Ten protokół przedstawia proces głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów, który może być stosowany do badania zespołu ogólnoustrojowej reakcji zapalnej, niedokrwienia/uszkodzenia reperfuzyjnego, stresu oksydacyjnego, zapalenia nerwów itp.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Ustalenie głębokiego hipotermicznego zatrzymania krążenia u szczurów
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia (DHCA) jest rutynowo stosowane podczas operacji złożonych wrodzonych wad serca i chorób łuku aorty. Niniejsze badanie ma na celu przedstawienie metody ustalania DHCA u szczurów. Aby ocenić wpływ procesu DHCA na parametry życiowe, jako kontrolę wykorzystano model szczura z pomostowaniem krążeniowo-oddechowym o normalnej temperaturze (CPB) bez zatrzymania krążenia. Zgodnie z oczekiwaniami, DHCA doprowadził do znacznego spadku temperatury ciała i średniego ciśnienia tętniczego krwi. Gazometria krwi wykazała, że DHCA zwiększył poziom kwasu mlekowego, ale nie wpłynął na pH krwi i stężenia hemoglobiny, hematokrytu, Na+, Cl−, K+ i glukozy. Ponadto, w porównaniu ze szczurami CPB o normalnej temperaturze, wyniki transmisyjnej mikroskopii elektronowej wykazały łagodny wzrost autofagosomów hipokampa u szczurów DHCA.
Wprowadzenie
Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia (DHCA) jest stosowane w kardiochirurgii od 1953 roku1. DHCA polega na obniżeniu temperatury ciała pacjenta do poziomu głębokiej hipotermii (15-22 °C) przed globalnym przerwaniem przepływu krwi do organizmu2. Zatrzymanie krążenia może zapewnić stosunkowo bezkrwawe pole operacyjne. Głęboka hipotermia zmniejsza metabolizm, szczególnie w mózgu i mięśniu sercowym, co jest skuteczną metodą ochrony przed niedokrwieniem3. DHCA jest powszechnie stosowany podczas operacji złożonych wrodzonych wad serca, choroby łuku aorty, a nawet guzów nerki lub nadnerczy z zakrzepem żyły głównej4,5. W związku z tym ustanowienie modeli zwierzęcych DHCA stanowi ważny punkt odniesienia dla udoskonalenia procedury i zapobiegania powikłaniom w warunkach klinicznych.
Chociaż modele można tworzyć z psami6, króliki7, i innymi zwierzętami, lepiej jest używać szczurów ze względu na ich funkcjonalność i niski koszt. Model szczura DHCA został opisany po raz pierwszy w 2006 roku przez Jungwirth et al.8. Stwierdzono, że czas trwania zatrzymania krążenia miał wpływ na wyniki neurologiczne. Od tego czasu modele szczurów DHCA były szeroko badane. Wyjaśniono, że DHCA może wywołać zespół układowej odpowiedzi zapalnej (SIRS)9. W kolejnych badaniach farmakolodzy odkryli, że zapalenie nerwów związane z DHCA wywołane przez SIRS może być osłabione przez resweratrol10 i triptolide11. Nasz zespół odkrył również, że zapalenie nerwów związane z DHCA może być osłabione poprzez hamowanie indukowanego zimnem białka wiążącego RNA12. W układzie sercowo-naczyniowym dysmutaza ponadtlenkowa działa kardioprotekcyjnie na uszkodzenia niedokrwienne/reperfuzyjne (I/R) podczas DHCA13. Wyniki te poszerzyły wiedzę na temat procesów patofizjologicznych związanych z DHCA i zaoferowały nowe kierunki poprawy wyników DHCA. Jednak wyniki dotyczące endotoksemii, stresu oksydacyjnego i autofagii po DHCA są niejednoznaczne. DHCA wykorzystuje tę samą technologię operacyjną, co krążenie pozaustrojowe (CPB)14, ale jego strategia zarządzania jest inna, a kroki generowania DHCA różnią się w zależności od zespołu8,9,10,11. Niniejsze badanie ma na celu przedstawienie metody ustalania procedury DHCA u szczurów.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Protokoły przeszły instytucjonalny przegląd i otrzymały zgodę od Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt, Szpitala Fuwai, Chińskiej Akademii Nauk Medycznych (FW-2021-0005). Wszystkie procedury doświadczalne zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych wydanym przez National Institutes of Health.
