Celem tego manuskryptu jest opisanie mikrochirurgicznych kroków wymaganych do przeprowadzenia heterotopowego przeszczepu krtani u myszy. Zaletami tego mysiego modelu w porównaniu z innymi zwierzęcymi modelami przeszczepu krtani są jego opłacalność oraz dostępność testów i danych immunologicznych.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Heterotopowy model myszy do badania przeszczepu krtani
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Heterotopowy przeszczep krtani, mimo że jest technicznie trudną procedurą, oferuje więcej analiz naukowych i korzyści finansowych w porównaniu z innymi modelami zwierzęcymi. Chociaż po raz pierwszy opisana przez Shipchandlera i in. w 2009 roku, technika ta nie jest powszechnie stosowana, prawdopodobnie ze względu na trudności w nauce techniki mikrochirurgicznej i czas potrzebny na jej opanowanie. W tym artykule szczegółowo opisano etapy chirurgiczne, a także potencjalne pułapki, których należy unikać, aby zachęcić do skutecznego stosowania tej techniki.
W tym modelu, obustronne tętnice szyjne krtani dawcy są połączone z tętnicą szyjną biorcy i żyłą szyjną zewnętrzną, umożliwiając przepływ krwi przez przeszczep. Przepływ krwi można potwierdzić śródoperacyjnie poprzez wizualizację wypełnienia krwi w obustronnych tętnicach szyjnych przeszczepu, zaczerwienienie tarczycy przeszczepu oraz krwawienie z mikronaczyń w przeszczepie. Kluczowymi elementami sukcesu są delikatne zachowanie naczyń przeszczepu, wykonanie odpowiedniej wielkości arterytomii i wenotomii oraz zastosowanie odpowiedniej liczby szwów na zespoleniach tętniczo-tętniczych i tętniczo-żylnych w celu zabezpieczenia naczyń bez wycieków i zapobieżenia niedrożności.
Każdy może osiągnąć biegłość w tym modelu po odpowiednim przeszkoleniu i wykonać procedurę w ciągu około 3 godzin. Jeśli model ten zostanie przeprowadzony z powodzeniem, pozwoli na łatwe i niedrogie przeprowadzenie badań immunologicznych.
Wprowadzenie
Dla pacjentów cierpiących na nieodwracalne uszkodzenia krtani lub raka krtani, całkowita laryngektomia jest często jedyną opcją1. Całkowita laryngektomia pozostawia pacjentów bez zdolności do samodzielnego oddychania i mówienia, a także doświadcza stresu społecznego i psychicznego2. Pacjenci z rakiem krtani, którzy wymagają całkowitej laryngektomii, są doskonałymi potencjalnymi kandydatami do przeszczepu krtani. Chociaż przeprowadzono przeszczep krtani u człowieka w przypadku nieodwracalnego uszkodzenia krtani, obecnie unika się allotransplantacji krtani u tych pacjentów ze względu na obawę przed nawrotem nowotworu, możliwością przewlekłego odrzucenia i infekcji pochodzących od dawcy3. Immunosupresja jest główną przyczyną tych obaw. Dramatyczna strata pierwszego pacjenta po częściowym przeszczepie krtani z powodu nawrotu guza po konwencjonalnym leczeniu immunosupresyjnym jest dowodem na to, że należy opracować odpowiedni schemat immunosupresyjny przed podjęciem dalszych prób przeszczepu u pacjentów z rakiem krtani4,5.
Aby lepiej zrozumieć odpowiedź immunologiczną gospodarza na przeszczepioną krtań, pierwszy model przeszczepu krtani u szczurów został opracowany w 1992 roku przez Strome, a ulepszenia techniki chirurgicznej zostały wprowadzone w 2002 roku6,7. Chociaż model ten jest skuteczny w badaniu transplantacji krtani, brak czynników immunologicznych specyficznych dla szczurów i wyższe koszty związane z modelami szczurzymi doprowadziły do opracowania nowego modelu myszy do badania przeszczepu krtani w 2009 roku8.
