Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Mapy mikoryzowe jako narzędzie do badania wzorców kolonizacji i strategii grzybów w korzeniach Festuca rubra i Zea mays

2.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63599

⸱

26 sierpnia 2022

 ,  ,  , 
1Department of Microbiology, Faculty of Agriculture, University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca

W tym artykule

Podsumowanie

Protokół tutaj opisuje metody oceny wzorców i strategii kolonizacji mikoryzowej w korzeniach dla dwóch gatunków: Zea mays i Festuca rubra. Zastosowanie metody MycoPatt pozwala na obliczanie parametrów, konwersję struktur mikoryzowych na dane cyfrowe oraz odwzorowanie ich rzeczywistego położenia w korzeniach.

Streszczenie

Arbuskularne grzyby mikoryzowe są symbiontami w korzeniach roślin. Ich rolą jest podtrzymywanie rozwoju żywiciela i utrzymanie równowagi żywieniowej w ekosystemach. Proces kolonizacji zależy od kilku czynników, takich jak ekologia gleby, różnorodność genetyczna grzybów i gospodarza oraz praktyki agronomiczne. Ich zsynchronizowane działanie prowadzi do rozwoju złożonej sieci strzępek i prowadzi do wtórnego rozwoju pęcherzyków i arbuskul w komórkach korzenia. Celem badań była analiza skuteczności metody wzorców mikoryzowych (MycoPatt) do pozycjonowania struktur grzybowych w korzeniach Festuca rubra i Zea mays. Kolejnym celem było zbadanie strategii kolonizacji grzybów, którą ujawniają mapy mikoryzowe każdego gatunku. Akwizycja i zestawienie wielu obrazów mikroskopowych pozwala na ocenę kolonizacji mikoryzowej zarówno u roślin kukurydzy, jak i kostrzewy czerwonej, aby dostarczyć informacji na temat realistycznego położenia rozwiniętych struktur. Obserwowane wzorce mikoryzowe podkreślają zmienną wydajność każdej rośliny pod względem rozwoju połączeń z grzybami symbiotycznymi glebowymi, spowodowaną zastosowanymi zabiegami i fazą wzrostu. Szczegółowe mapy mikoryzowe uzyskane metodą MycoPatt są przydatne do wczesnego wykrywania wydajności roślin w symbiotycznym pozyskiwaniu z gleby.

Wprowadzenie

Grzyby mikoryzy arbuskularnej (AM) to kategoria endofitów przenoszonych przez glebę, które są stale przedmiotem zainteresowania badaczy. Ich obecność w korzeniach większości roślin i ich udział w obiegach składników odżywczych sprawia, że są one niezbędnymi składnikami stabilności każdego ekosystemu, w którym występują rośliny zielne1,2. Poprzez swoją grzybnię pozakorzeniową, AM działają jako rozszerzenie grzybów dla korzeni roślin, szczególnie w trudno dostępnych miejscach3. Główna aktywność dotyczy korzeni roślin żywicielskich, gdzie AM rozwija duże sieci strzępek i specyficzne struktury wewnątrzkomórkowe zwane arbuskulami. Brak specyficzności gospodarza pozwala symbiontowi na kolonizację wielu gatunków w tym samym czasie. Ta zdolność zapewnia AM rolę alokacji zasobów i regulacji składników odżywczych w ekosystemie; Grzyb zapewnia również wsparcie w przetrwaniu roślin i pomaga w ich wydajności4,5,6,7. Reakcja gatunków AM na korzenie żywiciela jest widoczna w rozciągnięciu i lokalizacji grzybni wewnątrzkorzeniowej oraz w obecności i kształcie arbuskul rozwiniętych wewnątrzkomórkowo. Arbuskule wewnątrzkomórkowe działają jako punkt wymiany między dwoma symbiontami i reprezentują obszary charakteryzujące się szybkimi procesami przenoszenia. Struktury wytwarzane przez AM są zależne od gatunku i oprócz arbuskul w korzeniach rozwijają również pęcherzyki, zarodniki i komórki pomocnicze.

