Artykuł metodologiczny

Dostarczanie wewnątrzprzewodowe i wizualizacja rentgenowska roztworu ablacyjnego na bazie etanolu w profilaktyce i leczeniu miejscowym raka piersi w modelach mysich

DOI:

10.3791/63457

⸱

1 kwietnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Department of Pharmacology & Toxicology, College of Veterinary Medicine, Michigan State University, 4College of Osteopathic Medicine, Michigan State University, 5Advanced Materials Characterization Laboratory/Materials Research Center, Missouri University of Science and Technology, 6Institute for Quantitative (IQ) Health Science and Engineering Advanced Molecular Imaging Facility, Michigan State University, 7Department of Obstetrics Gynecology and Reproductive Biology, College of Human Medicine, Michigan State University, 8Institute for Quantitative (IQ) Health Science and Engineering, Michigan State University, 9Van Andel Research Institute, 10Miltenyi Biotec, 11Veterinary Diagnostic Laboratory, College of Veterinary Medicine, Michigan State University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Opisano metodę doprzewodowego wstrzykiwania odczynników do roztworu ablacyjnego na bazie etanolu do mysiego drzewa sutkowego do obrazowania in vivo i zapobiegania rakowi piersi. Wstrzyknięcie bezpośrednio do otworu brodawki sutkowej pozwala na celowanie w komórki nabłonka sutka przy minimalnym uszkodzeniu tkanek ubocznych

.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak piersi jest najbardziej rozpowszechnionym nowotworem i drugą najczęstszą przyczyną zgonów związanych z rakiem wśród kobiet w USA. W przypadku kobiet wysokiego ryzyka profilaktyczna mastektomia jest najskuteczniejszą strategią prewencji pierwotnej. Profilaktyczna mastektomia to agresywny zabieg chirurgiczny, który całkowicie usuwa komórki nabłonka sutka, z których powstaje rak piersi, wraz z otaczającą tkanką. Staramy się opracować minimalnie inwazyjną procedurę wewnątrzprzewodową jako alternatywę dla profilaktycznej mastektomii w celu miejscowej ablacji komórek nabłonka sutka, zanim staną się złośliwe. Wraz z innymi opracowaliśmy procedurę dostarczania wewnątrzprzewodowego, aby dotrzeć do tych komórek nabłonkowych i leczyć je w modelach raka piersi u gryzoni. Podczas gdy mysi gruczoł sutkowy z pojedynczym niezespolenym otworem z drzewa przewodowego w brodawce sutkowej ma znacznie mniej złożoną i krętą architekturę niż ludzka pierś, chemicznie indukowane i genetycznie modyfikowane mysie modele raka piersi są cenne dla tworzenia badań potwierdzających słuszność koncepcji nowych strategii zapobiegawczych. W tym miejscu opisano procedurę doprzewodowego dostarczania roztworu ablacyjnego na bazie etanolu zawierającego środek kontrastowy na bazie tantalu mikro-CT / rentgenowskiego w obrębie mysiego drzewa przewodowego sutka w celu terapeutycznym prewencji pierwotnej raka piersi. Wewnątrzprzewodowe dostarczanie odczynników wodnych (np. związków cytotoksycznych, siRNA, AdCre) zostało już wcześniej opisane w modelach mysich. W związku z tym koncentrujemy się w opisie naszego protokołu na modyfikacjach metodologicznych i unikalnych rozważaniach eksperymentalnych dotyczących optymalizacji dostarczania etanolu, minimalizacji miejscowych i ogólnoustrojowych skutków ubocznych podawania etanolu oraz wizualizacji in vivo wypełnienia drzewa przewodowego za pomocą obrazowania mikro-CT / fluoroskopowego. Wizualizacja drzewa kanałowego bezpośrednio po wstrzyknięciu roztworu zawierającego kontrast pozwala na potwierdzenie całkowitego wypełnienia lub nieudanych wyników, takich jak niedopełnienie lub przepełnienie. Procedura ta może być stosowana do dostarczania i obrazowania innych związków ablacyjnych mających na celu zapobieganie powstawaniu guza lub miejscowe leczenie guzów we wczesnym stadium dostępnych przez drzewo przewodowe.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Rak piersi jest powszechną i potencjalnie śmiertelną chorobą, której dostępnych jest niewiele opcji zapobiegania1. Najskuteczniejszą interwencją jest profilaktyczna mastektomia; Jednak tylko osoby z grupy wysokiego ryzyka decydują się na tę procedurę, ponieważ jest to operacja o poważnych konsekwencjach zmieniających życie2. Zabieg całkowicie usuwa komórki nabłonka sutka, z których powstaje rak piersi wraz z otaczającą tkanką. Może to powodować stres fizyczny, psychiczny i społeczny dla jednostki i często zniechęca osoby do kontynuowania tej procedury chirurgicznej jako pierwszej linii podstawowej interwencji.

Wykazaliśmy, że dostarczanie roztworu ablacyjnego zawierającego 70% etanolu (EtOH) bezpośrednio do drzewa przewodowego jest skuteczne w zabijaniu komórek nabłonka sutka z ograniczonym uszkodzeniem tkanek pobocznych i zapobieganiu nowotworom piersi w modelach mysich3. EtOH jest od dawna stosowany klinicznie jako środek ablacyjny lub stwardniający do leczenia miejscowego. Przezskórne wstrzyknięcie EtOH jest stosowane jako środek ablacyjny w przypadku nieoperacyjnych guzów wątroby, nowotworów nerek i nadnerczy oraz torbielowatych guzów trzustki4,5,6; do neurolizy splotu trzewnego w celu zmniejszenia bólu7; oraz do leczenia tętniaków rzekomych piersi8. Donaczyniowe wstrzyknięcie EtOH jest stosowane jako środek stwardniający w celu wyeliminowania obrzęku i deformacji malformacji tętniczo-żylnych (AVM) oraz do kosmetycznego leczenia pajączków i żylaków9,10,11,12,13. Podobnie jak w przypadku profilaktycznej mastektomii, powodzenie profilaktyki z miejscowym podawaniem roztworu ablacyjnego zależy od zdolności do całkowitego usunięcia wszystkich komórek nabłonka sutka, z których potencjalnie może powstać rak. Wymaga to potwierdzenia, że substancja ablacyjna pomyślnie wypełniła drzewo przewodowe, kontaktując się w ten sposób bezpośrednio ze wszystkimi komórkami nabłonka sutka. Kliniczne metody wstrzykiwania substancji do gruczołów sutkowych i ich wizualizacji za pomocą fluoroskopii lub duktografii pod kontrolą obrazu są łatwo dostępne14,15; W związku z tym możliwe będzie zarówno dostarczenie, jak i potwierdzenie pomyślnego porodu, gdy procedura ta może wymagać oceny w badaniach klinicznych.

