Artykuł metodologiczny

Badanie łagodzącego wpływu podawania Bacillus cereus na zapalenie jelita grubego poprzez modulację mikrobioty jelitowej

DOI:

10.3791/63707

⸱

27 lipca 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1School of Life Sciences, Anhui University, 2Key Laboratory of Human Microenvironment and Precision Medicine of Anhui Higher Education Institutes, Anhui University, 3Anhui Key Laboratory of Modern Biomanufacturing, 4Institute of Physical Science and Information Technology, Anhui University

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tym miejscu przedstawiamy protokół mający na celu ustanowienie indukowanego antybiotykiem, pseudo-wolnego od zarazków modelu zapalenia jelita grubego wywołanego siarczanem dekstranu sodu w celu zbadania roli mikrobioty jelitowej w regulacji pozytywnego wpływu Bacillus cereus na zapalenie jelita grubego.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Uważa się, że dysbioza mikrobioty jelitowej odgrywa rolę w postępie zapalenia jelita grubego. Jednak dokładne standardy podawania probiotyków w łagodzeniu zapalenia jelita grubego pozostają nieokreślone. Większość metod analizy opiera się na ograniczonej różnorodności i obfitości mikroorganizmów jelitowych. Dlatego badania obserwacyjne nie mogą ustalić związku przyczynowego. W tym badaniu zastosowaliśmy wywołane antybiotykami myszy wolne od pseudozarazków, aby zbadać rolę mikrobioty jelitowej w regulacji probiotycznego działania Bacillus cereus (B. cereus) na zapalenie jelita grubego wywołane siarczanem dekstranu sodu (DSS) u myszy. Proces ten pozwala na ocenę dwukierunkowego wpływu regulacyjnego suplementacji B. cereus na zdrowie i zapewnia stabilne i powtarzalne wyniki. Tutaj znajdują się szczegółowe protokoły hodowli B. cereus , operacji przez zgłębnik, pobierania kału i leczenia antybiotykami u myszy z zapaleniem jelita grubego. Metody optymalizacyjne mają również zastosowanie w przypadku innych przewlekłych zaburzeń związanych ze stanem zapalnym. Wyniki wykazały, że podawanie B. cereus zmniejszyło utratę masy ciała, skrócenie długości jelita grubego, wskaźnik aktywności choroby i wyniki histopatologiczne. Jednak leczenie antybiotykami stłumiło pozytywny wpływ B. cereus na zapalenie jelita grubego. Wyniki te wskazują, że mikrobiota jelitowa jest potrzebna do łagodzenia wpływu B. cereus na zapalenie jelita grubego. Dlatego badanie korzystnego wpływu probiotyków w tym badaniu jest obiecującym podejściem do opracowywania nowych strategii leczenia w celu złagodzenia objawów przewlekłych zaburzeń związanych ze stanem zapalnym.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Nieswoiste zapalenia jelit (IBD) są częstymi przewlekłymi zaburzeniami zapalnymi przewodu pokarmowego, w tym chorobą Leśniowskiego-Crohna i wrzodziejącym zapaleniem jelita grubego (WZJ)1. Obecne drogi terapeutyczne zapalenia jelita grubego to 5-aminosalicylany, kortykosteroidy, azatiopryna i antybiotyki2. Co więcej, leki te mają znaczne skutki uboczne3. Dlatego powinniśmy zwrócić większą uwagę na wpływ probiotyków na leczenie zapalenia jelita grubego.

Alternatywne podejścia terapeutyczne obejmują podawanie probiotyków, które były stosowane w modelach zwierzęcych i badaniach klinicznych. Wcześniejsze badania wykazały, że różne rodzaje podawania probiotyków, takich jak Bacillus cereus lub Bifidobacterium infantis, mogą złagodzić zapalenie jelita grubego 4,5. W badaniach przedklinicznych skuteczność i bezpieczeństwo probiotyków muszą być badane na modelach zwierzęcych.