Głównym zastosowaniem opisanej techniki jest badanie różnych schematów leków immunosupresyjnych w transplantacji krtani. Udoskonalenie obecnych terapii immunosupresyjnych może poszerzyć pulę kandydatów i doprowadzić do bezpiecznego przeszczepu u pacjentów z rakiem. Zaletą tego modelu mysiego jest jego opłacalność oraz szeroka dostępność danych i odczynników immunologicznych.
Zespoły pracujące nad schematami leczenia immunosupresyjnego w przypadku przeszczepu krtani mogą korzystać z tej metody do zbierania dużej ilości danych immunologicznych, a różne schematy leczenia mogą być szybko testowane i porównywane. Inne potencjalne metody leczenia, które mogą modulować odpowiedź immunologiczną na przeszczep, takie jak zastrzyki z komórek macierzystych, mogą być również testowane przy użyciu tego modelu. Wreszcie, można opracować eksperymenty w celu zaobserwowania długoterminowych ogólnoustrojowych skutków przeszczepu krtani poprzez wydłużenie okresu obserwacji.
Opisana tutaj technika wykorzystuje zespolenia od końca do boku, aby zapewnić przepływ tętniczy i żylny do heterotopowego przeszczepu krtani. Przeszczep jest kompleksem krtaniowo-tchawiczo-przełykowym (LTE) składającym się z krtani, tarczycy, przytarczyc, tchawicy i przełyku dawcy, z nienaruszonymi obustronnymi tętnicami szyjnymi i szypułkami. Jedna tętnica szyjna dawcy jest zespolena z tętnicą szyjną biorcy i zapewnia przepływ krwi tętniczej, podczas gdy druga tętnica szyjna dawcy jest zespolena z żyłą szyjną zewnętrzną biorcy i zapewnia przepływ krwi żylnej (Ryc. 1).
Wprowadzono kilka modyfikacji do techniki chirurgicznej modelu szczurzego, aby zapewnić sukces w modelu mysim. Na przykład zamiast środka do wstrzykiwań zastosowano wziewny środek znieczulający, aby zwiększyć kontrolę nad głębokością znieczulenia i zmniejszyć powikłania. Ciągłe szycie stosuje się w zespoleniu tętniczo-tętniczym u szczurów; Jednak ze względu na mniejszy rozmiar naczyń myszy, jest to technicznie trudne i może powodować zwężenie naczynia Lumen7. W efekcie w modelu mysim stosuje się szwy przerywane, które skutkują poprawą drożności naczyń. Dodatkowo w modelu szczurzym szypułka tętnicy tarczycy górnej (STA) jest wycinana i wizualizowana. Biorąc pod uwagę mniejszy rozmiar STA u myszy, ta sekcja może spowodować uszkodzenie, a nawet przecięcie STA. W rezultacie nie jest preparowany w modelu myszy. Zamiast tego pobliska powięź jest zachowywana, aby zapewnić, że STA jest nienaruszona.
Główne potencjalne pułapki tej techniki obejmują uszkodzenie szypułek kompleksu LTE dawcy, wykonanie nieprawidłowo zwymiarowanej arteriotomii lub venotomii, zamknięcie naczyń w miejscach zespolenia, lub pozostawienie luk w miejscach zespolenia, które mogą powodować krwawienie. Aby uniknąć tych błędów, należy zachować ostrożność podczas pobierania przeszczepu dawcy, pozostawiając mankiet z tkanki wokół szypułki STA. Arteriotomia i jadotomia powinny być wystarczająco duże, aby umożliwić przepływ krwi, ale wystarczająco małe, aby zapobiec wyciekowi. Do zespoleń należy założyć odpowiednią ilość szwów, aby zamknąć ewentualne szpary, ale nie za dużo, aby zamknąć naczynia.
