Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Inaktywacja patogenów poprzez fotolizę ryboflawino-5′-fosforanu ryboflawiny w świetle widzialnym

2.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63531

⸱

6 kwietnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Biotechnology, Ming Chuan University, 2Department of Tourism and Leisure, Hsing Wu University, 3Department of Science Education and Application, National Taichung University of Education, 4Department of Soil and Environmental Sciences, National Chung Hsing University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy protokół inaktywacji bakterii chorobotwórczych za pomocą reaktywnych form tlenu wytwarzanych podczas fotolizy mononukleotydu flawinowego (FMN) pod wpływem światła niebieskiego i fioletowego o niskiej intensywności. Wykazano, że fotoliza FMN jest prostą i bezpieczną metodą w procesach sanitarnych.

Streszczenie

Ryboflawina-5'-fosforan (lub mononukleotyd flawinowy; FMN) jest wrażliwa na światło widzialne. W wyniku fotolizy FMN pod wpływem promieniowania światłem widzialnym mogą powstawać różne związki, w tym reaktywne formy tlenu (ROS). ROS powstające podczas fotolizy FMN są szkodliwe dla mikroorganizmów, w tym dla bakterii patogennych, takich jak Staphylococcus aureus (S. aureus). Niniejszy artykuł przedstawia protokół dezaktywacji S. aureus jako przykładu poprzez reakcje fotochemiczne z udziałem FMN pod wpływem promieniowania światłem widzialnym. Anion rodnikowy ponadtlenkowy (Jon ponadtlenkowy, O₂⁻, struktura chemiczna, analiza reakcji redoks, wzór cząsteczkowy.) powstający podczas fotolizy FMN jest oceniany poprzez redukcję nitro błękitu tetrazolium (NBT). Do określenia skuteczności procesu wykorzystano przeżywalność drobnoustrojów S. aureus uzależnioną od reaktywnych form Jon ponadtlenkowy, O₂⁻, struktura chemiczna, analiza reakcji redoks, wzór cząsteczkowy.. Szybkość inaktywacji bakterii jest proporcjonalna do stężenia FMN. Światło fioletowe jest bardziej efektywne w inaktywacji S. aureus niż promieniowanie światłem niebieskim, natomiast światło czerwone lub zielone nie indukuje fotolizy FMN. Niniejszy artykuł demonstruje fotolizę FMN jako prostą i bezpieczną metodę w procesach sanitarnych.

Wprowadzenie

Ryboflawina-5′-fosforan (FMN) powstaje w wyniku fosforylacji w pozycji 5′ ryboflawiny w łańcuchu bocznym rybitylu i jest niezbędna wszystkim flawoproteinom do generowania energii w licznych procesach komórkowych. Pełni ona również rolę witaminy w niektórych funkcjach organizmu człowieka1. FMN jest około 200 razy bardziej rozpuszczalna w wodzie niż ryboflawina2.

antybakteryjna inaktywacja fotodynamiczna (aPDI) bakterii jest skuteczną metodą zwalczania oporności bakterii3,4, ponieważ nie zależy ona od mechanizmu oporności bakteryjnej. W praktyce klinicznej aPDI stosuje się w leczeniu infekcji tkanek miękkich w celu zmniejszenia częstotliwości występowania szpitalnych zakażeń skóry wywołanych przez bakterie wielolekooporne5,6,7,8,9. aPDI powoduje również śmierć komórek poprzez generowanie reaktywnych form tlenu (ROS). ROS, takie jak rodniki ponadtlenkowe (Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych.), tlen singletowy, rodniki hydroksylowe (•OH) oraz rodniki nadtlenkowe, to wolne rodniki lub cząsteczki zawierające reaktywny tlen10,11,12, które zazwyczaj wykazują wysoką reaktywność13. Podobnie jak uszkodzenia DNA powodowane przez ROS, peroksydacja błon oraz destrukcja komórek śródbłonka są również niekorzystnymi reakcjami biochemicznymi przypisywanymi działaniu ROS w komórkach12.

