Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Badanie mechanowykrywania cząstek świetlnych w jesionym jelicie cienkim

2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63697

⸱

18 marca 2022

 ,  ,  ,  , 
1Enteric NeuroScience Program (ENSP), Division of Gastroenterology & Hepatology, Department of Medicine, Mayo Clinic, 2Medical Scientist Training Program (MSTP), Mayo Clinic, 3Easy Learning Labs, 4Department of Physiology & Biomedical Engineering (PBME), Mayo Clinic

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Aby zbadać, jak jelito cienkie radzi sobie z cząstkami o różnych rozmiarach, zmodyfikowaliśmy ustaloną metodę in vivo, aby określić pasaż jelita cienkiego.

Streszczenie

Motoryka przewodu pokarmowego (GI) jest kluczowa dla prawidłowego trawienia i wchłaniania. W jelicie cienkim, które wchłania składniki odżywcze, ruchliwość optymalizuje trawienie i wchłanianie. Z tego powodu niektóre wzorce ruchliwości w jelicie cienkim obejmują segmentację w celu mieszania zawartości światła i perystaltykę w celu ich napędu. Właściwości fizyczne zawartości światła modulują wzorce perystaltyki jelita cienkiego. Mechaniczna stymulacja obwodów mechanosensorycznych przewodu pokarmowego poprzez tranzyt zawartości światła i leżącej u jego podstaw motoryki jelit inicjuje i moduluje złożone wzorce motoryczne przewodu pokarmowego. Jednak mechanizmy mechanosensoryczne, które napędzają ten proces, pozostają słabo poznane. Wynika to przede wszystkim z braku narzędzi do analizy, w jaki sposób jelito cienkie radzi sobie z materiałami o różnych właściwościach fizycznych. Aby zbadać, w jaki sposób jelito cienkie radzi sobie z cząstkami o różnych rozmiarach, zmodyfikowaliśmy ustaloną metodę in vivo w celu określenia pasażu jelita cienkiego. Żywe myszy podajemy płynem fluorescencyjnym lub maleńkimi koralikami fluorescencyjnymi. Po 30 minutach przeprowadzamy preparację jelit, aby zobrazować rozkład zawartości fluorescencyjnej w całym przewodzie pokarmowym. Oprócz pomiarów środka geometrycznego o wysokiej rozdzielczości, używamy binningu o zmiennej wielkości i analizy spektralnej, aby określić, w jaki sposób różne materiały wpływają na pasaż jelita cienkiego. Zbadaliśmy, w jaki sposób niedawno odkryty mechanizm "dotyku jelitowego" wpływa na perystaltykę jelita cienkiego przy użyciu tego podejścia.

Wprowadzenie

Ludzki przewód pokarmowy (GI) to układ narządów o długości wielu stóp, w przybliżeniu opisany jako rurka o różnych wymiarach i właściwościach fizycznych1. W miarę jak zawartość przemieszcza się przez całą swoją długość, podstawową funkcją przewodu pokarmowego jest wchłanianie substancji krytycznych dla życia. Jelito cienkie jest szczególnie odpowiedzialne za wchłanianie składników odżywczych. Pasaż jelita cienkiego jest ściśle regulowany w celu dopasowania do funkcji trawienia i wchłaniania, co skutkuje różnymi wzorcami ruchliwości. Bayliss i Starling opisali "prawo jelita"2 w 1899 roku, pokazując skurczowy program napędowy w jelicie, znany dziś jako odruch perystaltyczny; Segment bliższy bolusowi pokarmowemu kurczy się, aby popchnąć go do przodu, a segment dystalny rozluźnia się, aby go odebrać. Teoretycznie sam ten wzór może być wystarczający do nieudanego transportu materiału, ale ponad sto lat badań nakreśliło bardziej złożony obraz aktywności skurczowej w przewodzie pokarmowym. U ludzi rozpoznaje się trzy okresy motoryki jelita cienkiego: migrujący kompleks motoryczny (MMC), okres postu i okres poposiłkowy3. Te same wzorce zostały zgłoszone u myszy4,5. MMC to cykliczny wzorzec motoryczny zachowany u większości ssaków6,7. MMC ma charakterystyczny czterofazowy wzór, który służy jako użyteczny marker kliniczny w funkcjonalnych zaburzeniach przewodu pokarmowego7. Cztery fazy, w kolejności występowania, to: (I) spoczynek, (II) nieregularne skurcze o niskiej amplitudzie, (III) regularne skurcze o wysokiej amplitudzie oraz (IV) okres spadku aktywności 7. MMC oznacza główny wzorzec motoryczny okresu postu3. MMC w okresie postu oczyszczają zawartość jelita cienkiego w ramach przygotowań do następnego posiłku.