Istnieje wiele wyzwań związanych z oceną symbiontów AM w korzeniach roślin8,9. Pierwszym z nich jest ich ciągły rozwój przez cały okres wegetacji gospodarzy, co prowadzi do wielorakich zmian w strukturze arbuskularnej strzępek. Różne etapy wzrostu arbuskularnego, aż do ich zapadnięcia się, są wyraźnie obecne w korzeniach, ale starcze struktury AM są czasami trawione, co sprawia, że są tylko częściowo widoczne10. Drugim wyzwaniem jest metoda i protokół barwienia, duża różnorodność systemów korzeniowych, wymiary ich komórek oraz różnice w grubości, które utrudniają zaproponowanie jednolitej metody. Ostatnim wyzwaniem jest ocena i punktacja kolonizacji AM. Istnieje wiele metod, które oceniają AM z różnym stopniem obiektywności, a większość z nich jest nadal ograniczona do technik mikroskopowych. Proste opierają się na obecności/braku struktur w korze korzenia, podczas gdy bardziej złożone opierają się na ocenie wizualnej i wykorzystaniu klas kolonizacji, z integracją częstotliwości i intensywności zjawiska kolonizacji. W ciągu ostatnich dziesięcioleci uzyskano wiele danych na temat stanu mikoryzy wielu gatunków, ale większość metod ogranicza się do obserwowanej wartości kolonizacji bez wskazywania na rzeczywiste położenie każdej struktury w korze korzeniowej. W odpowiedzi na konieczność uzyskania dokładniejszych wyników kolonizacji AM, opracowano metodę opartą na analizie mikroskopowej wzorców mikoryzowych (MycoPatt) w korzeniach, aby zestawić, w formie cyfrowej, szczegółowe mapy mikoryzowe 11. Metoda pozwala również na obiektywne obliczenie parametrów kolonizacji i określenie rzeczywistego położenia każdej struktury w korzeniu.

Pozycja struktur grzybów AM może być ważna w odpowiedzi na następujące dwa pytania. Pierwsza z nich związana jest z analizą kolonizacji w jednym konkretnym momencie z cyklu wegetacyjnego rośliny. W tym kontekście bardzo przydatna jest obserwacja obfitości arbuskularnej/pęcherzykowej, raportowanie, w jaki sposób są one zlokalizowane w korzeniu oraz zapewnienie bardzo wyraźnego obrazu i parametrów kolonizacji. Drugi związany jest z wykrywaniem strategii grzyba i jego orientacją, a nawet prognozą jego przyszłego rozwoju. Jedna aplikacja MycoPatt może być stosowana dla roślin analizowanych codziennie, co 2-3 dni, co tydzień lub podczas różnych etapów wzrostu. W tym kontekście lokalizacja pęcherzyków/arbuskuł jest ważna, aby lepiej zrozumieć biologiczny mechanizm kolonizacji AM. Te parametry i obserwacje są bardzo przydatne do uzupełniania parametrów matematycznych.