Wykazanie wykonalności tego podejścia opartego na obrazie u zwierząt laboratoryjnych jest kluczowym krokiem w ustaleniu skuteczności i wykonalności translacyjnej ablacji wewnątrzprzewodowej (ID) jako środka zapobiegawczego dla raka piersi. W naszym laboratorium opracowaliśmy metodę skutecznego wstrzykiwania wszystkim gruczołom sutkowym myszom roztworu ablacyjnego zawierającego środek kontrastowy w ciągu cotygodniowych wstrzyknięć, aby upewnić się, że zwierzę nie ulegnie przedawkowaniu EtOH ( Rysunek 1, Rysunek 2, numer referencyjny 3,16). Procedura ta umieszcza igłę o sile 34 G w otworze sutka myszy znieczulonej izofluranem w celu wstrzyknięcia roztworu testowego. Niektóre kluczowe ulepszenia procedury obejmują użycie gazoszczelnych strzykawek do cieczy i gazów, wstrzykiwanie większych objętości na drzewa przewodowe17 oraz rozszerzone leczenie przeciwzapalne. Przedkliniczne leczenie karprofenem w dawce 5 mg/kg w NLPZ od 2 dni przed do 7 dni po zabiegu ID jest zgodne z klinicznym leczeniem stwardniającym AVM. Zazwyczaj po znieczuleniu ogólnoustrojowym pacjenci otrzymują leki przeciwzapalne, takie jak NLPZ, przez 2 dni po zabiegu, które można przedłużyć w celu złagodzenia miejscowego stanu zapalnego lub bólu12. Zatrucie alkoholem jest znacznie złagodzone przez dootrzewnowe wstrzyknięcie 5% roztworu sacharozy u myszy. Po podaniu tego roztworu sacharozy, myszom można bezpiecznie wstrzyknąć do 160 μl 70% EtOH (do czterech drzew przewodowych; około 0,4 g/dl zawartości EtOH we krwi); zwierzęta w pełni wyzdrowiały w ciągu 4 godzin po wstrzyknięciu dowodu tożsamości. W przypadku wstrzyknięcia więcej niż czterech gruczołów u myszy i/lub wyższych stężeń EtOH przeprowadzamy sesje sekwencyjne, aby zapewnić wystarczający czas na regenerację. Zatrucie alkoholem u kobiet byłoby mniejszym problemem ze względu na mniejszy udział alkoholu w masie ciała. Biorąc pod uwagę liczbę drzew kanałowych w ludzkim breast14,15, około 16, oraz szacowaną objętość do wypełnienia każdego kanału drzewa18,19, zostanie podane do 32 ml 70% EtOH. Ilość ta będzie znacznie niższa niż 50 ml 95% EtOH podawane w innych procedurach klinicznych4,9. Dożylne podawanie tiaminy i roztworu glukozy może być stosowane w celu dalszego zminimalizowania skutków zatrucia EtOH, szczególnie w przypadkach, gdy może być konieczne wstrzyknięcie większej całkowitej objętości EtOH i/lub dla kobiet, które mają niższą tolerancję na spożycie alkoholu (np. warianty alleliczne w dehydrogenazach alkoholowych lub aldehydowych).

Obrazowanie za pomocą mikrotomografii komputerowej/fluoroskopii pozwala nam potwierdzić udane wypełnienie przewodowe każdego gruczołu (Rysunek 1, Rysunek 2, Rysunek 3). Można to zarejestrować do przyszłej analizy lub ocenić w tej chwili za pomocą obrazowania fluoroskopowego w czasie rzeczywistym, tak jak miałoby to miejsce w zastosowaniach klinicznych, w celu ograniczenia ogólnego obciążenia promieniowaniem nałożonego na zwierzę. Aby jeszcze bardziej udoskonalić specyficzne cechy tego rozwiązania ablacyjnego do dostarczania obrazu in vivo w czasie rzeczywistym, wcześniej porównaliśmy zatwierdzony przez FDA kontrast zawierający jod z nanocząstką zawierającą tlenek tantalu (TaOx) zsyntetyzowaną przez Shapiro lab3,16. TaOx wykazał się doskonałą wydajnością jako środek kontrastowy mikro-CT do wizualizacji początkowego wypełnienia drzewa przewodowego (Rysunek 2, Rysunek 3). TaOx może być używany jako kontrast referencyjny w celu przeprowadzenia bardziej systematycznej i podłużnej oceny innych środków kontrastowych w puli krwi na bazie nanocząstek (np. zawierających jod, bizmut lub złoto) oraz zgodności TaOx z różnymi stężeniami etylocelulozy jako środka żelującego20,21.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie opisane tutaj eksperymenty zostały przeprowadzone zgodnie z protokołami zatwierdzonymi przez Instytucjonalną Komisję ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt na Uniwersytecie Stanowym Michigan.