Wzorce motoryczne okresu poposiłkowego są zoptymalizowane pod kątem funkcji trawiennych i absorpcyjnych3. Niezależnie od składu kalorycznego, początkowy pasaż jest szybki wzdłuż jelita cienkiego, zawartość jest rozprowadzana wzdłuż jelita, a następnie tranzyt zwalnia8. Absorpcja jest optymalizowana poprzez zwiększenie powierzchni styku i spowolnienie jej w celu wydłużenia czasu przebywania. Gdy składniki odżywcze znajdą się w świetle, dominujący wzór składa się z bliskich (<2 cm od siebie) nieskoordynowanych skurczów (skurczów segmentujących), z kilkoma nałożonymi na siebie skurczami o dużej amplitudzie obejmującymi całą długość jelita cienkiego (skurcze perystaltyczne)9. Skurcze segmentacyjne mieszają zawartość śródświateł na miejscu. Sporadyczne duże skurcze perystaltyczne popychają zawartość w kierunku okrężnicy.

Czas tego powrotu do MMC zależy od ilości żywności i składu kalorycznego10. W ten sposób próbki jelita cienkiego dają wskazówki świetlne, aby regulować, kiedy przejść między okresami ruchliwości. Mechaniczne wskazówki, takie jak właściwości fizyczne zawartości światła11, objętość światła i napięcie ściany, angażują komórki mechanoreceptora w ścianie GI12,13,14,15,16. Rzeczywiście, zwiększenie zawartości stałego składnika posiłku prowadzi do wzrostu pasażu jelita cienkiego17. Spekulujemy, że właściwości fizyczne, takie jak stan ciekły lub stały treści wewnątrzświetlnej, muszą angażować różne mechanoreceptory ze względu na różne siły, które generują na ścianie GI18.

Złotym standardem pomiaru in vivo tranzytu przewodu pokarmowego u ludzi, podobnie jak u myszy, jest użycie radioaktywnych znaczników mierzonych za pomocą scyntygrafii, gdy opuszczają żołądek lub przechodzą wzdłuż okrężnicy19,20. U ssaków jelito cienkie zapętla się w nieprzewidywalny sposób, co utrudnia wiarygodne zobrazowanie jelita cienkiego in vivo, ale poczyniono postępy21. Co więcej, obecnie brakuje narzędzi do ilościowego określenia, w jaki sposób jelito cienkie radzi sobie z cząstkami o różnych właściwościach i rozmiarach. Punktem wyjścia była tutaj technika o złotym standardzie, która standaryzuje badanie pasażu jelita cienkiego22,23,24 i funkcja bariery22. Składa się z myszy z wdrętwem z materiałem fluorescencyjnym, czekających, aż ruchliwość przewodu pokarmowego przetransportuje materiał, wycinając przewód pokarmowy, dzieląc go na kilka sekcji od żołądka do okrężnicy, dzieląc i homogenizując zawartość śródświatełkową w celu ilościowej oceny fluorescencji. Wprowadziliśmy dwa ulepszenia. Po pierwsze, zmieniliśmy skład gawlernej zawartości, aby uwzględnić fluorescencyjne mikroskopijne kulki, aby określić, w jaki sposób jelito cienkie rozprowadza fizyczne cząstki. Po drugie, poprawiliśmy rozdzielczość przestrzenną, obrazując ex vivo cały przewód pokarmowy od żołądka do okrężnicy i zastosowaliśmy kategoryzację o zmiennym rozmiarze, aby ustandaryzować naszą analizę na zwierzętach. Postulujemy, że ujawnia to nowe spostrzeżenia na temat równowagi skurczów napędowych i segmentacyjnych w fazie poposiłkowej.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie opisane tutaj metody zostały zatwierdzone przez Instytucjonalny Komitet ds. Opieki i Użytkowania Zwierząt (IACUC) Kliniki Mayo.