Celem tego artykułu jest zademonstrowanie zdolności systemu MycoPatt do badania potencjału i strategii kolonizacji rodzimych grzybów AM w korzeniach Zea mays (kukurydza) podczas różnych etapów rozwoju oraz w korzeniach Festuca rubra (kostrzewa czerwona) w różnych warunkach długotrwałego nawożenia. Aby spełnić ten cel, przeanalizowano dwie duże bazy danych z dwóch eksperymentów. Eksperyment z kukurydzą został założony w Cojocna (46°44′56" szerokości geograficznej północnej i 23°50′0" długości. E), w Eksperymentalnym Gospodarstwie Dydaktycznym Uniwersytetu Nauk Rolniczych i Medycyny Weterynaryjnej w Klużu na phaeoziom o gliniastej teksturze soil12. Eksperyment z kostrzewą czerwoną jest częścią większego stanowiska doświadczalnego założonego w 2001 roku w Ghețari w górach Apuseni (46°49'064" szerokości geograficznej północnej i 22°81'418'' długości. E), na glebie preluvosol (terra rossa) type13,14. Kukurydza została zebrana w pięciu różnych fenofazach wzrostu12: B1 = 2-4 liście (jako punkt kontrolny dla początku kolonizacji mikoryzowej); B2 = 6 liści; B3 = 8-10 liści; B4 = tworzenie kolb; B5 = dojrzałość fizjologiczna. Począwszy od etapu 2-4 liści (A0), zastosowano zabieg organiczny, w wyniku którego uzyskano współczynnik dwustopniowy (A1 = kontrola i A2 = poddany obróbce). Korzenie kostrzewy czerwonej zebrano podczas kwitnienia w eksperymencie z pięcioma długoterminowymi nawożeniami13,14: V1 = kontrolny, niezapłodniony; V2 = 10 t·ha-1 obornika; V3 = 10 t·ha-1 obornik + N 50 kg·ha-1, P2O5 25 kg·ha-1, K2O 25 kg·ha-1; V4 = N 100 kg·ha-1, P2O5 50 kg·ha-1, K2O 50 kg·ha-1; V5 = 10 t·ha-1 obornik + N 100 kg·ha-1, P2Ø5 50 kg·ha-1, K2Ø 50 kg·ha-1. W każdym etapie rozwoju zebrano po pięć roślin z każdego wariantu nawożenia. Przeanalizowano protokoły barwienia i ich wydajność pod względem czasu przetwarzania próbki i jakości barwienia. Związek między rozwojem strzępek AM a obecnością ich struktur w korzeniach analizowano oddzielnie dla każdego gatunku i kontynuowano identyfikację najbardziej liberalnych korzeni do kolonizacji. Specyficzne wzorce kolonizacji każdego systemu korzeniowego przeanalizowano w oparciu o mapy kolonizacji i wartość parametrów AM.

Kukurydza jest rośliną jednoroczną, co implikuje ciągły wzrost korzeni, i to był główny powód zastosowania MycoPatt w fazie wzrostu. Kostrzewa czerwona to wieloletnia roślina pochodząca z użytków zielonych, traktowana przez długi czas różnymi nawozami. Jej korzenie rozwijają się krócej niż 1 rok, a anteza jest uważana za punkt wegetacji, w którym roślina zmienia swój metabolizm z wegetatywnego na generatywny. Aby złapać te rośliny w tych intensywnych okresach aktywności, wybrano wyżej wymienione punkty czasowe. Pobieranie próbek w okresie wegetacji jest trudne dla tego gatunku, gdy jest uprawiany na naturalnych użytkach zielonych.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Wybór materiału biologicznego, pobieranie próbek korzeni i przechowywanie

  1. Zbierz cały korzeń roślin za pomocą łopaty (Rysunek 1A) oddzielnie dla każdego wariantu i powtórz. Delikatnie, ręcznie, usuń duże agregaty gleby z korzeni. Umyj cały system korzeniowy i zmierz go na skali z komórkami o wymiarach 1 cm x 1 cm (Rysunek 1B). Pokrój korzenie osobno dla każdej rośliny i umieść je w plastikowej torbie.
  2. Zbierz wszystkie czyste korzenie z każdej rośliny w plastikowej torbie i zbierz wszystkie próbki z jednego wariantu w jednej większej torbie. Na każdej torbie należy napisać nazwę etapu/wariantu oraz datę pobrania próbki. Przechowuj korzenie w lodówce lub zamrażarce w temperaturze od -4 °C do -20 °C do czasu przetworzenia.

2. Przetwarzanie, oczyszczanie i barwienie korzeni do mikroskopii

UWAGA: Na tym etapie protokołu używaj rękawiczek, maski i kaptura mikrobiologicznego/chemicznego.

