Artykuł metodologiczny

Urazowe uszkodzenie nerwów obwodowych u myszy

DOI:

10.3791/63551

⸱

25 marca 2022

 ,  ,  , 
1Department of Orthopaedic Surgery, Korea University Guro Hospital, 2Department of Orthopaedics and Rehabilitation, Center for Orthopaedics and Translational Science, The Pennsylvania State University College of Medicine

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje urazowe uszkodzenia nerwów obwodowych (TPNI), w tym precyzyjnie skalibrowane zmiażdżenia, ściśle wyrównane i niewyrównane rany szarpane, a także przeszczepione i nieprzeszczepione szczeliny nerwu kulszowego u myszy. Specjalnie zaprojektowane czujniki są opracowywane do pomiaru urazów nerwów, indukowanych za pomocą powszechnie dostępnych narzędzi, aby zapewnić powtarzalne wyniki po TPNI.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazowe uszkodzenie nerwów obwodowych (TPNI) jest częstą przyczyną zachorowalności po urazach ortopedycznych. Powtarzalne i precyzyjne metody uszkadzania nerwów i odnerwiania mięśni od dawna są celem badań nad układem mięśniowo-szkieletowym. Wiele urazowo uszkodzonych kończyn ma uraz nerwu, który określa długoterminowy wynik pacjenta. W ciągu kilku lat opracowano precyzyjne metody wytwarzania mikrochirurgicznych uszkodzeń nerwów, w tym zgnieceń, skaleczeń i przeszczepów szczelin nerwowych, co pozwala na powtarzalną ocenę wyników. Co więcej, tworzone są nowsze metody kalibrowanych urazów zmiażdżeń, które oferują klinicznie istotne korelacje z wynikami stosowanymi do oceny pacjentów. Zasady minimalnej manipulacji w celu zapewnienia niskiej zmienności uszkodzenia nerwów pozwalają na dodanie do tych modeli jeszcze większej liczby powiązanych uszkodzeń tkanek. Obejmuje to bezpośrednie zmiażdżenie mięśni i inne elementy urazu kończyny. Wreszcie, ocena atrofii i precyzyjna analiza wyników behawioralnych sprawiają, że metody te są kompletnym pakietem do badania urazów mięśniowo-szkieletowych, który realistycznie obejmuje wszystkie elementy urazowego uszkodzenia kończyn u człowieka.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Urazowe uszkodzenie nerwów obwodowych (TPNI) jest częstą przyczyną zachorowalności po urazach ortopedycznych1,2,3. Rocznie około 3% pacjentów po urazach doznaje urazów nerwowych1,4, przy częstości występowania 3 50 000 przypadków5, co skutkuje 50 000 napraw chirurgicznych6. TPNI występują w szerokim zakresie nasilenia, a powrót do zdrowia zależy bezpośrednio od rodzaju i ciężkości tych urazów7,8,9. Mniej poważny uraz (np. łagodne zmiażdżenie, niepełne uszkodzenie itp.) najpierw uszkodzi osłonkę mielinową i aksony, podczas gdy poważniejsze siły (np. silne zmiażdżenie, całkowite rany szarpane itp.) zakłócą tkanki nerwów łącznych; Na przykład endoneurium, perineurium i epineurium oprócz mieliny i aksonów1,10. Pacjenci z TPNI mają nadzieję, że funkcja nerwów w końcu powróci, a atrofia mięśni zostanie odwrócona. Dziesięciolecia badań nie dostarczyły precyzyjnych metod leczenia, które poprawiłyby lub zapewniły całkowite wyzdrowienie, pomimo postępów w procedurach leczenia11,12.