1. Konfiguracja

  1. Pościć myszy w wieku od 8 do 10 tygodni przez 4 godziny. Zapewnij myszom dostęp do wody.
    UWAGA: Do wszystkich przedstawionych tutaj eksperymentów używamy samców myszy C57BL/6J typu dzikiego, ale można je przeprowadzić na myszach dowolnego szczepu, płci i genotypu.
  2. Schłodzić 15 ml wody destylowanej w stożkowej probówce o pojemności 50 ml w lodówce o temperaturze 4 °C.
  3. Podgrzej kolejne 15 ml wody destylowanej w zlewce za pomocą płyty grzejnej z mieszadłem magnetycznym do temperatury około 80-90 °C.
  4. Odmierz 0,5% metylocelulozy, co daje łącznie 30 ml (0,15 g).
  5. Delikatnie dodaj metylocelulozę do 15 ml gorącej wody, aby się nie zbrylała. Roztwór metylocelulozy będzie mętny podczas tego procesu.
  6. Po rozpuszczeniu wyjmij zlewkę z płyty grzejnej i dodaj do niej 15 ml schłodzonej wody.
  7. Wstawić do lodówki o temperaturze 4°C, aż roztwór będzie klarowny, około 15-20 minut.
  8. Gdy jest klarowny, odważyć 3 mg izotiocyjanianu rodaminy (RITC)-dekstranu na 5 ml 0,5% roztworu metylocelulozy i wymieszać do połączenia. Jest to stan cieczy w sekcji Reprezentatywne wyniki.
    1. Alternatywnie, zważyć 25 mg fluorescencyjnych mikrosfer polietylenu i wymieszać z 200 μl roztworu metylocelulozy, aż do uzyskania odpowiedniego połączenia. Dokładne wprowadzenie mikrosfer jest zapewnione przez wir przed zgłębnikiem. Eksperymentator musi uwidocznić jednorodny rozkład zawieszonych mikrosfer w mieszaninie.
    2. Ponieważ roztwór RITC-dekstran jest wrażliwy na światło, należy go przechowywać w lodówce. Roztwór RITC-dekstran i mieszaninę microshpere należy przygotować wcześniej i zużyć w ciągu 2 miesięcy. Zawiesić mieszaninę mikrosferyczną przed użyciem.
      UWAGA: Mikrosfery o różnych rozmiarach są używane do badania obchodzenia się z różnymi materiałami w przewodzie pokarmowym. W sekcji Reprezentatywne wyniki prezentujemy wyniki stosowania małych (średnica: 75-90 μm) i większych (średnica: 180-212 μm) mikrosfer.

2. Zgłębnik treści wewnątrzświetlnej

  1. Przygotuj zgłębnik, podłączając rurkę do karmienia 18 Ga x 50 mm do strzykawki o pojemności 1 ml i pobierając 200 μl roztworu RITC lub roztworu mikrosferycznego.
  2. Ręcznie skrępuj zwierzę na czczo, stosując technikę krępowania jedną ręką25. Zapoznaj się z informacjami instytucji na temat prawidłowych technik krępowania myszy.
  3. Delikatnie włóż rurkę do karmienia przez usta i przełyk myszy, aż dostanie się do żołądka.
    UWAGA: Etap zgłębnika ma kluczowe znaczenie dla udanego eksperymentu. Wymaga to doświadczonych rąk, które mogą konsekwentnie wkładać rurkę na mniej więcej taką samą odległość w każdej myszy. Ten krok musi zostać ustandaryzowany przez eksperymentatorów przeprowadzających protokół. Ten sam eksperymentator powinien pobrać wszystkie kohorty myszy, które będą ze sobą porównywane.
  4. Powoli wydalić zawartość strzykawki do żołądka i ostrożnie wyjąć rurkę z myszy.
  5. Po zgłębniku załóż mysz z powrotem do klatki.
  6. Wyrzuć rurkę do zgłębnika.
  7. Powtórz proces w razie potrzeby dla żądanej liczby zwierząt.

