Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Modele chorób tętniaków u świń do celów szkoleniowych i badawczych

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63616

⸱

23 marca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Cardiovascular Area, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre, 2Centro de Investigación Biomédica En Red de Enfermedades Cardiovasculares CIBERCV, 3Scientific Director, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre, 4Microsurgery Unit, Jesús Usón Minimally Invasive Surgery Centre

W tym artykule

Podsumowanie

Opis dwóch różnych modeli świń tętniakowych do szkoleń z neuroradiologii i badań naukowych. Badanie to dostarcza dowodów na wykonalność tych modeli tętniaków świń i powtarzalnych metod, które są zbliżone do warunków klinicznych.

Streszczenie

Duże modele zwierząt, szczególnie świnie, są szeroko wykorzystywane do badań nad chorobami sercowo-naczyniowymi i terapiami, a także do celów szkoleniowych. W artykule opisano dwa różne modele tętniaków świń, które mogą pomóc naukowcom w badaniu nowych terapii chorób tętniaków. Te modele tętniaków są tworzone przez chirurgiczne dodanie torebki tkanki do tętnic szyjnych u świń. Gdy model jest używany do badań, torebka musi być autologiczna; Do celów treningowych wystarczy syntetyczny pokrowiec.

Po pierwsze, prawa żyła szyjna zewnętrzna (EJV) i prawa tętnica szyjna wspólna (CCA) muszą być chirurgicznie odsłonięte. EJV jest podwiązany, a worek dożylny wykonany z krótkiego segmentu. Worek ten jest następnie zszywany do eliptycznej arteriotomii wykonywanej w CCA. Zwierzęta muszą być utrzymywane w stanie heparyny podczas tworzenia modelu, a miejscowe leki rozszerzające naczynia krwionośne mogą być stosowane w celu zmniejszenia skurczów naczyń krwionośnych. Po wykonaniu szwu należy sprawdzić prawidłowy przepływ krwi, sprawdzając, czy nie ma krwawienia z linii szwów i drożności naczyń. Na koniec nacięcie chirurgiczne jest zamykane warstwami i wykonywana jest angiografia w celu zobrazowania modelu tętniaka.

Uproszczeniem tego modelu tętniaka szyjnego, który zmniejsza inwazyjność i czas operacji, jest użycie syntetycznego, a nie żylnego worka. W tym celu worek jest wcześniej dostosowywany do segmentu protezy z politetrafluoroetylenu (PTFE), którego jeden koniec jest zszywany ściśle za pomocą polipropylenowego szwu naczyniowego i sterylizowany przed operacją. Ten "worek" jest następnie przyłączany do arteriotomii wykonywanej w CCA zgodnie z opisem.

Chociaż te modele nie odtwarzają wielu zdarzeń fizjopatologicznych związanych z powstawaniem tętniaka, są one hemodynamicznie podobne do sytuacji występującej w warunkach klinicznych. Dlatego mogą być wykorzystywane do celów badawczych lub szkoleniowych, umożliwiając lekarzom naukę i praktykowanie różnych technik wewnątrznaczyniowych na modelach zwierzęcych, które są bliskie ludzkiemu systemowi.

Wprowadzenie

Tętniak wewnątrzczaszkowy (IA) jest ciężką chorobą naczyń mózgowych, która po pęknięciu powoduje do 50% śmiertelności. Jest to stosunkowo powszechny i potencjalnie śmiertelny stan, z częstością występowania od 3,6% do 6% w badaniach angiograficznych1. Naczynia wewnątrzczaszkowe są nieprawidłowo rozszerzone i ulegają rozdęcieniu z powodu wieloczynnikowych czynników ryzyka, w tym między innymi palenia tytoniu, nadciśnienia, nadmiernego spożycia alkoholu lub podeszłego wieku. Nieleczona IA może spontanicznie pęknąć, powodując krwotok podpajęczynówkowy (SAH), który jest odpowiedzialny za znaczną zachorowalność i śmierć2,3,4. Ponadto jedna trzecia pacjentów wymaga hospitalizacji lub opieki pielęgniarskiej, a tylko 30% pacjentów z SAH może powrócić do samodzielnego życia, co stanowi poważne obciążenie chorobowe u ludzi, które faktycznie uzasadnia potrzebę eksperymentów na zwierzętach5.