1. Rozszerzone leczenie przeciwzapalne

  1. Upewnij się, że myszy otrzymujące roztwory do wstrzykiwań zawierające EtOH lub inne potencjalne substancje drażniące mają zapewnione leczenie przeciwzapalne od 2 dni przed wstrzyknięciem do 7 dni po wstrzyknięciu. Preferowaną metodą dawkowania jest podawanie doustne przez kubek z żelem sukralozowym zawierającym karprofen w odpowiednim stężeniu.
  2. Przygotuj karprofen o wymaganym stężeniu. W tym eksperymencie roztwór roboczy 2 mg/ml (roztwór podstawowy to 50 mg/ml) przygotowano przez rozcieńczenie w sterylnym PBS w celu wstrzyknięcia 0,5 ml w celu uzyskania końcowej dawki 1 mg na filiżankę. Dodać 1% v/v sterylnego niebieskiego barwnika spożywczego (BFD) w miejsce ułamka PBS całkowitej objętości potrzebnej do rozcieńczenia, aby lepiej uwidocznić całkowite wymieszanie leku z żelem sukralozy.
  3. Przygotuj kubek do dodania karprofenu zgodnie z zaleceniami producenta. O ile nie zalecono inaczej, umieść filiżankę w łaźni wodnej o temperaturze 60 °C na 15 minut. Wyjmij kubki i wysusz je, aby zminimalizować możliwość zanieczyszczenia.
    1. Użyj 70% EtOH lub chusteczki EtOH, aby wyczyścić powierzchnię pokrywki kubka i pozostawić do wyschnięcia. Za pomocą strzykawki wstrzyknąć niezbędną ilość roztworu karprofenu przez pokrywkę. W tym eksperymencie wstrzykuje się 500 μl. Przykryj miejsce wstrzyknięcia naklejką i energicznie wstrząsaj przez 15 sekund.
    2. Wiruj kubek przez 15 sekund, a następnie przechowuj do późniejszego użycia po wizualnym sprawdzeniu całkowitego wymieszania. Sprawdź kubki pod kątem jednorodnego wymieszania, szukając ciemnoniebieskich grudek. Pozwól filiżankom osiągnąć temperaturę pokojową przed przeniesieniem do lodówki w celu przechowywania do jednego miesiąca.
      UWAGA: Te kubki mogą być również przechowywane w temperaturze pokojowej po podaniu, jeśli to konieczne, ale należy zwrócić uwagę na wskazówki producenta dotyczące skuteczności leków. Datowanie naklejki pomaga w śledzeniu daty wstrzyknięcia bez ryzyka, że długopis lub ostry marker przebije pokrywkę.
  4. Gdy kubek będzie gotowy do użycia, przetrzyj zewnętrzną część kubka 70% EtOH. Zdejmij pokrywkę i umieść kubek w klatce z myszami. Wymieniaj kubki co drugi dzień lub gdy są puste. Jedna filiżanka powinna wystarczyć dla maksymalnie pięciu myszy przez 1-2 dni.

2. Przygotowanie przedoperacyjne

UWAGA: Ten krok nastąpi 2-3 dni przed wstrzyknięciem.

  1. Znieczul mysz za pomocą waporyzatora izofluranu (2%-3% izofluranu, 1,5 l/min tlenu) i nałóż smar do oczu. Utrzymuj znieczulenie na poziomie 1%-3% izofluranu w razie potrzeby przez cały zabieg za pomocą stożka nosowego, uważnie monitorując częstość oddechów zwierzęcia.
  2. Nałóż smar do oczu myszy na oczy myszy na stożku nosowym, a następnie umieść mysz na grzbiecie. Użyj aplikatora z bawełnianą końcówką, aby nałożyć dostępny bez recepty krem do depilacji na obszar brodawek sutkowych (obszar gruczołu sutkowego, który zostanie wstrzyknięty). Wcieraj krem w obszar przez 10-30 s za pomocą aplikatora, aby szybko rozluźnić sierść.
    UWAGA: Nie pozostawiaj kremu na zwierzęciu dłużej niż to konieczne i całkowicie zdjąj, aby uniknąć poparzenia skóry.
  3. Po 10-30 s od aplikacji użyj ciepłej wody na gazie, aby całkowicie usunąć krem i poluzować sierść zwierzęcia. Wykonaj co najmniej dwa do czterech płukań obszaru świeżą gazą w celu usunięcia kremu, a następnie wysusz czystą, suchą gazą po ostatnim spłukaniu. Sprawdź obszar usuwania sierści, aby upewnić się, że jest dobrze widoczny i ma dostęp do sutków. W razie potrzeby powtórz aplikację kremu do depilacji.
  4. Umieść mysz w osobnej, czystej, suchej klatce regeneracyjnej na poduszce grzewczej, aby odzyskać sprawność po znieczuleniu. Obserwuj mysz, aż w pełni wyzdrowieje ze znieczulenia i wróć do klatki domowej.
  5. Podać myszom jedną filiżankę żelowego roztworu sukralozy zawierającego karprofen (1 mg / filiżankę) w celu wstępnego podania środka przeciwzapalnego po wyzdrowieniu. Jedna filiżanka może dostarczyć karprofen do pięciu myszy przez okres do 2 dni. Sprawdzaj kubek codziennie i wymieniaj w razie potrzeby lub co drugi dzień, jeśli nie jest w pełni zużyty.

3. Iniekcja wewnątrzprzewodowa

UWAGA: Ten krok nastąpi 2-3 dni po przygotowaniu przedoperacyjnym.

  1. Przygotować roztwór podstawowy tlenku tantalu (TaOx) o stężeniu 333,3 mM z otrzymanego preparatu w postaci proszku, jak opisano w16, używając soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS). Użyj delikatnego ciepła, jeśli proszek nie rozpuści się całkowicie w roztworze.
  2. Przygotuj roztwór do obrazowania ablatywnego, mieszając trzy części TaOx z siedmioma częściami 100% EtOH, aby uzyskać końcowy roztwór 70% EtOH 100mM TaOx. Dodaj 1% v/v niebieskiego barwnika spożywczego do końcowego roztworu, aby ułatwić wizualizację podczas wstrzykiwania. Przygotuj wolumin w zależności od potrzeb eksperymentu.
    UWAGA: Pary gruczołów 1 i 5 mogą pomieścić do 30 μl roztworu, podczas gdy wszystkim innym parom można wstrzyknąć do 50 μl u myszy FVB w wieku 9 tygodni lub starszych.
  3. Znieczulić mysz izofluranem, tak jak w przygotowaniu przedoperacyjnym, a po całkowitym znieczuleniu przesunąć mysz do stożka nosowego. Nałóż smar do oczu przed umieszczeniem zwierzęcia na plecach do wstrzyknięcia. W razie potrzeby zabezpiecz mysz pod stereoskopem za pomocą taśmy.
  4. Przygotować strzykawkę z żądaną objętością roztworu do wstrzykiwań. Umieścić 21-51 μl roztworu do wstrzykiwań do strzykawki o pojemności 50 μl z dołączoną igłą 34 G. Załadować dodatkowy 1 μl roztworu, aby uwzględnić potencjalny wyciek tej objętości po wyjęciu igły ze smoczka.
    UWAGA: Powyższe tomy dotyczą typowych procedur przedstawionych tutaj. Można wstrzyknąć dowolną objętość, mając na uwadze, że większość gruczołów będzie przepełniona, jeśli przekroczy 30 μl lub 50 μl w parach gruczołów odpowiednio 1 i 5 lub 2-4. Pomocne jest napełnienie igły dodatkową objętością roztworu do wstrzykiwań w celu sprawdzenia swobodnego przepływu roztworu bezpośrednio przed wstrzyknięciem. W przypadku wstrzykiwania więcej niż jednego gruczołu sutkowego, należy wstępnie napełnić kilka strzykawek, aby zaoszczędzić czas. Nie należy jednak pozostawiać roztworu w strzykawce na długo.
  5. Przygotować brodawki sutkowe do wstrzyknięcia, usuwając martwy naskórek pokrywający otwór brodawki sutkowej cienkimi, spiczastymi kleszkami.
  6. Delikatnie przytrzymaj sutek pęsetą. Mając widoczny skos igły, włóż igłę do otworu na sutek, aż skos zostanie całkowicie pokryty pomocą kleszczyków z cienką końcówką. Może być konieczne wciągnięcie smoczka do góry, na igłę, zamiast wciskania igły do brodawki smoczkowej (Tabela 1).
  7. Gdy skos igły zostanie całkowicie otoczony przez smoczek i znajdzie się w głównym przewodzie, należy rozpocząć wstrzykiwanie roztworu ze stałą szybkością około 40 μl/min. Należy unikać wstrzykiwania zbyt szybko, aby upewnić się, że drzewo kanałowe nie zostanie uszkodzone. Trzymaj igłę w smoczku przez 30 sekund po całkowitym wstrzyknięciu objętości przed wyjęciem igły z pomocą kleszczy. Ma to na celu uniknięcie wylania się roztworu ze smoczka (Rysunek 2).
    1. Ocenić obszar pod kątem jakichkolwiek oznak nieudanego wstrzyknięcia. Wypukły wygląd może wskazywać na wstrzyknięcie poduszeczki tłuszczowej lub uraz tego obszaru.
    2. Przystąp do wstrzykiwania pozostałych gruczołów sutkowych.
  8. Podczas gdy zwierzę jest jeszcze znieczulone, wstrzyknij dootrzewnowo 200-250 μl 5% roztworu sacharozy (do 10 ml / kg), aby zminimalizować potencjalne skutki zatrucia alkoholem.

