Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Przezcewnikowa wymiana zastawki płucnej z autologicznego osierdzia za pomocą samorozprężalnego stentu nitinolowego w modelu dorosłej owcy

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63661

⸱

8 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Charité University Medicine Berlin, 2Department of Pediatric Cardiology and Congenital Heart Disease, Deutsches Herzzentrum Berlin, 3DZHK (German Centre for Cardiovascular Research) and BMBF (German Ministry of Education and Research), 4BIH (Berlin Institute of Health), 5BCRT (BIH Center of Regenerative Therapies)

W tym artykule

Podsumowanie

To badanie pokazuje wykonalność i bezpieczeństwo opracowania autologicznej zastawki płucnej do implantacji w natywnym położeniu zastawki płucnej przy użyciu samorozprężalnego stentu nitinolowego w modelu dorosłej owcy. Jest to krok w kierunku opracowania przezcewnikowej wymiany zastawki płucnej u pacjentów z dysfunkcją drogi odpływu prawej komory.

Streszczenie

Przezcewnikowa wymiana zastawki płucnej została uznana za realną alternatywę dla pacjentów cierpiących na dysfunkcję drogi odpływu prawej komory lub bioprotezy zastawki, z doskonałymi wczesnymi i późnymi wynikami klinicznymi. Jednak wyzwania kliniczne, takie jak pogorszenie stanu zastawki serca ze stentami, niedrożność naczyń wieńcowych, zapalenie wsierdzia i inne powikłania, muszą być rozwiązywane w przypadku stosowania przez całe życie, szczególnie u pacjentów pediatrycznych. Aby ułatwić opracowanie rozwiązania na całe życie dla pacjentów, przeprowadzono przezcewnikową autologiczną wymianę zastawki płucnej na modelu dorosłej owcy. Autologiczne osierdzie pobrano od owiec za pomocą minitorakotomii przednio-bocznej lewej w znieczuleniu ogólnym z wentylacją. Osierdzie umieszczono na modelowym modelu zastawki serca kształtującym się w 3D w celu nietoksycznego sieciowania przez 2 dni i 21 godzin. Przeprowadzono echokardiografię wewnątrzsercową (ICE) i angiografię w celu oceny położenia, morfologii, funkcji i wymiarów natywnej zastawki płucnej (NPV). Po przycięciu, usieciowana osierdzie zostało przyszyte do samorozprężalnego stentu nitinolowego i zaciśnięte w samodzielnie zaprojektowanym systemie podawania. Autologiczna zastawka płucna (APV) została wszczepiona w pozycji NPV poprzez cewnikowanie lewej żyły szyjnej. ICE i angiografię powtórzono w celu oceny położenia, morfologii, funkcji i wymiarów APV. Wirus APV został pomyślnie wszczepiony owcy J. W niniejszej pracy wybrano owce J, aby uzyskać reprezentatywne wyniki. 30 mm APV ze stentem nitinolowym został dokładnie wszczepiony w pozycji NPV bez żadnych znaczących zmian hemodynamicznych. Nie stwierdzono przecieku przyzastawkowego, nowej niewydolności zastawki płucnej ani migracji stentowanej zastawki płucnej. Badanie to wykazało wykonalność i bezpieczeństwo, w długotrwałej obserwacji, opracowania APV do implantacji w pozycji NPV z samorozprężalnym stentem nitinolowym poprzez cewnikowanie żyły szyjnej w modelu dorosłej owcy.

Wprowadzenie

Bonhoeffer et al.1 zapoczątkowali przezcewnikową wymianę zastawki płucnej (TPVR) w 2000 roku jako szybką innowację ze znaczącym postępem w kierunku minimalizacji powikłań i zapewnienia alternatywnego podejścia terapeutycznego. Od tego czasu gwałtownie wzrosło zastosowanie TPVR w leczeniu drogi odpływu prawej komory (RVOT) lub dysfunkcji bioprotezy zastawki2,3. Do tej pory dostępne obecnie na rynku urządzenia TPVR zapewniały satysfakcjonujące wyniki długo- i krótkoterminowe u pacjentów z dysfunkcją RVOT4,5,6. Ponadto opracowywane i oceniane są różne typy zastawek TPVR, w tym zastawki serca z dekomórkami i zastawki serca napędzane komórkami macierzystymi, a ich wykonalność wykazano w przedklinicznych dużych modelach zwierzęcych7,8. Rekonstrukcja zastawki aortalnej przy użyciu autologicznego osierdzia została po raz pierwszy opisana przez dr Durana, w przypadku której trzy kolejne wybrzuszenia o różnych rozmiarach zostały użyte jako szablony do kierowania kształtem osierdzia zgodnie z wymiarami pierścienia aorty, ze wskaźnikiem przeżycia 84,53% w okresie obserwacji 60 miesięcy9. Procedura Ozaki, która jest uważana za procedurę naprawy zastawki, a nie procedurę wymiany zastawki, polega na zastąpieniu płatków zastawki aortalnej autologicznym osierdziem leczonym aldehydem glutarowym; jednak w porównaniu z procedurą dr Durana, znacznie poprawiła się w pomiarze chorej zastawki za pomocą szablonu do cięcia stałej osierdzia10, a zadowalające wyniki osiągnięto nie tylko w przypadkach dorosłych, ale także w przypadkach pediatrycznych11. Obecnie tylko procedura Rossa może zapewnić żywy substytut zastawki dla pacjenta, który ma chorą zastawkę aortalną, z oczywistymi zaletami w zakresie uniknięcia długotrwałej antykoagulacji, potencjału wzrostu i niskiego ryzyka zapalenia wsierdzia12. Ale po tak złożonym zabiegu chirurgicznym mogą być wymagane ponowne interwencje w przypadku autoprzeszczepu płuc i przewodu tętnicy płucnej z prawej komory.