Mysie modele zapalenia jelita grubego z siarczanem sodu dekstranu (DSS) mogą pomóc w zbadaniu mechanizmów zapalenia jelita grubego i ocenie pozytywnych skutków probiotyków. Indukcja DSS powoduje nadżerki błony śluzowej jelit, dysfunkcję bariery jelitowej i zwiększenie przepuszczalności nabłonka jelitowego6. Większość mysich modeli probiotyków podkreślała głównie efekty biologiczne. Jednak mechanizm stojący za podawaniem tego probiotyku jest trudny do zbadania, biorąc pod uwagę ograniczenia w dalszej weryfikacji związku przyczynowego między probiotykami a łagodzeniem zapalenia jelita grubego. W związku z tym istnieje potrzeba opracowania ustandaryzowanej metody badania mechanizmu działania probiotyków.

Tradycyjnie, badania te wymagają zaszczepienia pewnych probiotyków myszom wolnym od zarazków7. Istnieją jednak pewne ograniczenia laboratoryjne w stosowaniu myszy wolnych od zarazków jako receptorów dla probiotyków, takie jak niska zdolność immunologiczna i drogie urządzenia wolne od zarazków8. Aby uniknąć tych ograniczeń, stworzono alternatywny model zapalenia jelita grubego wywołanego przez DSS przy użyciu myszy wolnych od pseudozarazków. Model myszy wolny od pseudo-zarazków został ustalony przez zastosowanie antybiotyków, jak opisano wcześniej 9,10.

W tym artykule ustalamy myszy wolne od pseudozarazków za pomocą koktajlu antybiotykowego. Szczegółowo opisujemy również metodologię tworzenia i oceny modeli zapalenia jelita grubego u myszy oraz badamy wpływ probiotyków na łagodzenie objawów zapalenia jelita grubego. Poniższy protokół podaje również metody dostarczania probiotyków przez zgłębnik.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z Wytycznymi dotyczącymi opieki i wykorzystania zwierząt laboratoryjnych Uniwersytetu Anhui w Chinach, a wszystkie procedury zostały zatwierdzone przez Komisję Etyki Zwierząt Uniwersytetu Anhui w Chinach (nr 1). IACUC(AHU)-2020-014).

1. Podawanie antybiotyków

  1. Przygotuj koktajl antybiotyków, rozpuszczając ampicylinę (1 g/l), siarczan neomycyny (1 g/l), metronidazol (0,5 g/l) i wankomycynę (0,5 g/l) w 1 l wody pitnej5.
  2. Po całkowitym rozpuszczeniu roztwory przechowywać w temperaturze 4 °C.
  3. Wlej roztwory koktajli antybiotykowych do butelki z wodą. Umieść butelkę na klatce na mysz.
    UWAGA: Upewnij się, że używasz brązowych butelek lub owiń butelki folią aluminiową, aby chronić roztwory antybiotyków przed światłem.
  4. Zastąp koktajl antybiotykowy świeżymi roztworami 2 razy w tygodniu.
  5. Pozwól myszom swobodnie pić roztwory koktajli antybiotykowych przez 4 tygodnie.

