedstawia metodę izolacji bakterii odpornych na metale ciężkie z gorącego źródła. W badaniu tym jako miejsce pobierania próbek wykorzystano obszar Pisciarelli, będący kwasowym siarczkowym środowiskiem geotermalnym (Rycyna 1). Ekosystem ten charakteryzuje się przepływem agresywnych płynów siarczkowych pochodzących z aktywności wulkanicznej. Wykazano, że społeczności mikrobowe w kwasowych siarczkowych systemac...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Gorące źródła zawierają niewykorzystaną różnorodność mikrobiomów o równie zróżnicowanych zdolnościach metabolicznych12. Opracowanie strategii izolacji mikroorganizmów, które mogą skutecznie przekształcać metale ciężkie w mniej toksyczne związki10 stanowi obszar badawczy cieszący się rosnącym zainteresowaniem na całym świecie. Niniejszy artykuł ma na celu opisanie uproszczonego podejścia do badań przesiewowych i izolacji drobnoustrojów odpornych na toksyczne chemikalia. Opis...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie pozostają w konflikcie interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez ERA-NET Cofund MarTERA: "FLAshMoB: Functional Amyloid Chimera for Marine Biosensing", PRIN 2017-PANACEA CUP:E69E19000530001 oraz przez GoodbyWaste: Uzyskiwanie dobrych produktów-wykorzystanie produktów ubocznych-redukcja odpadów, MIUR 2017-JTNK78.006, Włochy. Dziękujemy dr Monice Piochi i dr Angeli Mormone (Istituto Nazionale di Geofisica e Vulcanologia, Sezione di Napoli Osservatorio Vesuviano, Włochy) za zidentyfikowanie i scharakteryzowanie stanowiska geotermalnego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AmpicillinSigma AldrichA9393
Aura Minibio air s.c.r.l.Kaptur biologiczny
BacytracynaSigma AldrichB0125
Chlorek kadmuSigma Aldrich202908
ChloramfenikolSigma AldrichC0378
CiprofloksacynaSigma Aldrich17850
Chlorek kobaltuSigma AldrichC8661
ChlorekmiedziSigma Aldrich224332
ErytromycynaSigma AldrichE5389
Serwis zewnętrznyDSMZInstytut Leibniza DSMZ-Niemiecka Kolekcja Mikroorganizmów i Kultur Komórkowych GmbH
Zestaw do oczyszczania genomowego DNAThermo Scientific#K0721
Siarczan kanamycynySigma Aldrich60615
MaxQTM 4000 Wytrząsarka orbitalna stacjonarnaThermo ScientificSHKE4000
Chlorek rtęciSigma Aldrich215465
Spektrofotometr NanoDrop 1000Thermo Scientific
Chlorek nikluSigma Aldrich654507
Orion Star A221 Przenośny miernik pHThermo ScientificSTARA2218
Sód (meta) arsenitSigma AldrichS7400
Arsenian sodu dwuzasadowy siedmiowodnySigmaAldrich A6756
Chlorek soduSigma AldrichS5886
StreptomycynaSigma AldrichS6501
TetracyklinaSigma Aldrich87128
Trypton BioChemicaApplichem PanreacA1553
VancomycinSigma AldrichPHR1732
Ekstrakt drożdżowy do biologii molekularnejApplichem Panreac  Samolot A3732

Bibliografia

  1. Arora, N. K., Panosyan, H. Extremophiles: applications and roles in environmental sustainability. Environmental Sustainability. 2, 217-218 (2019).
  2. Gallo, G., Puopolo, R., Carbonaro, M., Maresca, E., Fiorentino, G. Extremophiles, a nifty tool to face environmental pollution: From exploitation of metabolism to genome engineering. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (10), 5228(2021).
  3. Saxena, R., et al. Metagenomic analysis of hot springs in Central India reveals hydrocarbon degrading thermophiles and pathways essential for survival in extreme environments. Frontiers in Microbiology. 7, 2123(2017).
  4. Papke, R. T., Ramsing, N. B., Bateson, M. M., Ward, D. M. Geographical isolation in hot spring cyanobacteria. Environmental Microbiology. 5 (8), 650-659 (2003).
  5. Zitelle, L., Lan Pe, N. I. al The role of photosynthesis and CO2 evasion in travertine formation: a quantitative investigation at an important travertine-depositing hot spring. Journal of the Geological Society. 164, 843-853 (2007).
  6. Kubo, K., Knittel, K., Amann, R., Fukui, M., Matsuura, K. Sulfur-metabolizing bacterial populations in microbial mats of the Nakabusa hot spring. Japan. Systematic and Applied Microbiology. 34 (4), 293-302 (2011).