Obecnie pacjenci z wysokim ryzykiem pęknięcia IA i krwotoku są leczeni za pomocą okluzji głównie za pomocą wewnątrznaczyniowego zwijania, mikrochirurgicznego obcinania lub stentów przekierowujących przepływ6,7. Procedura wewnątrznaczyniowa została oceniona przez International Subarachnoid Aneurysm Trial (ISAT), wykazując, że zwijanie jest bezpieczniejsze, mniej inwazyjne, a zatem ma mniej znaczące skutki uboczne niż terapia mikrochirurgiczna3. Z tych powodów zabiegi wewnątrznaczyniowe są najczęstszymi technikami stosowanymi w leczeniu IA3. Specjalistyczne szkolenie jest wymagane, aby lekarze mogli prawidłowo wykonywać te minimalnie inwazyjne procedury8.

Ponadto, rozwój nowych urządzeń lub terapii do leczenia IA musi być dobrze ugruntowany i przetestowany w badaniach przedklinicznych przed ich przełożeniem na środowisko kliniczne6,9. Istnieją różne eksperymentalne modele zwierzęce IA w zależności od głównego celu celów badawczych lub szkoleniowych. Modele te były wykonywane u wielu gatunków, z ich ograniczeniami i zaletami. Jednak wszystkie z nich pociągają za sobą sztuczną indukcję lub chirurgiczne stworzenie ze względu na brak naturalnego IA u zwierząt2,6,9,10,11,12.

Chociaż żaden model zwierzęcy nie odtwarza idealnie ludzkiej patofizjologii, małe zwierzęta, takie jak gryzonie, są najczęściej używane w badaniach IA6. Duże gatunki są zwykle wykorzystywane do opracowywania nowych urządzeń wewnątrznaczyniowych lub szkolenia w zakresie interwencji terapeutycznych2. Wśród dużych modeli zwierzęcych powszechne jest wykorzystywanie świń do badań nad zaburzeniami i terapiami IA, a także do kursów szkoleniowych. Wynika to z ich zdolności do tolerowania zabiegu chirurgicznego oraz podobnej średnicy naczyń krwionośnych i przepływu krwi w porównaniu z ludzkimi naczyniami mózgowymi2,13.

Wybrana metoda tworzenia modelu zwierzęcego IA różni się w zależności od głównego celu każdego indywidualnego projektu badawczego, np. czy oceniane będą angiograficzne czy histologiczne punkty końcowe. W tym sensie modele stworzone przez podwiązanie chirurgiczne lub dodanie autologicznego woreczka tkanki do CCA są wykorzystywane do badań nad wzrostem IA. Modele chirurgiczne muszą być połączone z indukcją nadciśnienia, jeśli pierwszorzędowym punktem końcowym badania jest pęknięcie IA. Gdy model jest używany do celów szkoleniowych, technikę można uprościć, używając syntetycznego woreczka przyszytego do CCA bez konieczności stosowania nadciśnienia6.

Ten artykuł opisuje dwa różne modele tętniaków świń, które mogą pomóc badaczom w badaniu nowych terapii lub szkoleń w zakresie interwencji wewnątrznaczyniowych w chorobach IA. Te modele tętniaków są tworzone przez chirurgiczne dodanie torebki tkanki do CCA u świń. Gdy model jest używany do badań, worek jest autologiczny, co daje możliwość badania gojenia się tętniaka po wykluczeniu bez ingerencji jakiegokolwiek materiału egzogennego. Do celów szkoleniowych wystarczy syntetyczny woreczek, który podsumowuje anatomię wewnątrznaczyniową w celu odtworzenia procedury.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Eksperyment został zatwierdzony przez komisję etyczną Centrum Chirurgii Minimalnie Inwazyjnej Jesús Usón, a wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z hiszpańskim dekretem królewskim 53/2013 i europejskim rozporządzeniem (2010/63/WE).

