Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Obrazowanie biomolekularne wychwytu komórkowego nanocząstek przy użyciu multimodalnej nieliniowej mikroskopii optycznej

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63637

⸱

16 maja 2022

 ,  ,  , 
1Biomedical Physics, School of Physics and Astronomy, University of Exeter

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Ten artykuł przedstawia integrację modułu spektralnego ogniskowania i lasera impulsowego o podwójnym wyjściu, umożliwiającego szybkie obrazowanie hiperspektralne nanocząsteczek złota i komórek rakowych. Praca ta ma na celu zademonstrowanie szczegółów multimodalnych nieliniowych technik optycznych na standardowym laserowym mikroskopie skaningowym.

Streszczenie

Badanie nanocząsteczek złota (AuNPs) w żywych systemach jest niezbędne do odkrycia interakcji między AuNPs a tkankami biologicznymi. Co więcej, dzięki integracji nieliniowych sygnałów optycznych, takich jak wymuszone rozpraszanie Ramana (SRS), fluorescencja wzbudzona dwoma fotonami (TPEF) i absorpcja przejściowa (TA) w platformę obrazowania, można ją wykorzystać do ujawnienia kontrastu biomolekularnego struktur komórkowych i AuNP w sposób multimodalny. W artykule przedstawiono multimodalną nieliniową mikroskopię optyczną i zastosowano ją do wykonywania specyficznego chemicznie obrazowania AuNP w komórkach nowotworowych. Ta platforma obrazowania zapewnia nowatorskie podejście do opracowywania bardziej wydajnych funkcjonalizowanych AuNP i określania, czy znajdują się one w naczyniach krwionośnych otaczających guz, przestrzeniach okołokomórkowych lub komórkowych.

Wprowadzenie

Nanocząstki złota (AuNPs) wykazały duży potencjał jako biokompatybilne sondy obrazowania, na przykład jako skuteczne podłoża spektroskopii Ramana (SERS) w różnych zastosowaniach biomedycznych. Główne zastosowania obejmują takie dziedziny, jak biodetekcja, bioobrazowanie, spektroskopia wzmocniona powierzchniowo i terapia fototermiczna w leczeniu raka1. Co więcej, badanie AuNP w organizmach żywych ma kluczowe znaczenie dla oceny i zrozumienia interakcji między AuNP a systemami biologicznymi. Istnieją różne techniki analityczne, w tym spektroskopia w podczerwieni z transformacją Fouriera (FTIR)2, spektrometria mas z indukcyjnie sprzężoną ablacją laserową (LA-ICP-MS)3 oraz obrazowanie metodą rezonansu magnetycznego (MRI)4, które zostały z powodzeniem wykorzystane do zbadania rozmieszczenia AuNP w tkankach. Niemniej jednak metody te mają kilka wad, takich jak czasochłonność i skomplikowane przygotowanie próbki3, wymagające długiego czasu akwizycji, lub brak submikronowej rozdzielczości przestrzennej2,4.

W porównaniu z konwencjonalnymi technikami obrazowania, nieliniowa mikroskopia optyczna oferuje kilka zalet do badania żywych komórek i AuNPs: Nieliniowa mikroskopia optyczna osiąga większą głębokość obrazowania i zapewnia wewnętrzną zdolność do optycznego cięcia 3D przy użyciu ultraszybkich laserów bliskiej podczerwieni. Dzięki znacznej poprawie szybkości obrazowania i czułości wykrywania, dwufotonowa fluorescencja wzbudzona (TPEF)5,6,7 i generacja drugiej harmonicznej (SHG)8,9,10 Wykazano, że mikroskopia jeszcze bardziej usprawnia nieinwazyjne obrazowanie endogennych biomolekuł w żywych komórkach i tkankach. Ponadto, wykorzystując nowatorskie nieliniowe techniki optyczne z pompą i sondą, takie jak absorpcja przejściowa (TA)11,12,13,14 i stymulowane rozpraszanie Ramana (SRS)15,16,17,18możliwe jest wyprowadzenie bezznacznikowego kontrastu biochemicznego struktur komórkowych i AuNPs. Wizualizacja AuNP bez użycia znaczników zewnętrznych ma ogromne znaczenie, ponieważ zaburzenia chemiczne nanocząstek modyfikują ich właściwości fizyczne, a tym samym ich absorpcję w komórkach.