  1. Upewnij się, że proces rozmrażania korzeni odbywa się powoli w temperaturze pokojowej. Do wszystkich etapów przetwarzania używaj małych słoików (30-50 ml), aby zmniejszyć ilość niezbędnych środków.
  2. Wykonaj następujące cztery kroki procedury powolnego czyszczenia i barwienia15. Wykonaj wszystkie kroki w temperaturze pokojowej. Metoda ta pozwala na przetwarzanie dużej liczby próbek w tym samym czasie bez użycia łaźni wodnej do gotowania.
    1. Oczyszczanie korzeni: Umieść wszystkie korzenie z jednej rośliny w słoiku. Przygotuj 10% roztwór NaOH z wodą z kranu i wlej go do każdego słoika, aż całkowicie pokryje korzenie. Energicznie potrząsaj słoikami przez 1 minutę lub 2 minuty, aby uzyskać jednorodną dyspersję roztworu klarującego w korzeniach. Powtórzyć tę procedurę po 24 godzinach i pozostawić korzenie w roztworze czyszczącym na co najmniej 48 godzin
      UWAGA: Czyste korzenie mają bladożółty (aż do białego) odcień, a konsystencja jest miękka (można je łatwo rozdrobnić, naciskając pęsetą).
    2. Płukanie korzeni: Przepuszczaj zawartość jednego słoika na raz przez sito. Roztwór czyszczący należy poddać recyklingowi. Opłucz korzenie kilka razy w wodzie z kranu, aż roztwór klarujący zostanie całkowicie usunięty.
      UWAGA: Jeśli roztwór czyszczący nie zostanie całkowicie usunięty, wpłynie to na jakość procedury barwienia.
    3. Barwienie korzeni: Umieść opłukane korzenie w czystym słoiku. Przygotuj 5%:5% roztwór atramentu i octu z wodą z kranu (5 ml niebieskiego atramentu + 5 ml 9% kwasu octowego + 90 ml wody z kranu). Wlej roztwór do każdego słoika, aż całkowicie pokryje korzenie. Energicznie wstrząsaj słoikami przez 1 minutę lub 2 minuty, aby uzyskać jednorodną dyspersję roztworu barwiącego w korzeniach. Powtórz tę procedurę po 24 godzinach i pozostaw korzenie w tym roztworze na 48 godzin
      UWAGA: Poplamione korzenie mają intensywnie niebieski kolor.
    4. Częściowe odbarwienie korzeni: Opłucz poplamione korzenie w wodzie z kranu przez 1-2 minuty. Energicznie wstrząśnij słoikami, aby usunąć nadmiar roztworu barwiącego. Powtórz procedurę, jeśli barwienie jest zbyt intensywne i nie pozwala na wyraźną ocenę mikroskopową.
      UWAGA: Poplamione korzenie można przechowywać w wodzie z kranu do 1 tygodnia w temperaturze pokojowej bez zmiany jakości barwienia (Rysunek 2). Przez dłuższy czas korzenie można utrzymywać do 2-3 miesięcy w 5% komercyjnym roztworze octu jabłkowego (5% kwasu octowego).

3. Przetwarzanie korzeni do mikroskopii

  1. Segmentacja korzeni: Umieść poplamione korzenie z każdej próbki na skalowanej desce do krojenia (Rysunek 3A). Pokrój korzenie na 1 cm segmenty (Rysunek 3B). Wybierz 15 segmentów dla każdego wariantu.
  2. Delikatna metoda kruszenia w celu przygotowania segmentów: Rozłóż korzenie na szkiełku. Użyj woreczka do laminowania do przykrycia korzeni i delikatnie je zmiażdż, zaczynając od krawędzi (Rysunek 3C,D). Użyj miękkiego plastikowego narzędzia, np. pęsety, rączki skalpela, długopisu lub ołówka z gumką, aby powoli wyświetlić korzenie na szkiełku. Ostrożnie wyjmij torebkę do laminowania i przykryj próbkę szkiełkiem nakrywkowym (Rysunek 3E).
    UWAGA: Korzenie mają formę rurkowatą, dlatego konieczne jest rozdzielenie ich w płaszczyźnie dwuwymiarowej. Działanie to zakłada oddzielenie korzeni w punkcie środkowym, co prowadzi do wyświetlenia dwóch części średnicy wewnętrznej. Zastosowanie woreczków do laminowania w procesie delikatnego kruszenia pozwala na wyeksponowanie korzeni, które mają kształt cylindra, w dwóch częściach - jednej po lewej i jednej po prawej - w kierunku ich środkowego punktu. W ten sposób dogłębnie analizowany jest cały korzeń, a stopień kolonizacji jest parametrem pokazującym kolonizację wolumetryczną (opisaną w oryginalnej pracy na MycoPatt11). Zasadniczo przecinamy cylinder na pół, a następnie odbudowujemy go matematycznie.
  3. Dodaj wodę do rogu szkiełka za pomocą pipety i pozwól, aby woda powoli rozprowadziła się po szkiełku (Rysunek 3F). Usuń nadmiar wody ręcznikiem papierowym.