Przekroje nerwów nie zagoją się bez chirurgicznej naprawy, która często jest wykonywana pod mikroskopem. Naprawy są zazwyczaj wykonywane od początku do końca, dokładając wszelkich starań, aby miejsce naprawy nie było pod napięciem. Przeszczep nerwu jest stosowany w celu zapewnienia, że naprawy są beznaprężeniowe13,14. Pomimo pozornie zaawansowanych metod stosowanych w tych naprawach, odzyskiwanie funkcjonalne nie jest na ogół imponujące11,12. Rehabilitacja jest często niepełna i niesatysfakcjonująca. Optymalna regeneracja funkcjonalna wymaga regeneracji aksonów, które przechodzą przez miejsce urazu (mostek nerwowy) i unerwiają narząd docelowy. Procesy te są skomplikowane przez niewłaściwe przekierowanie aksonów lub zahamowanie wzrostu, co skutkuje zanikiem mięśni i ostatecznym brakiem regeneracji15,16,17,18. Wykazano, że wyniki funkcjonalne po naprawie nerwów (np. szycie od końca do końca, iprzeszczep itp.) zależą od dokładności przyłączenia pęczków19,20. Właściwa kierunkowość przeciętych kikutów nerwowych i ich pęczków ma zatem kluczowe znaczenie w naprawie nerwów, bez których można spodziewać się słabego powrotu do sprawności nawet przy optymalnej regeneracji aksonów. Sama naprawa szwów mikrochirurgicznych jest procesem traumatycznym i niewiele się wydarzyło, jeśli chodzi o nowatorskie metody drastycznej poprawy wyników. W tej dziedzinie brakuje powtarzalnych modeli zwierzęcych do transsekcji nerwów, co skutkuje przewidywalnymi lukami, które umożliwiają wiarygodne pomiary powrotu do zdrowia na poziomie funkcjonalnym i tkankowym. Takie metody, jeśli są dostępne, pozwoliłyby na scharakteryzowanie regeneracji nerwów bez problemów związanych ze zmiennymi zmianami w unaczynieniu neuronalnym i atrofią po odnerwieniu21,22. Wiele grup stara się używać lepszych modeli, które ograniczają tego rodzaju zmienność. Jednym ze sposobów jest upewnienie się, że naprawy nerwów są minimalnie manipulowane, a kikuty nerwowe są doskonale zwalczone.

To najlepiej osiągnąć za pomocą standardowej techniki transsekcji nerwów obwodowych zwanej cięciem krokowym i klejem fibrynowym (STG). Naprawy w tym modelu STG są zabezpieczone klejem fibrynowym, a odstępy są ustandaryzowane i zminimalizowane21,22. Sam klej fibrynowy jest stosowany u ludzi do tych napraw, prawdopodobnie z tych samych powodów, wraz z jego korzystnym wpływem na powstawanie blizn po naprawie23,24. Kluczem do obecnej metody jest to, że naprawa nerwu rozpoczyna się przed zakończeniem rany szarpanej, co zapewnia stały wzorzec urazu. Ta obecna metoda wykazywała bliskie podobieństwo do charakterystycznej patofizjologii przecięcia nerwów ze złotym standardem szycia epineuralnego, a negatywny wpływ kleju fibrynowego nie zaobserwowano na regenerację nerwów. Naprawa przecięcia nerwu kulszowego za pomocą kleju fibrynowego u myszy poprawia wydłużenie aksonu w porównaniu z wczesną regeneracją nerwu poprzez szycie, a wyniki te są zgodne z STG. STG korzysta również z zasady minimalnej manipulacji, w której nerw nigdy nie jest dotykany w celu pozycjonowania szwów21. To skutecznie standaryzuje uraz nerwu związany z naprawą w modelu. Podobne zasady zostały użyte do zbadania niewspółosiowości poprzez odwrócenie nerwu przed sklejeniem22. Pozwoliło to na bezpośrednie porównanie uszkodzeń nerwów, w których prawie taka sama ilość manipulacji przyczyniła się do różnic w ustawieniu bez zwiększonej przerwy lub urazu. Ułatwiło to bezpośrednie zbadanie wpływu wyrównania na zmiany nerwowo-naczyniowe wywołane uszkodzeniem nerwów21,22, atrofia mięśni21,22, oraz funkcjonalne odzyskiwanie21,22. Obecne badanie jest wszystkim, co pozwala na badanie celowo i precyzyjnie nieprawidłowo ustawionych pni nerwowych.