UWAGA: Samce szczurów rasy Sprague-Dawley (waga: 500-600 g, wiek: 12-14 tygodni) były trzymane w standardowych warunkach laboratoryjnych z swobodnym dostępem do jedzenia i wody. Szczury zostały losowo przydzielone do dwóch grup (n = 6, każda grupa): grupa DHCA i grupa CPB o normalnej temperaturze (grupa NtCPB).
1. Praca przygotowawcza
- Wysterylizuj narzędzia chirurgiczne (kleszcze, nożyczki, mikrokleszcze, elektrokoagulator, golarkę itp.) przed eksperymentem (Rysunek 1).
- Upewnij się, że materiały eksploatacyjne są dostępne dla wszystkich materiałów eksploatacyjnych, w tym jedwab 2-0, kaniula 16 G (cewnik dotchawiczy), kaniula 22 G, domowej roboty kaniula 16 G (cewnik dożylny z wieloma otworami), strzykawki do wstrzykiwań, gaza i taśma.
UWAGA: W przypadku domowej kaniuli 16 G użyj skalpela, aby wyciąć dwa lub trzy otwory o średnicy 2 mm na końcu kaniuli, co pomoże usprawnić drenaż żylny. - Zapewnij dostępność sewofluranu, 2% lidokainy, soli fizjologicznej, heparyny (5 j.m./ml, 250 j.m./ml), epinefryny (40 μg/ml), noradrenaliny (20 μg/ml), skrobi hydroksyetylowej i wodorowęglanu.
- Upewnij się, że obwody DHCA zawierają zbiornik (zmodyfikowany z zakraplacza Murphy'ego), pompę rolkową, wymiennik ciepła, natleniacz membranowy, rurki łączące i zbiornik na wodę (Rysunek 2). Podłączyć obwód i zmieszać 12 ml skrobi hydroksyetylowej z 1 ml heparyny sodowej (250 j.m.) i 1 ml soli fizjologicznej. Zalać obwód 14 ml roztworu zalewającego z delikatnie obracającą się pompą rolkową (10-40 ml/min).
UWAGA: Zbiornik jest ponownie formowany z urządzenia do transfuzji krwi z zakraplaczem Murphy'ego. Część dożylna zakraplacza pozostaje na wysokości 10-15 cm, a część ujściowa żylna pozostaje na wysokości 10 cm.
2. Znieczulenie i kaniulacja
- Znieczulić szczury 2%-3% sewofluranem, a następnie przetestować na brak odruchu spojówkowego i rozluźnienie mięśni po utracie przytomności przez szczura.
UWAGA: Odruch spojówkowy odnosi się do natychmiastowego zamknięcia powieki za każdym razem, gdy dotyka się rogówki. Użyj bawełnianego wacika, aby lekko dotknąć rogówki. Gdy głębokość znieczulenia jest wystarczająca, powieki nie będą się zamykać. - Intubację dotchawiczą należy wykonać kaniulą 16 G po ustąpieniu odruchu spojówkowego i braku oporu mięśniowego. Podłącz rurkę do respiratora i ustaw parametry, klikając przyciski na respiratorze (objętość oddechowa: 1,0-1,2 ml/100g, tętno: 80 uderzeń na minutę [bpm], I:E = 1:1, wdychana frakcja tlenu: 60%).
- Połóż elektryczny koc grzewczy pod szczurem i przymocuj szczura taśmą. Nałóż maść okulistyczną na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Ogol włosy w lewej okolicy pachwinowej, prawej okolicy szyjnej i ogonie za pomocą golarki. Następnie trzykrotnie zdezynfekuj skórę jodem i alkoholem.