4. Analiza mikroskopowa próbek korzeniowych

  1. Użyj mikroskopu wyposażonego w kamerę o dobrej rozdzielczości.
  2. Przeanalizuj slajdy, zaczynając od końca. Uchwyć każde mikroskopijne pole. Zmień nazwę każdego przechwyconego obrazu za pomocą kodu, który pozwoli na prawdziwy post-asemblage części głównych. W przypadku grubych korzeni użyj powiększenia 10x lub 40x, a w przypadku cienkich korzeni użyj powiększenia 40x. Użyj tego samego obiektywu i powiększenia dla całego zestawu korzeni z gatunku.

5. Gromadzenie obrazów po mikroskopii

  1. Użyj oprogramowania do prezentacji, aby zaprojektować deskę kreślarską do montażu obrazów. Ustaw szerokość o 2-3 cm większą niż szerokość obrazu. Dodaj wszystkie przechwycone obrazy z jednego segmentu w kolejności ich przechwytywania i zrekonstruuj całą długość segmentu korzenia (Rysunek 4A).
    1. Krótko mówiąc, zbierz w sumie 15 zdjęć na każdy segment o długości 1 cm i uporządkuj je w pionie, zaczynając od 1 do 15, w oprogramowaniu do prezentacji, aby zrekonstruować segment.
  2. Wyrównaj obrazy na środku. Użyj wyrównania w pionie, aby upewnić się, że każdy obraz podąża za poprzednim. Na wszystkich zdjęciach umieść siatkę 10 komórek x 150 komórek, aby pokryć cały segment korzenia.
    1. Dodatkowo na każdym pojedynczym obrazie umieść siatkę 10 x 10, a w każdej komórce tej siatki wstaw liczbę od jednego do sześciu, jeśli widoczna jest struktura AM, lub pozostaw puste, jeśli nie ma struktury AM. W ten sposób dokładność procesu jest maksymalna bez błędów w lokalizacji obserwowanych struktur AM.
  3. Dodaj tabelę dla siatki o szerokości 10 komórek i długości 150 komórek (15 kwadratów po 10 komórek x 10 komórek). Zmień wymiary szerokości tabeli na szerokość obrazów. Zmień długość tabeli, aby zawierała wszystkie obrazy (Rysunek 4B).

6. Punktacja kolonizacji mikoryzowej

  1. Użyj unikalnej liczby, aby ocenić każdy typ struktury zgodnie z opisem w metodzie wzorców mikoryzowych11: 1 dla strzępek; 2 dla arbusculi; 3 dla pęcherzyków; 4 dla zarodników; 5 dla komórek pomocniczych; i 6 dla punktów wejścia (Rysunek 4C). Oceń każdą zaobserwowaną strukturę mikoryzową z każdej komórki wcześniej zastosowanych siatek (Rysunek 4D).

