Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podejście do implantacji wstecznej w celu umieszczenia cewnika do dializy otrzewnowej u myszy

3.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63689

⸱

20 lipca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine, 2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine, 3Veterans Affairs Boston Healthcare System, 4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

W tym artykule

Informacja o sprostowaniu

Important: There has been an erratum issued for this article. View Erratum Notice

Podsumowanie

Ten artykuł opisuje modyfikacje procedury wszczepienia cewnika do dializy otrzewnowej w modelu mysim, aby uniknąć poważnych problemów technicznych obserwowanych przy konwencjonalnych technikach.

Streszczenie

Mysie modele są wykorzystywane do badania różnych aspektów dializy otrzewnowej (PD), takich jak zapalenie otrzewnej i zwłóknienie. Zdarzenia te prowadzą do niewydolności błony otrzewnej u ludzi, która pozostaje obszarem intensywnych badań ze względu na jej głębokie implikacje kliniczne w leczeniu pacjentów ze schyłkową niewydolnością nerek (ESKD). Pomimo klinicznego znaczenia choroby Parkinsona i związanych z nią powikłań, obecne eksperymentalne modele mysie borykają się z kluczowymi wyzwaniami technicznymi, które pogarszają wydajność modeli. Należą do nich migracja cewnika PD i załamanie i zwykle uzasadniają wcześniejsze usunięcie cewnika. Ograniczenia te powodują również konieczność ukończenia badania przez większą liczbę zwierząt. Odnosząc się do tych wad, badanie to wprowadza ulepszenia techniczne i niuanse chirurgiczne, aby zapobiec powszechnie obserwowanym powikłaniom cewnika PD w modelu mysim. Co więcej, ten zmodyfikowany model jest walidowany poprzez indukowanie zapalenia i zwłóknienia otrzewnej za pomocą zastrzyków lipopolisacharydowych. Zasadniczo w artykule tym opisano ulepszoną metodę tworzenia eksperymentalnego modelu choroby Parkinsona.

Wprowadzenie

Obciążenie schyłkową niewydolnością nerek
Przewlekła choroba nerek (PChN) jest ogólnoświatowym problemem zdrowotnym1. Obecne szacunki sugerują, że ponad 850 milionów ludzi na całym świecie cierpi na choroby nerek. Częstość występowania chorób nerek prawie podwaja liczbę osób z cukrzycą (422 miliony) i jest ponad 20 razy większa niż częstość występowania pacjentów z rakiem (42 miliony) lub HIV/AIDS (36,7 miliona) na całym świecie2. Około jeden na siedmiu Amerykanów cierpi na PChN, a dwóch na 1000 Amerykanów ma ESKD wymagające przeszczepu nerki lub wspomagania dializy3. Biorąc pod uwagę rosnące obciążenie ESKD na całym świecie, optymalizacja technologii dializ ma kluczowe znaczenie3.

Dializa otrzewnowa
PD jest znacznie niedostatecznie wykorzystywaną metodą leczenia ESKD w Stanach Zjednoczonych. Według United States Renal Data System (USRDS) odsetek pacjentów z powszechną chorobą Parkinsona wynosił tylko 11% w 2020 roku4,5. PD daje kilka zalet w porównaniu z hemodializą w ośrodku (HD), w tym lepszą jakość życia, mniej wizyt w klinice i zmniejszenie wydatków na Medicare6,7. Ponadto choroba Parkinsona jest terapią domową i wiąże się ze znacznie niższym ryzykiem poważnych infekcji, takich jak bakteriemia i zapalenie wsierdzia, które często są związane z cewnikami do hemodializy. Co więcej, PD można rozpocząć szybko za pomocą protokołu pilnego rozpoczęcia, co zmniejsza potrzebę rozpoczynania dializy za pomocą cewników naczyniowych na stałe8. PD jest uważana za preferowaną metodę dializy w populacji pediatrycznej ESKD9.