3. Rozwarstwienie jelit

  1. Przed rozpoczęciem sekcji włącz przyrząd do obrazowania in vivo, aby umożliwić mu osiągnięcie temperatury.
  2. Poświęć mysz 30 minut po zgłębku. Użyj wdychania dwutlenku węgla, aby złożyć mysz w ofierze, a następnie zwichnięcia szyjki macicy, aby zapewnić udaną eutanazję.
  3. Po potwierdzeniu udanej eutanazji umieść mysz w pozycji leżącej na etapie sekcji i przypnij jej cztery wyrostki do etapu, aby mieć dostęp do brzucha. Zwilż powierzchnię brzucha 70% etanolem, aby zwilżyć włosy na brzuchu.
  4. Użyj kleszczy do mikropreparacji (#4), aby pociągnąć skórę i zaopatrz się w ostre nożyczki chirurgiczne, aby wykonać poprzeczne nacięcie 1 cm nad odbytem. Aby odsłonić jamę śródotrzewnową, kontynuuj nacięcie pionowo w górę brzucha, aż do klatki piersiowej.
  5. Delikatnie przesuń jelito ślepe w lewo za pomocą kleszczy do mikrodysparacji, aby odsłonić dystalną okrężnicę.
  6. Przetnij dystalną okrężnicę nożyczkami do mikropreparacji tuż proksymalnie do odbytnicy.
  7. Delikatnie rozplątaj okrężnicę, jelito ślepe i jelito cienkie, pociągając powoli w przeciwnym kierunku.
    UWAGA: Utrzymanie wypreparowanych jelit w jednym ciągłym segmencie stworzy największą łatwość dla badacza. Rozdarcia i rozdarcia wzdłuż segmentu spowodują, że kolejne kroki będą trudniejsze.
  8. Użyj nożyczek do mikropreparacji, aby przeciąć proksymalnie brzucha.
  9. Użyj kleszczy, aby przenieść wypreparowane jelita na arkusz pomiarowy (Rysunek 1). Umieść żołądek na 0 mm i ułóż jelita wzdłuż linijki do 200 mm. Użyj nożyczek do mikropreparacji, aby ciąć na 200 mm. Powtórz ten proces wyrównywania jelit od 0 mm do 200 mm wzdłuż linijek, mając pewność, że orientacja jelit nie zostanie pomylona.
    1. Uważaj, aby nie rozciągać jelit podczas wyrównywania do linijek.
  10. Gdy tkanka zostanie ułożona na linijce, ułóż jelito ślepe tak, aby było równoległe do tkanki, ale nie miało z nią bezpośredniego kontaktu (jeśli w tym obszarze zostanie znaleziona jakakolwiek fluorescencja, potrzebne będzie wyraźne rozróżnienie różnic między jelitem ślepym a jelitami).
  11. Umieść arkusz pomiarowy z wypreparowaną tkanką w ciemnym miejscu, aby fluorescencja mogła zostać zachowana, dopóki nie nadejdzie czas na obrazowanie.

4. Obrazowanie ex vivo

  1. Otwórz oprogramowanie do obrazowania in vivo i zaloguj się.
  2. Zainicjuj instrument do obrazowania, aby był gotowy do akwizycji obrazu.
  3. Ustaw pola "Wzbudzenie" i "Emisja" na odpowiedni kolor używany dla zgłębnika lub zgłębnika RITC. Czerwony (ciecz): wzbudzenie 535 nm / emisja 600 nm. Zielony (mikrosfery): wzbudzenie 465 nm / emisja 520 nm.
  4. Ustaw ekspozycję na "Auto".
  5. Wybierz pole widzenia.
  6. Przed umieszczeniem arkusza pomiarowego w przyrządzie upewnij się, że jelita nie przesunęły się podczas transportu.
  7. Umieść arkusz pomiarowy w przyrządzie w polu view.
  8. Bezpiecznie zamknij drzwiczki instrumentu i wybierz opcję Migawka, aby sfotografować pole widzenia.
  9. Zapisz zebrane zdjęcia na dysku flash w celu analizy. Zapisz pojedyncze ujęcia obrazów fluorescencyjnych i fotograficznych. Nakładka na zdjęcie i fluorescencja wskazuje na położenie materiału fluorescencyjnego w przewodzie pokarmowym (Rysunek 1).
    UWAGA: Zalecamy zapisanie plików w formacie Tag Image File (.tif) w celu dalszego przetwarzania.

