Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni

3.3K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63513

⸱

8 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, Harvard Medical School - Beth Israel Deaconess Medical Center, 2Accelerating NeuroVentures, 3Charley's Fund

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł szczegółowo opisuje, jak przeprowadzić in vivo (przy użyciu matryc elektrod powierzchniowych i igłowych) oraz ex vivo (przy użyciu ogniwa dielektrycznego) mięsień brzuchaty łydki gryzonia. Zademonstruje technikę zarówno na myszach, jak i szczurach oraz szczegółowo omówi dostępne modyfikacje (np. otyłe zwierzęta, młode).

Streszczenie

Miografia impedancji elektrycznej (EIM) to wygodna technika, która może być wykorzystana w badaniach przedklinicznych i klinicznych do oceny zdrowia i choroby tkanki mięśniowej. EIM uzyskuje się poprzez przyłożenie kierunkowo skoncentrowanego prądu elektrycznego o niskim natężeniu do interesującego mięśnia w zakresie częstotliwości (tj. od 1 kHz do 10 MHz) i zarejestrowanie wynikowych napięć. Z nich uzyskuje się kilka standardowych składowych impedancji, w tym reaktancję, rezystancję i fazę. Podczas wykonywania pomiarów ex vivo na wyciętych mięśniach można również obliczyć nieodłączne pasywne właściwości elektryczne tkanki, a mianowicie przewodnictwo i przenikalność względną. EIM jest szeroko stosowany u zwierząt i ludzi do diagnozowania i śledzenia zmian mięśniowych w różnych chorobach, w odniesieniu do atrofii po prostu podczas nieużywania lub jako środek interwencji terapeutycznej. Z klinicznego punktu widzenia EIM oferuje możliwość śledzenia postępu choroby w czasie i oceny wpływu interwencji terapeutycznych, oferując w ten sposób możliwość skrócenia czasu trwania badania klinicznego i zmniejszenia wymagań dotyczących wielkości próby. Ponieważ EIM może być wykonywany nieinwazyjnie lub minimalnie inwazyjnie zarówno na żywych modelach zwierzęcych, jak i na ludziach, oferuje potencjał, aby służyć jako nowatorskie narzędzie translacyjne umożliwiające zarówno rozwój przedkliniczny, jak i kliniczny. Ten artykuł zawiera instrukcje krok po kroku, jak wykonywać pomiary EIM in vivo i ex vivo u myszy i szczurów, w tym podejścia do dostosowania technik do określonych warunków, takich jak do stosowania u szczeniąt lub otyłych zwierząt.

Wprowadzenie

Elektryczna miografia impedancyjna (EIM) stanowi potężną metodę oceny stanu mięśni, potencjalnie umożliwiając diagnozowanie zaburzeń nerwowo-mięśniowych, śledzenie progresji choroby oraz ocenę odpowiedzi na terapię1,2,3. Można ją stosować analogicznie w modelach chorób zwierzęcych oraz u ludzi, co pozwala na stosunkowo płynne przejście z badań przedklinicznych do klinicznych. Pomiary EIM są łatwo uzyskiwane przy użyciu czterech liniowo rozmieszczonych elektrod, z których dwie zewnętrzne przykładają bezbolesny, słaby prąd elektryczny w zakresie częstotliwości (zazwyczaj od 1 kHz do około 2 MHz), a dwie wewnętrzne rejestrują powstałe napięcia1. Z tych napięć można wyznaczyć charakterystykę impedancyjną tkanki, w tym rezystancję (R), będącą miarą trudności przepływu prądu przez tkankę, oraz reaktancję (X) lub „zdolność do ładowania” tkanki, będącą miarą związaną ze zdolnością tkanki do magazynowania ładunku (pojemnością). Z reaktancji i rezystancji oblicza się kąt fazowy (θ) za pomocą następującego równania: Koncepcja trygonometrii; theta równa się arctan(X/R); równanie matematyczne dla obliczenia kąta., co daje pojedynczą zbiorczą miarę impedancji. Takie pomiary można uzyskać za pomocą dowolnego urządzenia do bioimpedancji wieloczęstotliwościowej. Ponieważ włókna mięśniowe są w zasadzie długimi cylindrami, tkanka mięśniowa jest również silnie anizotropowa, a prąd płynie łatwiej wzdłuż włókien niż w poprzek nich4,5. Dlatego EIM często wykonuje się w dwóch kierunkach: z układem elektrod umieszczonym wzdłuż włókien, tak aby prąd biegł równolegle do nich, oraz w poprzek mięśnia, tak aby prąd płynął prostopadle do nich. Dodatkowo, w pomiarach ex vivo, gdzie znana objętość tkanki jest mierzona w celi pomiarowej impedancji, można wyprowadzić inherentne właściwości elektryczne mięśnia (tj. przewodność i przenikalność względną)6.