Upośledzenie otrzewnowej wywołane dializą otrzewnową
Choroba Parkinsona polega na wprowadzeniu płynu PD (dializatu) do otrzewnej, co z czasem skutkuje stanem zapalnym i przebudową błony otrzewnej. Zapalenie otrzewnej wywołuje zwłóknienie, którego kulminacją jest potencjalna utrata zdolności ultrafiltracji błony w miarę upływu czasu. Zachowanie błony otrzewnej jest poważnym wyzwaniem w chorobie Parkinsona, a dalsze badania są niezwykle ważne, aby zapewnić lekarzom dostęp do najlepszych praktyk klinicznych. Istnieją dobrze ugruntowane modele mysie, które pomagają lepiej zrozumieć patofizjologiczne mechanizmy infekcji i zapalenia otrzewnej, substancji rozpuszczonej, kinetyki transportu wody i niewydolności błony; Mimo to problemy techniczne z cewnikiem często ograniczają te modele10.

Analiza zmian w błonie otrzewnej
U pacjentów z ESKD dialilat jest tradycyjnie wprowadzany do jamy otrzewnej przez cewnik Tenkhoffa z głębokim i powierzchownym mankietem. Pacjenci mogą potencjalnie doświadczyć powikłań związanych z cewnikiem, w tym migracji cewnika, bólu związanego z infuzją i słabego drenażu dializatu11,12,13. Aby zminimalizować te powikłania, wprowadzono dwa główne typy cewników otrzewnowych dla ludzi, zwijanych lub prostych12. Kilka modyfikacji, w tym dodatkowy mankiet do konwencjonalnych cewników z dwoma mankietami, zostało dodanych do oryginalnych cewników, aby przedłużyć przeżycie cewnika PD11. Technika wprowadzania różni się w zależności od kilku czynników, zapobiegając migracji cewnika po przeżyciu, w tym dostępności zasobów i poziomu wiedzy specjalistycznej14.

Natomiast mysie modele dializy otrzewnowej mają zasadnicze różnice w technikach i celu w porównaniu do ludzkich cewników otrzewnowych. Na przykład cewniki otrzewnowe w modelach mysich są używane głównie do badania zmian błonowych i są mniej przeznaczone do dwukierunkowych funkcji drenażu. Obecna technika jest narażona na potencjalne przemieszczenie portu i migrację cewnika ze względu na obchodzenie się ze zwierzętami. W konwencjonalnych modelach mysich porty dostępowe nie były przymocowane do skóry. Ten aspekt stworzył niestabilny port dostępowy, który u obudzonych zwierząt mógł zostać przemieszczony, co spowodowało migrację cewnika. Biorąc pod uwagę znaczenie modeli mysich w badaniach błon otrzewnej, konieczne jest stworzenie skutecznych technik chirurgicznych w celu wygenerowania wiarygodnych modeli. Dlatego postanowiliśmy zoptymalizować konwencjonalny model zakładania cewnika do PD. Ważne jest, aby pamiętać, że cewnik sam w sobie powoduje zmiany histopatologiczne w błonie otrzewnej, a zatem wszelkie wnioski dotyczące wpływu roztworów PD w badaniach na zwierzętach muszą być interpretowane w kontekście cewnika PD jako ciało obce15,16,17.

Histopatologia błony otrzewnej
Niewydolność PD jest głównie związana ze zwłóknieniem i nadmierną angiogenezą powodującą utratę gradientu stężenia osmolarnego. Ponadto zapalenie otrzewnej może mieć wpływ na zdolność filtracji błony otrzewnej. Ponadto zakaźne zapalenie otrzewnej jest dobrze znaną przyczyną zmiany metody dializy z dializy otrzewnowej na hemodializę. 18.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Do tego badania użyto ośmiu samic myszy C57BL/6J w wieku 8-12 tygodni i średniej wadze 20 g. Myszy trzymano w standardowych warunkach i karmiono karmą i wodą ad libitum. Badanie to zostało przeprowadzone za zgodą Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC), Boston University Medical Center (AN-1549). Opisane tu zabiegi zostały wykonane w sterylnych warunkach.