Zastosowanie aPDI przeciwko bakteriom patogennym wymaga użycia źródła światła widzialnego lub UV w celu inaktywacji mikroorganizmów w obecności związków chemicznych, takich jak chlorek metylotioniniumu14, koniugat PEI-ce615, porfiryna16, dwutlenek tytanu17, błękit toluidyny O18 oraz nanocząsteczki tlenku cynku19. Błękit toluidyny O i błękit metylenowy są barwnikami fenotiazyniowymi, przy czym błękit metylenowy posiada właściwości toksyczne. Nanocząsteczki tlenku cynku oraz naświetlanie UV są powiązane z niekorzystnymi skutkami zdrowotnymi i środowiskowymi. W związku z tym dalsze badania nad wykorzystaniem niezawodnego, bezpiecznego i prostego fotouczulacza via fotolizę pod wpływem promieniowania widzialnego są w pełni uzasadnione.

Mikroskładnik, ryboflawina lub FMN, nie jest toksyczny i jest w rzeczywistości stosowany w produkcji żywności lub jako dodatek paszowy20. Zarówno FMN, jak i ryboflawina wykazują wysoką wrażliwość na napromieniowanie światłem2. Pod wpływem promieniowania UV1,2,21,22,23 oraz światła niebieskiego10,24 obie te substancje przechodzą w stan wzbudzony. Aktywowana ryboflawina lub FMN powstająca w wyniku fotolizy zostaje przeniesiona do stanu trypletowego, co prowadzi do jednoczesnego generowania ROS2,25. Kumar i wsp. wykazali, że ryboflawina aktywowana światłem UV selektywnie powoduje zwiększone uszkodzenia fragmentu guaniny w DNA drobnoustrojów chorobotwórczych26. Wykazano, że podczas napromieniowania światłem UV fotodynamicznie aktywowana ryboflawina stymuluje generowanie 8-OH-dG, będącego biomarkerem stresu oksydacyjnego, w dwuniciowym DNA27. Doniesiono, że S. aureus oraz E. coli ulegają dezaktywacji przez ROS podczas fotolizy ryboflawiny lub FMN10,24,28. Wcześniejsza praca autorów wykazała, że reakcje fotolityczne z udziałem ryboflawiny i FMN redukują fiolet krystaliczny – barwnik triarylmetanowy i środek przeciwbakteryjny, który generuje Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. – oraz eliminują większość zdolności przeciwdrobnoustrojowych fioletu krystalicznego28. Podczas napromieniowania flawinowego dinukleotydu adeninowego lub FMN światłem niebieskim, powstałe ROS indukują apoptozę w komórkach HeLa w wyniku ich zatrucia in vitro29. Stosując obróbkę fotochemiczną w obecności ryboflawiny, Cui i wsp. inaktywowali limfocyty poprzez hamowanie ich proliferacji oraz produkcji cytokin30.

Fotoliza ryboflawiny jest wykorzystywana do inaktywacji patogenów krwi za pomocą promieniowania UV10,24, jednak składniki krwi mogą ulec uszkodzeniu pod wpływem naświetlania promieniami UV30. Doniesiono również, że płytki krwi poddane działaniu promieniowania UV wykazują postępujący wzrost ekspresji markerów aktywacji P-selektyny i LIMP-CD63 na swoich błonach. Należy zbadać cytotoksyczność promieniowania UV oraz naświetlania o wysokiej intensywności; niezwykle przydatny byłby zatem prosty i bezpieczny fotouczulacz do fotoreakcji FMN z wykorzystaniem światła widzialnego.

Światło o krótszych długościach fal posiada większą energię i z znacznie większym prawdopodobieństwem powoduje poważne uszkodzenia komórek. Jednakże, w obecności odpowiedniego fotouczulacza, naświetlanie fioletowym światłem o niskim natężeniu może hamować rozwój drobnoustrojów chorobotwórczych. Z tego powodu istotne jest zbadanie procesu fotouczulania oraz generowania Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. przez FMN podczas naświetlania światłem fioletowym, aby określić drogę, poprzez którą ROS powstałe w wyniku fotolizy FMN zwiększają inaktywację bakterii.