7. Analiza surowych danych i ekstrakcja wyników

  1. Wstaw wszystkie uzyskane wyniki do arkusza kalkulacyjnego MycoPatt11. Użyj funkcji kopiuj/wklej, aby przenieść wszystkie wyniki z prezentacji do pierwszego arkusza o nazwie rawdata (Rysunek 5).
  2. Podstawowa analiza wyników: Użyj trzeciego arkusza o nazwie parameters w narzędziu arkusza kalkulacyjnego MycoPatt, aby wyświetlić wyniki jako wartości procentowe (%) osobno w trzech formach (Rysunek 6A-C). Użyj kolumn od A do K, aby przeanalizować horyzontalny obraz kolonizacji; kolumny od M do W do analizy pionowego obrazu kolonizacji; i kolumny Y do AI, aby przeanalizować kolonizację poprzeczną (średnią) dla każdego z 15 kwadratów 10 x 10 (linie 2-17) i końcową średnią kolonizacji (linie 19-20).
    UWAGA: Średnia kolonizacji poprzecznej służy do obliczania rzeczywistych parametrów kolonizacji, związanych zarówno z analizą poziomą, jak i pionową. W ten sposób nie można popełnić żadnych błędów w porównaniu do sytuacji, gdy używana jest tylko analiza pozioma lub pionowa (szczegółowo opisana w oryginalnej klasie work11). Ponadto ten zestaw parametrów jest obliczany dla całej powierzchni pola mikroskopowego.
    1. Użyj definicji i formuł, specyficznych dla każdego parametru, aby przeanalizować wyniki11. Należy użyć następujących parametrów kolonizacji: częstość kolonizacji (%), intensywność kolonizacji (%), arbuskuły (%) i pęcherzyki (%), zarodniki (%) i komórki pomocnicze (%), punkty wejścia (%), procent obszarów niemikoryzowych (%), ogólny stopień kolonizacji (%) oraz raport obszarów mikoryzowych/niemikoryzowych.
      UWAGA: Jeśli w analizowanych próbkach brakuje arbuskuł, pęcherzyków, zarodników, komórek pomocniczych i punktów wejścia, arkusz kalkulacyjny MycoPatt oceni je jako zero (0).
  3. Produkcja i ekstrakcja map mikoryzowych: Wizualizuj obraz uzyskany z konwersji kodu struktur mikoryzowych na kolory w drugim arkuszu nazwanych grafów MycoPatt (Rysunek 7A). Wyeksportuj wynikowy obraz w arkuszu wykresów jako obraz (Rysunek 7B). Użyj kodu koloru w legendzie do analizy wzorców mikoryzowych.
  4. Analiza map mikoryzowych: Zidentyfikuj najważniejsze struktury i ich zespół na mapach mikoryzowych. Opisz wzorzec kolonizacji mikoryzowej obserwowany w analizowanych korzeniach. Opisz strategię kolonizacji mikoryzowej w oparciu o zaobserwowany rozwój strukturalny korzenia, wzór rozgałęzień i rozwój arbuskuli/pęcherzyków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Prawidłowe zastosowanie metody delikatnego zgniatania korzeni po procedurach barwienia zapewnia szczegółowy obraz struktur mikoryzowych, zarówno dla Zea mays (Rysunek 8A-C), jak i Festuca rubra (Rysunek 9A-E), dobry kontrast między strukturami mikoryzowymi a komórkami korzenia oraz potwierdzenie obecności stele dzięki niebieskiemu zabarwieniu. Jeśli procedury oczyszczania i bar...