1. Znieczulić mysz w komorze izofluranu i wstrzyknąć środek przeciwbólowy podskórnie

  1. Trzymaj zwierzę od nasady ogona. Trzymaj zwierzę na grzbietowej powierzchni ręki niedominującej.
  2. Przenieść zwierzę do komory indukcyjnej do ciągłego znieczulania wypełnionej 3%-4% izofluranem. Potwierdzić odpowiednie znieczulenie ogólne poprzez brak odruchu szczypania palców u nóg w prawej i lewej kończynie tylnej. Utrzymuj utrzymanie znieczulenia ogólnego za pomocą izofluranu 1%-3%.
  3. Nałóż maść okulistyczną na oba oczy.
  4. Należy podać podskórne wstrzyknięcie buprenorfiny.
    1. Rozpuścić zapas buprenorfiny w stężeniu 0,3 mg/ml w 0,9% roztworze chlorku sodu (NaCl), aby osiągnąć końcowe stężenie 0,03 mg/ml.
    2. Wstrzyknąć dawkę 0,05-0,1 mg/kg 0,03 mg/ml buprenorfiny wraz z 500 μl sterylnego NaCl 0,9%, 20 minut przed zabiegiem u myszy o wadze 20 g (2 μg lub 66 μl 0,03 mg/ml buprenorfiny na mysz).

2. Przygotowanie skóry

  1. Umieść w pełni znieczuloną mysz w lewej pozycji bocznej, wystawiając jej prawy bok na koc grzewczy. Ogol prawą stronę brzucha, tuż przy linii środkowej do obszaru przykręgosłupowego i w dół do ogona zwierzęcia.
  2. Zdezynfekuj ogolony obszar trzykrotnie za pomocą bawełnianego wacika z naprzemiennym nakładaniem roztworu antyseptycznego lub peelingu i 70% alkoholu lub sterylnej soli fizjologicznej okrężnymi ruchami, zaczynając od miejsca nacięcia chirurgicznego i kierując się na zewnątrz. Wyrzuć bawełniany wacik po każdym użyciu. Należy uważać, aby nie zmoczyć nadmiernie niechirurgicznych obszarów zwierzęcia alkoholem lub środkiem antyseptycznym, ponieważ może to pogorszyć hipotermię.
    UWAGA: Ważne jest, aby odpowiednio rozcieńczyć roztwory antyseptyczne i nie pozostawiać peelingów chirurgicznych na skórze podczas zabiegu, ponieważ mogą one być drażniące i należy je spłukać. Często sprawdzaj temperaturę koca grzewczego podczas zabiegu, aby upewnić się, że temperatura nie spadnie.

3. Zmierz długość cewnika i zaznacz punkt wprowadzenia w jamie brzusznej i przewodzie rurki nad przygotowaną skórą

  1. Przypisz kieszeń portu dostępowego 1 cm nad ogonem zwierzęcia. Przytrzymaj segment instalacyjny niedominującym palcem wskazującym i kciukiem nad przypisanym obszarem w pobliżu ogona.
  2. Umieść cewnik nad skórą i oszacuj miejsce wprowadzenia rurki cewnika w jamie brzusznej. Zaznacz wyznaczone miejsce do włożenia rurki, zwracając uwagę na minimalne zgięcie rurki w pobliżu przedniej linii środkowej.
    UWAGA: Wszystkie zabiegi muszą być wykonywane w sterylnych rękawiczkach, a cewnik powinien być utrzymywany w sterylności podczas pomiaru. Narzędzia chirurgiczne muszą być sterylizowane w autoklawie w temperaturze 121 °C przed użyciem. Patrz rysunek uzupełniający S1, aby zapoznać się z instrumentami wymaganymi do zabiegu.

4. Dostosuj sekcję zbiornika cewnika otrzewnowego

  1. Przebij boczny otwór nad ramą sekcji zbiornika za pomocą znacznika uszu myszy (Rysunek 1 i Rysunek 2). Należy zauważyć, że dziurkacz w ucho jest narzędziem chirurgicznym i musi być sterylny.