Obecne bioprotetyczne zastawki, które są dostępne do użytku klinicznego, nieuchronnie ulegają degradacji z czasem w wyniku reakcji przeszczep przeciwko gospodarzowi na ksenogeniczne tkanki świni lub bydła13. Zwapnienie, degradacja i niewydolność zastawek mogą wymagać wielokrotnych interwencji po kilku latach, szczególnie u młodych pacjentów, którzy musieliby przejść wiele wymian zastawek płucnych w ciągu swojego życia z powodu braku wzrostu zastawek, co jest właściwością nieodłącznie związaną z obecnymi materiałami bioprotetycznymi14. Co więcej, obecnie dostępne, zasadniczo nieregeneracyjne, zastawki TPVR mają poważne ograniczenia, takie jak powikłania zakrzepowo-zatorowe i krwotoczne, a także ograniczoną trwałość z powodu niekorzystnej przebudowy tkanki, która może prowadzić do retrakcji ulotki i uniwersalnej dysfunkcji zastawkowej15,16.

Przypuszcza się, że opracowanie natywnej autologicznej zastawki płucnej (APV) zamontowanej na samorozprężalnym stencie Nitinol dla TPVR o cechach samonaprawy, regeneracji i zdolności wzrostu zapewniłoby fizjologiczną wydajność i długoterminową funkcjonalność. A nietoksyczny osierdzia autologiczny traktowany środkiem sieciującym może obudzić się po procedurach zbioru i produkcji. W tym celu przeprowadzono to badanie przedkliniczne w celu wszczepienia autologicznej zastawki płucnej ze stentem do modelu dorosłej owcy w celu opracowania idealnych interwencyjnych substytutów zastawek oraz metodologii proceduralnej niskiego ryzyka w celu poprawy przezcewnikowej terapii dysfunkcji RVOT. W niniejszej pracy owca J została wybrana w celu zilustrowania kompleksowej procedury TPVR, w tym perikardiektomii i implantacji żyły szyjnej autologicznej zastawki serca.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

To badanie przedkliniczne zatwierdzone przez komisję prawno-etyczną Regionalnego Biura ds. Zdrowia i Spraw Socjalnych w Berlinie (LAGeSo). Wszystkie zwierzęta (owczary) otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z wytycznymi europejskich i niemieckich towarzystw naukowych (FELASA, GV-SOLAS). Ilustracją do zabiegu jest wykonanie autologicznej wymiany zastawki płucnej u 3-letniej owcy rasy J. o masie ciała 47 kg.

1. Postępowanie przedoperacyjne

  1. Trzymaj wszystkie owce doświadczalne w tym samym pomieszczeniu zawierającym słomę przez 1 tydzień od dnia przybycia do dnia perikardiektomii, aby utrzymać towarzystwo społeczne (Rysunek 1A).
  2. Pozbawić owce jedzenia, ale nie wody, przez 12 godzin przed perikardiektomią i implantacją.
  3. Na 20 minut przed intubacją należy podać owcom domięśniowe wstrzyknięcie midazolamu (0,4 mg/kg), butorfanolu (0,4 mg/kg) i glikopironanu (0,011 mg/kg mc. lub 200 mcg).

2. Indukcja znieczulenia ogólnego

  1. W asepcie umieścić bezpieczny cewnik dożylny (IV) 18 G, port do wstrzykiwań i port T w żyle głowowej (Rysunek 1B).
  2. Wywołaj znieczulenie przez dożylne wstrzyknięcie propofolu (20 mg/ml, 1–2,5 mg/kg) i fentanylu (0,01 mg/kg) w celu uzyskania efektu.
  3. Wskazania odpowiedniego poziomu uspokojenia obejmują rozluźnienie szczęki, utratę połykania i odruch brodawkowaty. Po sedacji zaintubuj owce rurką dotchawiczą o odpowiedniej wielkości (Rysunek 1C). Ogolić owce, a następnie przenieść je na salę operacyjną (OR).

3. Śródoperacyjne postępowanie anestezjologiczne w przypadku perikardiektomii i implantacji