Większość nerwów w TPNI nie jest przecięta, nie ma przerwy ani defektu, i wydaje się, że są zdolne do regeneracji, a jednak w wielu z tych przypadków kończyny pozostają trwale dysfunkcyjne z powodu urazów nerwów i zakłócających interwencji. Eksperymentalne TPNI są zwyczajowo wykonywane w przypadku urazów nerwu kulszowego u gryzoni (SNCI) przy użyciu blokujących igieł (ND), kleszczy lub podobnych urządzeń oraz doświadczonego chirurga w celu stworzenia precyzyjnego i powtarzalnego urazu zmiażdżenia25,26,27,28,29,30. Modele zwierzęce SNCI polegają na wrodzonej precyzji operatora w celu ograniczenia zmian ciśnienia, ale nigdy nie jest ona mierzona wprost. Powoduje to zmienność między zwierzętami i badaniami, bez jasnych wytycznych dotyczących standaryzowanego ciśnienia. W związku z tym przewiduje się, że zdolność do precyzyjnego dostarczania i raportowania spójnej, dokładnej serii urazów o różnej znanej intensywności może przynieść korzyści polu TPNI. Idealny model może dostarczyć SNCI o znanym stopniu uszkodzenia nerwów dla każdego zwierzęcia przez dowolne laboratorium lub badacza w celu autentycznego badania i powtarzalności urządzenia. Aby rozwiązać ten problem, skonstruowano unikalne, skalibrowane urządzenie cyfrowe zawierające rezystor wrażliwy na siłę (FSR), który jest biegły w raportowaniu ciśnienia (w czasie rzeczywistym) przyłożonego do nerwu. To urządzenie zostało następnie przetestowane pod kątem powtarzalności różnych nacisków na zgniatanie stosowanych przez różne typy kleszczy i NDs31.

Na koniec, opracowano specjalną metodę usuwania luk w <[>nerve32. Luki nerwowe w literaturze są wywoływane przez usunięcie odcinka nerwowego, a następnie naprawę go z powrotem do wady13,33,34. Manipulacja wymagana do tego zabiegu chirurgicznego jest często połączona z szyciem, a kikuty nerwu cofają się w różny sposób21,32,34. Opierał się on na rozumowaniu, że przy użyciu izogenicznych przewymiarowanych przeszczepów nerwowych, retrakcja kikuta nerwu nigdy nie będzie problemem32. Metoda wymagała jednoczesnej operacji na dwóch lub trzech zwierzętach jednocześnie, polegającej na pobraniu przeszczepu o średnicy 7 mm w celu umieszczenia go w 5-milimetrowym ubytku wywołanym u innego zwierzęcia. Wielkość wady drugiego zwierzęcia została następnie wykorzystana do przeszczepienia jeszcze mniejszej wady u innego zwierzęcia, jeśli zaszła taka potrzeba. W ten sposób opracowano kompleksową metodę jednoczesnej operacji przeszczepu ubytków z nerwami dawczymi, które są zawsze większe niż ubytek nerwu, aby zapewnić naprawę bez naprężeń. W połączeniu z wymogiem minimalnej manipulacji, daje to możliwość bezpośredniego badania długości przeszczepu u zwierząt syngenicznych bez asymetrycznych przerw w przeszczepach, które są wszechobecne w literaturze20,32,34.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Projekt eksperymentalny i protokoły dla zwierząt zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) w Penn State University College of Medicine. Do badań wykorzystano dorosłe samce myszy C57BL/6J, w wieku 10 tygodni, o masie ciała 20-25 g. Zwierzęta były trzymane w obiekcie dla zwierząt w sterylnych warunkach zarządzania zwierzętami i zostały zaaklimatyzowane co najmniej 5 dni przed przeprowadzeniem badań.

1. Przygotowanie zwierząt

  1. Zwierzęta należy dokładnie znieczulić za pomocą koktajlu ketaminy (100 mg/kg) i ksylazyny (10 mg/kg) poprzez wstrzyknięcie dootrzewnowe za pomocą igły 26 G.
  2. Ogolić prawą tylną kończynę i dolną część pleców zwierzęcia za pomocą trymera, a następnie oczyścić alkoholem przygotowanym z 10% roztworem jodu powidonu za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką (patrz Tabela materiałów).
  3. Nałóż maść z lubrykantem okulistycznym na oczy za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby uniknąć wysuszenia oczu.
  4. Po przygotowaniu umieść zwierzęta na homeotermicznej poduszce grzewczej (patrz Tabela Materiałów), aby utrzymać temperaturę ciała na poziomie 37 °C.
  5. Przyklej tylne kończyny myszy do poduszki grzewczej i ostrożnie ustaw je symetrycznie, tak aby staw kolanowy tworzył kąt prosty z ciałem.
  6. Wysterylizuj wszystkie narzędzia chirurgiczne w autoklawie, a następnie umieść je na sterylnej podkładce.
    UWAGA: Chirurg musi nosić sterylną maskę, fartuch i rękawiczki przed przeprowadzeniem operacji.