- Sprawdź głębokość znieczulenia przed przejściem do kolejnych kroków. Jeśli częstość oddechów jest wyższa niż ustawiona przez respirator (80 uderzeń na minutę) lub jeśli występuje sztywność mięśni, należy zwiększyć stężenie wyjściowe sewofluranu.
UWAGA: Gdy głębokość znieczulenia jest odpowiednia, rytm oddechowy powinien być zsynchronizowany z respiratorem, a mięśnie powinny być całkowicie rozluźnione bez napięcia. Sprawdzaj głębokość znieczulenia co 30 minut, aby upewnić się, że szczur nie doświadcza powrotu przytomności przez cały czas trwania zabiegu. - Za pomocą skalpela przeciąć skórę w lewej okolicy pachwinowej (około 1 cm) i delikatnie wyciąć mięsień i tkankę, aby odsłonić lewą żyłę udową i tętnicę. Ostrożnie oddziel tętnicę.
- Wprowadzić cewnik dożylny 22 G do lewej tętnicy udowej. Podwiązać tętnicę i cewnik jedwabiem 2-0 (w okolicy kaniulacji). Użyj heparyny zawierającej sól fizjologiczną (5 UI/ml) do przepłukania kaniuli, aby uniknąć krzepnięcia. Połącz cewnik z czujnikiem ciśnienia, aby monitorować ciśnienie krwi.
- Przetnij skórę ogona (około 1,5 cm), a następnie za pomocą skalpela przeciąć powierzchowną powięź tętnicy ogonowej, aby odsłonić tętnicę ogonową, która znajduje się w środku pola operacyjnego.
- Kankaniuj tętnicę ogonową za pomocą cewnika dożylnego 22 G. Podwiązać tętnicę i cewnik jedwabiem 2-0 (w okolicy kaniulacji). Użyj heparyny zawierającej sól fizjologiczną (5 UI/ml) do przepłukania cewnika, aby uniknąć zakrzepów.
UWAGA: Podczas kaniulacji cewnika dożylnego lewa ręka przytrzymuje tętnicę/żyłę kleszczami, a prawa ręka przebija tętnicę/żyłę igłą wewnątrz cewnika, a następnie wprowadza kaniulę do tętnicy. - Przetnij skórę na prawej żyle szyjnej (około 2 cm), a następnie oddziel mięsień i tkankę, aby odsłonić żyłę. Wprowadzić domowy cewnik dożylny wielootworowy o sile 16 G do prawej zewnętrznej żyły szyjnej i ostrożnie umieścić go w prawej żyłie głównej dolnej lub prawym przedsionku.
UWAGA: Lewa żyła udowa i tętnica znajdują się pod powierzchnią lewej okolicy pachwinowej. Żyła jest grubsza niż tętnica, a kolor krwi tętnic jest jaskrawoczerwony. Prawa żyła szyjna znajduje się pośrodku prawej części szyjki macicy; Po przecięciu skóry i rozdzieleniu mięśni można zobaczyć żyłę (o szerokości około 0,3-0,4 cm). Gdy końcówka cewnika dotknie prawego przedsionka, fala ciśnienia krwi będzie się wahać. Następnie, po lekkim odciągnięciu cewnika, końcówka cewnika znajdzie się w żyle głównej górnej. - Heparynę sodową (500 j.m./kg) podawać przez prawą żyłę zewnętrzną. Przykryj każdy kaniulowany obszar wilgotną gazą, aby uniknąć zanieczyszczenia.
UWAGA: Umieść pudełko pod stołem operacyjnym, aby podnieść je o około 40 cm.
3. Inicjacja DHCA
- Najpierw połącz obwód DHCA z cewnikiem w tętnicy ogonowej i utrzymuj natężenie przepływu pompy na poziomie 1-2 ml/min. Następnie połącz zbiornik z cewnikiem w prawej żyle szyjnej zewnętrznej. Upewnij się, że poziom krwi w zbiorniku zawsze wynosi około 1 cm.
- Włącz zbiornik na wodę i najpierw ustaw temperaturę wody na 37 °C.