5. Analiza

  1. Otwórz pliki obrazów fluorescencyjnych i fotograficznych w oprogramowaniu do edycji zdjęć.
  2. Dostosuj rozmiar obu obrazów tak, aby miały dokładnie takie same wymiary (nasza konwencja polegała na ustawieniu obu obrazów na 1280 pikseli na 850 pikseli [wysokość x szerokość]).
  3. Zamknij plik ze zdjęciem. Poniższe kroki obejmują tylko obraz fluorescencyjny.
  4. Użyj narzędzia do wymazywania, aby usunąć tło i uczynić je przezroczystym. Gumka może być potrzebna do usunięcia plam pozostałego tła.
  5. Utwórz nową warstwę. Spraw, aby było to całkowicie czarne tło dla sygnału fluorescencyjnego. Można to osiągnąć, wybierając czarne wypełnienie warstwy i przeciągając warstwę tak, aby leżała poniżej warstwy z obrazem fluorescencyjnym.
  6. Zapisz nowy obraz fluorescencyjny, zawierający tylko sygnał fluorescencyjny na czarnym tle, jako nowy plik .tif.
  7. Otwórz nowe obrazy fluorescencyjne i sfotografuj je w ImageJ.
  8. Przekształć każdy obraz w obraz 32-bitowy, wybierając opcję Obraz > Wpisz > 32-bitowy.
  9. Utwórz scalony obraz z obu, wybierając opcję Obraz > Kolor > Scal kanały. W wyświetlonym oknie dialogowym wybierz plik zdjęcia dla kanału szarości i plik fluorescencyjny pod dowolnymi kanałami kolorowymi.
  10. Wyłącz skalę scalonego obrazu, wybierając opcję Analizuj > Ustaw skalę > Kliknij, aby usunąć skalę.
  11. Wybierz narzędzie "Prostokąt" w ImageJ.
  12. Narysuj prostokąt wokół odcinka jelita cienkiego. Zwróć szczególną uwagę na szerokość tego obszaru zainteresowania (ROI), ponieważ powinna ona pozostać stała między wszystkimi obszarami zainteresowania (ROI). Wartość nominalna nie jest istotna, wystarczy tylko, że jest spójna we wszystkich ROI narysowanych na tym obrazie [ponieważ jelito cienkie zajmuje kilka rzędów, indywidualne ROI zostaną narysowane na każdym odcinku jelita cienkiego w osobnym rzędzie (Rysunek 1)]. Rysunek 2 pokazuje położenie wartości szerokości na pasku narzędzi ImageJ.
  13. Zduplikuj zwrot z inwestycji, wybierając opcję Obraz > Duplikuj. Zaznacz tylko kanał odpowiadający kanałowi kolorowemu.
  14. Użyj ponownie narzędzia prostokąta, aby narysować ROI na całym nowym obrazie.
  15. Pobierz profil fluorescencji, wybierając opcję Analizuj > Drukuj profil. Wynikowy wykres przedstawia na osi y średnią intensywność dla każdego piksela na całej długości ROI. W kroku 5.12 wybrano tę długość jako długość analizowanego odcinka jelita cienkiego
  16. Otwórz listę wartości i skopiuj ją do arkusza kalkulacyjnego.
  17. Powtórz kroki 5.12-5.16 dla każdej sekcji jelita cienkiego w innym rzędzie linijki. Kontynuuj wklejanie wartości w tym samym pliku arkusza kalkulacyjnego bezpośrednio pod każdym poprzednim zestawem wartości, tak aby wszystkie ciągłe wiersze w tej kolumnie zawierały średnią wartość intensywności dla całej długości jelita cienkiego.
  18. W oprogramowaniu arkusza kalkulacyjnego pomnóż każdą średnią wartość intensywności przez stałą szerokość prostokąta ROI utworzonego w kroku 5.12. W ten sposób uzyskasz rzeczywistą wartość intensywności wzdłuż jelita cienkiego w każdym punkcie.
    UWAGA: Różne zwierzęta będą miały niewielkie różnice w długości jelita cienkiego. Aby zapobiec wpływowi różnic w długości na wynik dalszej analizy danych, ciąg wartości intensywności musi być podzielony na spójną liczbę przedziałów we wszystkich próbkach eksperymentalnych ( Rysunek 3, < silna klasa = "xfig" > Rysunek 4 i Rysunek 5 wyświetla wyniki dla trzech rozmiarów pojemników).
  19. Podziel liczbę wartości intensywności przez liczbę żądanych pojemników. Wynikowy iloraz S określa liczbę wartości intensywności uwzględnianych w każdym pojemniku.
