Artykuł metodologiczny

Wykorzystanie iniekcji znacznika komórkowego do zbadania pochodzenia komórek tworzących neointimę w modelu ściany bocznej worka workowego szczura

DOI:

10.3791/63580

⸱

16 marca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Neurosurgery, Kantonsspital Aarau, 2Cerebrovascular Research Group, Department for BioMedical Research, University of Bern, 3Institute of Pathology Laenggasse, 4Department of Neurosurgery, Neurocenter and Regenerative Neuroscience Cluster, Inselspital, Bern University Hospital, University of Bern, 5Faculty of Medicine, University of Bern

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Przeprowadziliśmy jednopunktowe, lipofilowe wstrzyknięcie znacznika komórkowego w celu śledzenia komórek śródbłonka, a następnie arteriotomię i zszycie tętniaków ściany bocznej na aorcie szczura w jamie brzusznej. Tworzenie się neointima wydawało się zależne od tętnicy macierzystej w tętniakach pozbawionych komórek i było promowane przez rekrutację z komórek ściany tętniaka w ważnych ścianach bogatych w komórki.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Mikrochirurgiczne przycinanie tworzy kolejną barierę przepływu krwi do tętniaków wewnątrzczaszkowych, podczas gdy leczenie wewnątrznaczyniowe opiera się na tworzeniu neointimy i skrzepliny. Źródło komórek śródbłonka pokrywających warstwę śródbłonka neointima pozostaje niejasne. W związku z tym celem niniejszego badania było zbadanie pochodzenia komórek tworzących neointimę po wstrzyknięciu znacznika komórkowego w dobrze już znanym modelu mikrochirurgicznego tętniaka ściany bocznej szczurów z Helsinek.

Tętniaki ściany bocznej powstały poprzez zszycie pozbawionych komórek lub ważnych worków tętniczych od końca do boku do aorty u samców szczurów Lewisa. Przed arteriotomią z założeniem szwu tętniaka do zaciśniętej aorty wykonano wstrzyknięcie znacznika komórkowego zawierającego barwnik CM-Dil w celu oznaczenia komórek śródbłonka w sąsiednim naczyniu i śledzenia ich proliferacji podczas obserwacji (FU). Leczenie, po którym następuje zwijanie (n = 16) lub stentowanie (n = 15). W FU (7 dni lub 21 dni) wszystkie szczury poddano angiografii fluorescencyjnej, a następnie pobraniu tętniaka oraz ocenie makroskopowej i histologicznej z immunohistologiczną liczbą komórek dla określonych regionów zainteresowania.

Żaden z 31 tętniaków nie pękł podczas obserwacji. Cztery zwierzęta zmarły przedwcześnie. Makroskopowo resztkową perfuzję zaobserwowano u 75,0% szczurów zwiniętych i 7,0% szczurów ze stentami. Ilość komórek dodatnich w znaczniku komórkowym była znacznie zwiększona w stentach zdecellularyzowanych w porównaniu ze zwiniętymi tętniakami w odniesieniu do skrzepliny w dniu 7 (p = 0,01) i neointimy w dniu 21 (p = 0,04). Nie stwierdzono istotnych różnic w zakrzepach lub neointimie w tętniakach życiowych.

Te wyniki potwierdzają gorsze wzorce gojenia u tętniaków zwijanych w stentach w porównaniu do tętniaków ze stentami. Tworzenie się neointima wydaje się szczególnie zależne od tętnicy macierzystej w tętniakach pozbawionych komórek, podczas gdy jest wspierane przez rekrutację z komórek ściany tętniaka w ważnych ścianach bogatych w komórki. Jeśli chodzi o translację, leczenie stentem może być bardziej odpowiednie w przypadku silnie zwyrodnienionych tętniaków, podczas gdy samo zwijanie może być odpowiednie w przypadku tętniaków z przeważnie zdrowymi ścianami naczyń.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Krwotok podpajęczynówkowy spowodowany pęknięciem tętniaka wewnątrzczaszkowego (IA) jest wyniszczającym schorzeniem neurochirurgicznym związanym z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością1,2,3,4. Oprócz klipsów mikrochirurgicznych, które zapewniają bezpośredni kontakt śródbłonka ze śródbłonkiem, w ciągu ostatnich dziesięcioleci coraz większe znaczenie mają urządzenia wewnątrznaczyniowe w leczeniu pękniętych i przypadkowo wykrytych IA. Odpowiedź lecznicza w IAs leczonych wewnątrznaczyniowo zależy głównie od tworzenia się neointima i organizacji skrzepliny. Oba są procesami synergicznymi, zależnymi od migracji komórek z sąsiedniego naczynia i ściany tętniaka. 5 Do tej pory pochodzenie komórek śródbłonka w powstawaniu neointima tętniaków leczonych wewnątrznaczyniowo pozostaje niejasne. W literaturze toczy się dyskusja na temat źródła, z którego rekrutowane są komórki tworzące neointimę.