1. Przygotowanie przedoperacyjne i znieczulenie

  1. Trzymaj w domu duże białe świnie o wadze 35-40 kg pojedynczo, ze swobodnym dostępem do wody i paszy raz dziennie. Aklimatyzować się na 2 tygodnie przed datą interwencji, aby przeprowadzić badanie kliniczne i dać czas na wykrycie cichych chorób.
  2. Podczas badania należy podawać następujące leki doustne w celu zapobiegania zdarzeniom zakrzepowym: kwas acetylosalicylowy (1 g/zwierzę/24 h) i klopidogrel (75 mg/zwierzę/24 h) od 7 dni przed indukcją modelu do terapii IA.
  3. Ketaminę (10 mg/kg) wstrzyknąć domięśniowo po 24-godzinnym okresie postu. Dziesięć minut później wywołać znieczulenie 1% propofolem dożylnie (3 mg/kg).
  4. Po intubacji dotchawiczej należy zastosować wziewny sewofluran w celu podtrzymania znieczulenia (3%-4,5% frakcji wdechowej). Podłączyć rurki dotchawicze do półzamkniętego, okrągłego obwodu znieczulającego podłączonego do respiratora o natężeniu przepływu świeżego gazu 0,5-1 l/min.
  5. Aby uzyskać normokapnię (35-45 mmHg CO2), kontroluj wentylację za pomocą objętości oddechowej 8-10 ml / kg. Należy zapewnić odpowiednią śródoperacyjną analgezję poprzez początkową dawkę dożylną ketorolaku (1 mg/kg) i tramadolu (1 mg/kg) oraz ciągłą infuzję remifentanylu (15-18 μg/kg/h).
  6. Potwierdź właściwą zwierzęcą płaszczyznę znieczulenia, biorąc pod uwagę utratę przytomności (hipnoza), niewrażliwość na ból, rozluźnienie mięśni i brak reakcji odruchowych14.
  7. Aby zapobiec wysuszeniu w znieczuleniu, podczas zabiegu chirurgicznego należy stosować maść weterynaryjną na oczy.
  8. Unieruchomić znieczulone zwierzęta na stole operacyjnym w pozycji leżącej. Ogolić szyje zwierząt, wyszorować jodonem powidonu i ułożyć w sterylnych warunkach.
  9. Wszystkie zabiegi wykonuj w sterylnych warunkach, przy użyciu sterylnych rękawiczek i materiału.