2. Generowanie modelu urazowego uszkodzenia nerwu obwodowego (TPNI)

  1. Po przygotowaniu należy wykonać boczne nacięcie skóry (~2 cm) wzdłuż długości kości udowej za pomocą nożyczek i precyzyjnego mikroskopu lornetkowego z zoomem stereoskopowym (patrz tabela materiałów).
  2. Tępo odsłoń nerw kulszowy (SN) przez pasmo biodrowo-piszczelowe za pomocą nożyczek preparacyjnych i kleszczy mikrochirurgicznych. Unikaj jatrogennych uszkodzeń mechanicznych SN.
  3. Zamknij skórę zszywkami chirurgicznymi po operacjach TPNI (kroki 4-9). Buprenorfinę o spowolnionym uwalnianiu (0,05 mg/kg) (patrz tabela materiałów) należy podawać podskórnie wszystkim zwierzętom jako środek przeciwbólowy.
  4. Wykonaj uraz zmiażdżenia nerwu kulszowego (SNCI), wykonując poniższe czynności.
    1. Ustaw SN około 3 mm proksymalnie do trifurkacji w płaskim kształcie między końcówkami kleszczy (Rysunek 1A).
      UWAGA: Należy zachować szczególną ostrożność, aby uniknąć zniekształcenia pozycji, które powoduje różnice w wynikach doświadczalnych między zwierzętami/grupami.
    2. Wykonaj SNCI za pomocą skalibrowanych kleszczyków i niestandardowych aluminiowych przyrządów (Rysunek 1C)31,35, aby uzyskać określony nacisk na ustaloną szerokość (3,5 mm).
      UWAGA: Szczegóły dotyczące cyfrowego czujnika ciśnienia dla SNCI wykorzystującego skalibrowane kleszcze i niestandardowe przyrządy do wytaczania są wymienione w naszych wcześniej opublikowanych raportach31,35. Niestandardowe przyrządy zostały wykonane poprzez wywiercenie otworów w małych kawałkach aluminium. Potwierdzono, że przyrządy te wytwarzają określone ciśnienie za pomocą cyfrowego czujnika ciśnienia, przy użyciu części i specyfikacji publicznie dostępnych i opisanych wcześniej31,35.
    3. Po ustawieniu delikatnie popchnij przyrząd, aby dotrzeć do bloku na kleszczach, a po 30 s powoli zwolnij przyrząd i potwierdź uraz przez zmienioną strukturę nerwu (Rysunek 1B).
      UWAGA: Zmiany strukturalne nerwu potwierdzają stopień ciężkości urazu. Można to zweryfikować za pomocą mikroskopii w przypadkach próbnych.
    4. Po SNCI ostrożnie przekop nerw między mięśniami, aby uniknąć jatrogennego uszkodzenia przez chirurga.
      UWAGA: Urazy zmiażdżenia spowodowane przez skalibrowane kleszcze były dokładne, wiarygodne i powtarzalne, co zostało ustalone za pomocą precyzyjnego czujnika ucisku zacisku31 (Rysunek 1D). Przebieg w czasie nacisku na zmiażdżenie w czasie rzeczywistym za pomocą różnych przyrządów z kleszczami jest przedstawiony w Rysunek 2A,B.
  5. Wykonaj przekrój i klejenie (TG).
    1. Przeciąć SN całkowicie ~3 mm proksymalnie do trifurkacji SN za pomocą nożyczek preparacyjnych.