5. Umieść port do wkraplania

  1. Wykonaj poziome nacięcie skóry o szerokości 1 cm nad ogonem. Tępo odetnij płaszczyznę podskórną od leżącej pod spodem warstwy mięśniowej, aby utworzyć woreczek do umieszczenia cewnika, aby upewnić się, że port wkraplania swobodnie znajduje się w idealnej kieszeni portu.
  2. Trzymaj końcówkę nożyczek tęczówki w kierunku linii środkowej, aby utworzyć ukośny tunel do umieszczenia rurki (Rysunek 3A).
  3. Przełóż szew 3.0 z niestandardowego otworu bocznego. Przymocuj port dostępowy do łożyska mięśniowego, zaciskając przepuszczony szew, utrzymując przewód rurkowy cefaladowy.

6. Wykonaj nacięcie w miejscu wprowadzenia końcówki cewnika

  1. Wykonaj 1 cm nacięcie nad poprzednio zaznaczonym obszarem w pobliżu linii środkowej. Potwierdź dobrze rozwinięty trakt, przesuwając przez niego nożyczki.
  2. Delikatnie podnieś końcówkę cewnika za pomocą kleszczy, aby ustawić cewnik w kierunku wstecznym.
    UWAGA: Unikaj ściskania bocznych otworów rurki.
  3. Przeprowadź rurkę cewnika przez przygotowany przewód (Rysunek 3B). Wykonaj 1 cm nacięcie nad warstwą mięśniową w pobliżu prawej linii środkowej.

7. Potwierdź działanie cewnika

  1. Przed zamknięciem wszystkich nacięć upewnij się, że umieszczony cewnik jest sprawny. Sprawdź działanie za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml dołączonej do specjalnej igły Huber do portu.
  2. Wstrzyknąć 200 μl soli fizjologicznej do portu wkraplania. Szukaj płynnego przepływu z zerową tolerancją oporu.
  3. Przepłukać port i cewnik 10% heparyną, aby utrzymać drożność.

8. Zamknij nacięcia skóry

  1. Zamknij nacięcia skóry wokół zbiornika portowego (Rysunek 3C) za pomocą 3-0 wchłanialnych szwów.

9. Zamocuj końcówkę cewnika w jamie brzusznej

  1. Umieść luźny szew torebkowy ze sznurkiem z okrągłym wchłanialnym szwem 4-0 wokół naciętego mięśnia ściany brzucha. Przełóż proksymalny filc cewnika wewnątrz nacięcia.
  2. Zaciśnij przygotowany szew ze sznurka torebki wokół tuby, trzymając drugi filc na zewnątrz sznurka torebki, nad warstwą mięśniową (Rysunek 3D) i zamknij skórę wchłanialnymi szwami 3-0 (Rysunek 2).

10. Monitoruj zwierzęta po operacji i codziennie, podawaj pooperacyjne środki przeciwbólowe i płyny, a także prowadź codzienną dokumentację pooperacyjną przez minimum 7 dni i aż do całkowitego wyzdrowienia

  1. Utrzymuj cewnik w stanie funkcjonalnym poprzez codzienne wstrzykiwanie przez cewnik 200 μl soli fizjologicznej.

11. Wstrzykiwanie płynów

  1. Potwierdź spokojny proces pozabiegowy, dokładnie sprawdzając nacięcie skóry.
  2. Przygotować LPS 2 mg/kg masy ciała do wstrzyknięć dootrzewnowych (i.p.), rozcieńczając 40 μg LPS sterylnym roztworem soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (PBS) do stężenia roboczego 0,2 μg/μL (zasadniczo 10 μl dla 2 μg/g masy ciała i 200 μl LPS dla 20 g myszy).
  3. Zastrzyki należy rozpocząć w drugim tygodniu po wszczepieniu cewnika.
    1. Przytrzymaj zwierzę delikatnie ręką niedominującą i przytrzymaj port wkraplania, przesuwając palce wskazujący i kciuk w kierunku głowodu.
    2. Zdezynfekuj skórę leżącą nad zbiornikiem 70% alkoholem izopropylowym. Za pomocą strzykawki dołączonej do igły Hubera należy wstrzyknąć LPS.
      1. Po wejściu do portu za pomocą igły Hubera wstrzyknąć do portu 100 μl soli fizjologicznej w celu potwierdzenia przebiegu patentu.
      2. Wstrzyknąć przygotowane 200 μl LPS, a następnie 100 μl soli fizjologicznej do nawadniania rurkowego i upewnić się, że nie ma oporu.