  20. Określ pojemnik, do którego trafi każda wartość surowej intensywności, korzystając z formuły zaokrąglania. Ten krok umieszcza każdą wartość intensywności surowej w koszu. Każda wartość intensywności surowej jest chronologicznie indeksowana liczbą całkowitą N. Iloraz N/S określa numer pojemnika przypisany do każdej wartości surowej. Formuła zaokrąglania powinna zaokrąglić ten iloraz do liczby całkowitej bez ułamków dziesiętnych.
  21. Wygeneruj wartość dla każdego kosza przy użyciu formuły uśredniającej. Celem jest uśrednienie wartości surowych przypisanych do określonego pojemnika w kroku 5.20. W związku z tym argumenty we wzorze powinny być następujące: (1) przypisane pojemniki wygenerowane w kroku 5.20, (2) numer pojemnika, (3) wartości intensywności surowej.
    UWAGA: Pierwszą analizą, którą możemy przeprowadzić na danych z kosza, jest geometryczna analiza środka, która określa ilościowo, jak daleko obserwujemy najwyższą intensywność fluorescencji wzdłuż jelita cienkiego (Rysunek 4).
  22. Znormalizuj każdą wartość intensywności w stosunku do całkowitej intensywności fluorescencji. Innymi słowy, podziel każdą wartość intensywności przez sumę wszystkich intensywności.
  23. Pomnóż każdą znormalizowaną wartość przez numer pojemnika. Produkt odzwierciedla względną wagę każdego pojemnika, przyczyniając się do całkowitej intensywności fluorescencji.
  24. Dodanie wszystkich wartości wygenerowanych w kroku 5.23 daje numer pojemnika w środku sygnału fluorescencyjnego. Podziel przez liczbę pojemników, aby wyrazić środek geometryczny jako frakcję jelita cienkiego przebytą przez centrum fluorescencyjne.
    UWAGA: Aby odzwierciedlić rozkład przestrzenny sygnału, następnym krokiem jest wygenerowanie widma mocy zestawu danych o intensywności binned ( Rysunek 5).
  25. Otwórz kreatora szybkiej transformaty Fouriera (FFT) w oprogramowaniu arkusza kalkulacyjnego. Wybierz dane wejściowe jako zestaw danych z pojemnikami, a dane wyjściowe jako pusty zestaw o tej samej liczbie wierszy co pojemniki.
  26. Wyodrębnij składnik wartości rzeczywistej FFT.
  27. Podnieś każdą rzeczywistą wartość FFT do drugiej potęgi. W ten sposób uzyskuje się zestaw danych widm mocy.
  28. Wybierz pierwszą połowę zestawu danych widm mocy i przesuń go tak, aby znajdował się poniżej drugiej połowy. Powoduje to wyśrodkowanie widm mocy wokół częstotliwości środkowej, gdy jest ona wykreślana w następnym kroku.
  29. Wykreślić widma mocy na osi y wykresu x-y, gdzie wartości osi x są zakresem od -1 x (liczba przedziałów/2) do (liczba przedziałów/2) -1. W przypadku 1000 pojemników wartości osi będą się mieścić w zakresie od -500 do 499.
  30. Widma mocy dla każdego zwierzęcia powinny być porównywane na podstawie rozpiętości niezerowych pików i wysokości tych niezerowych pików.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Przedstawiamy reprezentatywne wyniki począwszy od Kroku 3. Rysunek 1 przedstawia nienaruszone wyeksplantowane jelita z nałożonymi pomiarami fluorescencji. Żołądek (fioletowy) ułożono wzdłuż tej samej osi co jelito cienkie (pomarańczowe), jednak zalecamy przesunięcie kątnicy (niebieska) na bok, aby zapobiec nakładaniu się na jelito grube (pomarańczowe). Jak wynika z lewego panelu, nie zawsze jest to możliwe ze względu na rozmiar organów. Przecinamy jelito cienkie na długości ok. 200 mm, aby z...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Przewód pokarmowy, podobnie jak inne narządy rurowe, takie jak naczynia krwionośne, wymaga mechanicznych czujników i efektorów do utrzymania homeostazy 26,27,28. Jednak przewód pokarmowy jest wyjątkowy, ponieważ właściwości fizyczne materiałów, które przez niego przechodzą, nie są stałe we wszystkich posiłkach. Treści śródświetlne o różnych właściwościach fizycznych (stałe, ciekłe i gazowe) przechodzą przez jelita, generując róż...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Podziękowania