Używając iniekcji barwnika CM-Dil za pomocą znacznika komórkowego (patrz Tabela materiałów) w aorcie brzusznej szczurów, mieliśmy na celu analizę roli komórek śródbłonka, pochodzących z tętnicy macierzystej, w tworzeniu neointima w dwóch różnych punktach czasowych FU (dzień 7 i dzień 21) (Rysunek 1). Zaletą modelu jest bezpośrednia miejscowa inkubacja znacznika komórkowego in vivo w tętnicy macierzystej przed założeniem szwu tętniaka, co pozwala na FU w późniejszych punktach czasowych. Techniki iniekcji in vivo, takie jak inkubacja znaczników komórkowych, nie zostały opisane w literaturze. Zaletą tej techniki jest bezpośrednie, jednopunktowe, śródoperacyjne wstrzyknięcie in vivo, co sprawia, że model jest solidny i powtarzalny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wsparcie weterynaryjne zostało przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucji. Eksperymenty zostały zatwierdzone przez Lokalną Komisję Etyczną w Szwajcarii (BE 60/19). Wytyczne ARRIVE i zasady 3R są ściśle przestrzegane6,7. Uwzględniono trzydzieści jeden samców szczurów rasy Lewis w wieku 12 tygodni i wadze 492 ± 8 g. Wszystkie szczury należy trzymać w pomieszczeniach o temperaturze pokojowej 23 °C i 12-godzinnym cyklu światło/ciemność. Zapewnij swobodny dostęp do wody i pelletu. Analizy statystyczne przeprowadzono z wykorzystaniem nieparametrycznego testu U Wilcoxona-Manna-Whitneya. Wartości prawdopodobieństwa (p) wynoszące ≤ 0,05 i/lub ≤ 0,01 uznano za istotne.

1. Faza przedoperacyjna-ogólne przygotowanie i aspekty anestezjologiczne

  1. Losowo przydzielaj szczury do grup leczonych cewką lub stentem (Rysunek 2) za pomocą internetowego systemu randomizacji. Teraz należy przeprowadzić przedoperacyjne badanie kliniczne wszystkich zwierząt planowanych do operacji w pobliżu cichej, aseptycznej sali operacyjnej utrzymującej temperaturę pokojową 23 ± 3 °C. Przeanalizuj zachowanie zwierząt i sprawdź błony śluzowe i turgor w ramach przedoperacyjnego badania klinicznego.
  2. Zapisz wagę każdego zwierzęcia.
  3. Przed zabiegiem należy inkubować worki tętnicze od szczurów dawców w 0,1% dodecylosiarczanie sodu przez 10 godzin w temperaturze 37 °C, aby uzyskać tętniaki pozbawione komórek 8. Woreczki te należy pobrać od zwierząt dawców na kilka dni przed zabiegiem.
    1. Przygotuj całą długość aorty brzusznej za pomocą mikronożyczek i kleszczy i nałóż 6-0 niewchłanialnych ligatur w odstępie 3-4 mm.
    2. Bezpośrednio generuj tętniaki życiowe śródoperacyjnie za pomocą uprzednio podwiązanej torebki na naczynie tętnicze z części piersiowej zwierzęcia dawcy9. Wykonaj torakotomię nożyczkami i kleszczami chirurgicznymi we wskazanym punkcie czasowym FU i podwiąż worek naczyniowy na żądaną długość.
  4. Bezpośrednio wszczepić worek do biorcy i pobrać tętniaka od zwierzęcia dawcy w celu dalszej analizy makroskopowej i przetwarzania histologicznego.
  5. W celu indukcji znieczulenia umieść wszystkie szczury w czystym pudełku wyposażonym w tlen (O2) do utraty przytomności po 5-10 minutach. Znieczulenie szczurów należy podać podskórnie (SC) mieszaninę fentanylu 0,005 mg/kg, medetomidyny 0,15 mg/kg i midazolamu 2 mg/kg.
    UWAGA: Zapewnia to płaszczyznę chirurgiczną trwającą co najmniej 45 minut.
  6. Sprawdź głębokość znieczulenia przy braku odruchu wycofania pedału.
  7. Umieść szczury w pozycji leżącej na plecach i ogol część piersiowo-brzuszną golarką elektryczną.
  8. Przymocuj 4 łapy szczurów taśmą na desce, pokrytej poduszką grzewczą podłączoną do samoregulującej sondy doodbytniczej. Włóż sondę doodbytniczą do odbytu szczura, aby utrzymać żądaną temperaturę 37 °C za pomocą poduszki grzewczej.
  9. Teraz zainstaluj czujnik na prawej tylnej nodze podłączony do skomputeryzowanego systemu do śródoperacyjnego sprawdzania parametrów życiowych.
  10. Zakryj nos i usta szczura maską na twarz. Jeśli wymaga przedłużonego znieczulenia, należy rozpocząć stosowanie izofluranu (1,0-2,0% miareczkowanego do 100%O2).
  11. Zdezynfekować pole operacyjne jodonem powidonu lub naprzemiennymi środkami dezynfekującymi i ułożyć pole operacyjne w sterylny sposób.
  12. W celu pielęgnacji okołoestetycznej nałóż sterylny lubrykant okulistyczny na oczy i przykryj je nieprzezroczystą maską foliową, aby zapobiec wysuszeniu i uszkodzeniom spowodowanym lampą chirurgiczną.
  13. Przez cały czas trwania operacji należy w sposób ciągły dostarczać tlen przez maskę na twarz, monitorować temperaturę ciała i dostarczać ciepło za pomocą poduszki grzewczej, utrzymując normotermię.
  14. Monitoruj w sposób ciągły inne parametry życiowe (puls i wzdęcie oddechu, tętno i częstość oddechów oraz nasycenie tlenem).