2. Chirurgia

  1. Dostęp chirurgiczny
    1. Wykonaj podłużne nacięcie skóry o długości 10 cm w odległości 2-3 cm na prawo od linii środkowej szyi.
  2. Krawiectwo woreczków
    1. Torebka autologiczna
      1. Aby odsłonić EJV, należy wypreparować tkankę podskórną i tłuszczową oraz wykonać hemostazę.
      2. Oddziel prawy mięsień mostkowy od tkanki łącznej i wycofaj go za pomocą retraktora Weitlanera, aby ułatwić ekspozycję na EJV.
      3. Odsłoń i zidentyfikuj EJV, który jest boczny i głębszy niż CCA (Rysunek 1A).
      4. Użyj dwóch zacisków naczyniowych buldoga, aby zatrzymać przepływ krwi wewnątrz naczynia podczas ekstrakcji odcinka żylnego.
      5. Odizolować segment EJV o średnicy 15-20 mm, aby uzyskać torebkę autologiczną.
      6. Podwiązać proksymalne i dystalne końce EJV.
      7. Przepłukać wyekstrahowany segment żyły solą fizjologiczną heparynizowaną (5 000 j.m./l).
      8. Sprawdź wnętrze wyciętego EJV i wybierz odcinek o długości 7-8 mm, w którym nie ma zastawek żylnych.
      9. Przeformuj ten segment w woreczek, zamykając jeden koniec polipropylenowym szwem biegowym 7/0 (Rysunek 1B).
      10. Do czasu użycia saszetka powinna być zanurzona w soli fizjologicznej zawieranej przez heparynę.
      11. Upewnij się, że nie ma krwawienia z podwiązanego EJV.
    2. Woreczek syntetyczny
      1. Wytnij segment o długości 1 cm z protezy PTFE (o średnicy 6-8 mm, w zależności od wielkości tętniaka, który ma zostać utworzony).
      2. Zszyj jeden koniec blisko za pomocą polipropylenowego szwu naczyniowego 6/0. Uszczelnij tę zamkniętą część protezy klejem naczyniowym, aby uniknąć krwawienia z linii szwów.
      3. Wysterylizuj ten syntetyczny przeszczep przed chirurgicznym utworzeniem tętniaka.
  3. Operacja tworzenia tętniaka
    1. Aby odsłonić CCA, należy wypreparować tkankę podskórną i tłuszczową oraz wykonać hemostazę.
    2. Oddziel prawy mięsień mostkowy od otaczającej go tkanki łącznej i wycofaj go za pomocą retraktora Weitlanera, aby ułatwić ekspozycję na CCA.
    3. Zidentyfikuj CCA. Umieść 2 pętle naczyń krzemowych na czaszkowym i dystalnym końcu odsłoniętego CCA (Rysunek 2A). Rozetnij 5 cm tego naczynia, usuwając jego przydankę za pomocą dysektora (Ryc. 2B). Podczas tego dostępu chirurgicznego należy uważać, aby nie uszkodzić nerwu błędnego, co może prowadzić do zespołu Hornera.
    4. Podawać miejscowo leki rozszerzające naczynia krwionośne (takie jak 1-2 ml nimodypiny 10 mg/50 ml), aby zapobiec skurczom naczyń krwionośnych.
    5. Heparynę podawać dożylnie (150 j.m./kg) 5 minut przed zaciśnięciem krzyżowym CCA.