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badania nad kolonizacją mikoryzową mają zasadnicze znaczenie dla opracowania nowej strategii w dziedzinie agronomii. Potencjał wielu roślin uprawnych do tworzenia symbiotycznego związku z mikoryzami arbuskularnymi sprawił, że stały się one ważnym elementem zrównoważonego rozwoju agroekosystemu i utrzymania jego zdrowia 16,17,18,19,20. W związku z tym istnieje ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Ten artykuł wykorzystuje dane wynikające z dwóch badań doktoranckich w obszarze tematycznym "Wzorce mikoryzowe kukurydzy napędzane przez czynniki agronomiczne", przeprowadzone przez Victorię Pop-Moldovan, oraz "Status mikoryzowy i rozwój kolonizacji u gatunków dominujących na łąkach górskich", przeprowadzonych przez Larisę Corcoz, pod kierunkiem prof. dr Roxany Vidican.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Ocet jabłkowy 5%FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L.O?ET DE MERE
Niebieski atramentPelikan4001https://www.pelikan.com/pulse/Pulsar/ro_RO.Store.displayStore.224848./cerneal%C4%83-4001-de-la-pelikan
Szkiełka nakrywkoweMenzel-GlaserD 263 M
https://si.vwr.com/store/product/20545757/cover-glasses-menzel-glaser Kleszcze, PMPVitalab9.171 411http://shop.llg.de/info881_Forceps_PMP_lang_UK.
Na pewno nie jest to możliwe. UID=55005bf838d800000000000000
& Amp; OFS=33
Szklany słoik 47 mlKarty indygoBORCAN 47 ML Sześciokątne
woreczki do laminowaniaBrzoskwiniaPP525-08Wizytówka (60x90mm) / https://supremoffice.ro/folie-laminare-60x90mm-125mic-carte-vizita-100-top-peach-pp525-08-510328
Szafka ABS Microflow klasy IIBioquell UK LtdSzafkaABS klasy Microflow IIhttp://www.laboratoryanalysis.co.uk/graphics/products/034_11%20CLASS%202BSC%20(STD).pdf
Preparaty mikroskopoweDeltalabD100001https://distrimed.ro/lame-microscop-matuite-la-un-capat-26x76-mm-deltalab/?utm_source=Google%20Shopping&utm_campaign=
google%20shopping%20distrimed& utm_medium=CPC&
utm_term=1647& gclid=CjwKCAjwu
YWSBhByEiwAKd_n_odzr8CaCXQ
hl9VQkAB3p-ODo2Ssuou9cnoRtz1Gb
xsjqPY7F05HmhoCj6oQAvD_BwE
Microsoft Office 365MicrosoftOffice 365Excel i Powerpoint; arkusz kalkulacyjny i prezentacja
NaOHOltchim01-2119457892-27-0065http://www.sodacaustica.com.ro/pdf/fisa-tehnica-soda-caustica.pdf
Rękawice nitryloweSemperGuard816780637https://www.sigmaaldrich.com/RO/en/product/aldrich/816780637?gclid=CjwKCAjwuYWSBhByEiwAKd
_n_rmo4RRt8zBql7ul8ox
AAYhwhxuXHWZcw4hlR
x0Iro_4IyVt69aFHRoCmd
wQAvD_BwE
KameraOptikaCP-8; Kamera P8 Pro, 8,3 MP CMOS, USB 3.0https://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/c-p-series/
Mikroskop OptikaOPTIKAB383pLhttps://www.optikamicroscopes.com/optikamicroscopes/product/b-380-series/
Maska ochronna FFP3Hermes Prezent HERMES000100EN 149-2001+A1:2009 / https://www.emag.ro/set-10-masti-de-protectie-respiratorie-hermes-gift-ffp3-5-straturi-albe-hermes000100/pd/DTZ8CXMBM/#specification-section
ScalpelCutfix9409814https://shop.thgeyer-lab.com/erp/catalog/search/search.action;jsessionid=C258CA
663588CD1CBE65BF
100F85241B?model.query=9409809
Ocet z białego wina 9%FABRICA DE CONSERVE RAURENI S.R.L.O?ET DE VIN ALB
https://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-mere https://indigo.com.ro/borcan-47-ml-hexagonal https://www.raureni.ro/ro-ro/produs/otet-de-vin-alb