Dziękujemy Pani Lyndsay Busby za pomoc administracyjną i Panu Joelowi Pino za wsparcie mediów. Granty NIH wspierały tę pracę: DK123549, AT010875, DK052766, DK128913 i Mayo Clinic Center for Cell Signaling in Gastroenterology (DK084567).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Myszy C57BL/6J JacksonLaboratory664inne myszy mogą być używane z tym protokołem
Narzędzia do preparowanianiedotyczy nie dotyczy
Oprogramowanie ExcelMicrosoftnie dotyczyużywane do analizy arkusza kalkulacyjnego
Fluorescencyjne zielone mikrosfery polietylenowe 1,00 g / cc 75-90um - 10 gKokosowy UVPMS-BG-1,00 75-90um - 10 g"mniejsze koraliki" w rękopis
Fluorescencyjne zielone mikrosfery polietylenowe 1,00 g / cc 180-212um - 10 gSferyczneUVPMS-BG-1,00 180-212um - 10 g"większe koraliki" w rękopisie
Igły do zgłębnikówInstechFTP-18-50-50
Oprogramowanie ImageJn/anie dotyczysłuży do ekstrakcji profilu fluorescencyjnego
Laminowany papier linijkowy (przygotowany we własnym zakresie)/adotyczy
Metyloceluloza (lepkość: 400 cP)SigmaM0262
Oprogramowanie PhotoshopAdoben/aużywane do przetwarzania obrazu
Izotiocyjanian Rodaminy B-DekstranSigmar8881-100mg"płynny" stan w manuskrypcie
Xenogen IVIS 200Perkin Elmer124262System obrazowania in vivo
n nie