    6. Umieść jeden zacisk naczyniowy buldoga w ogonowo wypreparowanej części CCA, a drugi zacisk naczyniowy buldoga w odległości 4-5 cm od siebie w czaszkowej części naczynia (Rysunek 2C).
    7. Użyj mikronożyczek, aby wykonać eliptyczną arteriotomię o średnicy 8 mm w CCA między dwoma zaciskami naczyniowymi buldoga (Rysunek 2D).
    8. Użyj heparynizowanego roztworu soli fizjologicznej (5 000 j.m./l), aby śródświetlne przepłukać segment CCA.
    9. Zszyj autologiczną lub syntetyczną torebkę do arteriotomii eliptycznej za pomocą polipropylenowego szwu biegowego 6/0 (Rysunek 3A,B). Przepłucz dystalne i proksymalne zaciski przed zakończeniem szwu woreczka.
    10. Podczas zabiegu mikrochirurgicznego należy chronić naczynie i pobliskie struktury ciepłym, heparynizowanym roztworem soli fizjologicznej.
    11. Po przyszyciu protezy lub torebki autologicznej do CCA sprawdź, czy nie ma krwawienia (Rysunek 3C, D). Najpierw usuń zacisk naczyniowy buldoga czaszkowego, a następnie ogonowy.
    12. Wykonaj hemostazę, uciskając mokrymi wacikami, jeśli występuje krwawienie z linii szwów. W razie potrzeby nałóż trakcję na pętle naczyń lub wymień zaciski naczyniowe buldoga i wykonaj szwy hemostatyczne w miejscu krwawienia. W razie potrzeby umieść kawałek hemostatycznej gąbki żelatynowej wokół protezy.
    13. Sprawdź tętno CCA czaszki do worka tętniaka, aby upewnić się, że przywrócono prawidłową drożność tętnicy szyjnej.
    14. Zamknij nacięcie chirurgiczne warstwami za pomocą szwów wchłanialnych 2/0 i skóry pojedynczymi szwami za pomocą 0 szwów niewchłanialnych.
    15. Buprenorfinę (10 μg/kg/12 h) podawać domięśniowo w ciągu pierwszych 24 godzin, a po zabiegach chirurgicznych umieścić plaster transdermiczny z fentanylem (25 μg/h) w celu uzyskania analgezji pooperacyjnej.
    16. Zmniejszyć ilość wdychanego sewofluranu i zwiększyć szybkość przepływu świeżego gazu (20 l/min), aby uzyskać warunki do regeneracji. Wyjmij rurkę dotchawiczą, gdy zwierzęta oddychają spontanicznie, a parametry fizjologiczne zostaną odzyskane, takie jak saturacja tlenem i tętno.
      UWAGA: Świeży gaz jest mieszaniną czystegoO2 (100%) i powietrza medycznego (21%O2). Wreszcie frakcja wdychanego tlenu wynosi od 50% do 45% (FiO2 = 0,5-0,45).
    17. Nie pozostawiać zwierząt bez opieki, dopóki nie odzyskają wystarczającej przytomności, aby utrzymać pozycję leżącą mostka.
    18. Zwierzęta, które przeszły operację, należy trzymać odizolowane od innych zwierząt do czasu pełnego wyzdrowienia.