    2. Po przecięciu należy natychmiast naprawić szczelinę nerwową, nakładając 10 μl kleju fibrynowego (patrz Tabela materiałów) wokół miejsca przecięcia, aby ograniczyć dalsze przemieszczanie się odciętych końców nerwowych. Czas krzepnięcia kleju fibrynowego wynosił ~15 s.
      UWAGA: Przerwa SN była niekontrolowana i przypadkowa po przecięciu z powodu retrakcji, która może być zmienną dla wynikowego wyniku.
  6. Wykonaj stopniowe przecięcie i klejenie (STG).
    1. Niepełne przecięcie SN (80% jego szerokości) ~3 mm proksymalnie do trifurkacji SN za pomocą nożyczek preparacyjnych, zapobiegając tworzeniu się szczelin.
    2. Następnie nałóż 10 μl kleju fibrynowego wokół miejsca cięcia i całkowicie przeciąć pozostałe 20% nerwu przed całkowitym skrzepnięciem (~10 s) kleju.
      UWAGA: Ta metoda skutecznie zmniejszyła tworzenie się szczeliny spowodowane elastycznym cofaniem się przeciętych końców nerwowych, ale była również wolna od dodatkowych manipulacji chirurgicznych nerwu, w przeciwieństwie do modelu TG (Rysunek 3A).
  7. Wykonaj odwrócenie i przecięcie za pomocą kleju (FTG).
    1. Najpierw przeciąć SN do 40% jego szerokości z każdej strony (Rysunek 3B).
    2. Odwróć dystalny kikut poprzecznie i nałóż 10 μl kleju fibrynowego wokół miejsca przecięcia.
    3. Następnie całkowicie przeciąć centralny 20% nerw przed całkowitym krzepnięciem (~10 s) kleju fibrynowego.
    4. Potwierdzić pełną transsekcję pod bezpośrednim mikroskopem.
  8. Wykonaj przerwę i przeszczep nerwu, wykonując poniższe czynności.
    1. W stopniowanym modelu szczeliny nerwowej i szczepienia użyj par myszy połączonych szeregowo do kaskadowego syngenicznego przeszczepu nerwów32 w 1 zestawie eksperymentów.
    2. U myszy (powiedzmy, myszy #1) utwórz 7 mm (G-7/0) przerwę nerwową po prawej stronie SN, gdzie nerw został wypreparowany ~3 mm proksymalnie do trifurkacji SN i 7 mm od niej za pomocą sterylnej skali podziałki (Rysunek 3C).
      UWAGA: Nieodwracalna szczelina nerwowa została utworzona przez wypreparowanie 7 mm nerwu kulszowego bez przeszczepu. Ta mysz jest oznaczona jako G-7/0, ponieważ pobierany jest przeszczep 7 mm, ale nie jest wykonywana żadna naprawa.
    3. Po rozbiorze natychmiast przenieś przecięty nerw do stanu sterylnego szalki Petriego zawierającej sól fizjologiczną buforowaną fosforanami (PBS) i zakop proksymalny kikut SN (mysz #1) pod mięśniem za pomocą 10 μl kleju fibrynowego.
    4. Następnie, u myszy #2, utwórz 5 mm przerwę nerwową po prawej stronie SN i przeszczep 7 mm wycięty odcinek nerwowy od myszy #1 za pomocą kleju fibrynowego (10 μL, ~10 s) na obu końcach (G-5/7) (Rysunek 3C).
      UWAGA: Podczas szczepienia należy zachować szczególną ostrożność, aby uniknąć niewspółosiowości i innych jatrogennych uszkodzeń SN przez chirurga.