Ten protokół przedstawia implementację modułu SF-TRU (Spectral Focusing Timing and Recombination Unit) dla lasera impulsowego o podwójnej długości fali, umożliwiając szybkie multimodalne obrazowanie AuNP i komórek nowotworowych. Praca ta ma na celu zademonstrowanie szczegółów zintegrowanych technik TPEF, TA i SRS w laserowym mikroskopie skaningowym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Włączanie systemu laserowego

  1. Włącz system blokad i wybierz laser ramienia przed uruchomieniem systemu.
  2. Włącz komputer z oprogramowaniem, aby sterować laserem femtosekundowym z podwójnym wyjściem.
  3. Załaduj oprogramowanie dla lasera femtosekundowego z podwójnym wyjściem; oprogramowanie to umożliwia włączanie i wyłączanie lasera oraz bezpośrednio kontroluje długość fali wiązki pompy.
  4. Włącz emisję lasera, przytrzymując ikonę zasilania, aby policzyć do 3.
  5. Poczekaj, aż laser się rozgrzeje, a kontrolka gotowości do pracy z laserem zaświeci się na zielono w oprogramowaniu.
  6. Długość fali wiązki pompy jest bezpośrednio kontrolowana przez oprogramowanie i może wynosić od 680 do 1 300 nm. Do obrazowania komórkowego w obszarze wibracyjnym Ramana C-H wybierz 802 nm.
  7. Otwórz żaluzje przestrajalnej wiązki pompy i wiązki Stokesa 1,045 nm, przytrzymując obrazy przysłony przez 3 s.
    UWAGA: Wskazówki dotyczące bezpieczeństwa lasera Laser femtosekundowy z podwójnym wyjściem jest laserem impulsowym na podczerwień klasy IV i może spowodować trwałe uszkodzenie wzroku. Dlatego podczas wykonywania tej procedury należy przestrzegać wszystkich lokalnych przepisów dotyczących bezpieczeństwa lasera: (i) Tylko upoważnieni użytkownicy, którzy przeszli szkolenie w zakresie bezpieczeństwa lasera, mogą wykonywać tę procedurę. (ii) Wejście do laboratorium odbywa się za pomocą karty magnetycznej z zamkiem w drzwiach pomieszczenia. (iii) Przez większość operacji wiązki laserowe są całkowicie zamknięte. (iv) Gdy wiązka laserowa jest naświetlona, należy nosić laserowe okulary ochronne (użyj laserowych okularów ochronnych LG9, które blokują OD 7+ zarówno pompę, jak i wiązki Stokesa).