Kontrola drobnoustrojów jest powszechnym problemem, a opracowywanie nowych antybiotyków często trwa dziesięciolecia. Po naświetlaniu światłem fioletowym fotoinaktywacja pośredniczona przez FMN może eliminować środowiskowe bakterie patogenne. Niniejsze badanie przedstawia skuteczny protokół przeciwdrobnoustrojowy in vitro z wykorzystaniem światła fioletowego do napędzania fotolizy FMN i w ten sposób generowania Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. dla aPDI. Do określenia wykonalności aPDI indukowanego przez FMN wykorzystano żywotność drobnoustrojów S. aureus.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Konfiguracja układu do fotolizy

  1. Zamontuj sześć diod elektroluminescencyjnych (LED) (DC 12 V) wewnątrz nieprzezroczystego plastikowego kubka (8 cm x 7 cm), jak pokazano na Rysunku 1, aby stworzyć układ do fotolizy31.
  2. Wprowadź odczynniki (patrz poniżej) do szklanych probówek (o średnicy 13 mm i wysokości 100 mm) i zamocuj probówki u góry kubka, jak pokazano na Rysunku 1. Umieść układ eksperymentalny w pomieszczeniu o stabilnej temperaturze 25 ± 3 °C.
  3. Monitoruj i zapisuj temperaturę jednostek badawczych podczas reakcji fotolitycznych za pomocą termometru na podczerwień.
    UWAGA: Rysunek 2 przedstawia widma emisyjne dla światła niebieskiego, zielonego, czerwonego i fioletowego, zarejestrowane za pomocą skalibrowanego spektrometru optycznego UV-Vis. Długości fal odpowiadające maksimum absorbancji dla niebieskich, zielonych, czerwonych i fioletowych diod LED użytych w badaniu wynoszą odpowiednio 465, 529, 632 i 405 nm. Chipsety LED mogą nagrzewać aparat podczas eksperymentów z naświetlaniem. Dlatego cały układ fotoreakcyjny w każdym doświadczeniu był umieszczany w pomieszczeniu, w którym temperaturę utrzymywano na stałym poziomie 25 ± 3 °C.

2. Wpływ długości fali światła na fotolizę FMN (Rycina 3)

  1. Przygotować 0,1 mM roztwór FMN w 100 mM buforze fosforanowym (PB) (pH 7,8). Próbki FMN (po 3 mL każda) naświetlać światłem niebieskim, zielonym, czerwonym lub fioletowym o natężeniu 10 W/m2 przez 5 min. 3 mL roztworu FMN przechowywać w ciemności jako próbkę kontrolną.
  2. Zmierzyć absorbancję naświetlonych próbek FMN w zakresie 250-750 nm przy użyciu spektrofotometru UV/Vis.

3. Metoda redukcji nitro błękitu tetrazoliowego (NBT) do wykrywania Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. (Rysunek 4).

UWAGA: Zastosowana tutaj metoda redukcji NBT została lekko zmodyfikowana względem testu fotoreakcji ryboflawiny. Metoda redukcji NBT służy do oceny poziomu Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. generowanego w wyniku fotolizy FMN. Fotochemicznie wzbudzony FMN jest najpierw redukowany przez L-metioninę do semichinonu, który następnie przekazuje elektron tlenowi, prowadząc do powstania Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych.31. Powstały Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. redukuje NBT do formazanu, który wykazuje charakterystyczną absorbancję przy 560 nm32.

  1. Do 73,3 mL buforu PB (100 mM; pH 7,8) dodać 109,3 mg L-metioniny. Roztwór wymieszać na wirówce typu vortex do rozpuszczenia L-metioniny.
  2. Po całkowitym rozpuszczeniu L-metioniny dodać do roztworu 10 mg proszku NBT oraz 1,53 mL 0,117 mM FMN. W przypadku zastosowania każdego 1 mL roztworu reakcyjnego (tj. mieszaniny FMN, L-metioniny i NBT), końcowe stężenia FMN, metioniny i NBT wynoszą odpowiednio 2,4 x 10-6 M, 1,0 x 10-2 M oraz 1,6 x 10-4 M.
  3. Roztwór reakcyjny (1 mL) naświetlać niebieskim lub fioletowym światłem LED o natężeniu 10 W/m2 przez 1–5 min.
  4. Wykryć gatunki Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. powstałe w wyniku reakcji fotochemicznej, która redukuje NBT i prowadzi do powstania formazanu (na podstawie absorbancji przy 560 nm).