4. Obrazowanie mikro-CT

  1. Po wstrzyknięciu wszystkich pożądanych gruczołów należy szybko przenieść zwierzę do systemu mikro-CT i kontynuować utrzymywanie znieczulenia za pomocą wbudowanego parownika izofluranu. Zwierzę może zostać oklejone taśmą w celu ujednolicenia pozycji obrazowania. Na przykład, przyklejenie każdej tylnej nogi w pozycji wysuniętej pomaga utrzymać kości nóg zwierzęcia dalej od dolnych gruczołów będących przedmiotem zainteresowania na wynikowym obrazie.
    UWAGA: Zwierzęta mogą być obrazowane przy użyciu różnych parametrów skanowania w celu wizualizacji drzewa kanałowego, jeśli dołoży się starań w celu określenia odpowiedniej dopuszczalnej dawki promieniowania w czasie życia dla zwierzęcia, a dawki skumulowane nie przekraczają tego poziomu. Zdjęcia i filmy fluoroskopowe mogą być generowane bez wykonywania skanów, aby jeszcze bardziej zmniejszyć narażenie na promieniowanie (Rysunek 2).
  2. Ustaw mysz w odpowiednim polu view z funkcją podglądu fluoroskopii.
  3. Wykonaj obrazowanie TaOx mysiego drzewa przewodowego z dobrą rozdzielczością i możliwością powtórzenia standardowych (2 min) skanów akwizycji. Użyj następujących parametrów skanowania: 90 kVp/88 μA; pole widzenia (FOV), 36 mm; liczba plastrów, 512; grubość plastra, 72 μm; rozdzielczość wokselowa, 72 μm3.
    1. Uzyskuj dłuższe (4 lub 14 minut) skany w wysokiej rozdzielczości, aby uzyskać jeszcze lepszą rozdzielczość u zwierząt. Są one dopuszczalne jako procedury terminalne przed eutanazją. Nie są one jednak dopuszczalne, aby zwierzęta były skanowane wzdłużnie przy użyciu tych samych parametrów, ponieważ spowoduje to chorobę popromienną.
  4. Po wypełnieniu protokołu obrazowania wyjmij zwierzę ze znieczulenia i przenieś je do oddzielnej, czystej, suchej klatki regeneracyjnej na poduszce grzewczej. Obserwuj zwierzę, aż w pełni wyzdrowieje, a następnie włóż je z powrotem do klatki domowej. Zwierzęta z wstrzykniętym roztworem ablacyjnym na karprofenie należy utrzymywać do 7 dni po wstrzyknięciu.
  5. Dokonuj szybkich odwzorowań dowolnych zeskanowanych obrazów w oprogramowaniu mikro-CT (wbudowany system), aby lepiej docenić wszelkie wycieki kontrastu lub brak wypełnienia (Rysunek 2) bez formalnej analizy.
  6. Przeprowadź dalszą formalną analizę obrazu w celu publikacji lub szczegółową analizę skanów, które umożliwiają segmentację obszaru zainteresowania w razie potrzeby (Rysunek 3).
    UWAGA: Podstawową różnicą między tymi metodami będzie możliwość progowania tylko drzewa kanałowego (wersja formalna) w porównaniu z koniecznością progowania całego obrazu (szybkie odwzorowanie). Inne pomiary i obrazy mogą być generowane przy użyciu pakietów oprogramowania, aby jak najlepiej zademonstrować sukces wypełnienia drzew kanałowych.

5. Analiza obrazu

  1. Wykonaj renderowanie wstrzykniętego drzewa kanałowego za pomocą specjalistycznego pakietu oprogramowania. Aby to zrobić, podziel poduszeczkę tłuszczową na segmenty za pomocą dalszego przetwarzania obrazu.
    1. Aby podzielić poduszeczkę tłuszczową (ciemniejszy przedział w porównaniu z jamą otrzewnej, mięśniami udowymi i skórą), w której znajduje się interesujące nas drzewo przewodowe, wybierz opcję Ślad splajnu z menu ręcznego. Prześledź kontur poduszeczki tłuszczowej w co trzecim wycinku danych.
    2. Kliknij opcję Propaguj obiekty w menu półautomatycznym, aby połączyć wszystkie prześledzone i nieobśledzone plasterki w jeden obiekt.
  2. Wybierz opcję Threshold Volume z menu półautomatycznego, aby wprowadzić żądany zakres HU (300-3,000 HU to dobry punkt wyjścia), a następnie kliknij przycisk Threshold Rendition, aby utworzyć odwzorowanie, które wyświetla tylko kontrast (TaOx) w drzewie przewodowym i eliminuje tkanki miękkie.
  3. Przełącz przycisk Widok na Odwzorowanie jako podstawowe, aby wyświetlić tylko odwzorowanie 3D bez otaczających struktur.
    UWAGA: Dodatkowe funkcje oprogramowania pozwalają na wykonanie pomiarów odwzorowania 3D (tj. długość, objętość itp.).