2. Włączanie jednostki rekombinacji i czasu ogniskowania spektralnego (SF-TRU)

  1. Załaduj oprogramowanie ATM na ten sam komputer co oprogramowanie laserowe, które steruje stopniami opóźnienia i tłumikami lasera w jednostce SF-TRU.
    UWAGA: To urządzenie jest odpowiedzialne za upewnienie się, że pompa i belki Stokesa zachodzą przestrzennie na siebie, kontrolowanie dyspersji w pompie i belkach Stokesa oraz kontrolowanie opóźnienia czasowego między pompą a belkami Stokesa. Polaryzacja zarówno pompy, jak i belek Stokesa jest pionowa. Należy pamiętać, że każda wiązka jest wyposażona w płytkę półfalową, która niezależnie kontroluje polaryzację przed wyjściem z SF-TRU.
  2. Upewnij się, że zarówno pompa, jak i lasery Stokesa są osłabione do <10% (pompa) i <15% (wiązki Stokesa). Jeśli wiązki nie są tłumione, moc lasera może spowodować uszkodzenie systemu i spalenie próbek biologicznych.
  3. W przypadku obrazowania komórkowego ustaw optymalne ustawienia lasera na 6% (pompa) i 10% (Stokes), co odpowiada 12 mW i 30 mW na próbce.
  4. SF-TRU ma dwa ustawienia: tryb femtosekundowy (fs) i tryb pikosekundowy (ps).
  5. W trybie fs wciśnij pokrętła po obu stronach pudełka (spowoduje to usunięcie siatek dyspersyjnych ze ścieżki wiązki).
  6. W trybie ps wyciągnij pokrętła po obu stronach pudełka (spowoduje to umieszczenie siatek dyspersyjnych na ścieżce wiązki).
  7. W przypadku obrazowania hiperspektralnego wybierz tryb ps.
  8. Upewnij się, że stopień opóźniający znajduje się we właściwej pozycji, aby pompa i wiązki Stokesa czasowo zachodziły na siebie w celu obrazowania C-H w tym systemie.
  9. Upewnij się, że ustawienia dyspersji pompy i wiązki Stokesa są prawidłowe; dla pompy 802 nm jest to 5 mm dla belki pompy i 30 mm dla belki Stokesa.

3. Modulacja wiązki Stokesa do obrazowania SRS

  1. W celu wykrycia SRS moduluj intensywność wiązki Stokesa.
  2. Włączyć generator sygnału do modulacji wiązki.
  3. Przywołaj poprzednie ustawienia, które są następujące:
    WYJŚCIE 1: Fala prostokątna: Częstotliwość = 19,5 MHz, Amplituda = 1,4 V.
    WYJŚCIE 2: Fala prostokątna: Częstotliwość = 19,5 MHz, Amplituda = 300 mV.
  4. Włączyć wyjścia 1 i 2.
  5. Podłącz wyjście 1 do amplifier dla EOM w skrzynce SF-TRU za pomocą BNC.
  6. Podłącz wyjście 2 do wzmacniacza lock-in używanego do wykrywania SRS za pomocą BNC.
  7. Włączyć zasilanie wzmacniacza na suwnicy.

4. Włączanie wzmacniacza lock-in

  1. Do obrazowania SRS należy użyć modułu detekcji SRS, który składa się z fotodiody o dużej powierzchni i specjalnie zaprojektowanego wzmacniacza typu lock-in.
  2. Włączyć zasilanie do wzmacniacza lock-in na suwnicy.
  3. Załaduj oprogramowanie wzmacniacza typu lock-in "SRS detection Module" na komputer.
  4. W oprogramowaniu wybierz następujące ustawienia: Faza = 0°, Przesunięcie = -80 mW, Wzmocnienie = 58 dB.
  5. Wybierz stałą czasową integracji wzmacniacza typu lock-in w oprogramowaniu: w przypadku obrazowania komórek stała czasowa 2 μs zapewnia obrazy o dobrej jakości.