Term „zaburzenia neuromięśniowe” definiuje szeroki zakres pierwotnych i wtórnych chorób, które prowadzą do strukturalnych zmian i dysfunkcji mięśni. Obejmuje to stwardnienie zanikowe boczne i różne formy dystrofii mięśniowej, a także prostsze zmiany związane ze starzeniem się (np. sarkopenię), zanik z nieużywania (np. w wyniku przedłużonego leżenia w łóżku lub mikrograwitacji), a nawet urazy7. Choć przyczyny są liczne i mogą pochodzić z neuronów ruchowych, nerwów, złączy nerwowo-mięśniowych lub samych mięśni, EIM może być wykorzystane do wykrywania wczesnych zmian w mięśniach wynikających z wielu z tych procesów oraz do monitorowania progresji choroby lub odpowiedzi na terapię. Na przykład u pacjentów z dystrofią mięśniową Duchenne'a (DMD) wykazano, że EIM pozwala wykryć postęp choroby oraz odpowiedź na kortykosteroidy8. Niedawne prace wykazały również, że EIM jest czułe na różne stany nieużywania mięśni, w tym na grawitację częściową9, jaką doświadcza się na Księżycu lub Marsie, a także na efekty starzenia się10,11. Wreszcie, dzięki zastosowaniu algorytmów predykcyjnych i uczenia maszynowego do zbioru danych uzyskanych podczas każdego pomiaru (danych wieloczęstotliwościowych i zależnych od kierunku), możliwe staje się wnioskowanie o aspektach histologicznych tkanki, w tym o wielkości włókien mięśniowych12,13, zmianach zapalnych i obrzękach14 oraz zawartości tkanki łącznej i tłuszczu15,16.

Do oceny stanu mięśni u ludzi i zwierząt stosuje się również kilka innych metod nieinwazyjnych lub małoinwazyjnych, w tym elektromiografię igłową17 oraz technologie obrazowania, takie jak rezonans magnetyczny, tomografia komputerowa i ultrasonografia18,19. Jednak EIM wykazuje wyraźne zalety w porównaniu z tymi technologiami. Na przykład elektromiografia rejestruje jedynie aktywne właściwości elektryczne błon włókien mięśniowych, a nie właściwości pasywne, i w związku z tym nie może dostarczyć rzetelnej oceny składu lub struktury mięśni. W pewnym sensie metody obrazowania są bliżej związane z EIM, ponieważ one również dostarczają informacji o strukturze i składzie tkanki. Jednak z pewnej perspektywy dostarczają one zbyt wielu danych, co wymaga szczegółowej segmentacji obrazów i analizy eksperckiej, zamiast dostarczać prosty wynik ilościowy. Co więcej, ze względu na swoją złożoność, techniki obrazowania są w dużym stopniu uzależnione od specyfiki stosowanego sprzętu i oprogramowania, co w idealnym przypadku wymaga użycia identycznych systemów w celu umożliwienia porównania zestawów danych. W przeciwieństwie do nich fakt, że EIM jest znacznie prostsza, oznacza, że jest ona mniej podatna na te problemy techniczne i nie wymaga żadnej formy przetwarzania obrazu ani analizy eksperckiej.

Poniższy protokół demonstruje sposób przeprowadzania badania EIM in vivo u szczurów i myszy, z wykorzystaniem zarówno technik nieinwazyjnych (matryca powierzchniowa), jak i małoinwazyjnych (podskórna matryca igłowa), a także badania EIM ex vivo na świeżo wyciętym mięśniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt w Beth Israel Deaconess Medical Center pod numerami protokołów (031-2019; 025-2019). Nosić odpowiednie środki ochrony osobistej do obchodzenia się ze zwierzętami i przestrzegać wytycznych IACUC dotyczących wszystkich prac ze zwierzętami.