4. S. aureus żywotność po fotolizie FMN (Rycina 5)

  1. Przenieś kolonię S. aureus (BCRC 10451) z płytki hodowlanej do 10 mL bulionu Lysogeny w probówce z nakrętką o pojemności 15 mL. Hoduj w inkubatorze z wytrząsaniem w temperaturze 37 °C przez 16 h.
  2. Przenieś 0,5 mL hodowli do probówki wirówkowej o pojemności 1,5 mL. Dodaj do probówki sterylną wodę, aby rozcieńczyć hodowlę do gęstości optycznej 0,5 przy 600 nm (OD600) (~6 x 107 CFU/mL).
  3. Przenieś 0,5 mL hodowli do probówki wirówkowej o pojemności 1,5 mL, wiruj przy 14 000 x g przez 10 min i odlej nadsącz, aby uzyskać osad komórkowy.
  4. Dodaj 1 mL roztworu buforowanego FMN (30, 60 i 120 µM FMN w PB) do osadów komórkowych uzyskanych zgodnie z krokiem 4.3, a następnie wymieszaj w wortexie. Dla kontroli naświetlanej dodaj 1 mL samego PB.
  5. Przenieś po 1 mL roztworów żywych komórek bakteryjnych zawierających 30 µM FMN oraz samego PB do probówek szklanych i naświetlaj je światłem fioletowym o natężeniu 10 W/m2 przez 30 min.
  6. Przenieś po 1 mL roztworów żywych komórek bakteryjnych zawierających 30, 60 i 120 µM FMN oraz samego PB do probówek szklanych i naświetlaj je światłem niebieskim o natężeniu 20 W/m2 przez 120 min. Przygotuj kolejną probówkę szklaną z 1 mL roztworu żywych komórek bakteryjnych zawierającego 120 µM FMN i naświetlaj ją światłem niebieskim o natężeniu 20 W/m2 przez 60 min.
  7. Przygotuj probówki zgodnie z opisem w krokach 4.5 i 4.6 i owiń je grubą folią aluminiową. Probówki te służą jako kontrole w ciemności.
  8. Przez czas naświetlania (30-120 min) utrzymuj komorę naświetlającą (jak i kontrole w ciemności) w pomieszczeniu chłodniczym w temperaturze 9 ± 1 °C.
    UWAGA: Nie można pominąć kwestii ciepła wydzielanego przez diody LED, ponieważ chipy LED umieszczone wewnątrz naczynia mogą nagrzewać układ fotoreakcyjny podczas eksperymentów z naświetlaniem. Dlatego eksperymenty przeprowadzano w pomieszczeniu chłodniczym w temperaturze 9 ± 1 °C.
  9. Po naświetlaniu przenieś 0,2 mL z każdego z roztworów reakcyjnych na płytkę z agarem Luria (LA). Rozsiej bakterie po płytce za pomocą szklanego rozprowadzacza w kształcie litery L i inkubuj przez noc w temperaturze 37 °C.
  10. Oblicz liczbę kolonii żywych oraz wskaźniki inaktywacji S. aureus po nocnej inkubacji.
    UWAGA: Wskaźnik inaktywacji S. aureus oblicza się jako procentową redukcję, która jest równa [1 -I / D] ×100%, gdzie I i D oznaczają odpowiednio liczbę CFU w próbce naświetlanej i w kontroli w ciemności. Procentowa redukcja jest definiowana jako ujemna wartość wskaźnika inaktywacji.

5. Detekcja Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnych rodników w procesach biochemicznych. w S. aureus (Rycina 6)

  1. Przygotować próbki S. aureus zgodnie z opisem w kroku 4.
  2. Rozcieńczyć gęstość bakterii w próbkach sterylną wodą do gęstości optycznej 0,5 przy 600 nm (OD600, ~6 x 106 CFU/mL). Przenieść 0,5 mL hodowli do probówki do wirowania o pojemności 1,5 mL. Wirować przy 14 000 x g przez 10 min i odlać nadsącz, aby uzyskać pellet komórkowy.
  3. Do 75 mL PB dodać 0,1093 g L-metioniny, 0,1 g NBT oraz 25 mL FMN (400, 240 lub 120 µM). Dla każdego 1 mL zastosowanego odczynnika końcowe stężenia FMN, metioniny i NBT wynoszą odpowiednio 100 (60 lub 30) x 10-6 M, 7,3 x 10-3 M oraz 1,2 x 10-3 M.
  4. Do pelletów komórkowych uzyskanych w kroku 5.2 dodać 1 mL każdego roztworu odczynnika (tj. z różnymi stężeniami FMN). Naświetlać roztwory światłem fioletowym o natężeniu 10 W/m2 przez 10 min.
  5. Wirować mieszaninę przy 14 000 x g przez 10 min i odlać nadsącz. Resuspendować pellet w 1 mL dimetylosulfotlenku (DMSO), aby wyekstrahować zredukowany NBT. Wykryć wytworzone gatunki Rodnik anionowy ponadtlenkowy O2−; wzór chemiczny; obecność wolnego rodnika w procesach biochemicznych. na podstawie absorbancji przy 560 nm.