2. Przygotowanie wody pitnej DSS i indukcja zapalenia jelita grubego

  1. Aby przygotować 2,5% roztwór siarczanu dekstranu sodu (DSS), rozpuść 2,5 g DSS w 100 ml wody destylowanej11.
  2. Zastąp wodę pitną 2,5% roztworem DSS w grupie myszy z zapaleniem jelita grubego. Upewnij się, że myszy z grupy zapalenia jelita grubego nie mają dostępu do innej wody pitnej. W międzyczasie potraktuj myszy kontrolne wodą destylowaną bez DSS.
  3. Trzymanie w pomieszczeniach domowych samców myszy C57BL/6J (średnia masa ciała, 20 g ± 2 g; w wieku 7 tygodni) w warunkach wolnych od patogenów ze swobodnym dostępem do standardowego pożywienia i wody.
    UWAGA: Trzymaj w sumie pięć myszy w klatce w warunkach wolnych od patogenów.
  4. Projekt eksperymentalny
    UWAGA: Eksperymenty na zwierzętach zostały zaprojektowane w dwóch etapach. Do każdej grupy dołączono pięć myszy.
    1. Pierwszy etap: Aby ocenić pozytywny wpływ B. cereus na łagodzenie zapalenia jelita grubego, losowo przypisz myszy do następujących trzech grup: grupa kontrolna (kontrolna), model zapalenia jelita grubego wywołanego DSS (DSS), suplementacja probiotykiem B. cereus dla myszy indukowanych DSS (B. cereus).
    2. Drugi etap: Aby zbadać rolę mikrobioty jelitowej w regulacji probiotycznego działania B. cereus na zapalenie jelita grubego wywołane DSS, losowo przypisz myszy do następujących trzech grup: ABX (kontrola), ABX (DSS) i ABX (B. cereus + DSS).
      1. Potraktuj myszy w grupie ABX (kontrolnej) solą fizjologiczną.
      2. Po leczeniu roztworami koktajli antybiotykowych przez 4 tygodnie, pozwól myszom z grupy ABX (DSS) otrzymywać wodę zawierającą 2,5% DSS przez 1 tydzień i normalną sól fizjologiczną przez 2 tygodnie.
      3. Po leczeniu roztworami koktajli antybiotykowych i wodą DSS, myszy z grupy ABX (B. cereus + DSS) należy codziennie traktować B. cereus (2 x 108 komórek) w 200 μl soli fizjologicznej za pomocą kaniuli dożołądkowej przez 2 tygodnie.
  5. Po podaniu koktajlu antybiotykowego należy natychmiast potraktować samce myszy C57BL/6 2,5% roztworem DSS w wodzie pitnej przez 7 dni.
  6. Zapisz masę ciała myszy przed interwencją DSS jako masę wyjściową.

3. Kwantyfikacja B. cereus

  1. Przygotuj osiem probówek do mikrowirówek o pojemności 1,5 ml wypełnionych 900 μl sterylnego roztworu soli fizjologicznej.
  2. Odpipetować 100 μl logarytmicznego wzrostu B. cereus i rozpuścić w 900 μl sterylnego normalnego roztworu soli fizjologicznej.
  3. Seryjnie rozcieńczyć B. cereus za pomocą probówek.
  4. Umieścić 40 μl każdego rozcieńczenia na odpowiedniej płytce agarowej LB oznaczonej stosunkiem rozcieńczenia. Powtórzyć 3 razy dla każdego stosunku rozcieńczenia.
  5. Hodować płytki w inkubatorze o stałej temperaturze 37 °C przez 16 godzin.
  6. Wybierz płytki z ~20-70 koloniami do zliczenia. Obliczyć średnie stężenie bakterii na podstawie wielokrotności rozcieńczenia wybranych płytek.

4. Przygotowanie B. cereus do głębnika

  1. Po ilościowym określeniu B. cereus zebrać 1 ml pożywki B. cereus zawierającej 1 x 109 jtk i odwirować przy 8 000 x g przez 10 minut. Następnie przemyć komórki bakteryjne 2x sterylną wodą przez odwirowanie przy 8 000 x g przez 10 minut i usunąć supernatant.
  2. Rozcieńczyć zagęszczony B. cereus sterylnym roztworem soli fizjologicznej do końcowego stężenia 2 x 108 CFU/200 μL4.
  3. Kilkakrotnie pipetować rozcieńczenie w górę i w dół, aby uzyskać rozproszoną zawiesinę B. cereus .
  4. Przeprowadzić ilościowe określenie stężenia B. cereus za pomocą techniki liczenia płytek przed zakończeniem metody zgłębnika.