  9. Wykonaj krokową transsekcję i szwy (STS).
    1. Połóż nerw kulszowy wzdłuż 80% jego szerokości (Rysunek 3D) i napraw kikuty za pomocą szwów epinalnych z nylonu 9-0.
    2. Po zakończeniu należy utwardzić pozostałą część nerwu i naprawić za pomocą pojedynczego ściegu nylonowego 9-0.
    3. Odwróć nerw, aby odsłonić tylną stronę rany szarpanej i użyj dwóch nylonowych szwów 9-0, aby zakończyć naprawę.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wykonany na zamówienie cyfrowy czujnik ciśnienia (Rysunek 1D) działa poprzez wykrywanie zmiany rezystancji FSR po przyłożeniu siły. To urządzenie wykrywa i rejestruje najmniejsze wielkości przyłożonego do niego ciśnienia z czasem reakcji <5 μs, częstotliwością próbkowania 20 Hz i zakresem ciśnienia 2,5-25 lbs31. Różnice w ciśnieniu indukowanym przez kleszcze (Rysunek 1C) indukowane przez kleszcze (Rysunek 1A,B), które ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Historia badań TPNI rozciąga się na kilkadziesiąt lat11,12. Wczesne eksperymenty z psami i większymi gatunkami ustaliły znaczenie modeli zwierzęcych w badaniu wyników TPNI 36,37,38. Z biegiem czasu modele te przeniosły się na mniejsze gryzonie, a ich ustalone i powszechnie stosowane zwalidowane wyniki mierzą 39,40,41.<...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez granty z NIH (K08 AR060164-01A) i DOD (W81XWH-16-1-0725; W81XWH-19-1-0773) oprócz wsparcia instytucjonalnego ze strony Pennsylvania State University College of Medicine, Hershey, PA 17033, USA.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Preparat alkoholowyCOVIDIEN5110
BuprenorphineZooPharmBSRLAB0.5-211706
C57BL/6JJackson Laboratories, Bar HarborN/A
Aplikatory z bawełnianą końcówkąPuritan25-8062WC
Nożyczki preparacyjneASSIASSI.
Klej fibrynowy-TISSEELRezystor wrażliwy na siłę Baxter1501263
FSR)Nie dotyczyKleszcze FlexiForce A301
FST-Dumont5SF Inox, 11252-00
GraphPad PrismGraphPad Software Inc.Wersja 8.4.3.
Homeotermiczna poduszka grzewczaKent ScientificRJ1675
Ketamina/KetavedVEDCOVED1220
Kleszcze mikrochirurgiczneInstrumenty Miltex PremiumBL1901
Maść z lubrykantem okulistycznymAkorn Animal HealthNDC 59399-162-35
Szalka PetriegoVWR25384-092
Sól fizjologiczna buforowana fosforanamiGibco14190-144
Powidon jodSolimoL0017765SA
Precyzyjny czujnik naciskuzacisku Wykonane na zamówienieNożyczki N/A
Miltex Premium21-536
Stereoskopowy mikroskop lornetkowy z zoomemŚwiat Instrumenty precyzyjneModel PZMIII
Sterylne rękawiczkiCardinal Health9L19E511
Zszywki chirurgiczne3M-PreciseDS-25
Taśma chirurgiczna3M-Microphore1530-0
SzwyEthiconBV130-5
StrzykawkaBD309597
Philips ElectronicsMG3750
Ksylazyna/AnazedAkorn Zdrowie zwierząt, Inc.
SDC18R8 ( Trymer VAM4811