Jeśli uzyskasz znajomość technik mikrochirurgicznych, zabieg ten można wykonać w ciągu około 3 godzin. Ten model przeszczepu krtani może być niezawodnie przeprowadzony u myszy i wykorzystany do badania odpowiedzi immunologicznej gospodarza po unaczynionej allotransplantacji złożonej.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
To badanie zostało przeprowadzone zgodnie z zaleceniami Mayo Clinic Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC). Myszy BalbC (w wieku 10-12 tygodni) wykorzystano jako dawców, a myszy C57 / BL6 (w wieku 10-12 tygodni) wykorzystano jako biorców, ponieważ ich główne kompleksy zgodności tkankowej, odpowiednio H-2Db i H-2Kb, są immunologicznie niezgodne, a zatem odpowiedź immunologiczna na przeszczep może być dalej badana. Wszystkie narzędzia używane podczas operacji zostały wysterylizowane (patrz rysunek uzupełniający S1 i rysunek uzupełniający S2), a pole operacyjne było utrzymywane w sterylności przez cały czas trwania protokołu zgodnie z instrukcjami IACUC.
1. Chirurgia dawcy i pobieranie przeszczepów
- Wstrzyknąć dawcy buprenorfinę o przedłużonym uwalnianiu (3,25 mg/kg masy ciała podskórnie) na 30 minut przed rozpoczęciem zabiegu. Umieść mysz w pudełku do znieczulenia gryzoni w celu indukcji znieczulenia przy 3% izofluranie dostarczanym z przepływem 1 l/minO2. Po całkowitym znieczuleniu zwierzęcia przenieś mysz do obszaru golenia i podaj 1,5% izofluranu z przepływem 1 l/minO2 w celu podtrzymania znieczulenia. Potwierdź głębokość znieczulenia szczyptą palca u nogi.
- Ogol klatkę piersiową i szyję myszy aż do linii żuchwy i nałóż krem do depilacji. Po 30 s zetrzyj krem sterylnym gazikiem zwilżonym wodą i przenieś mysz na pole operacyjne.
- Nałóż smar do oczu myszy. Umieść mysz na udrapowanej dodatkowej poduszce grzewczej, aby zapewnić odpowiednią temperaturę ciała.
- Unieruchomić mysz, trzykrotnie przygotować obszar operacyjny jodonem powidonu i alkoholem, a następnie udrapować mysz.
UWAGA: Sprawdź głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi i utrzymuj znieczulenie na poziomie 1,5% izofluranu i przepływu 1 l/minO2 przez maskę na twarz przez cały zabieg. - Wykonaj małe poziome nacięcie tuż nad wcięciem nadmostkowym. Za pomocą cienkich nożyczek podnieś skórę obustronnie przez to nacięcie aż do żuchwy. Wytnij odcinek skóry w kształcie trapezu, co powoduje odsłonięcie obustronnych gruczołów ślinowych, mięśni mostkowo-sutkowych, mięśni dwubrzuścowych i górnej części mostka (Rysunek 2A).
- Wytnij obustronne gruczoły ślinowe za pomocą kauteryzacji w górnej części, w której uwidoczniona jest mała żyła biegnąca przez gruczoł (Rysunek 2A).
UWAGA: Jeśli nie zachowa się ostrożności w celu kauteryzacji naczynia przed usunięciem gruczołu, na tym etapie można napotkać znaczne krwawienie. - Delikatnie cofnij tkankę limfatyczną i tłuszczową na boki, aby odsłonić mięśnie mostkowo-sutkowe i paskowe. Wypreparuj obustronne mięśnie mostkowo-sutkowe z otaczających tkanek i cofnij je na boki za pomocą retraktorów.
UWAGA: Ten manewr w pełni odsłoni kompleks LTE z mięśniami pasowymi i zapewni wygodną przestrzeń roboczą do rozwarstwienia tętnic szyjnych (Rysunek 2B). - Wykonaj nacięcie w linii środkowej między mięśniami paska i wytnij je obustronnie, uważając, aby nie uszkodzić leżącej poniżej tarczycy i pozostawiając ją na kompleksie LTE.