2. Faza operacyjna - wstrzyknięcie znacznika komórkowego

UWAGA: Szczegółowe podejście chirurgiczne w modelu mikrochirurgicznego tętniaka ściany bocznej szczura z Helsinek9 oraz techniki implantacji cewki i stentu są opisane gdzie indziej8,10,11.

  1. Znacznik komórek fluorescencyjnych lipofilowych należy przechowywać przez cały czas w temperaturze ≤ -20 °C, chroniąc przed światłem.
  2. Operację należy wykonać, przygotowując aortę szczura i żyłę główną, a następnie oddzielenie obu, a także proksymalne i dystalne tymczasowe zaciśnięcie aorty.
    UWAGA: Ta technika została opisana wcześniej9.
    1. Zaciśnij bliższą i dalszą część aorty za pomocą dwóch tymczasowych klipsów tytanowych.
  3. Umieść jeden mikrowacik z fioletową wyściółką pod bliższą i dalszą częścią aorty, aby uzyskać lepszą wizualizację tętnicy.
  4. Teraz chroń brzuch mokrą gazą.
  5. W dniu operacji rozpuścić 2 μl znacznika komórkowego przez pipetowanie w 1 ml soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS).
  6. Przenieść mieszaninę do strzykawki o pojemności 1 ml wyposażonej w sterylną kaniulę 27-1/2 G (0,4 x 13 mm).
    UWAGA: Uważaj, aby unikać ekspozycji na światło podczas wykonywania kroków 2.5 i 2.6.
  7. Wyłącz światło na sali operacyjnej. Patrząc pod mikroskop, wykonaj jednopunktowe wstrzyknięcie w środkową brzuszną część aorty za pomocą mikrokleszczyków i ostrożnie wstrzyknij 1 ml heparynizowanego 0,9% roztworu soli fizjologicznej.
  8. Ostrożnie wstrzyknąć znacznik komórek (Wideo 1) i natychmiast wyłączyć również mikroskop operacyjny. Ponownie zabezpiecz brzuch mokrą gazą.
  9. Pozostaw barwnik do inkubacji przez co najmniej 15 minut. Po okresie inkubacji włącz mikroskop i oświetlenie sali operacyjnej.
  10. Wykonaj arteriotomię podłużną i zszycie tętniaka, zgodnie z opisem w innym miejscu11.
    1. Do wykonania arteriotomii użyj mikrokleszczyków i mikronożyczek tak, aby jej długość była średnia ze średnicą pobranego tętniaka (krok 1.3). Aby zapewnić prawidłową długość, przed wykonaniem arteriotomii umieść tętniaka obok aorty. Zszyj tętniaka za pomocą 8-10 pojedynczych szwów za pomocą niewchłanialnego szwu 10-0 i ostrożnie usuń tymczasowe zaciski - zaczynając dystalnie - pod ciągłym nawadnianiem heparynizowaną solą fizjologiczną. Zamknij ranę warstwowo. Należy pamiętać, że gęstość upakowania cewki wynosi 1 cm.
      UWAGA: Technika implantacji cewki lub stentu została opisana w innym miejscu8,10.