  1. Użyj wentylatora mechanicznego z cyklicznymi zmianami ciśnienia, aby zainicjować przerywaną wentylację nadciśnieniową (IPPV) ze 100% tlenem na sali operacyjnej.
  2. Podłącz owcę do platformy urządzenia anestezjologicznego i wentyluj owce przez cały czas znieczulenia w trybie ciśnieniowym (objętość oddechowa (TV) = 8-12 ml / kg, częstotliwość oddychania (RF) = 12-14 oddechów / min). Dostosuj TV i RF, aby utrzymać końcowo-oddechowy dwutlenek węgla (EtCO2) w zakresie 35-45 mmHg, a tętnicze ciśnienie parcjalne CO2 (PaCO2) poniżej 50 mmHg.
  3. Utrzymuj znieczulenie w połączeniu z izofluranem (w efekcie, sugerowane stężenie podtrzymujące 1,5%-2,5%) w tlenie o natężeniu przepływu 1 l/min (wdychana frakcja tlenu (FiO2) = 75%), w połączeniu z ciągłym wlewem (CRI) fentanylu (5-15 mcg/kg/h) i midazolamu (0,2-0,5 mg/kg/h).
  4. Umieść bezpieczny cewnik dożylny 18 G w tętnicy usznej w celu pomiaru inwazyjnego ciśnienia krwi (IBP).
  5. Podłącz owce do wielofunkcyjnej platformy anestezjologicznej do monitorowania hemodynamicznego, która wyświetla bezpośredni pomiar inwazyjnego ciśnienia krwi (IBP) w tętnicy usznej (wyzerowany na poziomie serca), temperaturę ciała za pomocą sondy doodbytniczej, elektrokardiogram odprowadzeniowy IV, pletyzmograficzne wysycenie tlenem (SpO2), TV, RF, EtCO2, tętno (HR) i FiO2.
  6. Umieść sondę żołądkową, aby usunąć nadmiar gazów i płynów z siateczki w ramach przygotowań do perikardiektomii. Wyposaż sondę żołądkową w marker prowadzący jako odniesienie do implantacji.
  7. Umieść cewnik moczowy Foleya przez cewkę moczową wewnątrz pęcherza połączonego z workiem na mocz. Rozdęć balon Foleya co najmniej 5 ml roztworu soli fizjologicznej (0,9% NaCl).
  8. Przeprowadzić test krzepnięcia aktywowanego (ACT: 240-300 s) 30 minut przed implantacją, aby potwierdzić wystarczającą heparynizację przed implantacją i antagonizację po implantacji. Wykonaj gazometrię krwi tętniczej (ABG) w celu analizy środowiska wewnętrznego 30 minut przed perikardiektomią i implantacją oraz co godzinę podczas obu zabiegów.
  9. Podawać następujące antybiotyki, a mianowicie sulbaktam/ampicylinę (20 mg/kg) przez 30 minut w kroplówce dożylnej przed perikardiektomią i implantacją. Zapewnić ciągłą infuzję krystaloidów (5 ml/kg/h, izotoniczny zrównoważony roztwór elektrolitów) i skrobi hydroksyetylowej (HES, 30 ml/h) przez cały okres perikardiektomii i implantacji.