- Po ustabilizowaniu się ciśnienia krwi delikatnie zwiększ przepływ pompy do 80-100 ml / kg / min, aby pompować krew.
4. Chłodzenie
- Ustaw temperaturę w pomieszczeniu na około 20 °C. Umieść kostki lodu w jednorazowych rękawiczkach, a następnie połóż je na głowie i bokach szczura. Dostosuj temperaturę zbiornika w czasie rzeczywistym do temperatury w odbycie szczurów.
- Zbierz 0,1 ml krwi z lewej tętnicy udowej i umieść ją na gazometrii w celu analizy gazometrii. Zmienić odpowiednie parametry respiratora odpowiednio zgodnie z wynikami analizy gazometrii krwi (np. PaCO2).
UWAGA: Tętno i ciśnienie krwi mogą ulec zmianie, a natężenie przepływu pompy należy odpowiednio dostosować. Gradient temperatury między zbiornikiem na wodę a szczurem musi być mniejszy niż 10 °C. Upewnij się, że temperaturę można obniżyć do 15-20 °C w ciągu 30 minut. Normalny zakres PaCO2 wynosi 35-45 mmHg. Jeśli wyniki gazometrii krwi wykazują niższy PaCO2, można zmniejszyć objętość oddechową i odwrotnie.
5. Głębokie hipotermiczne zatrzymanie krążenia
- Gdy temperatura w odbycie spadnie do 15-20 °C, zmień rękawiczki jednorazowe (zawierające lód), aby zapewnić utrzymanie głębokiej hipotermii podczas zatrzymania krążenia.
- Zatrzymaj pompę rolkową, utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem i powoli spuszczaj krew z żyły szyjnej zewnętrznej do zbiornika.
- Zwróć uwagę na kształt fali ciśnienia krwi. Gdy ciśnienie krwi i częstość bicia serca wynoszą 0, zatrzymaj drenaż i trzymaj zbiornik zamknięty. Wyłącz wentylator.
UWAGA: Czas trwania zatrzymania krążenia różni się w zależności od celu eksperymentu.
6. Rozgrzewka i reperfuzja
- Zdejmij wszystkie jednorazowe rękawiczki i zwiększ temperaturę w pomieszczeniu do 25 °C. Przywróć wentylację natleniacza membranowego, zachowując jednocześnie zacisk rurki drenu żylnego. Włącz pompę rolkową, aby upewnić się, że krew w zbiorniku powoli wraca do ciała szczura.
- Włącz wentylator. Gdy poziom krwi w zbiorniku utrzyma się na poziomie 1 cm, poluzuj rurkę drenażową i powoli spuść krew z prawego przedsionka do zbiornika.
- Włącz lampę grzewczą, poduszkę grzewczą i zbiornik na wodę. Najpierw ustaw temperaturę zbiornika na wodę na 25 °C, a następnie dostosuj temperaturę na wylocie w odpowiednim czasie zgodnie z temperaturą w odbycie szczura.
UWAGA: Lampa grzewcza powinna być skierowana na duże naczynia krwionośne w jamie piersiowej szczura i powinna być trzymana w pewnej odległości, aby uniknąć poparzenia tkanek. Zwróć uwagę na różnicę temperatur między temperaturą wylotową a temperaturą w odbycie szczura (<10 °C). W razie potrzeby zbadaj gazometrię krwi, a następnie odpowiednio dostosuj parametry respiratora i podaj wodorowęglany, elektrolity itp. - Wyjmij lampę grzewczą, gdy temperatura w odbycie powróci do 34 °C.
UWAGA: Ten krok, jako kontynuacja procesu szybkiego podgrzewania, powinien być powolny. Na tym etapie parametry wyposażenia parownika sewofluranu, wentylatora mechanicznego i pompy rolkowej mogą zostać przywrócone do poziomów z początku CPB.
7. Odzwyczajanie od CPB
- Powoli i stopniowo zmniejszaj natężenie przepływu pompy rolkowej i dostosuj prędkość drenażu żylnego, aż natężenie przepływu zmniejszy się do 1 ml/min.