3. Badanie angiograficzne i faza pooperacyjna

  1. Odczekaj 24-48 godzin, aby uniknąć uszkodzenia linii szwów.
  2. Ponownie znieczulij zwierzę, jak opisano powyżej, i ogol obszar pachwiny. Przygotuj strefę z jodonem powidonu i nałóż sterylne drapowanie.
  3. Uzyskaj dostęp do tętnicy udowej za pomocą zmodyfikowanej techniki Seldingera z osłonką wprowadzającą 6Fr.
  4. Wprowadzić cewnik headhunter 5Fr przez osłonkę kości udowej przez prowadnik hydrofilowy 0,035 cala. Pod kontrolą fluoroskopową przesuń ten cewnik do początku CCA i usuń prowadnik.
  5. Wstrzyknąć środek kontrastowy (kwas amidotrizoinowy rozcieńczony do 50% roztworem soli fizjologicznej) przez cewnik headhuntera, aby zobrazować CCA z modelem tętniaka.
  6. Gdy angiografia potwierdzi prawidłowe utworzenie modelu tętniaka, należy wykorzystać modele zwierzęce do badań lub do szkolenia procedur leczenia wewnątrznaczyniowego.
  7. Poddaj zwierzęta eutanazji po zakończeniu badań lub kursów szkoleniowych śmiertelnym dożylnym podaniem chlorku potasu (2 mmol/kg) w głębokim znieczuleniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiona technika była stosowana w różnych celach, a mianowicie w badaniach nad gojeniem tętniaków po embolizacji spiralą oraz w szkoleniu z technik embolizacji. Torebki żylne wykorzystywano do badania różnic w gojeniu przy użyciu spiral platynowych oraz bioaktywnych. Torebki zaszyto zgodnie z powyższym opisem, a 24 h po stworzeniu modelu wykonano angiogram w celu udokumentowania wymiarów i wyglądu tętniaków. Endowaskularna embolizacja spiralą przebiegła pomyślnie u wszystkich świń. W każdym przypadku tętniak lewost...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Istnieją różne techniki tworzenia modeli zwierzęcych tętniaków w zależności od celu badania. Niektóre protokoły modelowania tętniaków obejmują między innymi zabiegi chirurgiczne połączone z nadciśnieniem tętniczym lub indukcją stresu hemodynamicznego poprzez podanie angiotensyny II, nefrektomię lub dietę bogatą w sól, ponieważ głównym celem tych badań jest badanie pęknięcia tętniaka. Jednak w niniejszym badaniu warunki te nie są indukowane, ponieważ te modele zwierzęce są wykorzystywane do szkolenia neuroradiologicznego ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Badanie zostało przeprowadzone przez ICTS 'NANBIOSIS', a dokładniej przez U-21 (Eksperymentalne Sale Operacyjne), U-22 (Pomieszczenia dla Zwierząt) i U-24 (Obrazowanie Medyczne) z Centrum Chirurgii Minimalnie Inwazyjnej Jesús Usón (JUMISC). Prace te zostały sfinansowane przez Instituto de Salud Carlos III (CB16/11/00494) oraz Consejeria de Economía, Ciencia y Agenda Digital, Junta de Extremadura (GR21201), współfinansowane ze środków Europejskiego Funduszu Rozwoju Regionalnego "Sposób na tworzenie Europy". Autorzy dziękują za całą pracę wykonaną przez personel chowu, techników doświadczalnych i Joaquína Gonzáleza za zrobienie zdjęć zabiegu chirurgicznego.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Kwas acetylosalicylowySanofi700693500 mg tabletki
Kwas amidotrizoinowyBayer Hispania914614.6Środek kontrastowy 76%
Anestezjolog maszynowyMaquet Clinical Care AB6677200Maquet Flow-i C20
Zacisk naczyniowy BulldogDimeda12.092.077,5 cm
BuprenorfinaRichter Pharma Ag5788160,3 mg/ml
ClopidogrelSandoz70400575 mg tabletki
Środek kontrastowyBayer Hispania914614Urografin 36%
DissectionDimeda12.421.0121 cm
Matryca fentanylowaKern Pharma664823Plaster transdermiczny o przedłużonym uwalnianiu 25 i mikro; g/h
Sprzęt do fluoroskopiiPhilips Medical SystemsVeradius Unity
Hemostatyczna gąbka żelatynowaTakeda Farmaceutica Españ a, SA324459Wchłanialny środek hemostatyczny. Espongostan
Cewnik łowcy główBoston ScientificRF*YB15110M5 Fr 100 cm
HeparynaRovi641639Heparyna 5%
Hydrofilowy prowadnikTerumoRF*GA35153M0,035" 150 cm
Osłona wprowadzającaTerumoRS*B60N10MQ6 Fr 10 cm
KetaminaRichter Pharma Ag580395100 mg/ml
KetorolacLaboratorios Normon, S.A.60307930 mg/ml
MikrokleszczeS& TJFA-5b (1:1)Kleszczyki do mikroigieł
Uchwyt do mikroigiełS& TCurved C-14 (Art nº 00088)Uchwyt igły do mikrochirurgii
MikronożyczkiS& TAdventitia SAS-15 R-8 (Art nº 00102)Nożyczki proste do mikrochirurgii
Uchwyt igłyDimeda24.114.1212 cm
NimodipineBayer Hispania, S.L64196910 mg/50 mL
Powidon-jodCV Medica193203Powidonu roztwór jodu (10%)
PropofolOrion Corporation58847510 mg/ml
Proteza z PTFEMaquetM00201501086B0Proteza syntetyczna 6mm
RemifentanylLaboratorios Normon, S.A.6922952 mg
Rękojeść skalpelaDimeda06.104.0013.5 cm
Nożyczki (Mayo)Dimeda07.164.1414.5 cm
Nożyczki  (Metzenbaum)Dimeda07.287.1515 cm
Ostrza chirurgiczneDimeda06.122.0022
Szwy: szew wchłanialnyMedtronicGL-1232/0
Szwy: szew poplypropylenowyAragó37803Waciki 6/0 i 7/0
Texpol1063.0120 x 20 cm
Kleszczyki do tkanekDimeda10.102.11 /10.120.1111,5 cm
Klej naczyniowyHistoacryl Braun1050060Klej tkankowy
Pętle naczyńBraunB1095218Średnica 1,5 mm
WeitlanerDimeda18.670.1414 cm