12. Znieczulenie myszy przed pobraniem otrzewnej i pobranie płynu otrzewnowego

  1. Po 7 dniach iniekcji LPS i 2 tygodniach implantacji cewnika należy zaplanować biopsję otrzewnej.
  2. Zaplanuj znieczulenie ogólne.
    1. Znieczulić mysz w komorze izofluranu i wstrzyknąć środek przeciwbólowy podskórnie.
    2. Trzymaj zwierzę od nasady ogona i trzymaj zwierzę na grzbietowej powierzchni dłoni.
    3. Przenieść zwierzę do komory indukcyjnej do ciągłego znieczulania wypełnionej 3%-4% izofluranem. Potwierdzić odpowiednie znieczulenie ogólne poprzez brak odruchu szczypania palców u nóg w prawej i lewej kończynie tylnej. Utrzymuj utrzymanie znieczulenia ogólnego za pomocą izofluranu 1%-3%.

13. Biopsja otrzewnowej

  1. Ułóż zwierzę na podgrzewanym kocu w pozycji leżącej. Wykonaj nacięcie skóry w linii środkowej od wyrostka mieczykowatego do pęcherza
    2. moczowego.
  2. Wykonaj fuzję płaszczyzny podpowięziowej zimnym PBS (Rysunek 3E).
  3. Upewnij się, że płaszczyzna jest całkowicie wypreparowana bez naruszania integralności otrzewnej. Rozpocznij preparowanie otrzewnej od bocznego odbicia otrzewnej w lewym dolnym kwadrancie, zaczynając od wnęki do lewego boku, a pęcherza moczowego w dolnej części, aby utrzymać spójność próbek między zwierzętami (Rysunek 3F).
  4. Po pobraniu otrzewnowej należy poddać zwierzę eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Wszystkie wszczepione cewniki pozostały funkcjonalne do końca badania, a w żadnym przypadku nie wystąpiły powikłania w postaci przemieszczenia lub zagięcia cewnika. Obecna, zmodyfikowana technika została dodatkowo zwalidowana w modelu zapalenia otrzewnej indukowanego LPS. Myszy kontrolne otrzymywały codzienne wstrzyknięcia 200 µL soli fizjologicznej, natomiast myszom eksperymentalnym wstrzyknięto 200 µL LPS, zgodnie z opisem w kroku 11 protokołu, przez łącznie 7 dni po implantacji cewnika.

Bło...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Opisano trzy mysie modele PD. Obejmuje to ślepe nakłucie powierzchni otrzewnej, system otwarty-stały i system zamknięty10. Ślepe nakłucie powierzchni otrzewnej wiąże się z bezpośrednim dostępem otrzewnowym, podobnie jak wstrzyknięcia dootrzewnowe, ale nie pozwala na drenaż dializatu. Będąc zaślepioną procedurą, metoda ta może uszkodzić narządy trzewne jamy brzusznej. Model systemu otwartego-stałego utrzymuje cewnik do dializy i port wkraplania na zewnątrz organizmu. Jednak ta technika u myszy wiąż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Ta praca była wspierana przez NIH 1R01HL132325 i R21 DK119740-01 (VCC) oraz AHA Cardio-oncology SFRN CAT-HD Center grant 857078 (VCC i SL).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
10% heparyna Canada Inc., Boucherville, QC, Kanada)Produkt
        Buprenorfina 0,3 mg/ml        PAR Farmaceutyczny                    NDC 42023-179-05
Myszy C57BL/6JLaboratorium JacksonaIMSR_JAX:000664
CD31AbcamAb9498
                      Zacisk        Narzędzia naukowe                            Numer katalogowy 13002-10
                      Kleszcze        Narzędzia naukowe                            11002-12
Kleszcze do #5SFDumont Narzędzia do nauki11252-00
Kleszcze do kaniulacji naczyń DumontNarzędzia do nauki11282-11
Cienkie nożyczki - duże pętleNarzędzia do nauki14040-10
Fisherbrand  Dziurkacz do uszu zwierzątFisher Scientific13-812-201
Hill HemostatFine Science Tools13111-12
Igła punktowa Hubera  Dostęp  Technologie PG25-500Igła do wstrzykiwań
                      Izofluran, USP                      Covetrus                      NDC 11695-6777-2
            Lipopolisacharyd z E.coli                      SIGMA                          L4391
MikroskopNikon Eclipse Mikroskop odwróconyTE2000
Minute Mouse Port 4Francuski z koralikami retencyjnymi i otworami krzyżowymi      Dostęp  Technologie             MMP-4S-061108A
  Posi-Grip Igły punktowe Huber 25 G x 1/2&ostre; i ostry;    Dostęp  Technologie                            PG25-500
                      Nożyczki        Narzędzia naukowe                            14079-10
Vicryl SzewAD-Chirurgiczny#L-G330R24
farmaceutyczny