5. Stosowanie suplementów B. cereus przez zgłębnik

  1. Podawaj interwencje (2 x 10 probiotyków8 CFU w 200 μl soli fizjologicznej) myszom przez zgłębnik doustny o określonej porze.
  2. Aby podać B. cereus, podłącz igłębnik (rozmiar igły do karmienia: 20 G, 38 mm) do strzykawki o pojemności 1 ml. Przetrzyj zewnętrzną część igły do zgłębnika 70% etanolem między myszami i utrzymuj prawidłowe stosowanie dawki.
  3. Aby powstrzymać myszy, podnieś je za ogon i mocno chwyć luźną skórę grzbietu, tak aby koniec ogona był przymocowany między dwoma ostatnimi palcami przewodnika.
  4. Trzymaj myszy w pozycji pionowej. Następnie ostrożnie i delikatnie włóż igłębkę przez usta do przełyku. Jeśli na tym etapie nie napotkasz oporu, delikatnie wepchnij igłę do żołądka.
    UWAGA: Potwierdź regularne i niezakłócone oddychanie myszy przed podaniem leku.
  5. Powoli przesuwać igłę i podawać roztwór B. cereus . Delikatnie wyjąć igłę po zakończeniu wbijania. Zwolnij mysz i umieść ją z powrotem w klatce.

6. Określenie wskaźnika aktywności choroby

UWAGA: Wskaźnik aktywności choroby (DAI) był obliczany codziennie na podstawie utraty masy ciała myszy, krwi utajonej w kale i konsystencji stolca.

  1. Codziennie mierz masę ciała myszy. Przypisz każdej myszy wynik 0-4 na podstawie procentowej utraty masy ciała (0: 0%, 1: 1%-5%, 2: 6%-10%, 3: 11%-18% i 4: >18%).
  2. Zbierz świeże próbki kału od każdej myszy. Użyj bawełnianego wacika, aby stymulować skurcz odbytu, aby ułatwić wypróżnianie. Następnie natychmiast po wypróżnieniu należy pobrać próbki kału do wysterylizowanej probówki wirówkowej.
  3. Określ krew utajoną w kale za pomocą papieru testowego na krew utajoną w kale. Pobrać 10 mg próbki kału na patyczek z aplikatorem.
  4. Umieść próbkę na karcie testowej i nałóż cienki rozmaz na kartę. Otwórz tylną klapkę i nałóż wywoływacz na rozmaz.
  5. Następnie oceń krew utajoną za pomocą papieru testowego na krew utajoną w stolcu w ciągu 120 sekund.
    UWAGA: Każdy ślad koloru niebieskiego na lub na krawędzi rozmazu jest pozytywny dla krwi utajonej. Wyniki okultyzmu kału były następujące: 0: brak, 1: hemokultyzm dodatni, 2: niewielki, 3: ślady krwi w stolcu i 4: duże krwawienie.
  6. Zidentyfikuj konsystencję kału, wykrywając próbkę kału11. Przypisz wynik od 0 do 4 (0: normalny, 1: luźne stolce, 2: częściowo uformowane stolce, 3: płynne stolce i 4: biegunka).

7. Pobieranie tkanek

  1. Znieczulenie myszy poprzez dootrzewnowe wstrzyknięcie 10% hydratu chloralu (10 mg / kg) na koniec pierwszego i drugiego etapu eksperymentu. Oceń głębokość znieczulenia u myszy za pomocą odruchu wycofania szczypania.
  2. Następnie poddaj myszy eutanazji przez zwichnięcie szyjki macicy.
  3. Zamocuj myszy na wznak na stole operacyjnym i otwórz jamę otrzewnej.
  4. Oddziel chirurgicznie całą okrężnicę i zmierz długość linijką.
  5. Następnie delikatnie umyj okrężnicę strzykawką o pojemności 5 ml wypełnioną wstępnie schłodzonym PBS.