Bibliografia

  1. Stevens, C. E., Hume, I. D. Comparative Physiology of the Vertebrate Digestive System. 2nd ed. , Cambridge University Press. (2004).
  2. Bayliss, W. M., Starling, E. H. The movements and innervation of the small intestine. The Journal of Physiology. 24 (2), 99-143 (1899).
  3. Husebye, E. The patterns of small bowel motility: physiology and implications in organic disease and functional disorders. Neurogastroenterology and Motility. (11), 141-161 (1999).
  4. Bush, T. G., et al. Effects of alosetron on spontaneous migrating motor complexes in murine small and large bowel in vitro. American Journal of Physiology-Gastrointestinal and Liver Physiology. 281 (4), 974-983 (2001).
  5. Der-Silaphet, T., et al. Interstitial cells of cajal direct normal propulsive contractile activity in the mouse small intestine. Gastroenterology. 114 (4), 724-736 (1998).
  6. Szurszewski, J. H. A migrating electric complex of the canine small intestine. American Journal of Physiology. 217 (6), 1757-1763 (1969).
  7. Deloose, E., et al. The migrating motor complex: control mechanisms and its role in health and disease. Nature Reviews Gastroenterology and Hepatology. 9 (5), 271-285 (2012).
  8. Johansoon, C., Ekelund, K. Relation between body weight and the gastric and intestinal handling of an oral caloric load. Gut. 17, 456-462 (1976).
  9. Sarna, S. K., et al. Spatial and temporal patterns of human jejunal contractions. American Journal of Physiology. 257 (1), 423-432 (1989).
  10. Hall, K. E., El-Sharkawy, T. Y., Diamant, N. E. Vagal control ofcanine postprandial upper gastrointestinal motility. American Journal of Physiology. 250, 501-510 (1986).
  11. Mayer, E. A. Gut feelings: the emerging biology of gut-brain communication. Nature Reviews Neuroscience. 12 (8), 453-466 (2011).
  12. Alcaino, C., et al. A population of gut epithelial enterochromaffin cells is mechanosensitive and requires Piezo2 to convert force into serotonin release. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America Sciences. 115 (32), 7632-7641 (2018).
  13. Kugler, E. M., et al. Mechanical stress activates neurites and somata of myenteric neurons. Frontiers in Cellular Neuroscience. 9, 342(2015).
  14. Mazzuoli, G., Schemann, M. Mechanosensitive enteric neurons in the myenteric plexus of the mouse intestine. PloS One. 7 (7), 39887(2012).
  15. Won, K. J., Sanders, K. M., Ward, S. M. Interstitial cells of Cajal mediate mechanosensitive responses in the stomach. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (41), 14913-14918 (2005).
  16. Mao, Y., Wang, B., Kunze, W. Characterization of myenteric sensory neurons in the mouse small intestine. Journal of Neurophysiology. 96 (3), 998-1010 (2006).
  17. McIntyre, A., et al. Effect of bran, ispaghula, and inert plastic particles on gastric emptying and small bowel transit in humans: the role of physical factors. Gut. 40 (2), 223-227 (1997).
  18. Treichel, A. J., et al. Specialized mechanosensory epithelial cells in mouse gut intrinsic tactile sensitivity. Gastroenterology. 162 (2), 535-547 (2022).
  19. Bharucha, A. E., Anderson, B., Bouchoucha, M. More movement with evaluating colonic transit in humans. Neurogastroenterology and Motility. 31 (2), 13541(2019).
  20. Camilleri, M., et al. Human gastric emptying and colonic filling of solids characterized by a new method. American Journal of Physiology. 257 (2), 284-290 (1989).
  21. Wang, D., et al. Trans-illumination intestine projection imaging of intestinal motility in mice. Nature Communications. 12 (1), 1682(2021).
  22. Woting, A., Blaut, M. Small intestinal permeability and gut-transit time determined with low and high molecular weight fluorescein isothiocyanate-dextrans in C3H mice. Nutrients. 10 (6), 685(2018).
  23. Miller, M. S., Galligan, J. J., Burks, T. F. Accurate measurement of intestinal transit in the rat. The Journal of Pharmacologial and Toxicological Methods. 6 (3), 211-217 (1981).
  24. Moore, B. A., et al. Inhaled carbon monoxide suppresses the development of postoperative ileus in the murine small intestine. Gastroenterology. 124 (2), 377-391 (2003).
  25. Machholz, E., et al. Manual restraint and common compound administration routes in mice and rats. Journal of Visualized Experiments. (67), e2771(2012).
  26. Baeyens, N., Schwartz, M. A. Biomechanics of vascular mechanosensation and remodeling. Molecular Biology of the Cell. 27 (1), 7-11 (2016).
  27. Ye, G. J., Nesmith, A. P., Parker, K. K. The role of mechanotransduction on vascular smooth muscle myocytes' cytoskeleton and contractile function. The Anatomical Record (Hoboken). 297 (9), 1758-1769 (2014).
  28. Mercado-Perez, A., Beyder, A. Gut feelings: mechanosensing in the gastrointestinal tract. Nature Reviews Gastroenterology & Hepatology. , 1-14 (2022).
  29. Brierley, S. M., et al. Splanchnic and pelvic mechanosensory afferents signal different qualities of colonic stimuli in mice. Gastroenterology. 127 (1), 166-178 (2004).
  30. Inoue, Y., et al. Diet and abdominal autofluorescence detected by in vivo fluorescence imaging of living mice. Molecular Imaging. 7 (1), 21-27 (2008).
  31. Szarka, L. A., Camilleri, M. Methods for the assessment of small-bowel and colonic transit. Seminars in Nuclear Medicine. 42 (2), 113-123 (2012).
  32. Padmanabhan, P., et al. Gastrointestinal transit measurements in mice with 99mTc-DTPA-labeled activated charcoal using NanoSPECT-CT. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 3 (1), 1-8 (2013).
  33. Jang, S. F., et al. Size discrimination in rat and mouse gastric emptying. Biopharmaceutics and Drug Disposition. 34 (2), 107-124 (2013).
  34. Zhu, Y. F., et al. Enteric sensory neurons communicate with interstitial cells of Cajal to affect pacemaker activity in the small intestine. Pflügers Archiv: European Journal of Physiology. 446 (7), 1467-1475 (2014).
  35. Treichel, A. J., Farrugia, G., Beyder, A. The touchy business of gastrointestinal (GI) mechanosensitivity. Brain Research. 1693, 197-200 (2018).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Motoryka jelita cienkiegomechanosensytywność jelitmotoryka przewodu pokarmowegoobrazowanie in vivofluorescencyjne zgłębnikowanieanaliza widma mocypasaż w jelicie cienkimregionalna analiza pasażuepitelniane mechanoreceptory
Badanie mechanowykrywania cząstek świetlnych w jesionym jelicie cienkim
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.