Bibliografia

  1. Trivedi, P., Leach, J. E., Tringe, S. G., Sa, T., Singh, B. K. Plant-microbiome interactions: From community assembly to plant health. Nature Reviews Microbiology. 18 (11), 607-621 (2020).
  2. Jeffries, P., Barea, J. M. 4 Arbuscular Mycorrhiza: A Key Component of Sustainable Plant-Soil Ecosystems. The Mycota. IX Fungal Associations. Hock, B. , SpringerVerlag. Berlin, Germany. 51-75 (2012).
  3. Parniske, M. Arbuscular mycorrhiza: the mother of plant root endosymbioses. Nature Reviews Microbiology. 6 (10), 763-775 (2008).
  4. Gianinazzi, S., et al. Agroecology: The key role of arbuscular mycorrhizas in ecosystem services. Mycorrhiza. 20 (8), 519-530 (2010).
  5. Lee, E. -H., Eo, J. -K., Ka, K. -H., Eom, A. -H. Diversity of arbuscular mycorrhizal fungi and their roles in ecosystems. Mycobiology. 41 (3), 121-125 (2013).
  6. Zhang, Y., Zeng, M., Xiong, B., Yang, X. Ecological significance of arbuscular mycorrhiza biotechnology in modern agricultural system. Ying Yong Sheng Tai Xue Bao = The Journal of Applied Ecology. 14 (4), 613-617 (2003).
  7. Shah, A. A., et al. Effect of endophytic Bacillus megaterium colonization on structure strengthening, microbial community, chemical composition and stabilization properties of Hybrid Pennisetum. Journal of the Science of Food and Agriculture. 100 (3), 1164-1173 (2020).
  8. Souza, T. Handbook of Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Springer. New York City, NY. (2015).
  9. Sun, X. -G., Tang, M. Comparison of four routinely used methods for assessing root colonization by arbuscular mycorrhizal fungi. Botany. 90 (11), 1073-1083 (2012).
  10. Smith, S., Read, D. Colonization of Roots and Anatomy of Arbuscular Mycorrhiza. Mycorrhizal Symbiosis. Smith, S. E., Read, D. J. , Academic Press. London, UK. 42-90 (2008).
  11. Stoian, V., et al. Sensitive approach and future perspectives in microscopic patterns of mycorrhizal roots. Scientific Reports. 9 (1), 10233(2019).
  12. Pop-Moldovan, V., et al. Divergence in corn mycorrhizal colonization patterns due to organic treatment. Plants. 10 (12), 2760(2021).
  13. Corcoz, L., et al. Mycorrhizal patterns in the roots of dominant Festuca rubra in a high-natural-value grassland. Plants. 11 (1), 112(2021).
  14. Corcoz, L., et al. Deciphering the colonization strategies in roots of long-term fertilized Festuca rubra. Agronomy. 12 (3), 650(2022).
  15. Stoian, V., Florian, V. Mycorrhiza - Benefits, influence, diagnostic method. Bulletin of University of Agricultural Sciences and Veterinary Medicine Cluj-Napoca. Agriculture. 66 (1), 2009(2009).
  16. Prates Júnior, P., et al. Agroecological coffee management increases arbuscular mycorrhizal fungi diversity. PLoS One. 14 (1), 0209093(2019).
  17. Rillig, M. C., et al. Why farmers should manage the arbuscular mycorrhizal symbiosis. New Phytologist. 222 (3), 1171-1175 (2019).
  18. Rillig, M. C., et al. Towards an integrated mycorrhizal technology: Harnessing mycorrhiza for sustainable intensification in agriculture. Frontiers in Plant Science. 7, 1625(2016).
  19. Bhale, U. N., Bansode, S. A., Singh, S. Multifactorial Role of Arbuscular Mycorrhizae in Agroecosystem. Fungi and their Role in Sustainable Development: Current Perspectives. Gehlot, P., Singh, J. , Springer. New York City, NY. 205-220 (2018).
  20. Khaliq, A., et al. Integrated control of dry root rot of chickpea caused by Rhizoctonia bataticola under the natural field condition. Biotechnology Reports. 25, 00423(2020).
  21. Vaida, I., Păcurar, F., Rotar, I., Tomoș, L., Stoian, V. Changes in diversity due to long-term management in a high natural value grassland. Plants. 10 (4), 739(2021).
  22. Taxonomy of Arbuscular Fungi. , Available from: http://www.zor.zut.edu.pl/Glomeromycota/Taxonomy.html (2022).
  23. The International Collection of (Vesicular) Arbuscular Mycorrhizal Fungi. , Available from: https://invam.wvu.edu/collection (2022).
  24. The International Bank for the Glomeromycota. , Available from: https://www.i-beg.eu/ (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Metoda MycoPattgrzyby arbuskularne mikoryzowekolonizacja korzenikorzenie Festuca rubrakorzenie Zea maysoczyszczanie korzenianaliza mikroskopowasie strz pek
Mapy mikoryzowe jako narzędzie do badania wzorców kolonizacji i strategii grzybów w korzeniach Festuca rubra i Zea mays
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.