UWAGA: Po tym kroku obustronne tętnice szyjne powinny być widoczne (Rysunek 2C). - Obwodowo rozciąć wspólne tętnice szyjne do poziomu obojczyka niżej i do poziomu rozwidlenia tętnicy szyjnej powyżej. Wyciąć nerw błędny i żyłę szyjną wewnętrzną z tętnic szyjnych. Nie należy ich dołączać do zamówionego przeszczepu.
UWAGA: Tętnica tarczycy górna może być widoczna tuż nad rozwidleniem przemieszczającym się przyśrodkowo. Pozostaw cienką powięź otaczającą to naczynie nienaruszoną i nie próbuj jej rozcinać obwodowo. Naczynie to zapewnia przepływ krwi do kompleksu LTE i będzie służyć jako szypułka po przeszczepie. Zachowanie tego naczynia ma ogromne znaczenie. - Wypreparuj tętnice szyjne wewnętrzne i zewnętrzne na tyle wysoko, aby móc się podwiązywać i dzielić. Jeśli występują trudności z wizualizacją naczyń, użyj oddzielnego zwijacza, aby cofnąć mięśnie dwubrzuścowe na boki.
UWAGA: Unikaj rozwarstwiania tętnicy szyjnej zewnętrznej bliżej rozwidlenia, aby zapobiec uszkodzeniu tętnicy tarczycy górnej. Na tym etapie można napotkać tętnicę potyliczną, która rozgałęzia się od tętnicy szyjnej zewnętrznej i biegnie równolegle do tętnicy szyjnej wewnętrznej, i nie należy jej mylić z tętnicą szyjną wewnętrzną, która jest większa i znajduje się głębiej (Rysunek 2D). - Korzystanie z 8-0 szwy nylonowe, podwiązują tętnice szyjne wewnętrzne o 2 do 3 mm powyżej rozwidlenia tętnicy szyjnej. Podwiązywać tętnice szyjne zewnętrzne co najmniej 3 mm powyżej punktu rozgałęzienia tętnicy tarczycy górnej.
UWAGA: Po tych podwiązaniach kompleks LTE zostanie przeniesiony przez tętnice tarczycy górne do obustronnych tętnic szyjnych. - Podwiązać wspólne tętnice szyjne na poziomie mostka i przeciąć wszystkie podwiązane naczynia obustronnie. Utrzymuj szypułki naczyniowe na wierzchu kompleksu LTE, aby uniknąć przypadkowego uszkodzenia podczas dalszej sekcji. Aby zapobiec wyciekowi gazu lub niezamierzonej utracie znieczulenia, upewnij się, że zwierzę zmarło przed wykonaniem jakichkolwiek cięć dróg oddechowych.
- Podziel mięśnie podgnykowe na poziomie kości gnykowej. Utwórz przednią pharyngotomię nieco poniżej gnyku. Przenieś nacięcie w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby lepiej uwolnić kompleks LTE.
- Przeciąć tchawicę poniżej piątego pierścienia tchawicy i przeprowadzić nacięcie przez przełyk w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby dolnie uwolnić kompleks LTE. Uwolnij tchawicę i przełyk od leżącej poniżej powięzi przedkręgowej z kierunku niższego do górnego.
UWAGA: Ustawianie szypułek naczyniowych na wierzchu kompleksu LTE, aby uniknąć przypadkowego uszkodzenia podczas dalszej sekcji. - Utwórz przednią pharyngotomię nieco poniżej gnyku. Przenieś nacięcie w dół do rozcięgna przedkręgowego, aby lepiej uwolnić kompleks LTE. Podziel wszelkie pozostałe przyczepy limfoidalne lub tkanki łącznej między kompleks LTE a otaczającą tkankę. Usuń graft.
UWAGA: Przeszczep zawiera krtań dawcy, tchawicę, tarczycę, przytarczyce, przełyk i mięśnie krtani jako jednostkę złożoną (Ryc. 2E).