1. Powierzchnia EIM in vivo

  1. Umieść zwierzę w pudełku anestezjologicznym w celu wywołania znieczulenia.
    UWAGA: U szczurów zastosowano 1,5%-3,5% izofluranu i 2 O2 L·min-1, a u myszy 2% izofluranu i 1 O2 L·min-1.
  2. Po całkowitym znieczuleniu, na co wskazuje brak reakcji po uszczypnięciu stopy zwierzęcia, umieść mysz na ławce w pozycji leżącej i użyj stożka nosowego do utrzymania znieczulenia za pomocą 1,5% izofluranu i przepływu tlenu 1 l·min-1.
  3. Ułóż nogę zwierzęcia do analizy pod kątem 45° ze stawem biodrowym (wyprostowane kolano) i zabezpiecz stopę taśmą medyczną.
  4. Użyj maszynki do strzyżenia włosów, aby przyciąć sierść pokrywającą mięsień brzuchaty łydki.
  5. Nałóż grubą warstwę kremu do depilacji na skórę zwierzęcia i pozostaw na 1 minutę. Następnie użyj gazy nasączonej solą fizjologiczną, aby usunąć środek do depilacji. Powtórz ten proces do trzech razy, aż cała sierść pokrywająca mięsień brzuchaty łydki zostanie usunięta.
    UWAGA: Umieść gazik nasączony solą fizjologiczną na skórze, gdy pomiary nie są uzyskiwane, aby zapobiec odwodnieniu skóry.
  6. Podłącz tablicę powierzchniową (Rysunek 1) do urządzenia EIM i pozwól elektrodom spocząć na kawałku gazy nasączonej roztworem soli fizjologicznej.
  7. Umieść układ powierzchniowy bezpośrednio na skórze nad mięśniem brzuchatym łydki, zorientowany wzdłużnie do włókien mięśniowych.
  8. Po sprawdzeniu, czy styk jest prawidłowy, co jest sygnalizowane przez wszystkie paski pojawiające się na zielono w oprogramowaniu pokazujące stabilność wartości rezystancji, reaktancji i fazy 50 kHz, uzyskaj pomiary EIM.
    UWAGA: Krzywe powinny być sprawdzane w czasie rzeczywistym, aby zapewnić prawidłowe pozyskiwanie danych.
  9. Obróć układ powierzchni o 90° i ustaw go ponownie na skórze nad brzuchatym łydką, aby uzyskać pomiary poprzeczne (sprawdź, czy nie ma zielonych pasków wskazujących stabilność).
  10. Powtórz kroki 1.7, 1.8 i 1.9, aby uzyskać łącznie cztery pomiary na mięsień: dwa podłużne i dwa poprzeczne.
    UWAGA: Nie używaj środka do depilacji więcej niż raz (tj. do trzech aplikacji w tym samym przypadku) co dwa tygodnie, aby zapobiec nadmiernemu podrażnieniu i urazom skóry. Ważne jest, aby pomiary wykonać w ciągu około 5-10 minut od usunięcia kremu do depilacji, ponieważ rozwój miejscowego obrzęku skóry wywołanego przez środek do depilacji może mieć wpływ na zebrane dane dotyczące impedancji. Rekonwalescencja zwierzęcia następuje natychmiast po odstawieniu znieczulenia izofluranem, a zabieg nie wymaga leczenia przeciwbólowego.

2. Matryca igłowa in vivo EIM

  1. Znieczulić zwierzę i przygotować nogę, stosując tę samą procedurę, jak opisano w krokach 1.1-1.4. Nie jest jednak konieczne stosowanie środka do depilacji podczas wykonywania EIM in vivo przy użyciu zestawu igieł.
  2. Podłącz matrycę igłową (Rysunek 2A-F) do urządzenia EIM i pozwól jej spocząć w łódce ważącej zawierającej roztwór soli fizjologicznej. Sprawdź stabilność połączenia i sygnału (oznaczone zielonymi paskami).
  3. Zdezynfekuj skórę i igły alkoholem. Umieść zestaw igieł w pozycji wzdłużnej w porównaniu z włóknami mięśniowymi i mocno wciśnij go w skórę, aż wszystkie igły wnikną w skórę i leżący pod nią mięsień aż do plastikowej osłony na matrycy. Pobieranie danych.
  4. Delikatnie wyjmij matrycę i ponownie włóż ją przez skórę do mięśnia pod kątem 90° w stosunku do pierwszego pomiaru, w kierunku poprzecznym. Pobieranie danych.
    UWAGA: W przypadku korzystania z matryc igłowych pomiary należy wykonywać tylko raz w każdym kierunku, aby zmniejszyć wpływ elektrod igłowych na skórę i tkankę mięśniową. Jeśli wystąpi krwawienie, delikatnie zetrzyj krew przed wykonaniem drugiego pomiaru. Rekonwalescencja zwierzęcia następuje natychmiast po odstawieniu znieczulenia izofluranem, a zabieg nie wymaga leczenia przeciwbólowego.