3. Monitorowanie fazy pooperacyjnej i opieka przeciwbólowa

  1. Pod koniec zabiegu należy odwrócić znieczulenie za pomocą mieszaniny do wstrzykiwań SC zawierającej buprenorfinę 0,05 mg/kg, atipamezol 0,75 mg/kg i flumazenil 0,2 mg/kg. Pozwól każdemu operowanemu zwierzęciu dojść do siebie w czystej klatce, aż całkowicie się obudzi i ogrzeje się, w razie potrzeby, za pomocą lampy grzewczej.
  2. Przez 3 dni podawać 1 mg/kg meloksykamu (jedno wstrzyknięcie lub doustnie na dobę) i buprenorfinę (0,05 mg/kg cztery razy dziennie) podskórnie. Przez noc podawać buprenorfinę w sposób ciągły w wodzie do picia w tej samej dawce: 6 ml buprenorfiny 0,3 mg/ml, 360 ml wody pitnej, 10 ml 5% glukozy.
  3. W bezpośredniej fazie pooperacyjnej każde zwierzę należy umieścić w jednej klatce w celu ochrony. Przegrupuj zwierzęta po 24 godzinach.
  4. Jeśli którykolwiek szczur wykazuje niespokojne lub agresywne zachowanie po wstrzyknięciu SC, należy podać buprenorfinę w wodzie do picia w ciągu dnia.
  5. Zapewnij miękką paszę na podłodze klatki, aby wspomóc karmienie i powrót do zdrowia po operacji.
  6. Obserwuj i opiekuj się wszystkimi zwierzętami zgodnie z arkuszem oceny dobrostanu i bólu.
  7. W razie potrzeby należy podać doraźną analgezję SC (meloksykam 1 mg/kg i 0,05 mg/kg buprenorfiny).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Łącznie 31 zwierząt zostało włączonych do warunków laboratoryjnych: 27 szczurów zostało włączonych do końcowej analizy statystycznej; 4 szczury zmarły przedwcześnie (śmiertelność 12,9%). Śródoperacyjnie wzdęcie oddechu było znacznie (p = 0,03) zmniejszone u szczurów leczonych stentem (12,9 μm ± 0,7) w porównaniu ze szczurami leczonymi cewką (13,5 μm ± 0,6). Angiografię fluorescencyjną wykonano dla każdego szczura pod koniec końcowego FU. Reperfuzję wskazano u wszystkich 6 zwierząt leczonych cewką, podczas gdy re...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badanie to pokazuje, że w tworzeniu neointimy pośredniczą komórki śródbłonka pochodzące z tętnicy macierzystej kompleksu tętniaka, ale jest wspierane przez rekrutację komórek pochodzących ze ściany tętniaka w tętniakach życiowych. Niemniej jednak rola krążących komórek progenitorowych w gojeniu tętniaka pozostaje kontrowersyjna12,13. Ogólnie rzecz biorąc, 31 samców szczurów Lewisa zostało włączonych do tego badania; Tylko 4 osoby zmarły przedwcześnie (śmiertelnoś...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy ponoszą wyłączną odpowiedzialność za projekt i przebieg prezentowanego badania i deklarują brak sprzecznych interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy dziękują Alessandrze Bergadano, DVM, PhD, za oddany nadzór nad długoterminowym zdrowiem zwierząt. Praca ta była wspierana przez fundusze badawcze Rady ds. Badań Naukowych, Kantonsspital Aarau, Aarau, Szwajcaria oraz Szwajcarskiej Narodowej Fundacji Naukowej SNF (310030_182450).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Szew wchłanialny 3-0Ethicon Inc., USAVCP428G