2. Przygotowanie do szczepienia
- Pobrany przeszczep należy umieścić na sterylnej szalce Petriego i przemyć zwykłą solą fizjologiczną, aby pozbyć się wszelkich skrzepów krwi. Za pomocą mikrokleszczyków delikatnie wydoić krew i skrzepy z obustronnych tętnic szyjnych. Rozszerz obustronne tętnice szyjne za pomocą mikrorozszerzaczy 1 mm.
- Za pomocą igły o sile 30 g z końcówką wstrzyknąć około 2 ml heparynizowanej soli fizjologicznej do każdej tętnicy szyjnej, aby przepłukać przeszczep.
UWAGA: Można zaobserwować wypłukiwanie krwi i soli fizjologicznej z przeciwległej tętnicy szyjnej i małych wolnych końców naczyń, co potwierdza nienaruszone tętnice tarczycowe górne. - Wyciąć przydankę z dala od końców tętnic, aby miały czyste krawędzie do zespolenia.
UWAGA: Przeszczep można pozostawić w heparynizowanym roztworze soli fizjologicznej i zrobić krótką przerwę na okres do 3 godzin przed przesadzeniem go do biorcy9.
3. Operacja biorcy i zespolenie naczyń krwionośnych
- Przygotuj mysz biorcy w taki sam sposób, jak opisano dla dawcy, po etapach indukcji znieczulenia, golenia i przygotowania chirurgicznego. Wstrzyknąć mysz-biorcy podskórnie środek przeciwbólowy o przedłużonym uwalnianiu na 30 minut przed rozpoczęciem operacji.
- Za pomocą skalpela wykonaj nacięcie szyi w linii środkowej rozciągające się od linii żuchwy wyżej do mostka niżej. Podnieś skórę po lewej stronie i cofnij ją na boki.
- Wyciąć lewy gruczoł ślinowy, kauteryzując naczynia górne, jak opisano wcześniej. Wyciąć tkankę tłuszczową i limfatyczną, dzieląc wszelkie widoczne naczynia za pomocą kauteryzacji niskotemperaturowej, uważając, aby nie uszkodzić leżącej poniżej żyły szyjnej zewnętrznej (Ryc. 3A).
- Rozetnij obwodowo żyłę szyjną zewnętrzną. Do zespolenia należy użyć co najmniej 5 mm wolnej długości naczynia. Użyj kauteryzacji niskotemperaturowej lub podwiązania i podziel wszelkie stosunkowo duże żyły odgałęziające się od żyły szyjnej.
- Wypreparuj mięsień mostkowo-sutkowy i wycofaj go na boki. Utrzymuj wyciętą żyłę chronioną za mięśniem, aby uniknąć bezpośredniego kontaktu z retraktorem.
- Wytnij mięśnie lewego paska, aby uzyskać dostęp do tętnicy szyjnej biorcy. Obwodowo rozciąć tętnicę szyjną wspólną od obojczyka niżej aż do rozwidlenia tętnicy szyjnej powyżej (Rysunek 3B).
- Przełóż materiał tła pod zewnętrzną żyłą szyjną i nałóż podwójnie przybliżające zaciski naczyń V3.
- Umieść nylonowy szew 10-0 przez przednią ścianę żyły szyjnej zewnętrznej w miejscu pożądanej wenotomii i użyj tego szwu, aby pociągnąć do przodu i nacisnąć naczynie.
- Przytnij do szwu za pomocą mikronożyczek na tyle głęboko, aby stworzyć wenotomię z pojedynczą szczeliną o odpowiednim rozmiarze i upewnij się, że cięcie całkowicie przechodzi przez ścianę żylną.
- Za pomocą igły o sile 30 G z końcówką przepłukać wnętrze żyły heparynizowaną solą fizjologiczną.
- Umieść kompleks LTE dawcy między lewą tętnicą szyjną biorcy a lewą żyłą szyjną zewnętrzną. Wyrównaj wolny koniec lewej tętnicy szyjnej dawcy w kierunku lewej żyły szyjnej zewnętrznej biorcy i ściąj końce naczyń ostrymi nożyczkami.