UWAGA: Każdą regulację natężenia przepływu należy obserwować przez 3-5 minut. - Utrzymuj zbiornik w kontakcie z otoczeniem (zdejmując korek zbiornika). Wlać pozostałą krew w obwodzie z szybkością przepływu 1 ml/min.
- Zatrzymaj natlenianie membrany i pompę rolkową.
- Poddaj szczura eutanazji po okresie wentylacji mechanicznej w głębokim znieczuleniu.
UWAGA: Jest to procedura terminalna. Czas między odstawieniem CPB a eutanazją różni się w zależności od różnych protokołów badania. Pamiętaj, aby zdezynfekować rany jodem i alkoholem, a następnie przykryć każdy kaniulowany obszar wilgotną gazą, aby uniknąć zanieczyszczenia przed eutanazją. Zwiększ stężenie wyjściowe sewofluranu, aby zwiększyć głębokość znieczulenia.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Jako grupa kontrolna, szczury poddane CPB w normalnej temperaturze (NtCPB) bez zatrzymania krążenia wykazały stabilne średnie ciśnienie tętnicze (MAP) oraz temperaturę ciała podczas całej procedury, podczas gdy MAP szczurów poddanych DHCA spadło podczas zatrzymania krążenia (p < 0,01, Rysunek 3A). Temperatura szczurów DHCA gwałtownie spadła w fazie chłodzenia i stopniowo wzrosła w fazie ogrzewania. Po odłączeniu szczurów od układów DHCA, ich temperatura powróciła do normy (
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Kaniulacja jest najbardziej podstawową procedurą ustalania DHCA u szczurów. Przed kaniulacją namoczenie tętnicy 0,5 ml 2% lidokainy ułatwi kaniulację. Po kannelacji konieczna jest heparynizacja 500 j.m./kg heparyny przez żyłę szyjną zewnętrzną, aby uniknąć tworzenia się mikroskrzeplin17. Wielokrotnie stwierdziliśmy, że ta dawka heparyny może osiągnąć cel, jakim jest czas krzepnięcia aktywowanego (ACT) >480 s. Najtrudniejszą częścią jest okres rozgrzewania. W naszym eksperymencie potrzeba ...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Autorzy dziękują Liang Zhangowi za pomoc w zebraniu danych wideo podczas eksperymentu. Badania te były wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (numer grantu: 82070479) oraz Fundusze Badań Podstawowych dla Uniwersytetów Centralnych (numer grantu: 3332022128).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Wymiennik ciepła | Xi' an Xijing Medical Appliance Co., Ltd | Animal-M | |
| Dongguan Kewei Medical Instrument Co., Ltd. | Monitor Micro-M | ||
| Chengdu Techman Co., Ltd | BL-420s Pompa rolkowa | ||
| Changzhou Prefluid Technology Co., Ltd | BL100 | ||
| SD Rat | HFK Bioscience Co., Ltd. | / | |
| Sevoflurane | Maruishi Pharmaceutical Co., Ltd | H20150020 | |
| Golarka | Hangzhou Huayuan Pet Products Co., Ltd. | / | |
| Waporyzator | SPACECABS/ | ||
| Wentylator | Shanghai Alcott Biotech Co., Ltd | ALC-V8S | |
| Zbiornik na wodę | Maquet Critical Care AB | Jostra HCU20-600 |
Bibliografia
- Lewis, F. J., Taufic, M. Closure of atrial septal defects with the aid of hypothermia; experimental accomplishments and the report of one successful case. Surgery. 33 (1), 52-59 (1953).
- Miler, R. D., et al. Miller's Anesthesia., eighth edition. , Saunders. Philadephia, US. (2015).
- Gocoł, R., et al. The role of deep hypothermia in cardiac surgery. International Journal of Environmental Research and Public Health. 18 (13), 7061(2021).
- Zhu, P., et al. The role of deep hypothermic circulatory arrest in surgery for renal or adrenal tumor with vena cava thrombus: A single-institution experience. Journal of Cardiothoracic Surgery. 13 (1), 85(2018).