  7. Siljeström, S., Li, X., Brinckerhoff, W., van Amerom, F., Cady, S. L. ExoMars mars organic molecule analyzer (MOMA) laser desorption/ionization mass spectrometry (LDI-MS) analysis of phototrophic communities from a silica-depositing hot spring in Yellowstone national park, USA. Astrobiology. , (2021).
  8. Aulitto, M., Tom, L. M., Ceja-Navarro, J. A., Simmons, B. A., Singer, S. W. Whole-genome sequence of Brevibacillus borstelensis SDM, isolated from a sorghum-adapted microbial community. Microbiology Resource Announcements. 9 (48), 8-9 (2020).
  9. Antranikian, G., et al. Diversity of bacteria and archaea from two shallow marine hydrothermal vents from Vulcano Island. Extremophiles. 21 (4), 733-742 (2017).
  10. Gallo, G., Puopolo, R., Limauro, D., Bartolucci, S., Fiorentino, G. Metal-tolerant thermophiles: from the analysis of resistance mechanisms to their biotechnological exploitation. The Open Biochemistry Journal. 12 (1), 149-160 (2018).
  11. Aulitto, M., et al. Draft genome sequence of Bacillus coagulans MA-13, a thermophilic lactic acid producer from lignocellulose. Microbiology Resource Announcements. 8 (23), 341-360 (2019).
  12. Mehta, D., Satyanarayana, T. Diversity of hot environments and thermophilic microbes. Thermophilic Microbes in Environmental and Industrial Biotechnology: Biotechnology of Thermophiles. , Springer. Dordrecht. (2013).
  13. Fusco, S., et al. The interaction between the F55 virus-encoded transcription regulator and the RadA host recombinase reveals a common strategy in Archaea and Bacteria to sense the UV-induced damage to the host DNA. Biochimica et Biophysica Acta - Gene Regulatory Mechanisms. 1863 (5), (2020).
  14. Puopolo, R., et al. Self-assembling thermostable chimeras as new platform for arsenic biosensing. Scientific Reports. 11 (1), (2021).
  15. Fiorentino, G., Contursi, P., Gallo, G., Bartolucci, S., Limauro, D. A peroxiredoxin of Thermus thermophilus HB27: Biochemical characterization of a new player in the antioxidant defence. International Journal of Biological Macromolecules. 153, 608-615 (2020).
  16. Fiorentino, G., Del Giudice, I., Bartolucci, S., Durante, L., Martino, L., Del Vecchio, P. Identification and physicochemical characterization of BldR2 from Sulfolobus solfataricus, a novel archaeal member of the MarR transcription factor family. Biochemistry. 50 (31), 6607-6621 (2011).
  17. Bhattacharya, A., Gupta, A. G. Microbial Extremozymes. Current trends in applicability of thermophiles and thermozymes in bioremediation of environmental pollutants. , Elsevier, Academic Press. 161-176 (2022).
  18. Aulitto, M., et al. Prebiotic properties of Bacillus coagulans MA-13: Production of galactoside hydrolyzing enzymes and characterization of the transglycosylation properties of a GH42 β-galactosidase. Microbial Cell Factories. 20 (1), 1-18 (2021).
  19. Ing, N., et al. A multiplexed nanostructure-initiator mass spectrometry (NIMS) assay for simultaneously detecting glycosyl hydrolase and lignin modifying enzyme activities. Scientific Reports. 11 (1), 11803(2021).
  20. Saw, J. H. W. Characterizing the uncultivated microbial minority: towards understanding the roles of the rare biosphere in microbial communities. mSystems. 6 (4), 0077321(2021).
  21. He, Q., et al. Temperature and microbial interactions drive the deterministic assembly processes in sediments of hot springs. Science of the Total Environment. 772, 145465(2021).
  22. Shakhatreh, M. A. K., et al. Microbiological analysis, antimicrobial activity, and heavy-metals content of Jordanian Ma'in hot-springs water. Journal of Infection and Public Health. 10 (6), 789-793 (2017).
  23. Antonucci, I., et al. An ArsR/SmtB family member regulates arsenic resistance genes unusually arranged in Thermus thermophilus HB27. Microbial Biotechnology. 10 (6), 1690-1701 (2017).
  24. Ozdemir, S., Kılınç, E., Poli, A., Nicolaus, B. Biosorption of Heavy Metals (Cd 2+, Cu 2+ , Co 2+ , and Mn 2+ ) by Thermophilic Bacteria, Geobacillus thermantarcticus and Anoxybacillus amylolyticus Equilibrium and Kinetic Studies. Bioremediation Journal. 17 (2), 86-96 (2013).