- Za pomocą czterech nylonowych szwów przerywanych 10-0 zespolenie lewa tętnica szyjna dawcy i biorca lewa żyła szyjna zewnętrzna w sposób koniec do boku.
- Wsuń materiał tła pod wspólną tętnicę szyjną biorcy i umieść podwójnie przybliżające zaciski naczynia A3 na wspólnej tętnicy szyjnej biorcy. Wykonać arteriotomię w taki sam sposób jak w przypadku wenotomii.
UWAGA: Upewnij się, że arteriotomia ma ten sam rozmiar co światło tętnicy szyjnej dawcy. Jeśli jest zbyt duży, po zdjęciu klamer wystąpi obfite krwawienie. Jeśli jest zbyt mały, przepływ krwi do przeszczepu będzie utrudniony. - Zespolenie prawej tętnicy szyjnej dawcy z lewą tętnicą szyjną biorcy w sposób końcowy za pomocą sześciu nylonowych szwów przerywanych 10-0.
UWAGA: W całym zespoleniu naczyniowym należy przestrzegać prawidłowej techniki mikrokrążenia. Przejście przez tylną ścianę powoduje znaczne zwężenie przepływu krwi, co zagraża przeżyciu przeszczepu. Ze względu na mały rozmiar naczyń, próba ponownego założenia szwów jest bardzo trudna. - Usuń zaciski po stronie żylnej. W przypadku wystąpienia krwawienia należy delikatnie docisnąć bawełnianymi końcówkami.
- Usuń zaciski na tętnicy i natychmiast delikatnie uciskaj bawełnianymi końcówkami.
UWAGA: Na tym etapie spodziewane jest pewne krwawienie, które zwykle ustępuje po 1 minucie przy delikatnym ucisku. - Sprawdź integralność przepływu krwi w tętnicy i żyle.
UWAGA: Przy nienaruszonym przepływie tętniczym zwykle obserwuje się pulsację tętnicy szyjnej dawcy, a tarczyca dawcy zmienia się z zaczerwienionego przezroczystego koloru z powrotem na pierwotny czerwonawy kolor. Można również zaobserwować czerwone zabarwienie małych naczyń na kompleksie LTE. - Przepłukać pole operacyjne heparynizowaną solą fizjologiczną i zamknąć nacięcie skóry szwem monofilamentowym 5-0 w sposób ciągły. Nałóż maść z antybiotykiem lub klej do skóry na nacięcie.
- Wstrzyknij podskórnie 1 ml ciepłej soli fizjologicznej, aby uwzględnić utratę płynów podczas operacji.
- Przerwij znieczulenie i przenieś mysz do klatki rekonwalescencji. Obserwuj mysz na poduszce grzewczej, aż całkowicie się obudzi, aby uniknąć hipotermii.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Potwierdzenie pomyślnego przeszczepienia
Stosując opisany powyżej protokół, można ocenić przepływ krwi do kompleksu LTE, obserwując pulsację tętnicy szyjnej dawcy po zdjęciu zacisków naczyniowych. Pulsacja jest zazwyczaj widoczna, a natychmiastowe czerwone zabarwienie tętnicy dawcy potwierdza aktywny przepływ krwi (Rysunek 4A). Jeśli anastomoza nie jest skuteczna, tętnica nie będzie pulsować, będzie wyglądać na częściowo zapadniętą i będzie miała blady kolor (
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Częstość występowania i częstość występowania raka krtani wzrosła odpowiednio o 12% i 24% w ciągu ostatnich trzech dekad, a wielu z tych pacjentów przechodzi laryngektomię w celu leczenia10. Procedura ta znacznie pogarsza jakość życia danej osoby, dlatego pożądane jest alternatywne leczenie. Unaczyniona kompozytowa allotransplantacja krtani może poprawić zdolność pacjenta do oddychania i mówienia; Jednak nadal potrzebne są badania, zanim technika ta będzie mogła być wykorzystana klinicznie w tej p...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy deklarują, że nie mają konkurencyjnych interesów finansowych. Koszty podróży i utrzymania Egehana Salepciego związane z badaniami zostały sfinansowane przez Turecką Radę Badań Naukowych i Technologicznych (TUBITAK).