6. Analiza statystyczna

  1. Dane należy przedstawić jako średnią ± odchylenie standardowe (SD) z trzech niezależnych prób.
  2. W celu oceny różnic między dwoma pomiarami należy zastosować homoskedastyczny test t dla dwóch prób. Wartości p- < 0,05 uznaje się za istotne statystycznie.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wpływ długości fali światła na FMN
Widma absorbancji 0,1 mM FMN naświetlanego niebieskimi, zielonymi, czerwonymi i fioletowymi diodami LED przedstawiono na rycinie 3. W przypadku kontroli w ciemności dla FMN występują dwa piki (372 nm i 444 nm). Światło zielone i czerwone nie wykazuje wpływu, ponieważ zmiany w widmach są nieistotne. Z kolei absorbancja FMN przy 444 nm ulega zmniejszeniu odpowiednio o około 19% i 34% po naświetlaniu światłem niebieskim i fioletowym z natę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Fotousensybilizator zwiększa reakcję fotochemiczną związków chemicznych w celu generowania ROS. Patogenne mikroorganizmy mogą zostać inaktywowane poprzez naświetlanie światłem w obecności fotousensybilizatorów. Niniejsze badanie określa aPDI dla S. aureus wywołane przez ROS generowane przez naświetlanie światłem fioletowym egzogennego fotousensybilizatora, FMN.

Jak pokazano na Rysunku 3, w przypadku FMN absorbancja przy 444 nm ulega znacznemu zmniejszeniu...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Autorzy są wdzięczni dr Tak-Wah Wong i panu Zong-Jhe Hsieh za ich wsparcie w eksperymentach.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Niebieskie, zielone i czerwone światła LEDVita LED Technologies Co., Tainan, TajwanDC 12 V 5050
Dimethyl SulfoxideSigma-Aldrich, St. Louis, MO190186
Termometr na podczerwieńRaytek Co. Santa Cruz, CAMT4
LB bulionDifco Co., NJ
L-MetioninaSigma-Aldrich, St. Louis, MO1.05707
NBTBio Basic, Inc. Markham, Ontario, Kanada
ZasilaczChina tech Co., Nowe Tajpej, TajwanYP30-3-2
5′-fosforan ryboflawinySigma-Aldrich, St. Louis, MOR7774
RNaseNew England BioLabs, Inc. Ipswich, MA
Licznik energii słonecznejTenmars Electronics Co., Tajpej, TajwanTM-207
Staphylococcus aureus subsp. aureusBioresource Collection and Research Center (BCRC), Hsinchu, Tajwan10451
Spektrometr optyczny UV-VisOcean Optics, Dunedin, FLUSB4000
Spektrofotometr UV-VisHitachi High-Tech Science Corporation, Tokio, JaponiaU-2900
Fioletowa dioda LEDLong-hui Electronic Co., LTD, Dongguan, Chińska Republika Ludowa