Bibliografia

  1. Keedy, A. An overview of intracranial aneurysms. Mcgill Journal of Medicine. 9 (2), 141-146 (2006).
  2. Thompson, J. W., et al. In vivo cerebral aneurysm models. Neurosurgical Focus. 47 (1), 20(2019).
  3. Diaz, O., Rangel-Castilla, L. Endovascular treatment of intracranial aneurysms. Handbook of Clinical Neurology. 136, 1303-1309 (2016).
  4. Texakalidis, P., et al. Aneurysm formation, growth, and rupture: the biology and physics of cerebral aneurysms. World Neurosurgery. 130, 277-284 (2019).
  5. Petridis, A. K., et al. Aneurysmal subarachnoid hemorrhage: diagnosis and treatment. Deutsches Ärzteblatt International. 114 (13), 226-236 (2017).
  6. Strange, F., Gruter, B. E., Fandino, J., Marbacher, S. Preclinical intracranial aneurysm models: A systematic review. Brain Sciences. 10 (3), 134(2020).
  7. Diana, F., et al. Microsurgical clipping versus newer endovascular techniques in treatment of unruptured anterior communicating artery-complex aneurysms: a meta-analysis and systematic review. Neurosurgical Review. , (2021).
  8. Fernández-portales, J., et al. Modelos animales en el aprendizaje de cardiología intervencionista. Revista Española de Cardiologia Suplementos. 13, 40-46 (2013).
  9. Boillat, G., et al. Creation of two saccular elastase-digested aneurysms with different hemodynamics in one rabbit. Journal of Visualized Experiments. 170, 62518(2021).
  10. Marbacher, S., Strange, F., Frösén, J., Fandino, J. Preclinical extracranial aneurysm models for the study and treatment of brain aneurysms: A systematic review. Journal of Cerebral Blood Flow and Metabolism. 40 (5), 922-938 (2020).
  11. Murayama, Y., et al. Ion implantation and protein coating of detachable coils for endovascular treatment of cerebral aneurysms: concepts and preliminary results in swine models. Neurosurgery. 40 (6), 1233-1244 (1997).
  12. da Silva Júnior, S. L., et al. Stable experimental model of carotid artery saccular aneurysm in swine using the internal jugular vein. Revista do Colegio Brasileiro de Cirurgioes. 40, 130-136 (2013).
  13. Crisóstomo, V., et al. Common swine models of cardiovascular disease for research and training. Lab Animal. 45 (2), 67-74 (2016).
  14. Cobo, A. A., et al. Anesthesia protocols used to create ischemia reperfusion myocardial infarcts in swine. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 59 (5), 478-487 (2020).
  15. Musk, G. C., King, M., He, B. Horner Syndrome in 2 Pigs (Sus scrofa) after Vascular Grafting of the Carotid Artery and Jugular Vein. Comparative Medicine. 67 (6), 518-523 (2017).
  16. Mocco, J., et al. Aneurysm morphology and prediction of rupture: An international study of unruptured intracranial aneurysms analysis. Neurosurgery. 82 (4), 491-495 (2018).
  17. Lee, D., et al. Thrombus organization and healing in the swine experimental aneurysm model. Part I. A histological and molecular analysis. Journal of Neurosurgery. 107 (1), 94-108 (2007).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Duże modele zwierzęcetętnica szyjnaworeczek żylnyworeczek syntetycznytrening chirurgicznytechniki endowaskularnechirurgia zwierzęcaangiografia

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.