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Samice myszy mają pięć par gruczołów sutkowych z pojedynczym drzewem przewodowym, które otwiera się przy otworze sutków22. Na końcach rozwijającego się drzewa kanałowego znajdują się końcowe pąki końcowe (TEB), struktury proliferacyjne, które kierują wzrostem i rozgałęzieniami. Po okresie dojrzewania, gdy faza wydłużania jest zakończona, TEB cofają się i stają się funkcjonalnie i anatomicznie nie do odróżnienia od przewodów końcowych lub pąków pęcherzykowych23. Końcowe przewodowe jednostki zrazikowe pełnią podobną funkcję u ludzi, jak TEB u myszy i są miejscami, z których głównie powstaje rak piersi24,25. Możemy wstrzyknąć do 50 μl 70% roztworu EtOH, aby wypełnić całe drzewo przewodowe gruczołów piersiowych i brzusznych 9-tygodniowych FVB/N, NSG i innych szczepów myszy (Rysunek 1, Rysunek 2, Rysunek 3, patrz referencje3,16). W typowym eksperymencie możemy wstrzyknąć do ośmiu gruczołów sutkowych roztwór ablacyjny 70% EtOH i 100 mM TaOx w dwóch kolejnych procedurach ID w odstępie 7 dni, aby umożliwić powrót do zdrowia zwierząt (Rysunek 2). Zwierzęta są obrazowane za pomocą mikrotomografii komputerowej natychmiast po ostatnim wstrzyknięciu ID, aby ocenić pomyślne dostarczenie roztworu do całego drzewa przewodowego (Rysunek 2). Z naszego doświadczenia wynika, że sutki gruczołów pachwinowych nadają się do wstrzykiwań u około 60% zwierząt, a sutki gruczołów szyjnych u około 40%. W odpowiednim przypadku możemy wstrzyknąć do 30 μl 70% roztworu EtOH, aby wypełnić całe drzewo przewodowe gruczołów sutkowych szyjki macicy i pachwinowości (Ryc. 2). Szczepy FVB i NSG na ogół mają bardziej odpowiednie brodawki sutkowe do wstrzykiwań niż C57BL/6J lub mieszane szczepy tła genetycznego. Protokół podwójnego barwienia całego mocowania lub mikroskopia konfokalna 3D są dobrymi metodami ortogonalnymi, aby potwierdzić, w jakim stopniu drzewo przewodowe zostało wypełnione (Rysunek 3). Te analizy korelujące tkanki są zgodne z obrazowaniem in vivo i mogą być wykonywane po jego zakończeniu. Oczywistym ograniczeniem tych ortogonalnych metod jest to, że wymagają one terminacji zwierzęcej w celu pobrania i analizy tkanek; Jednak w fazie optymalizacji nowego preparatu ablacyjnego zapewniają niezależną walidację.

figure-results-1
Rysunek 1: Przebieg procedury wewnątrzprzewodowej i analizy obrazu. Podkreślono kluczowe etapy procedury identyfikacji. Zobacz film, aby uzyskać więcej informacji. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Udana kaniulacja i dostarczenie roztworu ablatywnego do wielu gruczołów sutkowych. (A) Reprezentatywna różnorodność sutków w szczepach myszy FVB i NSG. Długie sutki są łatwiejsze do kaniulacji niż krótkie sutki, podczas gdy zbyt krótkie lub szczątkowe sutki nie mogą być kaniulowane. Po kaniulacji rozmiar brodawki sutkowej nie ma wpływu na pomyślne dostarczenie wewnątrzprzewodowe. (B) Ogólna analiza anatomiczna niebieskiego barwnika w roztworze ablacyjnym dostarcza ex vivo dowodów na skuteczne wypełnianie i dostarczanie drzew przewodowych. (C,D) Fluoroskopia w czasie rzeczywistym i akwizycja obrazu 3D za pomocą mikrotomografii komputerowej dostarczają dowodów in vivo na sukces porodu. (D) Udane wstrzyknięcie zarówno w jamę brzuszną jak i w gruczoły pachwinowe, oraz w trzy z czterech gruczołów piersiowych (wstrzyknięcie poduszeczki tłuszczowej w gruczoł #2). Paski skali odpowiadają 1 mm na obrazach przy różnym powiększeniu. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Demonstracja in vivo i ex vivo wypełnienia drzew kanałowych. 70% roztwór EtOH/100 mM nanocząstek TaOx/Evans Blue wstrzyknięto przewodowo do jamy brzusznej gruczołu sutkowego myszy i natychmiast zobrazowano za pomocą mikrotomografii komputerowej i przetworzono w celu barwienia podwójnym całym mocowaniem. Drzewo kanałowe zostało zrekonstruowane przy użyciu pakietu oprogramowania do analizy obrazu. Roztwór całkowicie wypełnia karminowe drzewo kanałowe zabarwione ałunem. Oddzielny gruczoł został wybarwiony immunologicznie na obecność E-kadheryny (Cdh1), oczyszczony za pomocą alkoholu benzylowego: benzoesanu benzylu i zobrazowany za pomocą mikroskopii konfokalnej, jak opisano26. Drzewo kanałowe zostało zrekonstruowane za pomocą oprogramowania do analizy obrazu. Pseudo-kolorowanie obrazu konfokalnego (tj. czarne tło do białego, sygnał zielonego znacznika do magenty) uzyskano za pomocą funkcji odwrócenia obrazu w oprogramowaniu do edycji obrazu. Paski skali odpowiadają 1 mm na obrazach przy różnym powiększeniu. Rysunek ten został zmodyfikowany w stosunku do numeru referencyjnego. 3. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