4. Perokdiektomia

  1. Przygotowanie do perikardiektomii
    1. Umieść owcę na stole operacyjnym w prawej bocznej pozycji leżącej z uniesieniem 30° po lewej stronie, a następnie zabezpiecz jej kończyny uprzężami i pasami.
    2. Przed wykonaniem minitorakotomii należy wysterylizować miejsce operowane (perikardiektomia: górnie do lewego obojczyka, z przodu do mostka, niżej do poziomu przepony i z tyłu do lewej linii środkowej obojczyka) alkoholem chlorheksydyny. Przykryj pozostałe obszary sterylnym obłożeniem (Rysunek 2A).
    3. Wykonaj 5-centymetrowe nacięcie skóry w czwartej pozycji międzyżebrowej przymostkowej za pomocą ostrza chirurgicznego #10 w znieczuleniu ogólnym.
    4. Wypreparuj mięsień piersiowy większy - piersiowy mniejszy - przedni zębaty - międzyżebrowy za pomocą minitorakotomii lewej bocznej (m-LLT) na 5 cm nacięcia o długości kolejno i osobno w trzeciej i czwartej przestrzeni międzyżebrowej w celu idealnej ekspozycji (Rysunek 2B).
    5. Wykonaj nacięcie w odległości co najmniej 2 cm od mostka, aby zapobiec uszkodzeniu lewej tętnicy piersiowej wewnętrznej i żył. Odłącz respirator na 10 sekund, aby zapobiec uszkodzeniu płuc przed otwarciem klatki piersiowej.
    6. Użyj kilku sterylnych gaz do uciskania lewego płuca, aby uzyskać lepszą ekspozycję pola operacyjnego po umieszczeniu rozpieracza żeber (Rysunek 2C). Wizualizuj osierdzie i grasicę w polu operacyjnym (Ryc. 2D).
  2. Pericardiektomię należy rozpocząć w punkcie przyczepu osierdzia i przepony, a następnie pobrać tkankę osierdzia między dwoma nerwami przeponami, aż do żył nienazwanych, aż do przepony.
    1. Ściśnij lewe płuco, jak wspomniano w kroku 4.1.5, aby odsłonić przyczep przepony-osierdzia-opłucnej śródpiersia. Rozciąć lewą opłucną śródpiersia w miejscu przyczepu przepony-osierdzia-opłucnej śródpiersia, wykonując nacięcie o długości 1 cm za pomocą nożyczek chirurgicznych. Przedłuż nacięcie w górę do żył bezimiennych wzdłuż linii, która jest przesunięta o 1 cm od lewego nerwu przeponowego (Rysunek 2E).
    2. Powtórz procedurę dla prawej części osierdzia, podnosząc wierzchołek w lewo za pomocą palców. Wypreparuj tłuszcz grasicowy i osierdziowy z mostka.
    3. Poznaj dwa nacięcia osierdzia przed aortą. Zaciśnij krzyżowo przecięcie osierdzia i grasicy z dwóch nacięć osierdzia przed aortą, przytrzymując je mocno i ręcznie wiążąc sześć węzłów chirurgicznych za pomocą niewchłanialnego szwu 4-0.
    4. Unikaj uszkodzenia nerwu przeponowego i leżących poniżej struktur naczyniowych podczas zbierania osierdzia. Wypreparuj tkankę tłuszczową, w tym grasicę, z powierzchni osierdzia podczas perikardiektomii. Użyj narzędzia do kauteryzacji (tj. elektrotomu, Bovie) do hemostazy.
  3. Pobrane osierdzie należy umieścić na sterylnej płytce ze skalą centymetrową, aby usunąć dodatkową tkankę tłuszczową, a następnie umyć ją dwukrotnie w 0,9% NaCl (Rysunek 2F). Dokładnie sprawdź wszystkie obszary chirurgiczne pod kątem hemostazy.
  4. Zszyć otwartą prawą opłucną śródpiersia do pozostałej prawej krawędzi osierdzia za pomocą 3-0 polidioksanonu w sposób ciągły dwukrotnie. Napompuj prawe płuco do największej objętości ręcznie za pomocą worka oddechowego i przytrzymaj przez 10 sekund przed zamknięciem prawej klatki piersiowej. Zszyj otwartą lewą opłucną śródpiersia do resztkowej lewej krawędzi osierdzia polidioksanonem 3-0 w sposób ciągły dwukrotnie.
  5. Zamknij lewe nacięcia klatki piersiowej w czterech warstwach, jak opisano poniżej.
    1. Zszyj mięśnie międzyżebrowe i przedni ząb zębaty polidioksanonem 2-0 w prosty sposób przerywany lub krzyżowy, mięsień piersiowy większy-piersiowy mniejszy polidioksanonem 3-0 w sposób biegowy, tkankę podskórną polidioksanonem 3-0 w sposób krzyżowy, a skórę nylonem 3-0 w prosty przerywany sposób. Umieść wszystkie szwy w odstępach co 1 cm.
    2. Napompuj lewe płuco do największej objętości ręcznie za pomocą balonu oddechowego i przytrzymaj przez 10 sekund przed zamknięciem mięśni międzyżebrowych.
  6. Przykryj nacięcie sterylną gazą i ściskaj je ręcznie przez 5 minut, aby zapobiec krwotokowi po heparynizacji do implantacji nowej zastawki serca. Następnie zabandażuj miejsce operowane.
  7. Podczas wykonywania szwu skórnego należy przerwać dożylne środki znieczulające i izofluran, aby zmniejszyć głębokość sedacji.
  8. Usuń sondę żołądkową i cewnik moczowy po powrocie spontanicznego oddychania. Następnie przenieś owce za pomocą pulsoksymetrii na noszach do sali pooperacyjnej.
  9. Usuń rurkę dotchawiczą, gdy odruch połykania, odruch brodawkowaty i normalne spontaniczne oddychanie powrócą. Meloksykam należy podawać w dawce 0,5 mg/kg mc. podskórnie raz na dobę przed implantacją.
  10. Gdy znieczulenie zostanie całkowicie odwrócone (tj. gdy owca jest w stanie samodzielnie stać), owce mogą mieć dostęp do pożywienia i wody.

5. Przygotowanie trójwymiarowej autologicznej zastawki serca

  1. Przytnij osierdzie, usuwając tkankę tłuszczową (Rysunek 3A,B,C), a następnie umieść ją na formie zastawki serca kształtującej 3D. (Ze względu na oczekujące zgłoszenie patentowe, dane liczbowe nie mogą być podane na tym etapie).
  2. Umieść osierdzie i model zastawki serca kształtujący się w 3D w inkubatorze z nietoksycznym środkiem sieciującym (30 ml) na 2 dni i 21 godzin (Rysunek 3D; ze względu na oczekujące zgłoszenie patentowe, rysunki i szczegółowe informacje o nietoksycznym środkiem sieciującym nie mogą być dostarczone na tym etapie).

6. Przygotowanie APV

  1. Umyj usieciowaną zastawkę serca w 0,9% NaCl dwukrotnie i zszyj ją w stent nitinolowy (30 mm średnicy, 29,4 mm wysokości, 48 komórek rombowych) w sposób nieciągły po 2 dniach i 21 godzinach. Użyj polipropylenu 5-0, aby zszyć zastawkę serca na miejscu za pomocą sześciu do ośmiu węzłów, aby wyrównać punkty mocowania między zastawką serca a stentem. (Ze względu na zgłoszenie patentowe dane liczbowe nie mogą być dostarczone na tym etapie.)
  2. Rozetnij trzy wolne krawędzie autologicznej zastawki płucnej za pomocą ostrza chirurgicznego nr 15 (Rysunek 4A, B). Przytrzymaj stentowaną zastawkę płucną za pomocą pęsety chirurgicznej, podnieś i pozostaw APV w 0,9% NaCl, aby przetestować jego otwieranie i zamykanie oraz ocenić, czy trzy spoidła wymagają dalszego cięcia, aby uzyskać większe otwarcie otworu.
  3. Inkubować APV w inkubatorze przez 30 minut w celu sterylizacji w 47,6 ml PBS z 0,8% amfoterycyną B (0,4 ml) i 4,0% penicyliną/streptomycyną (2 ml). Zaciśnij stentowaną zastawkę serca w głowicy systemu dostarczania (DS) za pomocą komercyjnej zaciskarki do dwukrotnego testowania (Rysunek 4C-D) i dopasuj ją do systemu dostarczania ( Rysunek 4E).