8. Ocena uszkodzeń histologicznych

  1. Pokrój tkankę jelita grubego na małe fragmenty, utrwal je w 4% paraformaldehydzie i zanurz w parafinie za pomocą maszyny do zatapiania tkanek.
  2. Następnie należy przeciąć tkanki zatopione w parafinie za pomocą mikrotomu, aby przygotować skrawki tkanki okrężnicy o grubości 4 μm. Odwoskować i odwodnić odcinki jelita grubego. Następnie wybarwić odcinki jelita grubego hematoksyliną i eozyną (H&E).
    UWAGA: Barwione próbki jelita grubego są oceniane przez badacza za pomocą systemu dla następujących pomiarów: stopień naciekania komórek zapalnych (brak: 0, łagodny: 1, umiarkowany: 2, ciężki: 3), uszkodzenie błony śluzowej (brak: 0, warstwa śluzowa: 1, błona podśluzowa: 2, mięśnie i błona surowicza: 3), uszkodzenie krypty (brak: 0, 1/3: 1, 2/3: 2, całe: 3, utrata całego + nabłonka: 4), zakres zmian (%) (0%: 0, 1%-25%: 1, 26%-50%: 2, 51%-75%: 3, 76%-100%: 4). Całkowita ocena uszkodzeń histologicznych jest obliczana dla każdego indywidualnego wyniku powyższych pomiarów5.
  3. Niech dwóch niezależnych eksperymentatorów oceni (zaślepi) wyniki histologiczne próbki pod mikroskopem świetlnym.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

B. suplementacja cereus i zapalenie jelita grubego
Eksperymentalny model ostrego zapalenia jelita grubego został wywołany przez interwencję DSS w wodzie pitnej. Rycina 1A przedstawia eksperymentalny protokół podawania B. cereus mysiemu modelowi zapalenia jelita grubego. Indukcja DSS oczywiście zmniejszyła masę ciała (ryc. 1B) i długość okrężnicy. Łagodzące działanie B. cereus poprzez zgłębnik doustny badano na model...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Aby zastosować probiotyki w badaniach klinicznych, konieczna jest ocena skuteczności i bezpieczeństwa probiotyków na modelach zwierzęcych. Dostarczone protokoły zostały wcześniej zoptymalizowane pod kątem oceny ciężkości zapalenia jelita grubego. Myszy leczone DSS to model zapalenia jelit, który naśladuje cechy kliniczne i histologiczne charakterystyczne dla wrzodziejącego zapalenia jelita grubego12. Myszy modelowe z ostrym zapaleniem jelita grubego charakteryzują się utratą masy ciała, biegunką, ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Badania te były przynajmniej częściowo wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (K.S., grant nr 32000081), Fundację Nauk Przyrodniczych Prowincji Anhui (K.S., grant nr 1908085QC120), Program Projektów Otwartych Państwowego Kluczowego Laboratorium Nauk i Technologii Żywności, Uniwersytet Jiangnan (K.S., grant nr SKLF-KF-201920), Fundację Nauk Przyrodniczych Chińskich Instytucji Szkolnictwa Wyższego Anhui (K.S., Nr dotacji KJ2019A0040), Doktorancka Fundacja Badań Naukowych Uniwersytetu Anhui (K.S., grant nr J01003316 ), Chińska Narodowa Fundacja Nauk Przyrodniczych (Y.W., grant nr 31770066, 31470218), Otwarty Fundusz Budowy Dyscypliny, Instytut Nauk Fizycznych i Technologii Informacyjnych Uniwersytetu Anhui (Y.W.) oraz Program Wybitnych Talentów Uniwersytetu Anhui w Chinach (Y.W.).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,01 M PBS (proszek, pH 7,2 i ndash; 7.4)Solarbio (Słoneczna Biologia)Zobacz materiał P1010-2L
Alkohol etylowy bezwodnyCicho64-17-5
Roztwór do różnicowania kwasowego alkoholu fsatBeyotimeNr C0163S
AgarSangon Biotechnologia9002-18-0
AmpicylinySolarbio (Słoneczna Biologia)69-53-4Przechowuj pod adresem 2– 8 & stopnie; C
Inkubator beztlenowyDługa YueZobacz materiał LA1-3T
Siarczan dekstranu, sól sodowa, stopień zapalenia jelita grubegoMP Biomedycyna160110
Inkubator elektrotermicznySANFA (Organizacja Zdrowia)HP-050A
Stabilizator tkankowy ogólnego przeznaczeniaOstrze biologiczneBL539A
GlicerynaCicho56-81-5
Zestaw do barwienia hematoksyliny i eozynyBeyotimeNr C0105
Nośnik montażowy KisseraBeyotimeNr C0181
MetronidazolSolarbio (Słoneczna Biologia)443-48-1Przechowuj pod adresem 2– 8 & stopnie; C
Siarczan neomielinySolarbio (Słoneczna Biologia)1405-10-3Przechowuj pod adresem 2– 8 & stopnie; C
Inkubator oscylacyjnySzanghaj ZhichuZQLY-180S
Chlorek soduSangon Biotechnologia7647-14-5
Papier testowy na krew utajoną stolcaBaso (Wieża)BA2020B
TryptonOXOID (OXOID)2285856
WankomycynaSolarbio (Słoneczna Biologia)1404-93-9Przechowuj pod adresem 2– 8 & stopnie; C
KsylenCicho1330-20-7
Ekstrakt drożdżowySangon Biotechnologia8013-01-2