3. EIM ex vivo

  1. Przygotuj ogniwo dielektryczne ex vivo (Rysunek 2G, H), dodaj roztwór soli fizjologicznej do komory i podłącz ogniwo do urządzenia EIM, aby uzyskać wartości odniesienia.
    UWAGA: Wartości fazy i reaktancji soli fizjologicznej powinny pozostać stałe na poziomie zera lub blisko zera, a wartości rezystancji soli fizjologicznej powinny pozostać stałe na poziomie około 100 ± 25 Ω w zakresie częstotliwości od 1 kHz do 1 MHz.
  2. Poddaj zwierzę eutanazji zgodnie z odpowiednimi wytycznymi IACUC.
  3. Za pomocą nożyczek przetnij skórę w pobliżu ścięgna Achillesa. Za pomocą pęsety pociągnij skórę ruchem do góry, aby odsłonić leżące pod nią mięśnie i powięź. Delikatnie wypreparuj mięsień dwugłowy uda pokrywający mięsień brzuchaty łydki i przekrój nerw kulszowy.
  4. Przetnij ścięgno Achillesa, aby uwolnić dystalny koniec mięśni brzuchatego łydki i płaszczkowatego i delikatnie pociągnij ścięgno do góry, używając nożyczek do usunięcia wszelkich przyczepów. Po usunięciu wszystkich przyczepów użyj nożyczek, aby przeciąć rostralny koniec mięśnia płaszczkowatego i usunąć go.
  5. Użyj nożyczek, aby wypreparować głowy mięśnia brzuchatego łydki wokół rzepki.
    UWAGA: Po usunięciu mięśnia brzuchatego łydki ważne jest, aby pamiętać o pierwotnej orientacji włókien mięśniowych.
  6. Umieść mięsień brzuchaty łydki na arkuszu wosku dentystycznego i pokrój go za pomocą żyletki i linijki, aby uzyskać przekrój 10 mm x 10 mm od środka mięśnia brzuchatego łydki.
    UWAGA: Rozmiar ogniwa dielektrycznego można dostosować. W przypadku szczurów użyto komórki o wymiarach 10 mm x 10 mm, a w przypadku myszy użyto komórki o wymiarach 5 mm x 5 mm.
  7. Za pomocą pęsety delikatnie umieść brzuchaty łydkę w ogniwach dielektrycznych, upewniając się, że włókna są zorientowane wzdłużnie (tj. kończyny ogonowe i rostralne powinny stykać się z elektrodami). Upewnij się, że mięsień jest w pełnym kontakcie z metalowymi elektrodami.
  8. Przymocuj górną część ogniwa dielektrycznego i włóż dwie igły monopolarne (26 G) do dwóch otworów. Podłącz przewody z urządzenia EIM do ogniwa ex vivo w następującej kolejności: (1: I+, 2: V+, 3: V-, 4: I-, gdzie I oznacza elektrody prądowe, a V oznacza elektrody napięciowe). Uzyskaj pomiar podłużny.
  9. Otwórz komórkę dielektryczną i zmień orientację mięśnia w kierunku poprzecznym, obracając go o 90°. Ponownie przymocuj górną część ogniwa dielektrycznego. Uzyskaj pomiar poprzeczny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

EIM można uzyskać w wielu warunkach, w tym przy użyciu powierzchniowych matryc in vivo (Rysunek 1), igłowych matryc in vivo (Rysunek 2A-F) oraz komórek dielektrycznych ex vivo (Rysunek 2G,H).