7. Przezcewnikowa autologiczna implantacja zastawki płucnej przez lewą żyłę szyjną

  1. Znieczulij owce do implantacji APV, jak pokazano w krokach od 1 do 3.
  2. Dostęp do naczynia: Ogolić owce i wysterylizować pole operacyjne, które obejmuje górną dolną granicę żuchwy, przednią do przedniej linii środkowej, niżej do górnej granicy lewego obojczyka i tylnie do tylnej linii środkowej za pomocą środka antyseptycznego powidonowo-jodowego przed wykonaniem implantacji. Przykryj pozostałe nieogolone i niewysterylizowane obszary sterylnym obrysowaniem.
    1. Zaznacz lewą żyłę szyjną na szyi i za pomocą techniki Seldingera umieść prowadnik w lewej żyle szyjnej. Powiększ punkt nakłucia za pomocą ostrza nr 10, umieść osłonkę 11 F w lewej żyle szyjnej dla sondy ICE i systemu dostarczania (Rysunek 5A,B). Umieść szew sznurkowy wokół wprowadzacza osłonki z niewchłanialnym szwem 4-0.
  3. Echokardiografia wewnątrzsercowa (ICE)17
    1. Wykonaj ICE przed i bezpośrednio po implantacji za pomocą cewnika ultradźwiękowego 10 Fr (Ryc. 5C). Ocenia parametry, w tym wymiary i funkcje NPV, APV i zastawki trójdzielnej za pomocą 2D, koloru, fali pulsacyjnej i ciągłego Dopplera w krótkiej i długiej osi.
    2. Oceń stopień niedomykalności zastawek w żyle przykurczonej za pomocą oceny półilościowej18 za pomocą ICE (Rysunek 6).
  4. Angiografia19: Wykonaj angiografię za pomocą przenośnego ramienia C i funkcjonalnego ekranu, aby kierować implantacją, mierząc średnice RVOT, NPV, bańki płucnej i nadzastawkowej tętnicy płucnej, a także aby ocenić APV po implantacji (Rysunek 7A-D).
  5. Hemodynamics20: Zmierz i zapisz ciśnienie w prawej komorze i tętnicy płucnej przed i po implantacji za pomocą cewnika pigtailowego 5,2 F 145°. Zmierz ciśnienie tętnicze ogólnoustrojowe przez tętnicę uszną.
  6. Implantacji
    1. Ustalenie przewodu TPVR: Umieść prowadnik kątowy o średnicy 0,035 cala do prawej tętnicy płucnej pod kierunkiem fluoroskopii. Następnie umieścić cewnik warkoczowy 5,2 Fr w lewej żyle szyjnej i wprowadzić go do prawej tętnicy płucnej pod kierunkiem wcześniej umieszczonego prowadnika pod fluoroskopią.
    2. Wyjmij kątowy prowadnik z lewej żyły szyjnej. Umieścić angiograficzny cewnik balonowy 5 Fr Berman w lewej żyle szyjnej i wprowadzić go do prawej tętnicy płucnej za pomocą prowadnika.
    3. Wstępnie uformuj ultrasztywny prowadnik o średnicy 0,035 cala w okrąg o długości około 8-10 cm o średnicy równej odległości od środkowego punktu zastawki trójdzielnej do środkowego punktu zastawki płucnej zgodnie z pomiarem fluoroskopowym i przesuń go do prawej tętnicy płucnej pod kierunkiem cewnika balonowego (Rysunek 8A). Upewnij się, że drut nie koliduje ze strunami zastawki trójdzielnej.
    4. Rozszerz skórę za pomocą ostrza nr 11 i rozszerz lewą żyłę szyjną za pomocą dostępnych w handlu rozszerzaczy od 16 Fr do 22 Fr sekwencyjnie (Ryc. 8B). Zamknij nacięcie szwem sznurkowym z polidioksanonu 3-0 po dylatacji (Ryc. 8C). Wykonaj angiografię, aby upewnić się, że żądana pozycja części DS zawierającej stent jest opisana w19.
    5. Oznacz połączenie zatokowo-rurkowe zastawki płucnej w końcowej skurczowej i końcowej rozkurczowej fazie serca podczas angiografii płuc jako dystalną granicę strefy lądowania, a płaszczyznę podstawną zastawki płucnej jako bliższą granicę strefy lądowania.
    6. Ponownie otwórz i sprawdź stentowany zawór autologiczny pod kątem uszkodzeń spowodowanych zaciskaniem. Ponownie zaciśnij APV i dopasuj go do głowicy DS (Rysunek 8D). Przesuń załadowany DS za pomocą wstępnie ukształtowanego przewodu prowadzącego przez drogę dopływu prawej komory (RVIT) i RVOT do pozycji NPV (Rysunek 8E,F i Rysunek 9A).
    7. Wsuń rurkę osłonową DS i rozłóż APV powoli i bezpośrednio nad NPV w strefie lądowania pod koniec fazy rozkurczowej pod naprowadzaniem fluoroskopowym (Rysunek 9A-C). Należy zachować ostrożność, gdy obciążony DS przechodzi przez skrzyżowanie między RVIT i RVOT w celu zapobieżenia uszkodzeniu mięśnia sercowego i migotaniu komór. Optymalna pozycja dla APV to sytuacja, w której środkowa część stentu jest umieszczona na NPV.
    8. Po rozłożeniu ostrożnie wsuń końcówkę DS do rurki osłonowej i wyjmij DS od owcy (Rysunek 9D). Powtórz ICE (Ryc. 6D-F), angiografię (Ryc. 7C-D) i pomiary hemodynamiczne w celu późniejszego zbadania wymiarów i funkcji wszczepionego APV. Zamknij nacięcie po lewej stronie szyi za pomocą wstępnie założonego szwu sznurkowego i ściśnij je ręcznie.