- Poon, S. S., Estrera, A., Oo, A., Field, M. Is moderate hypothermic circulatory arrest with selective antegrade cerebral perfusion superior to deep hypothermic circulatory arrest in elective aortic arch surgery. Interactive Cardiovascular and Thoracic Surgery. 23 (3), 462-468 (2016).
- Giuliano, K., et al. Inflammatory profile in a canine model of hypothermic circulatory arrest. Journal of Surgical Research. 264, 260-273 (2021).
- Wang, Q., et al. Hyperoxia management during deep hypothermia for cerebral protection in circulatory arrest rabbit model. ASAIO Journal. 58 (4), 330-336 (2012).
- Jungwirth, B., et al. Neurologic outcome after cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest in rats: Description of a new model. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 131 (4), 805-812 (2006).
- Engels, M., et al. A cardiopulmonary bypass with deep hypothermic circulatory arrest rat model for the investigation of the systemic inflammation response and induced organ damage. Journal of Inflammation. 11, 26(2014).
- Chen, Q., Sun, K. P., Huang, J. S., Wang, Z. C., Hong, Z. N. Resveratrol attenuates neuroinflammation after deep hypothermia with circulatory arrest in rats. Brain Research Bulletin. 155, 145-154 (2020).
- Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. Triptolide improves neurobehavioral functions, inflammation, and oxidative stress in rats under deep hypothermic circulatory arrest. Aging. 13 (2), 3031-3044 (2021).
- Liu, M., et al. A novel target to reduce microglial inflammation and neuronal damage after deep hypothermic circulatory arrest. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 159 (6), 2431-2444 (2020).
- Pinto, A., et al. The extracellular isoform of superoxide dismutase has a significant impact on cardiovascular ischaemia and reperfusion injury during cardiopulmonary bypass. European Journal of Cardio-Thoracic Surgery. 50 (6), 1035-1044 (2016).
- Hirao, S., Masumoto, H., Itonaga, T., Minatoya, K. A recovery cardiopulmonary bypass model without transfusion or inotropic agents in rats. Journal of Visualized Experiments. (133), e56986(2018).
- Ha, J. Y., Kim, J. S., Kim, S. E., Son, J. H. Simultaneous activation of mitophagy and autophagy by staurosporine protects against dopaminergic neuronal cell death. Neuroscience Letters. 561, 101-106 (2014).
- Yamamoto, A., Yue, Z. Autophagy and its normal and pathogenic states in the brain. Annual Review of Neuroscience. 37, 55-78 (2014).
- You, X. M., et al. Rat cardiopulmonary bypass model: Application of a miniature extracorporeal circuit composed of asanguinous prime. Journal of Extra-Corporeal Technology. 37 (1), 60-65 (2005).
- Chen, Q., Lei, Y. Q., Liu, J. F., Wang, Z. C., Cao, H. Beneficial effects of chlorogenic acid treatment on neuroinflammation after deep hypothermic circulatory arrest may be mediated through CYLD/NF-κB signaling. Brain Research. 1767, 147572(2021).
- Li, Y. A., et al. Differential expression profiles of circular RNAs in the rat hippocampus after deep hypothermic circulatory arrest. Artificial Organs. 45 (8), 866-880 (2021).
- Linardi, D., et al. Slow versus fast rewarming after hypothermic circulatory arrest: effects on neuroinflammation and cerebral oedema. European Journal of Cardiothoracic Surgery. 58 (4), 792-780 (2020).
- Engelman, R., et al. The Society of Thoracic Surgeons, The Society of Cardiovascular Anesthesiologists, and The American Society of ExtraCorporeal Technology: Clinical practice guidelines for cardiopulmonary bypass--Temperature management during cardiopulmonary bypass. Annals of Thoracic Surgery. 100 (2), 748-757 (2015).
- Jenke, A., et al. AdipoRon attenuates inflammation and impairment of cardiac function associated with cardiopulmonary bypass-induced systemic inflammatory response syndrome. Journal of the American Heart Association. 10 (6), 018097(2021).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