EIM zapewnia niemal natychmiastowy obraz stanu mięśnia na podstawie zmierzonych wartości impedancji. Pomiary są pozyskiwane szybko i skutk...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W artykule przedstawiono podstawowe metody wykonywania EIM u gryzoni, zarówno in vivo , jak i ex vivo. Aby uzyskać wiarygodne pomiary, konieczne jest wykonanie szeregu kroków. Po pierwsze, należy właściwie zidentyfikować mięsień, który jest przedmiotem zainteresowania, ponieważ każdy mięsień będzie miał inne reakcje na choroby, leczenie i patologię. Należy pamiętać, że dane uzyskane na temat jednego mięśnia (np. mięśnia brzuchatego łydki) nie dostarczą tych samych informacji, co na temat innego mięśnia ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

S. B. Rutkove posiada udziały w firmie Myolex, Inc., która projektuje urządzenia impedancyjne do użytku klinicznego i badawczego, oraz system mView stosowany w tym przedsiębiorstwie i pełni funkcję konsultanta i doradcy naukowego. Jest również członkiem Rady Dyrektorów firmy. Firma ma również możliwość licencjonowania opatentowanej technologii impedancyjnej, której wynalazcą jest S. B. Rutkove. Pozostali autorzy nie mają żadnych innych istotnych powiązań ani powiązań finansowych z żadną organizacją lub podmiotem mającym interes finansowy lub konflikt finansowy z tematyką lub materiałami omawianymi w manuskrypcie, poza tymi, które zostały ujawnione.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez Charley's Fund i NIH R01NS055099.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Drukarka 3DFormlabs Inc.3DForm 2 Desktop
Drukarka 3DShenzhen Creality 3D Technology Co. LTDDrukarka 3DCreality Ender 3 V2
Taśma chirurgiczna 3M MicroporeFisher19-027761 i 19-061655modele 1530-0 i 1530-1
Taśma chirurgiczna 3M TRANSPOREFisher18-999-380 i 18-999-381modele 1527-0 i 1527-1
Nagłówek złącza pionowy 10 POS rozstaw1 mmDigi-Key (rozwiązanie złącza Sullins)S9214-ND (SMH100-LPSE-S10-ST-BK)Plastikowa przekładka 1 mm otwory do matrycy in vivo szczura pokazana na rysunku 2A
Aplikatory z bawełnianą końcówkąFisher22-363-172
Wosk dentystycznyFisherNC9377103
Środek do depilacjiNAIRNAemult do depilacji ze zmiękczającym olejkiem
dla niemowląt Dumont #7b KleszczeFine Narzędzia naukowenr 11270-20Używany do preparacji, Styl: #7b, Kształt końcówki: zakrzywiony, Końcówki: standardowe, Wymiary końcówki: 0,17 mm x 0,1 mm, Stop / materiał: Inox, Długość: 11 cm
Elektroniczna suwmiarka cyfrowaFisher14-648-17Służy do pomiaru wymiarów mięśnia brzuchatego łydki
Klej epoksydowy z podwójnym wkładem 4 min żywotność Devconseria 14265, model 2217Klej użyty w matrycy in vivo szczura pokazanej na rysunku 2A Komórka
impedancji dielektrycznej ex vivoNiestandardoweogniwa dielektryczne NA zostały wydrukowane w 3D w laboratorium Rutkove
Kleszcze GraefeNarzędzia do nauki o11051-10Używane do umieszczania i regulacji mięśni, Długość: 10 cm, Kształt końcówki: zakrzywiona, Końcówki: ząbkowane, Szerokość końcówki: 0,8 mm, Wymiary końcówki: 0,8 mm x 0,7 mm, stop / materiał
Maszynka do strzyżenia włosówAmazonNAWahl profesjonalne zwierzę BravMini+
Impedancja Urządzenie dla zwierzątMyolexEIM1103mView system - eksperymentalne urządzenie do miografii impedancji elektrycznej do użytku w badaniach na
zwierzętach Matryce igieł in vivoNiestandardoweNANiestandardowe matryce przy użyciu igieł podskórnych 27 G firmy Ambu. Konstrukcja została sfinalizowana przy użyciu drukarki 3D w laboratorium Rutkove
Tablica powierzchniowa in vivoCustomNATablica powierzchniowa in vivo została wydrukowana i zmontowana w laboratorium Rutkove
IsofluranePatterson Veterinary Supplies07-893-8441 (NDC: 46066-755-04)Pivetal - butelka 250 ml
Gaza z włókninyFisher22-028-5592 x 2 cale
Polistyren Ważenie NaczyniaFisherS67090AWymiary (dł. x szer. x wys.): 88,9 mm x 88,9 mm x 25,4 mm
ŻyletkiFisher12-640Służy do cięcia mięśni do odpowiednich wymiarów, Ostrza ze stali węglowej z pojedynczą krawędzią
Drobne nożyczki studenckieNarzędzia do nauki o naprawienr 91460-11Używany do preparowania, Końcówki: Ostre-ostre, Stop / Materiał: Studencka stal nierdzewna, Ząbkowana: Nie, Kształt końcówki: Prosta, Krawędź tnąca: 20 mm, Długość: 11,5 cm, Cecha: Igły podskórne o jakości studenckiej
27 G NeurolineAmbu745 12-50/24Igły używane w matrycy in vivo szczurów pokazanej na rysunku 2A
Nożyczki chirurgiczne - Ostrenarzędzia naukowenr 14002-13Służy do cięcia skóry, Końcówki: Ostre-ostre, Stop / Materiał: Stal nierdzewna, Ząbkowane: Nie, Kształt końcówki: Prosta, Krawędź tnąca: 42 mm, Długość:
Monopolarne elektrody igłowe TECA ELITENatus902-DMG50-So średnicy 0,46 mm (26 G). Niebieski hub
Teknova 0,9% roztwór soli fizjologicznejFisherS58151000 ml sterylny
Drukarka naprawie nr 13 cm