Bibliografia

  1. Saran, R., et al. US Renal Data System 2019 Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States. American Journal of Kidney Diseases. 75, 1 Suppl 1 6-7 (2020).
  2. ESRD, U.S.R.D.S.M. 2017 USRDS Annual Data Report: Epidemiology of Kidney Disease in the United States, Bethesda, MD, National Institutes of Health, National Institute of Diabetes and Digestive and Kidney Diseases. USRD. , (2017).
  3. Center of Disease Control, U.S.D.o.H.a.H.S. Chronic Kidney Disease in the United States, 2019. CDC Publications and Resources. , (2019).
  4. Cho, Y., et al. Peritoneal dialysis use and practice patterns: An international survey study. American Journal of Kidney Diseases. 77 (3), 315-325 (2021).
  5. Xieyi, G., Xiaohong, T., Xiaofang, W., Zi, L. Urgent-start peritoneal dialysis in chronic kidney disease patients: A systematic review and meta-analysis compared with planned peritoneal dialysis and with urgent-start hemodialysis. Peritoneal Dialysis International. 41 (2), 179-193 (2021).
  6. Gokal, R., Figueras, M., Olle, A., Rovira, J., Badia, X. Outcomes in peritoneal dialysis and haemodialysis--a comparative assessment of survival and quality of life. Nephrology Dialysis Transplantation. 14, Suppl 6 24-30 (1999).
  7. Gardezi, A. I., Sequeira, A., Narayan, R. Going home: Access for home modalities. Advances in Chronic Kidney Disease. 27 (3), 253-262 (2020).
  8. van de Luijtgaarden, M. W., et al. Trends in dialysis modality choice and related patient survival in the ERA-EDTA Registry over a 20-year period. Nephrology Dialysis Transplantation. 31 (1), 120-128 (2016).
  9. Schaefer, F., Warady, B. A. Peritoneal dialysis in children with end-stage renal disease. Nature Reviews. Nephrology. 7 (11), 659-668 (2011).
  10. Gonzalez-Mateo, G. T., Pascual-Anton, L., Sandoval, P., Aguilera Peralta, A., Lopez-Cabrera, M. Surgical techniques for catheter placement and 5/6 nephrectomy in murine Models of Peritoneal Dialysis. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (137), e56746(2018).
  11. Chow, K. M., et al. Straight versus coiled peritoneal dialysis catheters: A randomized controlled trial. American Journal of Kidney Diseases. 75 (1), 39-44 (2020).
  12. LaPlant, M. B., et al. Peritoneal dialysis catheter placement, outcomes and complications. Pediatric Surgery International. 34 (11), 1239-1244 (2018).
  13. Al-Hwiesh, A. K. A modified peritoneal dialysis catheter with a new technique: Farewell to catheter migration. Saudi Journal of Kidney Diseases and Transplantation. 27 (2), 281-289 (2016).
  14. Crabtree, J. H., Chow, K. M. Peritoneal dialysis catheter insertion. Seminars Nephrology. 37 (1), 17-29 (2017).
  15. Flessner, M. F., et al. Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter. Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).
  16. Kowalewska, P. M., Margetts, P. J., Fox-Robichaud, A. E. Peritoneal dialysis catheter increases leukocyte recruitment in the mouse parietal peritoneum microcirculation and causes Fibrosis. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 36 (1), 7-15 (2016).
  17. Kowalewska, P. M., Patrick, A. L., Fox-Robichaud, A. E. Syndecan-1 in the mouse parietal peritoneum microcirculation in inflammation. PLoS One. 9 (9), 104537(2014).
  18. Yanez-Mo, M., et al. Peritoneal dialysis and epithelial-to-mesenchymal transition of mesothelial cells. The New England Journal of Medicine. 348 (5), 403-413 (2003).
  19. Arinze, N. V., et al. Tryptophan metabolites suppress Wnt pathway and promote adverse limb events in CKD patients. The Journal of Clinical Investigation. 132 (1), (2021).
  20. Belghasem, M., et al. Metabolites in a mouse cancer model enhance venous thrombogenicity through the aryl hydrocarbon receptor-tissue factor axis. Blood. 134 (26), 2399-2413 (2019).
  21. Krediet, R. T. The peritoneal membrane in chronic peritoneal dialysis. Kidney International. 55 (1), 341-356 (1999).
  22. Gonzalez-Mateo, G. T., et al. Chronic exposure of mouse peritoneum to peritoneal dialysis fluid: structural and functional alterations of the peritoneal membrane. Peritonial Dialysis International: Journal of the International Society for Peritonial Dialysis. 29 (2), 227-230 (2009).
  23. Sukul, N., et al. Patient-reported advantages and disadvantages of peritoneal dialysis: results from the PDOPPS. BMC Nephrology. 20 (1), 116(2019).
  24. Lu, Y., et al. A method for islet transplantation to the omentum in mouse. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (143), e57160(2019).
  25. Gotloib, L., Wajsbrot, V., Shostak, A. A short review of experimental peritoneal sclerosis: from mice to men. The International Journal of Artificial Organs. 28 (2), 97-104 (2005).
  26. Tateda, K., Matsumoto, T., Miyazaki, S., Yamaguchi, K. Lipopolysaccharide-induced lethality and cytokine production in aged mice. Infection and Immunity. 64 (3), 769-774 (1996).
  27. Vila Cuenca, M., et al. Differences in peritoneal response after exposure to low-GDP bicarbonate/lactate-buffered dialysis solution compared to conventional dialysis solution in a uremic mouse model. International Urology and Nephrology. 50 (6), 1151-1161 (2018).
  28. Penar, J., et al. Selected indices of peritoneal fibrosis in patients undergoing peritoneal dialysis. Postepy Higieny Medycyny Doswiadczalnej (Online). 63, 200-204 (2009).
  29. Yung, S., Chan, T. M. Pathophysiological changes to the peritoneal membrane during PD-related peritonitis: the role of mesothelial cells. Mediators of Inflammation. 2012, 484167(2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Sprostowanie