  25. Hlihor, R. -M., Apostol, L. -C., Gavrilescu, M. Environmental bioremediation by biosorption and bioaccumulation: Principles and applications. Enhancing Cleanup of Environmental Pollutants: Volume 1: Biological Approaches. , Springer. Cham. 289-315 (2017).
  26. Del Giudice, I., Limauro, D., Pedone, E., Bartolucci, S., Fiorentino, G. A novel arsenate reductase from the bacterium Thermus thermophilus HB27: its role in arsenic detoxification. Biochimica et Biophysica Acta (BBA)-Proteins and Proteomics. 1834 (10), 2071-2079 (2013).
  27. Politi, J., Spadavecchia, J., Fiorentino, G., Antonucci, I., Casale, S., De Stefano, L. Interaction of Thermus thermophilus ArsC enzyme and gold nanoparticles naked-eye assays speciation between As(III) and As(V). Nanotechnology. 26 (43), 435703(2015).
  28. Antonucci, I., et al. Characterization of a promiscuous cadmium and arsenic resistance mechanism in Thermus thermophilus HB27 and potential application of a novel bioreporter system. Microbial Cell Factories. 17 (1), (2018).
  29. Ilyas, S., Lee, J. C., Kim, B. S. Bioremoval of heavy metals from recycling industry electronic waste by a consortium of moderate thermophiles: Process development and optimization. Journal of Cleaner Production. 70, 194-202 (2014).
  30. Piochi, M., Mormone, A., Strauss, H., Balassone, G. The acid-sulfate zone and the mineral alteration styles of the Roman Puteolis (Neapolitan area, Italy): clues on fluid fracturing progression at the Campi Flegrei volcano. Solid Earth. 10 (6), 1809-1831 (2019).
  31. Puopolo, R., et al. Identification of a new heavy-metal-resistant strain of Geobacillus stearothermophilus isolated from a hydrothermally active volcanic area in southern Italy. International Journal of Environmental Research and Public Health. 17 (8), 2678(2020).
  32. Aulitto, M., et al. Genomic insight of Alicyclobacillus mali FL18 isolated from an Arsenic-rich hot spring. Frontiers in Microbiology. 12, 639697(2021).
  33. Agarwala, R., et al. Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Research. 46, 8-13 (2018).
  34. Altschul, S. F., et al. Gapped BLAST and PSI-BLAST: a new generation of protein database search programs. Nucleic Acids Research. 25 (17), 3389-3402 (1997).
  35. Sievers, F., Higgins, D. G. Clustal Omega. Current Protocols in Bioinformatics. 2014, 1-16 (2014).
  36. Kliem, M., Sauer, S. The essence on mass spectrometry based microbial diagnostics. Current Opinion in Microbiology. 15 (3), 397-402 (2012).
  37. Madeira, F., et al. The EMBL-EBI search and sequence analysis tools APIs in 2019. Nucleic Acids Research. 47, 636-641 (2019).
  38. Piochi, M., Mormone, A., Balassone, G., Strauss, H., Troise, C., De Natale, G. Native sulfur, sulfates and sulfides from the active Campi Flegrei volcano (southern Italy): Genetic environments and degassing dynamics revealed by. Journal of Volcanology and Geothermal Research. 301, 180-193 (2015).
  39. Hsu, H. -C., et al. Assessment of temporal effects of a mud volcanic eruption on the bacterial community and their predicted metabolic functions in the mud volcanic sites of Niaosong, Southern Taiwan. Nicroorganisms. 9 (11), 2315(2021).
  40. Ye, J., Rensing, C., Su, J., Zhu, Y. G. From chemical mixtures to antibiotic resistance. Journal of Environmental Sciences (China). 62, 138-144 (2017).
  41. Farias, P., et al. Natural hot spots for gain of multiple resistances: arsenic and antibiotic resistances in heterotrophic, aerobic bacteria from marine hydrothermal vent fields. Applied and Environmental Microbiology. 81 (7), 2534-2543 (2015).
  42. Aulitto, M., Fusco, S., Nickel, D. B., Bartolucci, S., Contursi, P., Franzén, C. J. Seed culture pre-adaptation of Bacillus coagulans MA-13 improves lactic acid production in simultaneous saccharification and fermentation. Biotechnology for Biofuels. 12 (1), 45(2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

odporność na metale ciężkiebioremediacja środowiskowaźródła geotermalneizolacja drobnoustrojówcharakterystyka fenotypowaekstrakcja genomowego DNAminimalne stężenie hamująceoporność na antybiotykicykle biogeochemiczne
Bioprospekcja mikroorganizmów ekstremofilnych w celu rozwiązania problemu zanieczyszczenia środowiska
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.