Bibliografia

  1. Jian, H. L., Cheng, C. W., Chen, L. Y., Liang, J. Y. The photochemistry of riboflavin. MC-Transaction on Biotechnology. 3, 1-11 (2011).
  2. Lin, Y., Eitenmiller, R. R., Landen, W. O. Riboflavin. Vitamin analysis for the health and food sciences. , CRC Press. 329-360 (2008).
  3. Xie, L. J., Wang, R. L., Wang, D., Liu, L., Cheng, L. Visible-light-mediated oxidative demethylation of N(6)-methyl adenines. Chemical Communications. 53 (77), 10734-10737 (2017).
  4. Tim, M. Strategies to optimize photosensitizers for photodynamic inactivation of bacteria. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 150, 2-10 (2015).
  5. Maisch, T., et al. Photodynamic inactivation of multi-resistant bacteria (PIB) - a new approach to treat superficial infections in the 21st century. Journal of the German Society of Dermatology. 9 (5), 360-366 (2011).
  6. Hamblin, M. R. Antimicrobial photodynamic inactivation: a bright new technique to kill resistant microbes. Current Opinion in Microbiology. 33, 67-73 (2016).
  7. Del Rosso, J. Q. Oral Doxycycline in the management of acne vulgaris: Current perspectives on clinical use and recent findings with a new double-scored small tablet formulation. The Journal of Clinical and Aesthetic Dermatology. 8 (5), 19-26 (2015).
  8. Wong, T. W., et al. Photodynamic inactivation of methicillin-resistant Staphylococcus aureus by indocyanine green and near infrared light. Dematologica Sinica. 36 (1), 8-15 (2018).
  9. Yuann, J. M. P., et al. Effects of free radicals from doxycycline hyclate and minocycline hydrochloride under blue light irradiation on the deactivation of Staphylococcus aureus, including a methicillin-resistant strain. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 226, 112370(2022).
  10. Liang, J. Y., Cheng, C. W., Yu, C. H., Chen, L. Y. Investigations of blue light-induced reactive oxygen species from flavin mononucleotide on inactivation of E. coli. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 143, 82-88 (2015).
  11. Yang, M. J., et al. Effects of blue-light-induced free radical formation from catechin hydrate on the inactivation of Acinetobacter baumannii, Including a carbapenem-resistant strain. Molecules. 23 (7), 1631(2018).
  12. Yuann, J. M. P., et al. A study of catechin photostability using photolytic processing. Processes. 9 (2), 293(2021).
  13. Yuann, J. M. P., Wang, J. S., Jian, H. L., Lin, C. C., Liang, J. Y. Effects of Clinacanthus nutans (Burm. f) Lindau leaf extracts on protection of plasmid DNA from riboflavin photoreaction. MC-Transaction on Biotechnology. 4 (1), 45-59 (2012).
  14. Rineh, A., et al. Attaching NorA efflux pump inhibitors to methylene blue enhances antimicrobial photodynamic inactivation of Escherichia coli and Acinetobacter baumannii in vitro and in vivo. Bioorganic and Medicinal Chemistry Letters. 28 (16), 2736-2740 (2018).
  15. Dai, T., et al. Photodynamic therapy for Acinetobacter baumannii burn infections in mice. Antimicrobial Agents and Chemotherapy. 53 (9), 3929-3934 (2009).
  16. Nitzan, Y., Ashkenazi, H. Photoinactivation of Acinetobacter baumannii and Escherichia coli B by a cationic hydrophilic porphyrin at various light wavelengths. Current Microbiology. 42 (6), 408-414 (2001).
  17. Tseng, C. C., et al. Altered susceptibility to the bactericidal effect of photocatalytic oxidation by TiO2 is related to colistin resistance development in Acinetobacter baumannii. Applied Microbiology and Biotechnology. 100 (19), 8549-8561 (2016).
  18. Boluki, E., et al. Antimicrobial activity of photodynamic therapy in combination with colistin against a pan-drug resistant Acinetobacter baumannii isolated from burn patient. Photodiagnosis and Photodynamic Therapy. 18, 1-5 (2017).
  19. Yang, M. Y., et al. Blue light irradiation triggers the antimicrobial potential of ZnO nanoparticles on drug-resistant Acinetobacter baumannii. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 180, 235-242 (2018).
  20. Code of Federal Regulations. , Available from: https://www.gpo.gov/fdsys/pkg/CFR-2009-title21-vol6/pdf/CFR-2009-title21-vol6-sec582-5695.pdf (2022).
  21. Lu, C. Y., et al. Generation and photosensitization properties of the oxidized radical of riboflavin: a laser flash photolysis study. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 52 (1-3), 111-116 (1999).
  22. Sato, K., et al. The primary cytotoxicity in ultraviolet-a-irradiated riboflavin solution is derived from hydrogen peroxide. The Journal of Investigative Dermatology. 105 (4), 608-612 (1995).