5. Operowanie na laserowym mikroskopie skaningowym

  1. Włącz wtyczki wszystkich urządzeń z wyjątkiem skrzynki pilota zdalnego sterowania. Poczekaj, aż zaświeci się tryb czuwania na skrzynce sterowniczej znajdującej się w górnej części suwnicy.
  2. Włącz skrzynkę zdalnego sterowania na suwnicy i włącz z tyłu skrzynki. Poczekaj, aż kontrolka pilota zmieni kolor na niebieski (na skrzynce sterowniczej) i naciśnij Rozpocznij operację.
  3. Włącz komputer laserowego mikroskopu skaningowego.
  4. Uruchom oprogramowanie mikroskopu konfokalnego.
  5. Sprawdź drogę światła mikroskopu za pomocą oprogramowania komputerowego.
    UWAGA: W mikroskopie wprowadzono pewne modyfikacje, aby nadawał się do obrazowania SRS: (i) W ścieżce wiązki do koła filtrów dodano krótki przebieg 775 nm, w którym wiązki laserowe wchodzą do jednostki skanującej, można to wybrać w zakładce Lightpath w oprogramowaniu komputerowym. (ii) Zamiast używać wbudowanych w mikroskop konfokalny PMT do wykrywania, do ścieżki światła przechodzącego dodano specjalnie zaprojektowany detektor, który umożliwia wykrywanie zarówno SRS, jak i CARS. (iii) Wyjścia z tych detektorów są podłączone do skrzynki analogowej na suwnicy. Sygnał CARS z PMT podłączany jest BNC do CD1, a sygnał SRS ze wzmacniacza lock-in podłączany jest BNC do CD2.
  6. Steruj ostrością za pomocą ekranu dotykowego, pokręteł pilota zdalnego sterowania lub oprogramowania komputerowego.
  7. Wybierz żądane ustawienia obrazu w oprogramowaniu, w tym powiększenie, rozmiar obrazu w pikselach i czas przebywania pikseli.
  8. Upewnij się, że szybkość obrazowania (czas przebywania piksela) jest większa niż czas integracji ustawiony w oprogramowaniu wzmacniacza lock-in.
    UWAGA: Do obrazowania użyto obiektywu zanurzonego w wodzie NA 1.2.

6. Montaż próbki w stoliku mikroskopu

  1. Przygotuj próbki komórek do obrazowania w następujący sposób.
    1. Hodowla komórek raka sutka myszy 4T1 w RPMI-1640 uzupełniona 10% płodową surowicą bydlęcą (FBS). Zmieniaj pożywkę co 2 dni i przechodź komórki w tempie 70%–80% konfluencji.
      UWAGA: Pasaże 8-10 były używane przez cały czas trwania opisanych tutaj eksperymentów.
    2. W przypadku eksperymentów obrazowych inkubować 1 x 105 komórek na kwadratowych szkiełkach nakrywkowych przez 24 godziny w temperaturze 37 °C, 5% CO2 . Następnie przemyć komórki wstępnie podgrzanym roztworem soli fizjologicznej buforowanej fosforanami (PBS) i inkubować z nanocząstkami złota (rozcieńczenie 1:100 w pożywce do hodowli komórkowych, stężenie podstawowe: 2,3 x10 10 cząstek/ml, średnica: 60 nm) przez 4 godziny.
    3. Przed obrazowaniem umyj komórki lodowatym PBS i utrwal je 4% paraformaldehydem w PBS przez 15 minut w temperaturze pokojowej (RT). Umyj komórki PBS 3x, a następnie zamontuj między dwoma szkiełkami nakrywkowymi w celu obrazowania.
  2. Umieść kroplę wody destylowanej na obiektywie zanurzenia w wodzie, który skupia wiązki laserowe na próbce między obiektywem a próbką. Następnie umieść próbkę na stoliku mikroskopu.
  3. Kondensator z NA 1.4 zbiera światło rozchodzące się do przodu. Umieścić kroplę wody między skraplaczem a próbką do obrazowania. Ustawić wysokość kondensatora na około 1 mm nad próbką, aby zebrać maksymalną ilość światła.
  4. Detektor SRS znajduje się na ruchomym uchwycie, co pozwala na jego wsunięcie i wysunięcie z toru optycznego odbioru. W celu skupienia ostrości na próbce za pomocą światła białego, należy przesunąć detektor SRS poza tor wiązki.
  5. Umieść detektor z powrotem na ścieżce wiązki, gotowy do obrazowania SRS.

7. Zmiana przesunięcia Ramana i zbieranie danych hiperspektralnych

UWAGA: Przesunięcie Ramana, przy którym odbywa się obrazowanie, zależy od pozycji stopnia opóźniającego w skrzynce SF-TRU i długości fali wiązki pompy z systemu laserowego.