Bibliografia

  1. Rutkove, S. B., Sanchez, B. Electrical impedance methods in neuromuscular assessment: An overview. Cold Spring Harbor Perspectives in Medicine. 9 (10), 034405(2019).
  2. Rutkove, S. B. Electrical impedance myography: Background, Current State, and Future Directions. Muscle & Nerve. 40, 936-946 (2009).
  3. Sanchez, B., Rutkove, S. B. Present uses, future applications, and technical underpinnings of electrical impedance myography. Current Neurology and Neuroscience Reports. 17 (11), 86(2017).
  4. Garmirian, L. P., Chin, A. B., Rutkove, S. B. Discriminating neurogenic from myopathic disease via measurement of muscle anisotropy. Muscle & Nerve. 39 (1), 16-24 (2009).
  5. Rutkove, S. B., et al. Loss of electrical anisotropy is an unrecognized feature of dystrophic muscle that may serve as a convenient index of disease status. Clinical Neurophysiology. 127 (12), 3546-3551 (2016).
  6. Wang, L. L., et al. Assessment of alterations in the electrical impedance of muscle after experimental nerve injury via finite-element analysis. IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 58 (6), 1585-1591 (2011).
  7. Katirji, B., Ruff, R. L., Kaminski, H. J. Neuromuscular Disorders in Clinical Practice. , Springer New York. New York, NY. (2014).
  8. Rutkove, S. B., et al. Electrical impedance myography for assessment of Duchenne muscular dystrophy. Annals of Neurology. 81 (5), 622-632 (2017).
  9. Semple, C., et al. Using electrical impedance myography as a biomarker of muscle deconditioning in rats exposed to micro- and partial-gravity analogs. Frontiers in Physiology. 11, 557796(2020).
  10. Kortman, H. G. J., Wilder, S. C., Geisbush, T. R., Narayanaswami, P., Rutkove, S. B. Age- and gender-associated differences in electrical impedance values of skeletal muscle. Physiological Measurement. 34 (12), 1611-1622 (2013).
  11. Clark, B. C., Rutkove, S., Lupton, E. C., Padilla, C. J., Arnold, W. D. Potential utility of electrical impedance myography in evaluating age-related skeletal muscle function deficits. Frontiers in Physiology. 12, 666964(2021).
  12. Kapur, K., et al. Predicting myofiber size with electrical impedance myography: A study in immature mice. Muscle and Nerve. 58 (1), 106-113 (2018).
  13. Kapur, K., Nagy, J. A., Taylor, R. S., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Estimating myofiber size with electrical impedance myography: a study in amyotrophic lateral sclerosis mice. Muscle and Nerve. 58 (5), 713-717 (2018).
  14. Mortreux, M., Semple, C., Riveros, D., Nagy, J. A., Rutkove, S. B. Electrical impedance myography for the detection of muscle inflammation induced by λ-carrageenan. PLoS ONE. 14 (10), 0223265(2019).
  15. Pandeya, S. R., et al. Predicting myofiber cross-sectional area and triglyceride content with electrical impedance myography: A study in db/db mice. Muscle and Nerve. 63 (1), 127-140 (2021).
  16. Pandeya, S. R., et al. Estimating myofiber cross-sectional area and connective tissue deposition with electrical impedance myography: A study in D2-mdx mice. Muscle & Nerve. 63 (6), 941-950 (2021).
  17. Stålberg, E., et al. Standards for quantification of EMG and neurography. Clinical Neurophysiology. 130 (9), 1688-1729 (2019).