  23. Tripathi, A. K., et al. Attenuated neuroprotective effect of riboflavin under UV-B irradiation via miR-203/c-Jun signaling pathway in vivo and in vitro. Journal of Biomedical Science. 21 (1), 39(2014).
  24. Liang, J. Y., et al. Blue light induced free radicals from riboflavin on E. coli DNA damage. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 119, 60-64 (2013).
  25. Ottaway, P. B. The Technology of Vitamins in Food. , Chapman and Hall. London. Ch. 5 233-244 (1993).
  26. Kumar, V., et al. Riboflavin and UV-light based pathogen reduction: extent and consequence of DNA damage at the molecular level. Photochemistry and Photobiology. 80 (1), 15-21 (2004).
  27. Ito, K., Inoue, S., Yamamoto, K., Kawanishi, S. 8-Hydroxydeoxyguanosine formation at the 5'site of 5'-GG-3'sequences in double-stranded DNA by UV radiation with riboflavin. Journal of Biological Chemistry. 268 (18), 13221-13227 (1993).
  28. Liang, J. Y., Yuann, J. M. P., Hsie, Z. J., Huang, S. T., Chen, C. C. Blue light induced free radicals from riboflavin in degradation of crystal violet by microbial viability evaluation. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 174, 355-363 (2017).
  29. Yang, M. Y., Chang, C. J., Chen, L. Y. Blue light induced reactive oxygen species from flavin mononucleotide and flavin adenine dinucleotide on lethality of HeLa cells. Journal of Photochemistry and Photobiology B, Biology. 173, 325-332 (2017).
  30. Cui, Z., Huang, Y., Mo, Q., Wang, X., Qian, K. Inactivation of lymphocytes in blood products using riboflavin photochemical treatment with visible light. Photochemistry and Photobiology. 84 (5), 1195-1200 (2008).
  31. Wong, T. W., Cheng, C. W., Hsieh, Z. J., Liang, J. Y. Effects of blue or violet light on the inactivation of Staphylococcus aureus by riboflavin-5′-phosphate photolysis. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 173, 672-680 (2017).
  32. Russell, L. F., Vanderslice, J. T. Comprehensive review of vitamin B2 analytical methodology. Journal of Micronutrient Analysis. 8, 257-310 (1990).
  33. Cheng, C. W., Chen, L. Y., Chou, C. W., Liang, J. Y. Investigations of riboflavin photolysis via coloured light in the nitro blue tetrazolium assay for superoxide dismutase activity. Journal of Photochemistry and Photobiology B: Biology. 148, 262-267 (2015).
  34. Huang, S. T., et al. Effects of 462 nm light-emitting diode on the inactivation of Escherichia coli and a multidrug-resistant by tetracycline photoreaction. Journal of Clinical Medicine. 7 (9), 278(2018).
  35. Barua, M. G., Escalada, J. P., Bregliani, M., Pajares, A., Criado, S. Antioxidant capacity of (+)-catechin visible-light photoirradiated in the presence of vitamin B2. Redox Report: Communications in Free Radical Research. 22 (6), 282-289 (2017).
  36. Castillo, C., Criado, S., Díaz, M., García, N. A. Riboflavin as a sensitiser in the photodegradation of tetracyclines. Kinetics, mechanism and microbiological implications. Dyes and Pigments. 72 (2), 178-184 (2007).
  37. Huvaere, K., Sinnaeve, B., Van Bocxlaer, J., Skibsted, L. H. Flavonoid deactivation of excited state flavins: reaction monitoring by mass spectrometry. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 60 (36), 9261-9272 (2012).
  38. Massad, W. A., Bertolotti, S., Garcia, N. A. Kinetics and mechanism of the vitamin B2-sensitized photooxidation of isoproterenol. Photochemistry and Photobiology. 79 (5), 428-433 (2004).
  39. Maclean, M., MacGregor, S. J., Anderson, J. G., Woolsey, G. High-intensity narrow-spectrum light inactivation and wavelength sensitivity of Staphylococcus aureus. FEMS Microbiology Letters. 285 (2), 227-232 (2008).
  40. Huang, S. T., et al. The influence of the degradation of tetracycline by free radicals from riboflavin-5'-phosphate photolysis on microbial viability. Microorganisms. 7 (11), 500(2019).
  41. Maisch, T., et al. Fast and effective photodynamic inactivation of multiresistant bacteria by cationic riboflavin derivatives. PLoS One. 9 (12), 111792(2014).
  42. Grijzenhout, M., et al. Ultraviolet-B irradiation of platelets induces a dose-dependent increase in the expression of platelet activation markers with storage. British Journal of Haematology. 83 (4), 627-632 (1993).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Fotoliza ryboflavinyinaktywacja światłem widzialnymmononukleotyd flawinowyStaphylococcus aureusreaktywne formy tlenudetekcja rodników ponadtlenkowychredukcja NBTnaświetlanie światłem fioletowyminaktywacja bakteriiterapia fotouczulaczem
Inaktywacja patogenów poprzez fotolizę ryboflawino-5′-fosforanu ryboflawiny w świetle widzialnym
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.