  1. W przypadku dużych zmian w przesunięciu Ramana należy zmienić długość fali lasera. Na przykład, aby obrazować drgania CO w zakresie 2,800–3,100 cm-1, wybierz 802 nm, natomiast w przypadku obrazowania około 1,600 cm-1 dla piku amidu I, wybierz wiązkę pompy przy 898 nm. Dostosuj to za pomocą oprogramowania.
  2. Aby uzyskać niewielkie korekty w przesunięciu Ramana, zeskanuj stopień opóźniający w jednostce SF-TRU.
  3. SF-TRU podaje pozycje stopnia opóźniającego w milimetrach (mm). Aby przeliczyć pozycję stopnia opóźniającego z mm na cm-1, wykonaj kalibrację skanowania hiperspektralnego przy użyciu próbki kulek polistyrenowych i porównaj pozycje pików znalezione w skanie kalibracyjnym z tymi wykonanymi w spontanicznym układzie Ramana. W ten sposób otrzymamy równanie liniowe, które przeliczy pozycję stopnia opóźniającego w mm na przesunięcie Ramana w cm-1.
  4. Aby wygenerować skan hiperspektralny, należy wykonać serię zdjęć w różnych pozycjach etapu opóźnienia.
  5. Aby zsynchronizować akwizycję obrazu i ruch stopnia opóźniającego, użyj jednostki analogowej do wysyłania i odbierania sygnałów TTL do iz systemu SF-TRU.
    UWAGA: Aby to zrobić, skrzynka analogowa ma następujące połączenia: (i) TRIG OUT VD1 - jest podłączony do SF-TRU za pomocą BNC i wysyła sygnał TTL, aby powiedzieć opóźnieniu stage, aby przesunął się o krok +1. (ii) TRIG In 1 - w tym przypadku sygnał jest odbierany przez BNC, gdy stopień opóźniający zakończy swój ruch, i jest on używany do wyzwolenia następnego obrazu w szeregu czasowym.
  6. Dla zestawu danych hiperspektralnych wybierz następujące ustawienia w oprogramowaniu mikroskopu konfokalnego:
    1. Na karcie Trigger (Wyzwalacz) wybierz opcję Start by TTL trigger (ON) i Trigger (every frame).
    2. Na karcie Serie ustaw szeregi czasowe WŁĄCZONE i szeregi z WYŁĄCZONE.
    3. Ustaw liczbę klatek w szeregach czasowych tak, aby odpowiadała liczbie kroków w oprogramowaniu ATM (w tym miejscu jest używana liczba 101 kroków).
  7. W oprogramowaniu bankomatu przejdź do zakładki Uruchom.
    1. Ustaw pozycje stopnia opóźnienia w milimetrach dla rozpoczęcia i zakończenia skanowania hiperspektralnego. W przypadku obszaru o wysokiej liczbie falowej CH użyj pozycji początkowej = 90.25 mm i pozycji końcowej = 92.25 mm.
    2. Upewnij się, że liczba kroków odpowiada liczbie ramek w oprogramowaniu mikroskopu konfokalnego.