8. Leki okołoimplantacyjne

  1. Przed implantacją należy podać owcom heparynę w dawce 5000 j.m., aby utrzymać aktywowany czas krzepnięcia (ACT) wynoszący 240-300 s. Przez cały czas trwania zabiegu należy stosować testy ACT. Powtarzaj testy ACT co 30 minut po rozpoczęciu zabiegu, aby potwierdzić zarówno wystarczającą heparynizację przed, jak i antagonizację po implantacji.
  2. Przed implantacją APV należy podać 10% magnezu w dawce 0,02 mol/l i amiodaron w dawce 3-5 mg/kg w celu zapobiegania zaburzeniom rytmu serca.
  3. Sulbaktam/ampicylinę (20 mg/kg) należy podawać dożylnie, aby zapobiec zakażeniu i zapaleniu wsierdzia na początku zabiegu perikardiektomii i implantacji.

9. Postępowanie pooperacyjne

  1. Wykonuj codzienną obserwację pooperacyjną przez 5 dni, sprawdzając ogólny stan owiec pod względem częstości i rytmu serca, głębokości oddychania, rytmu oddychania i dźwięku oddechu (w celu sprawdzenia pooperacyjnego zapalenia płuc), objawów bólu i innych nieprawidłowości. Sprawdź ranę pod kątem obrzęku pooperacyjnego, stanu zapalnego, zaczerwienienia, krwawienia i wydzieliny.
  2. Kontynuuj leczenie przeciwzakrzepowe przez 5 dni z dalteparyną 5000 j.m. lub inną heparyną drobnocząsteczkową podawaną podskórnie raz na dobę. Meloksykam należy podawać w dawce 1 mg/kg we wstrzyknięciu podskórnym w celu znieczulenia pooperacyjnego przez 5 dni.
  3. Wykonaj laboratoryjne badanie krwi, w tym hematologię, czynność wątroby, czynność nerek i skład chemiczny surowicy, aby ocenić stan fizyczny owcy.

10. Kontynuacja

  1. Wykonuj ICE, rezonans magnetyczny serca (cMRI), angiografię i rejestruj hemodynamikę co 3-6 miesięcy po implantacji przez okres do 21 miesięcy. Wykonaj ICE i angiografię, jak pokazano powyżej.
  2. Wykonaj cMRI, aby ocenić frakcję niedomykalności (RF) na skanerze MRI 3,0 T przy użyciu standardowej metody cine-MRI bramkowanej elektrokardiogramem21. Wykonaj końcową tomografię komputerową serca (CT), aby ocenić położenie stentu i deformację prawego serca przez cały cykl pracy serca, jak pokazano w naszym poprzednim badaniu22.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

U owcy J zastawki APV (o średnicy 30 mm) zostały pomyślnie wszczepione w „strefie lądowania” (landing zone) RVOT.

U owcy J hemodynamika pozostała stabilna podczas lewostronnej przednio-bocznej minitorakotomii w znieczuleniu ogólnym z wentylacją, a także w przebiegu następującego po niej badania MRI i ICE (Tabela 1, Tabela 2 oraz Tabela 3). Pobrano autologiczne osierdzie o wymiarach 9 cm x 9 cm i przycięto je, usuwając nadmiar tkanki (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Badanie to stanowi ważny krok naprzód w rozwoju żywej zastawki płucnej dla TPVR. W modelu dorosłej owcy metoda była w stanie wykazać, że APV pochodzący z osierdzia owcy może być wszczepiony z samorozprężalnym stentem nitinolowym poprzez cewnikowanie żyły szyjnej. U owcy J stentowana autologiczna zastawka płucna została pomyślnie wszczepiona w prawidłową pozycję płucną przy użyciu samodzielnie zaprojektowanego uniwersalnego systemu podawania. Po implantacji zastawka serca owcy J wykazywała dobrą funkcjonalność pr...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych finansowych konfliktów interesów.