Szew niewchłanialny 4-0B. Braun, NiemcyG0762563
Szew niewchłanialny 6-0B. Braun, NiemcyC0766070
Szew niewchłanialny 9-0B. Braun, NiemcyG1111140
AtipamezolArovet AG, Szwajcaria
Filtr pasmowo-przepustowy niebieskiThorlabsFD1Bdowolny inny
Filtr pasmowo-przepustowy zielonyThorlabsFGV9dowolny inny
Kleszczedowolna inna
Reflektordowolny inny
Tablica (20 x 10 cm)dowolna inna
BuprenorfinaIndivior, Szwajcaria1014197
Aparat SonyNEX-5R, Sony, Tokio, Japonia
Kaniula (27-1/2 G)dowolne inne
oprogramowanie do liczenia komórekImage-J wersja 1.52n, U.S. National Institutes of Health, Bethesda, Maryland, USA, https://imagej.nih.gov/ij/
CellTracker CM-Dil dyeThermoFisher SCIENTIFIC, USAC7000
CewkaStyker, Kalamazoo, MI, Stany Zjednoczone2 cm Target 360 TM Ultra, średnica 2 mm
Dezynfekcjakażdy inny
Lubrykantkażdy inny
FentanylSintetica, S.A., Szwajcaria98683dowolny ogólny
FlumazenilLabatec-Pharma, Switerzland
FluoresceineCuratis AG5030376dowolny
ogólny mikroskop fluorescencyjnyOlympus BX51, Hamburg, Niemcy; Oprogramowanie do obrazowania Cell Sens Dimension v1.8
Maskadowolna inna
glukoza (5%)dowolna inna
poduszka grzewczaHomeotermiczna jednostka sterująca, Harvard, Edenbridge, Angliakażdy inny
izotoniczny roztwór chlorku sodu (0,9%)Fresenius KABI336769dowolny ogólny
izofluranwszelkie generyczne
Longuetteswszelkie inne
MeloxicamBoehringer IngelheimP7626406każdy generyczny
MedetomidineVirbac, SzwajcariaQN05CM91
Mikro uchwytkażdy inny
MidazolamRoche, Szwajcaria
SystemmonitorowaniaStarr Life Sciences Corp., 333 Allegheny Ave, Oakmont, PA 15139, Stany
Uchwytdowolna inna
maskakażda inna
mikroskop operacyjnyOPMI, Carl Zeiss AG, Oberkochen, Niemcykażdy inny
Tlendowolny inny
Sondadoodbytnicy dowolna inne
SkalpelSwann-Morton210każda inna
golarkakażdy inny
smartfonkażdy inny
Dodecylosiarczan sodu (0,1%)Sigma-Aldrich11667289001
Miękka karmaEmeraid Omnivoredowolny ogólny
Kleszczedo tkanek miękkichkażdy inny
rozsiewaczwszelkie inne
miski gąbczaste ze stali nierdzewnej,wszelkie inne
urządzenia do stentówBiotroni, Bü lach, Szwajcariazmodyfikowane urządzenie magmaris, AMS z powłoką polimerową, długość 6 mm, średnica 2 mm
Sterylne mikrowacikidowolne inne
Mikrokleszczedowolne inne
Nożyczki proste i zakrzywionewszelkie inne
Kleszcze proste i zakrzywionewszelkie inne
chirurgicznawszelkie inne
nożyczkiwszelkie inne
strzykawki 1 ml, 2 ml i 5 mlkażda inna
taśmakażdy inny
aplikator do klipsów naczyniowychB. Braun, NiemcyFT495T
Yasargil titan standardowy klips (2x)B. Braun Medical AG, Aesculap, SzwajcariaFT242Ttymczasowy
bipolarne rowerowy do oczu foliowa na igły Zjednoczone na igłę O2-Face temperatury dla małych zwierząt tkanek miękkich, proste i zakrzywione Serweta chirurgiczne