.
problemWyglądRozwiązanie
Krótki smoczek (rys. 2)Smoczek ma niski profil - trudny do uchwyceniaCzasami łatwiej jest przytrzymać skórę w pobliżu brodawki sutkowej i celować igłą w środek brodawki. Igła prawdopodobnie zanurkuje pod skórą. Powolne podciąganie może ujawnić, że sutek znajduje się nieco ponad końcem igły i dać miejsce na chwycenie i pociągnięcie go do końca na igłę. Zachowaj szczególną ostrożność podczas nurkowania pod skórą co do kąta igły. Łatwo jest przypadkowo dostać zastrzyk z poduszki tłuszczowej, dźgając pod niewłaściwym kątem.
Gruby sutekZnacznie większe niż inne sutki z mało zdzierającym się martwym naskórkiem - łatwo widoczne bez lunetyBardzo łatwo zrobić sobie zastrzyk z poduszeczki tłuszczowej na te sutki. Należy bardzo uważać na kąt nachylenia igły podczas wkładania jej do brodawki.
Wstrzyknięcie poduszeczki tłuszczowej (rys. 2)Obrzęk wokół brodawki sutkowej i prawdopodobnie w samym sutku - najłatwiej zauważyć, jeśli do roztworu do wstrzykiwań dodano kolorJeśli sutek jest pęczniejący po wstrzyknięciu pierwszych kilku ul, wyjmij igłę i spróbuj włożyć ją ponownie, zwracając uwagę na kąt. Ponownie rozpocząć wstrzykiwanie i obserwować, czy nie ma dalszego obrzęku. Jeśli obrzęk nie ustąpi, porzuć próbę. Bardzo rzadko udaje się skutecznie wstrzyknąć sutek, który rozpoczął się jako wstrzyknięcie poduszeczki tłuszczowej.
Rany/strupyOtwarta rana lub strup w pobliżu miejsca wstrzyknięcia roztworu EtOHZastosuj potrójną maść z antybiotykiem na otwarte rany, ale rany pokryte strupami pozostaw w spokoju. Nałożenie maści na strupki może zwiększyć prawdopodobieństwo, że zwierzę będzie przeszkadzać parchowi i go usunie. Sprawdzaj co 1-2 dni, aż się zagoi, w zależności od ciężkości rany. Karprofen należy podawać do czasu wygojenia, nawet jeśli wykracza poza normalne okno.

Tabela 1: Rozwiązywanie problemów i pomocne wskazówki.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Profilaktyczna mastektomia jest obecnie najskuteczniejszą interwencją w przypadku raka piersi, ale ma pewne poważne negatywne skutki. Miejscowa ablacja komórek nabłonka sutka roztworem opartym na EtOH jest obiecującą terapią alternatywną, jak wykazaliśmy w badaniu potwierdzającym słuszność koncepcji agresywnego mysiego modelu raka piersi FVB-Tg-C3(1)-TAg3. Wstrzyknięcie ID tego roztworu ablacyjnego pozwala na celowanie w komórki nabłonka sutka, z których powstaje rak piersi, przy ograniczonych uszkodzeniach ubocznych. Dodanie rentgenowskiego środka kontrastowego do roztworu ablacyjnego pozwala na lepsze zrozumienie skuteczności roztworu w profilaktyce, ponieważ możemy zobaczyć, czy każde drzewo kanałowe jest pomyślnie wypełnione po wstrzyknięciu (ryc. 2B). Oglądanie wstrzykniętych gruczołów za pomocą fluoroskopii bezpośrednio po wstrzyknięciu odzwierciedla to, co prawdopodobnie zostanie zrobione w klinice, aby potwierdzić pomyślne wypełnienie drzewa przewodowego. Wizualne potwierdzenie dostarczenia rozwiązania najlepiej poinformuje o tym, czy wszystkie części drzewa zostały osiągnięte w czasie rzeczywistym. Może to pozwolić na wykonanie kolejnego wstrzyknięcia w celu całkowitego wypełnienia w czasie lub w przyszłej sesji. Bardzo ważne jest, aby roztwór ablacyjny docierał do wszystkich części drzewa przewodowego, aby zapewnić dostęp do wszystkich komórek nabłonka w celu zabicia (ryc. 3). Pozostawienie żywych komórek nabłonka w drzewie pozwoliłoby na możliwość, że rak piersi może nadal powstawać. Wykorzystanie kontrastu w iniekcjach ID do uzyskania obrazu sukcesu wstrzyknięcia może być również przydatne w przypadku innych preparatów. Tabela 1 zawiera rozwiązywanie problemów i pomocne wskazówki. Inne badania opisywały protokoły dostarczania ID dla cząstek wirusa (np. AdCre, przewodnika RNA CRISPR), hormonów, związków cytotoksycznych, siRNA i / lub środków celujących u myszy 3,16,27,28,29,30,31,32,33,34,35,36,37 ,38, szczury 24,32,39,40,41 i króliki 42,43,44,45,46,47. Niezależne badania kliniczne wykazały udaną kaniulację do ośmiu kanalików na pierś w celu miejscowego dostarczania chemioterapii 40,48,49. Wizualizacja pełnego wypełnienia przy dostarczaniu innych rozwiązań mających na celu profilaktykę lub ukierunkowanych na leczenie byłaby opłacalna z podobnych powodów. Wiedza o tym, że roztwór dotarł do wszystkich gałęzi i końcowych końców drzewa, będzie pomocna w ocenie skutecznej profilaktyki lub leczenia.