Podziękowania

Wyrażamy nasze szczere uznanie dla wszystkich, którzy przyczynili się do tej pracy, zarówno byłych, jak i obecnych członków. Prace te zostały wsparte grantami z niemieckiego Federalnego Ministerstwa Gospodarki i Energii, EXIST - Transfer of Research (03EFIBE103). Yimeng Hao jest wspierany przez Chińską Radę Stypendialną (CSC: 202008450028).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10 % MagnesiumInresa Arzneimittel GmbHPZN: 000911260,02 mol/L, 10X10 ml
10 Fr Cewnik ultrasonograficznySiemens Healthcare GmbHSKU   10043342RHACUSON AcuNav™ cewnik ultradźwiękowy
3DSlicerSlicer Slicer 4.13.0-2021-08-13Oprogramowanie: Platforma przetwarzania obrazu 3D Slicer
Adobe IllustratorIllustrator 2021
Oprogramowanie AmiodaroneSanofi-Aventis Deutschland GmbHPZN: 45993823- 5 mg/ kg, 150 mg/ 3 ml
Amplatz ultra sztywny prowadnikCOOK MEDICAL LLC, USANumer części referencyjnej: THSF-35-145-AUS0,035 cala, 145 cm
platforma urządzenia anestezjologicznegoDrä gerwerk AG & Co. KGaA8621500Drä ger Atlan A350
ARROW Berman Angiographic Balloon CatheterTeleflex Medical Europe LtdLOT: 16F16M0070 5Fr, 80cm (X)
ButorphanolRichter Pharma AGVnr5319430,4mg/kg
C-ArmBV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, HolandiaCAN/CSA-C22.2 NO.601.1-M90Medyczne urządzenie elektryczne
ZaciskarkaEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9600CRZaciskarka
CTSiemens Healthcare GmbH−Platforma tomografii komputerowej
DilatorEdwards Lifesciences, Irvine, CA, USA9100DKSA14-22 Fr
EthiconSzew EthiconLOT:MKH2594-0 gładka nić monofilowa, niewchłanialna
Ethicon SzewEthiconLOT:DEE2743-0, 45 cm
Szybki wprowadzacz hemostazy cewnikowejST. JUDE MEDICAL Minnetonka MNNumer partii: 345829711 Fr
FentanylJanssen-Cilag Pharma GmbHDE/H/1047/001-0020,01 mg/kg
FragminPfizer Pharma GmbH, Berlin, NiemcyPZN: 5746520Dalteparyna 5000 j.m./d
Funkcjonalny ekranprzesiewowy BV Pulsera, Philips Heathcare, Eindhoven, HolandiaID systemu: 44350921Medyczne urządzenie elektryczne
GlycopyrroniumbromidAccord Healthcare B.VPZN116491230,011 mg/kg
Przewód doprowadzający MTERUMO COPORATION JAPANREF*0,89 mm, 180 cm
Hemochron Celite ACTInternational Technidyne Corporation, Edison, USANJ 08820-2419ACT
HeparinMerckle GmbHPZN: 3190573Heparyna-Natrium 5.000  I.E./0,2  ml
Skrobia hydroksyetylowa (Haes-steril 10 %)Fresenius Kabi Deutschland GmbHKod ATC: B05A500 ml, 30 ml/h
Imeron 400 MCTBracco ImagingPZN002299782.0– 2,5 ml/kg, Środek kontrastowy
IsofluraneCP-Pharma Handelsges. GmbHKod ATCvet: QN01AB06250 ml, MAC: 1 %
Jonosteril Infusionslö sungFresenius Kabi Deutschland GmbHPZN: 5416121000 ml
KetamineActavis Group PTC EHFART.-Nr. 799-7622– 5 mg/kg/h
MeloxicamBoehringer Ingelheim Vetmedica GmbHM21020A-0920 mg/ml, 50 ml
MidazolamHameln pharma plus GMBHMIDAZ501000,4 mg/kg
MRI Philips Healthcare−Ingenia Elition X, 3.0T
Chlorek natriu (NaCl)B. Braun Melsungen AGPZN /EAN:04499344 / 40305390773610,9 %, 500 ml
Cewnik warkoczowyCordis, Miami Lakes, FL, USAREF: 533-534A5,2 Fr 145 °, 110 cm
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116449520mg/ml, 1– 2,5 mg/kg
PropofolB. Braun Melsungen AGPZN 1116444310mg/ml, 2,5– 8,0 mg/kg/h
Bezpieczny cewnik dożylny z portem iniekcjiB. Braun Melsungen AGLOT: 20D03G834618 G Cewnik z portem iniekcji
Sulbaktam-ampicylinaPfizer Pharma GmbH, Berlin, NiemcyPZN: 48431323 g, 2.000 mg/ 1.000 mg
Sulbaktam/ ampicylinaInstituto Biochimico Italiano G Lorenzini S.p.A. – Via Fossignano 2, Aprilia (LT) – KodATC: J01CR0120 mg/kg, 2 g/1 g
Ostrze chirurgiczneBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN:354844 15 #
Surgical BladeBrinkmann Medical ein Unternehmen der Dr. Junghans Medical GmbHPZN: 35484411 #
SutureJohnson & JohnsonHersteller Artikel Nr. EH7284H5-0 polipropylen
Adobe GA35183M