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Robinson, L. R. Traumatic injury to peripheral nerves. Muscle & Nerve. 23 (6), 863-873 (2000).
  2. Campbell, W. W. Evaluation and management of peripheral nerve injury. Clinical Neurophysiology. Official Journal of the International Federation of Clinical Neurophysiology. 119 (9), 1951-1965 (2008).
  3. Dirschl, D. R., Dahners, L. E. The mangled extremity: when should it be amputated. The Journal of the American Academy of Orthopaedic Surgeons. 4 (4), 182-190 (1996).
  4. Noble, J., Munro, C. A., Prasad, V. S., Midha, R. Analysis of upper and lower extremity peripheral nerve injuries in a population of patients with multiple injuries. The Journal of Trauma. 45 (1), 116-122 (1998).
  5. Barton, N. Upper extremity disorders: frequency, impact and cost. Journal of Hand Surgery. Kelsey, J., Paemer, A., Nelson, L., Felberg, A., Rice, D. 23 (2), Churchill Livingstone. New York. ISBN 0-443-07912-9 255(1998).
  6. Evans, G. R. Peripheral nerve injury: a review and approach to tissue engineered constructs. The Anatomical Record. 263 (4), 396-404 (2001).
  7. Lundborg, G. Nerve injury and repair: regeneration, reconstruction, and cortical remodeling. , Elsevier Churchill Livingstone. Philadelphia. (2004).
  8. Thieme, Surgery of peripheral nerves: a case-based approach. , Stuttgart. New York. (2008).
  9. Brushart, T. M. Nerve repair. , Oxford University Press. New York. (2011).
  10. Menorca, R. M. G., Fussell, T. S., Elfar, J. C. Nerve physiology: mechanisms of injury and recovery. Hand Clinics. 29 (3), 317-330 (2013).
  11. Faroni, A., Mobasseri, S. A., Kingham, P. J., Reid, A. J. Peripheral nerve regeneration: experimental strategies and future perspectives. Advanced Drug Delivery Reviews. 82-83, 160-167 (2015).
  12. Zochodne, D. W. The challenges and beauty of peripheral nerve regrowth. Journal of the peripheral nervous system: JPNS. 17 (1), 1-18 (2012).
  13. Isaacs, J. Major peripheral nerve injuries. Hand Clinics. 29 (3), 371-382 (2013).
  14. Siemionow, M., Brzezicki, G. Chapter 8: Current techniques and concepts in peripheral nerve repair. International Review of Neurobiology. 87, 141-172 (2009).
  15. de Ruiter, G. C. W., et al. Misdirection of regenerating motor axons after nerve injury and repair in the rat sciatic nerve model. Experimental Neurology. 211 (2), 339-350 (2008).
  16. Gordon, T. Nerve regeneration: understanding biology and its influence on return of function after nerve transfers. Hand Clinics. 32 (2), 103-117 (2016).
  17. Sobotka, S., Mu, L. Muscle reinnervation with nerve-muscle-endplate band grafting technique: correlation between force recovery and axonal regeneration. The Journal of Surgical Research. 195 (1), 144-151 (2015).
  18. Witzel, C., Rohde, C., Brushart, T. M. Pathway sampling by regenerating peripheral axons. The Journal of Comparative Neurology. 485 (3), 183-190 (2005).
  19. Orgel, M. G., Terzis, J. K. Epineurial vs. perineurial repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 60 (1), 80-91 (1977).
  20. Bassilios Habre, S., Bond, G., Jing, X. L., Kostopoulos, E., Wallace, R. D., Konofaos, P. The surgical management of nerve gaps: present and future. Annals of Plastic Surgery. 80 (3), 252-261 (2018).
  21. Lee, J. I., et al. A novel nerve transection and repair method in mice: histomorphometric analysis of nerves, blood vessels, and muscles with functional recovery. Scientific Reports. 10 (1), 21637(2020).
  22. Lee, J. I., et al. Purposeful misalignment of severed nerve stumps in a standardized transection model reveals persistent functional deficit with aberrant neurofilament distribution. Military Medicine. 186, Suppl 1 696-703 (2021).
  23. Sameem, M., Wood, T. J., Bain, J. R. A systematic review on the use of fibrin glue for peripheral nerve repair. Plastic and Reconstructive Surgery. 127 (6), 2381-2390 (2011).
  24. Spotnitz, W. D. Fibrin sealant: the only approved hemostat, sealant, and adhesive-a laboratory and clinical perspective. ISRN surgery. 2014, 203943(2014).
  25. de V. Alant, J. D., Kemp, S. W. P., Khu, K. J. O. L., Kumar, R., Webb, A. A., Midha, R. Traumatic neuroma in continuity injury model in rodents. Journal of Neurotrauma. 29 (8), 1691-1703 (2012).
  26. Geary, M. B., et al. Erythropoietin accelerates functional recovery after moderate sciatic nerve crush injury. Muscle & Nerve. 56 (1), 143-151 (2017).