Nie są nam znane żadne inne metody obrazowania wewnątrzprzewodowego u myszy33,34 lub innych modeli zwierzęcych47, które zapewniają wysoką rozdzielczość nanocząstek TaOx. Warto zauważyć, że TaOx w mysim drzewie przewodowym przewyższa zatwierdzone przez FDA środki kontrastowe do dukcji diagnostycznej 3,16. Kontynuując ocenę procedury ablacyjnej ID pod kątem jej zdolności do zapobiegania rakowi piersi, będziemy w stanie dokładniej określić, z których gruczołów powstaje rak, za pomocą dodatkowych danych dostarczonych za pomocą obrazowania po dostarczeniu ID. Na przykład można określić, czy gruczoł, który był tylko częściowo wypełniony, jest bardziej prawdopodobne niż gruczoł bez wstrzyknięcia, że spowoduje powstanie guza, co rozwiązuje problem profilu bezpieczeństwa i obaw związanych z nieudanymi iniekcjami u kobiety wysokiego ryzyka. Ta technika ma pewne ograniczenia. Jest to stosunkowo trudna technika myszy, która wymaga zręczności i biegłości operatora, aby manipulować i skutecznie kaniulować każdy kanał. Każde pojedyncze wstrzyknięcie jest niezależnym zdarzeniem, dlatego nieudane wstrzyknięcie na jeden lub więcej gruczołów może zagrozić interpretacji wyniku. Biorąc pod uwagę wielkość mysiego gruczołu sutkowego i kruchość brodawki, fluoroskopia lub podobna technika obrazowania nie jest dostępna, aby informować w czasie rzeczywistym, kiedy należy przerwać wlew. To naprowadzanie obrazu w czasie rzeczywistym będzie wymagane do klinicznego wdrożenia lokalnego dostarczania roztworu ablatywnego.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez granty National Cancer Institute R21 CA226579 i R01 CA258314 dla LFS oraz przez National Institute of Biomedical Imaging and Bioengineering R01 EB029418 grant dla EMS. Chcielibyśmy podziękować instytutowi MSU Institute for Quantitative (IQ) Health Science and Engineering Imaging Core za wykorzystanie ich systemów obrazowania i wiedzy technicznej. Chcielibyśmy podziękować dr Danielle Ferguson za zapoznanie się z treścią filmu i danymi liczbowymi dotyczącymi przestrzegania wytycznych dotyczących dobrostanu zwierząt.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
AnalyzeDirect v12.0Suwmiarkan/aDo przetwarzania obrazu mikro-CT
Carprieve, Carprofen 50 mg/mLAllivet50647Do leczenia przeciwzapalnego
Evans blueSigmaE2129-50GDo wizualizacji iniekcji
Kąpiel w gorącej wodzieToolotsYidu_HH-S2Do przygotowania kubków karprofenu
ImarisBitplanen/aDo konfokalnego przetwarzania obrazu
MediGel Sucralose CupsClearH2O74-02-5022Do dostarczania karprofenu
Model 1705 RN Strzykawka, 50μ LHamilton7655-01Do iniekcji wewnątrzprzewodowych
Photoshop 2021Adoben/aDo przetwarzania obrazu
System obrazowania Quantum GX2microCT Perkin ElmerCLS149276Do akwizycji obrazu mikro-CT
Igła Small Hub RN, rozmiar 34, niestandardowa (kąt ukosu 12°, 0,375 cala, styl punktowy 4)Hamilton207434Do iniekcji
wewnątrzprzewodowejMikroskop stereoskopowy seriiSZM AmScopeSM-4TPZ-144Do wstrzykiwań wewnątrzprzewodowych
Sterylny niebieski barwnik spożywczyMcCormick930641Do wizualizacji iniekcji
Sterylny sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS)ThermoFisher14190250Do przygotowania
roztworu NaklejkiDOT ScientificDOTSCI-C50Do przygotowania kubków karprofenu
SacharozaCalbiochem8550-5KGDo wstrzykiwań wewnątrzprzewodowych
StrzykawkiFisher14-826-79Do przygotowania kubków z karprofenem
VortexVWR10153-834Do przygotowania kubków z karprofenem
Pompa/podkładka rozgrzewającaBraintreeScientificHTP-1500 120V; AP-R 26EDo iniekcji doprzewodowych/przygotowania przedoperacyjnego