Bibliografia

  1. Bonhoeffer, P., et al. Percutaneous replacement of pulmonary valve in a right-ventricle to pulmonary-artery prosthetic conduit with valve dysfunction. Lancet. 356 (9239), 1403-1405 (2000).
  2. Georgiev, S., et al. Munich comparative study: Prospective long-term outcome of the transcatheter melody valve versus surgical pulmonary bioprosthesis with up to 12 years of follow-up. Circulation. Cardiovascualar Interventions. 13 (7), 008963(2020).
  3. Plessis, J., et al. Edwards SAPIEN transcatheter pulmonary valve implantation: Results from a French registry. JACC. Cardiovascular Interventions. 11 (19), 1909-1916 (2018).
  4. Bergersen, L., et al. Harmony feasibility trial: Acute and short-term outcomes with a self-expanding transcatheter pulmonary valve. JACC. Cardiovascular Interventions. 10 (17), 1763-1773 (2017).
  5. Cabalka, A. K., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement using the melody valve for treatment of dysfunctional surgical bioprostheses: A multicenter study. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 155 (4), 1712-1724 (2018).
  6. Shahanavaz, S., et al. Transcatheter pulmonary valve replacement with the sapien prosthesis. Journal of the American College of Cardiology. 76 (24), 2847-2858 (2020).
  7. Motta, S. E., et al. Human cell-derived tissue-engineered heart valve with integrated Valsalva sinuses: towards native-like transcatheter pulmonary valve replacements. NPJ Regenerative Medicine. 4, 14(2019).
  8. Uiterwijk, M., Vis, A., de Brouwer, I., van Urk, D., Kluin, J. A systematic evaluation on reporting quality of modern studies on pulmonary heart valve implantation in large animals. Interactive Cardiovascular Thoracic Surgery. 31 (4), 437-445 (2020).
  9. Duran, C. M., Gallo, R., Kumar, N. Aortic valve replacement with autologous pericardium: surgical technique. Journal of Cardiac Surgery. 10 (1), 1-9 (1995).
  10. Sá, M., et al. Aortic valve neocuspidization with glutaraldehyde-treated autologous pericardium (Ozaki Procedure) - A promising surgical technique. Brazilian Journal of Cardiovascular Surgery. 34 (5), 610-614 (2019).
  11. Karamlou, T., Pettersson, G., Nigro, J. J. Commentary: A pediatric perspective on the Ozaki procedure. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 161 (5), 1582-1583 (2021).
  12. Mazine, A., et al. Ross procedure in adults for cardiologists and cardiac surgeons: JACC state-of-the-art review. Journal of the American College of Cardiology. 72 (22), 2761-2777 (2018).
  13. Kwak, J. G., et al. Long-term durability of bioprosthetic valves in pulmonary position: Pericardial versus porcine valves. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 160 (2), 476-484 (2020).
  14. Ou-Yang, W. B., et al. Multicenter comparison of percutaneous and surgical pulmonary valve replacement in large RVOT. The Annals of Thoracic Surgery. 110 (3), 980-987 (2020).
  15. Reimer, J., et al. Implantation of a tissue-engineered tubular heart valve in growing lambs. Annals of Biomedical Engineering. 45 (2), 439-451 (2017).
  16. Schmitt, B., et al. Percutaneous pulmonary valve replacement using completely tissue-engineered off-the-shelf heart valves: six-month in vivo functionality and matrix remodelling in sheep. EuroIntervention. 12 (1), 62-70 (2016).
  17. Whiteside, W., et al. The utility of intracardiac echocardiography following melody transcatheter pulmonary valve implantation. Pediatric Cardiology. 36 (8), 1754-1760 (2015).
  18. Lancellotti, P., et al. Recommendations for the echocardiographic assessment of native valvular regurgitation: an executive summary from the European Association of Cardiovascular Imaging. European Heart Journal. Cardiovascular Imaging. 14 (7), 611-644 (2013).
  19. Kuang, D., Lei, Y., Yang, L., Wang, Y. Preclinical study of a self-expanding pulmonary valve for the treatment of pulmonary valve disease. Regenerative Biomaterials. 7 (6), 609-618 (2020).
  20. Arboleda Salazar, R., et al. Anesthesia for percutaneous pulmonary valve implantation: A case series. Anesthesia and Analgesia. 127 (1), 39-45 (2018).
  21. Cho, S. K. S., et al. Feasibility of ventricular volumetry by cardiovascular MRI to assess cardiac function in the fetal sheep. The Journal of Physiology. 598 (13), 2557-2573 (2020).
  22. Sun, X., et al. Four-dimensional computed tomography-guided valve sizing for transcatheter pulmonary valve replacement. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (179), e63367(2022).
  23. Knirsch, W., et al. Establishing a pre-clinical growing animal model to test a tissue engineered valved pulmonary conduit. Journal of Thoracic Disease. 12 (3), 1070-1078 (2020).
  24. Zhang, X., et al. Tissue engineered transcatheter pulmonary valved stent implantation: current state and future prospect. International Journal of Molecular Sciences. 23 (2), 723(2022).
  25. Al Hussein, H., et al. Challenges in perioperative animal care for orthotopic implantation of tissue-engineered pulmonary valves in the ovine model. Tissue Engineering and Regenerative Medicine. 17 (6), 847-862 (2020).
  26. Emmert, M. Y., et al. Computational modeling guides tissue-engineered heart valve design for long-term in vivo performance in a translational sheep model. Science Translational Medicine. 10 (440), (2018).
  27. Schmidt, D., et al. Minimally-invasive implantation of living tissue engineered heart valves: . a comprehensive approach from autologous vascular cells to stem cells. Journal of the American College of Cardiology. 56 (6), 510-520 (2010).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Autologiczna zastawka z osierdziaimplantacja stentu nitinolowegoowczy model sercaodpływ z prawej komorywewnątrzsercowa echokardiografiaocena angiograficznatomografia komputerowa sercaregeneracyjna zastawka serca
Przezcewnikowa wymiana zastawki płucnej z autologicznego osierdzia za pomocą samorozprężalnego stentu nitinolowego w modelu dorosłej owcy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.