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Randallowi Raishowi za doskonałą pomoc w filmowaniu i edycji.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| #1 Spinacze | do papieru Zszywki | OP-7404 | Klipsy są kształtowane ręcznie do użycia jako zwijacze |
| 1 cc Strzykawki insulinowe | BD | 329412 | 27 G 5/8 |
| 10-0 Ethilon Nylonowy szew | Ethicon | 2870G | |
| 25 G Precyzyjna igła ślizgowa | BD | 305125 | |
| Strzykawka z końcówką Luer-Lok 1 w 3 ml | BD | ||
| 30 G Sterylne standardowe igły | Cellink | NZ5300505001 | |
| 5-0 Szew monokrylowy | Ethicon | Y822G | |
| 8-0 Nici nylonowe Ethilon | Kleszcze | 2815G | |
| Narzędzia do nauki o nauce | 11027-12 | Proste, 1 x 2 zęby | |
| Nożyczki Adventitia | S& T | SAS-10 | 19 mm, 10 cm, prosty |
| Kleszcze kątowe | Fine Science Tools | 00109-11 | 45/11 cm |
| Sztuczne łzy Smar Maść okulistyczna | Akorn Animal Health | 59399-162-35 | |
| Tkanina bandażowa Czubek palca | Cardinal Healthcare | 299399 | |
| Roztwór betadyny Waciki | Purdue | 67618-153-01 | |
| Buprenex Injection | CIII | 12495-0757-1 | 0,3 mg / ml |
| Zacisk do stosowania kleszczy bez blokady | Dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowe | ASSI. CAF5 | 14 cm |
| Waciki bawełniane | Puritan | 10806-001-PK | |
| DeBakey Kleszcze | |||
| Dermabond Mini | Cardinal Healthcare | 315999 | |
| Deski preparacyjne | Mopec | 22-444-314 | |
| Sterylna jednorazowa szalka Petriego Falcon | Corning | 25373-041 | 35 mm |
| Drobne nożyczki | Fine Science Tools | 14029-10 | Zakrzywiona ostro-10 cm |
| Złota 2-biegowa maszynka do strzyżenia ostrzy A5 | Oster | 008OST-78005-140 | #10 |
| Depilator Sensitive Formula | Nair | 2260000033 | |
| Heparyna | Meitheal Pharmaceuticals | 71288-4O2-10 | 10 000 jednostek USP na 10 ml |
| Isoflurane | Piramal Healthcare | 66794-013-25 | |
| Niskotemperaturowy kauteryzator Micro Fine Tip | Bovie Medical | AA90 | |
| Mercian Widoczność Materiał tła | Synovis Micro Companies | VB3 | Zielony |
| zacisk aproksymatora mikronaczyniowego bez ramy | Dokładny chirurgiczny i Amp; Instrumenty naukowe | ASSI. ABB11V | 0,4-1 mm Średnica naczynia |
| Zestaw maski na twarz myszy | Xenotec | XRK-S | |
| Mały uchwyt na igłę | S& T | C-14 W | 5,5 ", 8 mm, 0,4 mm |
| Press n' Seal | Glad | 70441 | |
| Skalpel | Braun | BA210 | 10 ostrzy |
| Pojedynczy mini zacisk do naczyń | Dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowe | ASSI. ABB11M.31 | (8 mm), 3 x 1 mm Rnd. Bl., Mikroskop |
| stereoskopowy | Olympus | SZ61 | |
| Sterylne podkładki nasączone alkoholem | Fisherbrand | 06-669-62 | |
| Sterylne jednorazowe prześcieradła do serwowania | Dynarex | DYN4410-CASE | |
| Sterylne gaziki | Dukal | 1212 | |
| Sterylne sola fizjologiczna | Hospira | 236173 | NaCl 0,9% |
| sterylne rękawice chirurgiczne | Gammex | 851_A | |
| Kleszcze proste | Narzędzia do nauki o naukach | 00108-11 | 11 cm |
| Kleszczyki do tkanek | Dokładne chirurgiczne i Instrumenty naukowe | ASSI. JFLP3 | 13.5 cm, 8 mm, 0.3 mm |
| Nożyczki do wzorów Vannas | Dokładny chirurgiczny i Instrumenty naukowe | ASSI. SDC15RV | 15 cm, 8 mm, zakrzywione ostrze 7 mm |
| Nożyczki sprężynowe Vannas | Narzędzia do nauki | 15000-10 | Krawędź tnąca 3 mm, zakrzywiona |
| końcówka rozszerzacza naczynia | Fine Science Tools | 00126-11 | Średnica 0,1 mm/kątowy 10/11 cm |
| Rozszerzacz naczyń, linia klasyczna | S& T | D-5a.3 W | 9 mm, 0,3 mm, kątowy 10 |
Bibliografia
- Strome, M., et al. Laryngeal transplantation and 40-month follow-up. The New England Journal of Medicine. 344 (22), 1676-1679 (2001).