Formal Correction: Erratum: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice
Posted by JoVE Editors on 3/22/2023. Citeable Link.

An erratum was issued for: A Retrograde Implantation Approach for Peritoneal Dialysis Catheter Placement in Mice. The Authors section was updated from:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

to:

Saran Lotfollahzadeh1
Mengwei Zhang1
Marc Arthur Napoleon1
Wenqing Yin1
Josephine Orrick1
Nagla Elzind1
Austin Morrissey1
Isaac E. Sellinger1
Lauren D. Stern1
Mostafa Belghasem2
Jean M. Francis1
Vipul C. Chitalia1,3,4
1Renal Section, Department of Medicine, Boston University Aram V. Chobanian & Edward Avedisian School of Medicine
2Department of Biomedical Science, Kaiser Permanente Bernard J. Tyson School of Medicine
3Veterans Affairs Boston Healthcare System
4Institute of Medical Engineering and Sciences, Massachusetts Institute of Technology

Tagi

Model mysiwłóknienie otrzewnejwstrzyknięcie lipopolisacharyduzapalenie otrzewnejbarwienie hematoksyliną i eozynąbarwienie trichromem Massonamarker CD31
Podejście do implantacji wstecznej w celu umieszczenia cewnika do dializy otrzewnowej u myszy
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.