  18. Theodorou, D. J., Theodorou, S. J., Kakitsubata, Y. Skeletal muscle disease: Patterns of MRI appearances. British Journal of Radiology. 85 (1020), 1298-1308 (2012).
  19. Simon, N. G., Noto, Y., Zaidman, C. M. Skeletal muscle imaging in neuromuscular disease. Journal of Clinical Neuroscience. 33, 1-10 (2016).
  20. Kwon, H., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance myography needle electrodes. Physiological Measurement. 38 (9), 1748-1765 (2017).
  21. Kwon, H., Di Cristina, J. F., Rutkove, S. B., Sanchez, B. Recording characteristics of electrical impedance-electromyography needle electrodes. Physiological Measurement. 39 (5), 055005(2018).
  22. Rutkove, S. B., et al. Characterizing spinal muscular atrophy with electrical impedance myography. Muscle and Nerve. 42 (6), 915-921 (2010).
  23. Schwartz, S., et al. Optimizing electrical impedance myography measurements by using a multifrequency ratio: A study in Duchenne muscular dystrophy. Clinical Neurophysiology. 126 (1), 202-208 (2015).
  24. Li, J., Pacheck, A., Sanchez, B., Rutkove, S. B. Single and modeled multifrequency electrical impedance myography parameters and their relationship to force production in the ALS SOD1G93A mouse. Amyotrophic Lateral Sclerosis and Frontotemporal Degeneration. 17 (5-6), 397-403 (2016).
  25. Hu, N., et al. Antisense oligonucleotide and adjuvant exercise therapy reverse fatigue in old mice with myotonic dystrophy. Molecular Therapy - Nucleic Acids. 23, 393-405 (2021).
  26. Sanchez, B., et al. Non-invasive assessment of muscle injury in healthy and dystrophic animals with electrical impedance myography. Muscle & Nerve. 56 (6), 85-94 (2017).
  27. Sanchez, B., Li, J., Bragos, R., Rutkove, S. B. Differentiation of the intracellular structure of slow- versus fast-twitch muscle fibers through evaluation of the dielectric properties of tissue. Physics in Medicine and Biology. 59 (10), 2369-2380 (2014).
  28. Shefner, J. M., et al. Assessing ALS progression with a dedicated electrical impedance myography system. Amyotrophic Lateral Sclerosis & Frontotemporal Degeneration. 19 (7-8), 555-561 (2018).
  29. Lungu, C., et al. Quantifying muscle asymmetries in cervical dystonia with electrical impedance: a preliminary assessment. Clinical Neurophysiology. 122 (5), 1027-1031 (2011).
  30. Wang, Y., et al. Electrical impedance myography for assessing paraspinal muscles of patients with low back pain. Journal of Electrical Bioimpedance. 10 (1), 103-109 (2019).
  31. Leitner, M. L., et al. Electrical impedance myography for reducing sample size in Duchenne muscular dystrophy trials. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (1), 4-14 (2020).
  32. Rutkove, S. B., et al. Improved ALS clinical trials through frequent at-home self-assessment: a proof of concept study. Annals of Clinical and Translational Neurology. 7 (7), 1148-1157 (2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Ocena stanu zdrowia mięśniEIM in vivoEIM ex vivoanaliza mięśni gryzonimatryca elektrod powierzchniowychmatryca elektrod igłowychmięsień brzuchaty łydkikomórka dielektrycznabiomarker choroby mięśni
Wykonywanie miografii impedancji elektrycznej in vivo i ex vivo u gryzoni
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.