  8. Po sprawdzeniu prawidłowych ustawień należy najpierw uruchomić stos hiperspektralny w oprogramowaniu mikroskopu konfokalnego. Przejdź do Acquire i kliknij Rozpocznij skanowanie. Następnie w oprogramowaniu bankomatu kliknij Start. Inicjuje to zbieranie serii obrazów, z przyrostowym wzrostem pozycji stopnia opóźnienia między wybranymi pozycjami początkowymi i końcowymi
  9. Wyeksportuj serię obrazów hiperspektralnych jako plik .tif wieloklatkowy i użyj odpowiedniego pakietu oprogramowania do przeprowadzenia kalibracji.
  10. Po zakończeniu kalibracji użyj równania kalibracji liniowej, aby przekonwertować pozycję stopnia opóźnienia na przesunięcia Ramana.
  11. Aby przełączać się między obrazowaniem w obszarze wibracyjnym CH (2,800–3,100 cm-1) a obszarem wibracyjnym amidu I 1,500–1,700 cm-1), wykonaj następujące czynności.
    1. Zmień długość fali pompy w oprogramowaniu lasera z 802 nm na 898 nm.
    2. Zmień ustawienie dyspersji Stokesa w oprogramowaniu ATM z 30 mm na 5 mm.
    3. Dokonaj niewielkiej regulacji lustra w ścieżce dyspersji wiązki pompy wewnątrz skrzynki SF-TRU. Odbywa się to poprzez regulację dolnego pokrętła na uchwycie lusterka, które zmienia kąt lustra o wartość przyrostową.
    4. Wykonując skan hiperspektralny nad regionem amidu I, ustaw pozycje start i stop w oprogramowaniu ATM odpowiednio na 89 i 91 mm
      UWAGA: Na tym etapie należy nosić okulary ochronne do lasera, ponieważ wiązka lasera będzie odsłonięta.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Moduł jednostki czasowego skupiania widmowego i rekombinacji (SF-TRU) jest umieszczony pomiędzy femtosekundowym laserem o podwójnym wyjściu a zmodyfikowanym mikroskopem skaningowym. Zastosowany w tej badaniu regulowany system ultrafastych laserów posiada dwa porty wyjściowe dostarczające jedną wiązkę o stałej długości fali 1 045 nm oraz drugą wiązkę regulowaną w zakresie 680–1 300 nm. Szczegółowy schemat modułu SF-TRU oraz multimodalnej platformy obrazowania przedstawiono na Rysunku 1. SF-TR...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W pracy zaprezentowano połączenie modułu SF-TRU z ultraszybkim systemem laserowym o podwójnym wyjściu, demonstrując swoje zastosowania w mikrospektroskopii multimodalnej. Dzięki możliwości badania wychwytu nanocząstek złota (AuNPs) przez komórki nowotworowe, multimodalna platforma obrazowania może wizualizować reakcje komórkowe na leczenie raka w hipertermii, gdy wiązki laserowe są pochłaniane przez AuNPs.