  27. Răducan, A., et al. Morphological and functional aspects of sciatic nerve regeneration after crush injury. Romanian Journal of Morphology and Embryology. 54, 735-739 (2013).
  28. Elfar, J. C., Jacobson, J. A., Puzas, J. E., Rosier, R. N., Zuscik, M. J. Erythropoietin accelerates functional recovery after peripheral nerve injury. The Journal of Bone and Joint Surgery. American Volume. 90 (8), 1644-1653 (2008).
  29. Sundem, L., Chris Tseng, K. C., Li, H., Ketz, J., Noble, M., Elfar, J. Erythropoietin enhanced recovery after traumatic nerve injury: myelination and localized effects. The Journal of Hand Surgery. 41 (10), 999-1010 (2016).
  30. Govindappa, P. K., Talukder, M. A. H., Gurjar, A. A., Hegarty, J. P., Elfar, J. C. An effective erythropoietin dose regimen protects against severe nerve injury-induced pathophysiological changes with improved neural gene expression and enhances functional recovery. International Immunopharmacology. 82, 106330(2020).
  31. Wandling, G. D., Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. Novel real-time digital pressure sensor reveals wide variations in current nerve crush injury models. Military Medicine. 186, 473-478 (2021).
  32. Lee, J. I., Talukder, M. A. H., Karuman, K., Gurjar, A. A., Govindappa, P. K., Guddadarangaiah, J. M., Manto, K. M., Wandling, G. D., Hegarty, J. P., Waning, D. L., Elfar, J. C. Functional recovery and muscle atrophy in pre-clinical models of peripheral nerve transection and gap-grafting in mice. Effects of 4-aminopyridine. Neural Regeneration Research. , (2021).
  33. Lee, D. H., You, J., Jung, J. W., Park, J. W., Lee, J. I. Comparison between normal and reverse orientation of graft in functional and histomorphological outcomes after autologous nerve grafting: An experimental study in the mouse model. Microsurgery. 41 (7), 645-654 (2021).
  34. Lubiatowski, P., Unsal, F. M., Nair, D., Ozer, K., Siemionow, M. The epineural sleeve technique for nerve graft reconstruction enhances nerve recovery. Microsurgery. 28 (3), 160-167 (2008).
  35. Lee, J. I., Wandling, G. D., Talukder, M. A. H., Govindappa, P. K., Elfar, J. C. A novel standardized peripheral nerve transection method and a novel digital pressure sensor device construction for peripheral nerve crush injury. Bio-protocol. , (2022).
  36. Farinas, A. F., Stephanides, M., Kassis, S., Keller, P., Colazo, J. M., Thayer, W. P. Sciatic nerve injury model in rabbits: What to expect. Laboratory Animals. 54 (6), 559-567 (2020).
  37. Yao, Y., et al. Efect of longitudinally oriented collagen conduit combined with nerve growth factor on nerve regeneration after dog sciatic nerve injury. Journal of Biomedical Materials Research. Part B, Applied Biomaterials. 106 (6), 2131-2139 (2018).
  38. Schmitz, H. C., Beer, G. M. The toe-spreading reflex of the rabbit revisited--functional evaluation of complete peroneal nerve lesions. Laboratory Animals. 35 (4), 340-345 (2001).
  39. Bauder, A. R., Ferguson, T. A. Reproducible mouse sciatic nerve crush and subsequent assessment of regeneration by whole mount muscle analysis. Journal of Visualized Experiments. 60, 3606(2012).
  40. Colleoni, M., Sacerdote, P. Murine models of human neuropathic pain. Biochimica et Biophysica Acta. 1802 (10), 924-933 (2010).
  41. Challa, S. R. Surgical animal models of neuropathic pain: Pros and Cons. The International Journal of Neuroscience. 125 (3), 170-174 (2015).
  42. M, F. G., M, M., S, H., Khan, W. S. Peripheral nerve injury: principles for repair and regeneration. The Open Orthopaedics Journal. 8, 199-203 (2014).
  43. Grinsell, D., Keating, C. P. Peripheral nerve reconstruction after injury: a review of clinical and experimental therapies. BioMed Research International. 2014, 698256(2014).
  44. Carvalho, C. R., Reis, R. L., Oliveira, J. M. Fundamentals and current strategies for peripheral nerve repair and regeneration. Advances in Experimental Medicine and Biology. 1249, 173-201 (2020).
  45. Govindappa, P. K., Jagadeeshaprasad, M. G., Tortora, P., Talukder, M. A. H., Elfar, J. C. Effects of 4-aminopyridine on combined nerve and muscle injury and bone loss. The Journal of Hand Surgery. , (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Uraz nerwuzmia d enie nerwuprzerwanie nerwuwszczepianie graftu w przerw w nerwiedenerwacja mi niauraz ko czynyocena behawioralnazanik mi nimikrochirurgiczny uraz nerwu
Film wkrótce dostępny

Powiązane artykuły