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Britt, K. L., Cuzick, J., Phillips, K. A. Key steps for effective breast cancer prevention. Nature Reviews Cancer. 20 (8), 417-436 (2020).
  2. Padamsee, T. J., Wills, C. E., Yee, L. D., Paskett, E. D. Decision making for breast cancer prevention among women at elevated risk. Breast Cancer Research. 19 (1), 34(2017).
  3. Kenyon, E., et al. Ductal tree ablation by local delivery of ethanol prevents tumor formation in an aggressive mouse model of breast cancer. Breast Cancer Research. 21 (1), 129(2019).
  4. Kuang, M., et al. Ethanol ablation of hepatocellular carcinoma Up to 5.0 cm by using a multipronged injection needle with high-dose strategy. Radiology. 253 (2), 552-561 (2009).
  5. Ansari, D., Andersson, R. Radiofrequency ablation or percutaneous ethanol injection for the treatment of liver tumors. World Journal Gastroenterol. 18 (10), 1003-1008 (2012).
  6. Zhang, W. Y., Li, Z. S., Jin, Z. D. Endoscopic ultrasound-guided ethanol ablation therapy for tumors. World Journal Gastroenterol. 19 (22), 3397-3403 (2013).
  7. Chin, M., Chen, C. L., Chang, K., Lee, J., Samarasena, J. Ethanol ablation of a peripheral nerve sheath tumor presenting as a small bowel obstruction. ACG Case Reports Journal. 3 (1), 31-32 (2015).
  8. Gueng, M. -K., Chou, Y. -H., Tiu, C. -M., Chiou, S. -Y., Cheng, Y. -F. Pseudoaneurysm of the Breast Treated with Percutaneous Ethanol Injection. Journal of Medical Ultrasound. 22 (2), 114-116 (2014).
  9. Zhang, J., et al. Comparison between absolute ethanol and bleomycin for the treatment of venous malformation in children. Experimental and Therapeutics Medicine. 6 (2), 305-309 (2013).
  10. Wohlgemuth, W. A., et al. Ethanolgel sclerotherapy of venous malformations improves health-related quality-of-life in adults and children - results of a prospective study. European Radiology. 27 (6), 2482-2488 (2017).
  11. Steiner, F., FitzJohn, T., Tan, S. T. Ethanol sclerotherapy for venous malformation. ANZ Journal of Surgery. 86 (10), 790-795 (2016).
  12. Sannier, K., et al. A new sclerosing agent in the treatment of venous malformations. Study on 23 cases. Interventional Neuroradiology. 10 (2), 113-127 (2004).
  13. Dompmartin, A., et al. Radio-opaque ethylcellulose-ethanol is a safe and efficient sclerosing agent for venous malformations. European Radiology. 21 (12), 2647-2656 (2011).
  14. Slawson, S. H., Johnson, B. A. Ductography: how to and what if. Radiographics. 21 (1), 133-150 (2001).
  15. Sheiman, L. S., Levesque, P. H. The in's and out's of ductography: A comprehensive review. Current Problems in Diagnostic Radiology. 45 (1), 61-70 (2016).
  16. Chakravarty, S., et al. Tantalum oxide nanoparticles as versatile contrast agents for X-ray computed tomography. Nanoscale. 12 (14), 7720-7734 (2020).
  17. Krause, S., Brock, A., Ingber, D. E. Intraductal injection for localized drug delivery to the mouse mammary gland. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (80), e50692(2013).
  18. King, B. L., Love, S. M. The intraductal approach to the breast: raison d'etre. Breast Cancer Research. 8 (2), 206(2006).
  19. Love, S. M., Barsky, S. H. Anatomy of the nipple and breast ducts revisited. Cancer. 101 (9), 1947-1957 (2004).
  20. Morhard, R., et al. Development of enhanced ethanol ablation as an alternative to surgery in treatment of superficial solid tumors. Scientific Reports. 7 (1), 8750(2017).
  21. Morhard, R., et al. Understanding factors governing distribution volume of ethyl cellulose-ethanol to optimize ablative therapy in the liver. IEEE Transactions of Biomedical Engineering. 67 (8), 2337-2348 (2020).
  22. Hinck, L., Silberstein, G. B. Key stages in mammary gland development: the mammary end bud as a motile organ. Breast Cancer Research. 7 (6), 245-251 (2005).
  23. Paine, I. S., Lewis, M. T. The terminal end bud: The little engine that could. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 22 (2), 93-108 (2017).
  24. Sivaraman, L., et al. Effect of selective ablation of proliferating mammary epithelial cells on MNU induced rat mammary tumorigenesis. Breast Cancer Res Treat. 73 (1), 75-83 (2002).
  25. Cardiff, R. D., Wellings, S. R. The comparative pathology of human and mouse mammary glands. Journal of Mammary Gland Biology and Neoplasia. 4 (1), 105-122 (1999).
  26. Arora, R., et al. Insights from imaging the implanting embryo and the uterine environment in three dimensions. Development. 143 (24), 4749-4754 (2016).
  27. Brock, A., et al. Silencing HoxA1 by intraductal injection of siRNA lipidoid nanoparticles prevents mammary tumor progression in mice. Science Translational Medicine. 6 (217), (2014).
  28. de Groot, J. S., et al. Intraductal cisplatin treatment in a BRCA-associated breast cancer mouse model attenuates tumor development but leads to systemic tumors in aged female mice. Oncotarget. 8 (37), 60750-60763 (2017).
  29. Wang, G., et al. Intraductal fulvestrant for therapy of ERalpha-positive Ductal Carcinoma in Situ (DCIS) of the breast- A preclinical study. Carcinogenesis. 40 (7), 903-913 (2019).
  30. Yoshida, T., et al. Effective treatment of ductal carcinoma in situ with a HER-2- targeted alpha-particle emitting radionuclide in a preclinical model of human breast cancer. Oncotarget. 7 (22), 33306-33315 (2016).
  31. Chun, Y. S., et al. Intraductally administered pegylated liposomal doxorubicin reduces mammary stem cell function in the mammary gland but in the long term, induces malignant tumors. Breast Cancer Research and Treatment. 135 (1), 201-208 (2012).
  32. Murata, S., et al. Ductal access for prevention and therapy of mammary tumors. Cancer Research. 66 (2), 638-645 (2006).
  33. Markiewicz, E., et al. High resolution 3D MRI of mouse mammary glands with intra-ductal injection of contrast media. Magnetic Resonance Imaging. 33 (1), 161-165 (2015).
  34. Markiewicz, E., et al. MRI ductography of contrast agent distribution and leakage in normal mouse mammary ducts and ducts with in situ cancer. Magnetic Resonance Imaging. 40, 48-52 (2017).
  35. Annunziato, S., et al. Comparative oncogenomics identifies combinations of driver genes and drug targets in BRCA1-mutated breast cancer. Nature Communications. 10 (1), 397(2019).
  36. Rutkowski, M. R., et al. Initiation of metastatic breast carcinoma by targeting of the ductal epithelium with adenovirus-cre: a novel transgenic mouse model of breast cancer. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (85), e51171(2014).
  37. Xiang, D., Tao, L., Li, Z. Modeling breast cancer via an intraductal injection of cre-expressing adenovirus into the mouse mammary gland. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (148), e59502(2019).
  38. Barham, W., Sherrill, T., Connelly, L., Blackwell, T. S., Yull, F. E. Intraductal injection of LPS as a mouse model of mastitis: signaling visualized via an NF-kappaB reporter transgenic. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (67), e4030(2012).
  39. Chun, Y. S., et al. Intraductal administration of a polymeric nanoparticle formulation of curcumin (NanoCurc) significantly attenuates incidence of mammary tumors in a rodent chemical carcinogenesis model: Implications for breast cancer chemoprevention in at-risk populations. Carcinogenesis. 33 (11), 2242-2249 (2012).
  40. Stearns, V., et al. Preclinical and clinical evaluation of intraductally administered agents in early breast cancer. Science Translation Medicine. 3 (106), (2011).
  41. Okugawa, H., et al. Effect of perductal paclitaxel exposure on the development of MNU-induced mammary carcinoma in female S-D rats. Breast Cancer Research Treatment. 91 (1), 29-34 (2005).
  42. Falconer, I. R. The distribution of 131 I- or 125 I-labelled prolactin in rabbit mammary tissue after intravenous or intraductal injection. The Journal of Endocrinology. 53 (3), 58-59 (1972).
  43. Fiddler, T. J., Birkinshaw, M., Falconer, I. R. Effects of intraductal prolactin on some aspects of the ultrastructure and biochemistry of mammary tissue in the pseudopregnant rabbit. The Journal of Endocrinology. 49 (3), 459-469 (1971).
  44. Fiddler, T. J., Falconer, I. R. The effect of intraductal prolactin on protein and nucleic acid biosynthesis in the rabbit mammary gland. Biochemistry Journal. 115 (5), 58(1969).
  45. Bourne, R. A., Bryant, J. A., Falconer, I. R. Stimulation of DNA synthesis by prolactin in rabbit mammary tissue. Journal of Cell Science. 14 (1), 105-111 (1974).
  46. Chadwick, A. Detection and assay of prolactin by the local lactogenic response in the rabbit. The Journal of Endocrinology. 27, 253-263 (1963).
  47. Clark, A., Bird, N. K., Brock, A. Intraductal delivery to the rabbit mammary gland. Journal Visualized Experiments: JoVE. (121), e55209(2017).
  48. Mahoney, M. E., et al. Intraductal therapy of ductal carcinoma in situ: a presurgery study. Clinical Breast Cancer. 13 (4), 280-286 (2013).
  49. Love, S. M., et al. A feasibility study of the intraductal administration of chemotherapy. Cancer Prevention Research (Philadelphia). 6 (1), 51-58 (2013).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Intraductal DeliveryEthanol AblationBreast Cancer PreventionMouse ModelsMammary Ductal TreeMicro CT ImagingX Ray VisualizationContrast Agent InjectionLocal Tumor TreatmentEpithelial Cell Ablation

Powiązane artykuły