Co więcej, szybkie obrazowanie specyficzne chemicznie i wysoka rozdzielczość spektralna ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

To badanie było wspierane przez granty EPSRC: Raman Nanotheranostics (EP/R020965/1) i CONTRAST facility (EP/S009957/1).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Jednostka detekcyjna APE SRS APE(Angewandte Physik & Elektronik GmbH)APE Lock-in ModulePołączony system zawierający fotodiodę Si o dużej powierzchni do wykrywania wiązki pompy wraz ze wzmacniaczem Lock-In do wykrywania modulacji wiązki
Konfokalna jednostka skanującaOlympusFV 3000Konfokalna jednostka skanująca służąca do obrazowania
kulek lateksowych CML, 4% w/v, 1,0 i mikro; mInvitrogenC37483Mikrosfery polistyrenowe
Szkiełka nakrywkoweThorlabsCG15CH2Szkiełka nakrywkowe 22 mm x 22 mm do komórek wysiewających
FBSGibco10500-064Surowica bydlęca płodu (inaktywowana termicznie)
FlouviewOlympusFV31S-SWOprogramowanie sterujące laserowym mikroskopem skaningowym
Generator funkcyjnyBX precyzyjny40543Służy do generowania funkcji fali prostokątnej, która jest podawana do EOM w SF-TRU w celu wytworzenia modulacji w wiązce stokesa
Nanocząstki złotaNanopartzA11-60Sferyczne nanocząstki złota, średnica 60 nm
Interfejs wejściowo-wyjściowyOlympusFV30 ANALOGTo urządzenie umożliwia wprowadzanie odczytów napięcia z PMT i LockIn do oprogramowania skanowania konfokalnego i umożliwia przesyłanie impulsów czasowych między mikroskopem Olympus a SF-TRU jednostka.
InSight X3NewportSpectra-PhysicsFemtosekundowy laser impulsowy o podwójnym wyjściu. Przestrajany (680– 1300 nm) i stałe (1045 nm) wyjścia laserowe z częstotliwością powtarzania 80 MHz.
Rama mikroskopuOlympusIX83Mikroskop odwrócony
Mysz 4T1 komórkiATCC CRL-2539Mysie komórki raka piersi
NA 1.2 Cel zanurzenia w wodzieOlympusUPLSAPO60XW/IRWielofotonowy obiektyw 60x ma odległość roboczą 0,28 mm. Można zastosować inne podobne cele.
Kondensator NA 1.4NikonCSC1003Można również stosować inne kondensatory z NA wyższym niż obiektyw wzbudzenia.
PMTHamamatsuR3896PMT służy do wykrywania zdjęć anty-stokes dla CARS micrsocopy
PMT ConnectorHamamatsuC13654-01-Y002Connector for PMT
Power SupplyRSRSPD-3303 CProgramowalny zasilacz, który służy do dostarczania prawidłowego napięcia do PMT
RPMI-1640GibcoA10491-01Od tego czasu stwierdzono, że pożywka 1640 z Roswell Park Memorial Institute (RPMI) jest odpowiednia dla różnych komórek ssaków.
SF-TRUNewport Spectra PhysicsSystem SF-TRUprzeznaczony do kontrolowania opóźnienia czasowego i dyspersji 2 wyjść laserowych oraz do wykonywania modulacji wiązki wymaganych dla SRS