- Hilgers, F. J. M., Ackerstaff, A. H., Aaronson, N. K., Schouwenburg, P. F., Zandwijk, N. Physical and psychosocial consequences of total laryngectomy. Clinical Otolaryngology. 15 (5), 421-425 (1990).
- Heyes, R., Iarocci, A., Tchoukalova, Y., Lott, D. G. Immunomodulatory role of mesenchymal stem cell therapy in vascularized composite allotransplantation. Journal of Transplantation. 2016, (2016).
- Kluyskens, P., Ringoir, S. Follow-up of a human larynx transplantation. Laryngoscope. 80 (8), 1244-1250 (1970).
- Krishnan, G., et al. The current status of human laryngeal transplantation in 2017: A state of the field review. Laryngoscope. 127 (8), 1861-1868 (2017).
- Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. Rat model for a vascularized laryngeal allograft. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), 950-953 (1992).
- Lorenz, R. R., Dan, O., Nelson, M., Fritz, M. A., Strome, M. Rat laryngeal transplant model: technical advancements and a redefined rejection grading system. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 111 (12), 1120-1127 (2002).
- Shipchandler, T. Z., et al. New mouse model for studying laryngeal transplantation. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 118 (6), 465-468 (2009).
- Strome, M., Wu, J., Strome, S., Brodsky, G. A comparison of preservation techniques in a vascularized rat laryngeal transplant model. The Laryngoscope. 104 (6), 666-668 (1994).
- Nocini, R., Molteni, G., Mattiuzzi, C., Lippi, G. Updates on larynx cancer epidemiology. Chinese Journal of Cancer Research. 32 (1), 18-25 (2020).
- Strome, S., Sloman-Moll, E., Wu, J., Samonte, B. R., Strome, M. Rat model for a vascularized laryngeal allograft. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 101 (11), (1992).
- Work, W. P., Boles, R. Larynx: Replantation in the dog. Archives of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 82 (4), 401-402 (1965).
- Birchall, M. A., et al. Model for experimental revascularized laryngeal allotransplantation. British Journal of Surgery. 89 (11), 1470-1475 (2002).
- Nakai, K., et al. Rat model of laryngeal transplantation with normal circulation maintained by combination with the tongue. Microsurgery. 23 (2), 135-140 (2003).
- Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. Long-term laryngeal allograft survival using low-dose everolimus. Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 142 (1), 72-78 (2010).
- Lott, D. G., Russell, J. O., Khariwala, S. S., Dan, O., Strome, M. Ten-month laryngeal allograft survival with use of pulsed everolimus and anti-αβ T-cell receptor antibody immunosuppression. Annals of Otology, Rhinology & Laryngology. 120 (2), 131-136 (2011).
- Lott, D. G., Dan, O., Lu, L., Strome, M. Decoy NF-κB fortified immature dendritic cells maintain laryngeal allograft integrity and provide enhancement of regulatory T cells. The Laryngoscope. 120 (1), 44-52 (2010).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