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Vergouwen, M. D., et al. Definition of delayed cerebral ischemia after aneurysmal subarachnoid hemorrhage as an outcome event in clinical trials and observational studies: proposal of a multidisciplinary research group. Stroke. 41 (10), 2391-2395 (2010).
  2. Macdonald, R. L., et al. Preventing vasospasm improves outcome after aneurysmal subarachnoid hemorrhage: rationale and design of CONSCIOUS-2 and CONSCIOUS-3 trials. Neurocritical Care. 13 (3), 416-424 (2010).
  3. Wanderer, S., et al. Levosimendan as a therapeutic strategy to prevent neuroinflammation after aneurysmal subarachnoid hemorrhage. Journal of Neurointerventional Surgery. , (2021).
  4. Wanderer, S., et al. Aspirin treatment prevents inflammation in experimental bifurcation aneurysms in New Zealand White rabbits. Journal of Neurointerventional Surgery. 14 (2), 189-195 (2021).
  5. Gruter, B. E., et al. Patterns of neointima formation after coil or stent treatment in a rat saccular sidewall aneurysm model. Stroke. 52 (3), 1043-1052 (2021).
  6. Kilkenny, C., et al. Animal research: reporting in vivo experiments: the ARRIVE guidelines. British Journal of Pharmacology. 160 (7), 1577-1579 (2010).
  7. Tornqvist, E., et al. Strategic focus on 3R principles reveals major reductions in the use of animals in pharmaceutical toxicity testing. PLoS One. 9 (7), 101638(2014).
  8. Nevzati, E., et al. Aneurysm wall cellularity affects healing after coil embolization: assessment in a rat saccular aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 12 (6), 621-625 (2020).
  9. Marbacher, S., et al. The Helsinki rat microsurgical sidewall aneurysm model. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (92), e51071(2014).
  10. Nevzati, E., et al. Biodegradable magnesium stent treatment of saccular aneurysms in a rt model - introduction of the surgical technique. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (128), e56359(2017).
  11. Gruter, B. E., et al. Testing bioresorbable stent feasibility in a rat aneurysm model. Journal of Neurointerventional Surgery. 11 (10), 1050-1054 (2019).
  12. Kadirvel, R., et al. Cellular mechanisms of aneurysm occlusion after treatment with a flow diverter. Radiology. 270 (2), 394-399 (2014).
  13. Li, Z. F., et al. Endothelial progenitor cells contribute to neointima formation in rabbit elastase-induced aneurysm after flow diverter treatment. CNS Neuroscience & Therapeutics. 19 (5), 352-357 (2013).
  14. Marbacher, S., et al. Intraluminal cell transplantation prevents growth and rupture in a model of rupture-prone saccular aneurysms. Stroke. 45 (12), 3684-3690 (2014).
  15. Frosen, J., et al. Contribution of mural and bone marrow-derived neointimal cells to thrombus organization and wall remodeling in a microsurgical murine saccular aneurysm model. Neurosurgery. 58 (5), 936-944 (2006).
  16. Marbacher, S., Niemela, M., Hernesniemi, J., Frosen, J. Recurrence of endovascularly and microsurgically treated intracranial aneurysms-review of the putative role of aneurysm wall biology. Neurosurgical Review. 42 (1), 49-58 (2019).
  17. Frosen, J. Smooth muscle cells and the formation, degeneration, and rupture of saccular intracranial aneurysm wall--a review of current pathophysiological knowledge. Translational Stroke Research. 5 (3), 347-356 (2014).
  18. Fang, X., et al. Bone marrow-derived endothelial progenitor cells are involved in aneurysm repair in rabbits. Journal of Clinical Neuroscience. 19 (9), 1283-1286 (2012).
  19. Morel, S., et al. Sex-related differences in wall remodeling and intraluminal thrombus resolution in a rat saccular aneurysm model. Journal of Neurosurgery. , 1-14 (2019).
  20. Gruter, B. E., et al. Fluorescence video angiography for evaluation of dynamic perfusion status in an aneurysm preclinical experimental setting. Operative Neurosurgery. 17 (4), 432-438 (2019).
  21. Marbacher, S., Strange, F., Frosen, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow & Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  22. Ravindran, K., et al. Mechanism of action and biology of flow diverters in the treatment of intracranial aneurysms. Neurosurgery. 86, Suppl 1 13-19 (2020).
  23. Marbacher, S., et al. Loss of mural cells leads to wall degeneration, aneurysm growth, and eventual rupture in a rat aneurysm model. Stroke. 45 (1), 248-254 (2014).
  24. Morosanu, C. O., et al. Neurosurgical cadaveric and in vivo large animal training models for cranial and spinal approaches and techniques - systematic review of current literature. Neurologia i Neurochirurgia Polska. 53 (1), 8-17 (2019).
  25. Wanderer, S., et al. Arterial pouch microsurgical bifurcation aneurysm model in the rabbit. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (159), e61157(2020).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Tworzenie neointimyszczurzy model t tniakakom rki r db onkat tniak ciany bocznejdecelularyzowany t tniakangiografia fluorescencyjnaembolizacja spiralamileczenie stentemocena immunohistologiczna

Powiązane artykuły