Bibliografia

  1. Tabish, T. A., et al. Smart gold nanostructures for light mediated cancer theranostics: Combining optical diagnostics with photothermal therapy. Advanced Science. 7 (15), Weinheim, Baden-Württemberg, Germany. 1903441(2020).
  2. Tian, F., et al. Gold nanostars for efficient in vitro and in vivo real-time SERS detection and drug delivery via plasmonic-tunable Raman/FTIR imaging. Biomaterials. 106, 87-97 (2016).
  3. Jenkins, S. V., et al. Enhanced photothermal treatment efficacy and normal tissue protection via vascular targeted gold nanocages. Nanotheranostics. 3 (2), 145-155 (2019).
  4. Huang, J., et al. Rational design and synthesis of gammaFe2 O3 @Au magnetic gold nanoflowers for efficient cancer theranostics. Advanced Materials. 27 (34), Deerfield Beach, Fla. 5049-5056 (2015).
  5. Dilipkumar, A., et al. Label-free multiphoton endomicroscopy for minimally invasive in vivo imaging. Advanced science. 6 (8), Weinheim, Baden-Württemberg, Germany. 1801735(2019).
  6. Wang, C. -C., et al. Differentiation of normal and cancerous lung tissues by multiphoton imaging. Journal of Biomedical Optics. 14 (4), 044034(2009).
  7. Chrabaszcz, K., et al. Comparison of standard and HD FT-IR with multimodal CARS/TPEF/SHG/FLIMS imaging in the detection of the early stage of pulmonary metastasis of murine breast cancer. The Analyst. 145 (14), 4982-4990 (2020).
  8. Tsai, T. H., et al. Visualizing radiofrequency-skin interaction using multiphoton microscopy in vivo. Journal of Dermatological Science. 65 (2), 95-101 (2012).
  9. Wang, C. -C., et al. Early development of cutaneous cancer revealed by intravital nonlinear optical microscopy. Applied Physics Letters. 97 (11), 113702(2010).
  10. Li, F. -C., et al. Dorsal skin fold chamber for high resolution multiphoton imaging. Optical and Quantum Electronics. 37 (13), 1439-1445 (2005).
  11. Tong, L., et al. Label-free imaging of semiconducting and metallic carbon nanotubes in cells and mice using transient absorption microscopy. Nature Nanotechnology. 7 (1), 56-61 (2011).
  12. Chong, S., Min, W., Xie, X. S. Ground-state depletion microscopy: Detection sensitivity of single-molecule optical absorption at room temperature. The Journal of Physical Chemistry Letters. 1 (23), 3316-3322 (2010).
  13. Chen, T., et al. Transient absorption microscopy of gold nanorods as spectrally orthogonal labels in live cells. Nanoscale. 6 (18), 10536-10539 (2014).
  14. Liu, J., Irudayaraj, J. M. Non-fluorescent quantification of single mRNA with transient absorption microscopy. Nanoscale. 8 (46), 19242-19248 (2016).
  15. Freudiger, C. W., et al. Label-free biomedical imaging with high sensitivity by stimulated Raman scattering microscopy. Science. 322 (5909), 1857-1861 (2008).
  16. Wang, C. -C., et al. In situ chemically specific mapping of agrochemical seed coatings using stimulated Raman scattering microscopy. Journal of Biophotonics. 11 (11), 201800108(2018).
  17. Wang, C. -C., Yoong, F. -Y., Penfield, S., Moger, J. Visualization of active ingredients uptake in seed coats with stimulated Raman scattering microscopy. Proceedings SPIE 10069, Multiphoton Microscopy the Biomedical Sciences XVII. , 1006928(2017).
  18. Hu, F., Shi, L., Min, W. Biological imaging of chemical bonds by stimulated Raman scattering microscopy. Nature Methods. 16 (9), 830-842 (2019).
  19. Zeytunyan, A., Baldacchini, T., Zadoyan, R. Module for multiphoton high-resolution hyperspectral imaging and spectroscopy. Proceedings SPIE 10498, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XVIII. , 104980(2018).
  20. Wang, C. -C., Wu, R. -J., Lin, S. -J., Chen, Y. -F., Dong, C. -Y. Label-free discrimination of normal and pulmonary cancer tissues using multiphoton fluorescence ratiometric microscopy. Applied Physics Letters. 97 (4), 043706(2010).
  21. Wang, C. -C., Chandrappa, D., Smirnoff, N., Moger, J. Monitoring lipid accumulation in the green microalga botryococcus braunii with frequency-modulated stimulated Raman scattering. Proceedings SPIE 9329, Multiphoton Microscopy in the Biomedical Sciences XV. , 9329(2015).
  22. Figueroa, B., et al. Broadband hyperspectral stimulated Raman scattering microscopy with a parabolic fiber amplifier source. Biomedical Optics Express. 9 (12), 6116-6131 (2018).
  23. Cui, L., et al. In situ plasmon-enhanced CARS and TPEF for Gram staining identification of non-fluorescent bacteria. Spectrochimica Acta Part A: Molecular and Biomolecular Spectroscopy. 264, 120283(2022).
  24. Ma, J., Sun, M. Nonlinear optical microscopies (NOMs) and plasmon-enhanced NOMs for biology and 2D materials. Nanophotonics. 9 (6), 1341-1358 (2020).
  25. Sun, L., Chen, Y., Sun, M. Exploring nonemissive excited-state intramolecular proton transfer by plasmon-enhanced hyper-Raman scattering and two-photon excitation fluorescence. The Journal of Physical Chemistry C. 126 (1), 487-492 (2022).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

nanocząsteczki złotastymulowane rozpraszanie Ramanowskiefluorescencja dwufotonowaabsorpcja przejściowaobrazowanie multimodalnekomórki nowotworoweobrazowanie hiperspektralneobrazowanie molekularne
Obrazowanie biomolekularne wychwytu komórkowego nanocząstek przy użyciu multimodalnej nieliniowej mikroskopii optycznej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.