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pittayanon, R., et al. Differences in gut microbiota in patients with vs without inflammatory bowel diseases: A systematic review. Gastroenterology. 158 (4), 960-946 (2020).
  2. Kuehn, F., Hodin, R. A. Impact of modern drug therapy on surgery: Ulcerative colitis. Visceral Medicine. 34 (6), 426-431 (2018).
  3. Harmand, P. -O., Solassol, J. Thiopurine drugs in the treatment of ulcerative colitis: Identification of a novel deleterious mutation in TPMT. Genes. 11 (10), 1212(2020).
  4. Sheng, K., et al. Synbiotic supplementation containing Bifidobacterium infantis and xylooligosaccharides alleviates dextran sulfate sodium-induced ulcerative colitis. Food & Function. 11 (5), 3964-3974 (2020).
  5. Sheng, K., et al. Probiotic Bacillus cereus alleviates dextran sulfate sodium-induced colitis in mice through improvement of the intestinal barrier function, anti-inflammation, and gut microbiota modulation. Journal of Agricultural and Food Chemistry. 69 (49), 14810-14823 (2021).
  6. Wei, L., et al. PRKAR2A deficiency protects mice from experimental colitis by increasing IFN-stimulated gene expression and modulating the intestinal microbiota. Mucosal Immunology. 14 (6), 1282-1294 (2021).
  7. Souza, E. L. S., et al. Beneficial effects resulting from oral administration of Escherichia coli Nissle 1917 on a chronic colitis model. Beneficial Microbes. 11 (8), 779-790 (2020).
  8. Trinder, M., Daisley, B. A., Dube, J. S., Reid, G. Drosophila melanogaster as a high-throughput model for host-microbiota interactions. Frontiers in Microbiology. 8, 751(2017).
  9. Liang, W., et al. Colonization potential to reconstitute a microbe community in pseudo germ-free mice after fecal microbe transplant from equol producer. Frontiers in Microbiology. 11, 1221(2020).
  10. Hernandez-Chirlaque, C., et al. Germ-free and antibiotic-treated mice are highly susceptible to epithelial injury in DSS colitis. Journal of Crohns & Colitis. 10 (11), 1324-1335 (2016).
  11. Sheng, K., et al. Grape seed proanthocyanidin extract ameliorates dextran sulfate sodium-induced colitis through intestinal barrier improvement, oxidative stress reduction, and inflammatory cytokines and gut microbiota modulation. Food & Function. 11 (9), 7817-7829 (2020).
  12. Xu, X., et al. Histological and ultrastructural changes of the colon in dextran sodium sulfate-induced mouse colitis. Experimental and Therapeutic Medicine. 20 (3), 1987-1994 (2020).
  13. Zheng, L., et al. Jianpi Qingchang decoction alleviates ulcerative colitis by inhibiting nuclear factor-kappa B activation. World Journal of Gastroenterology. 23 (7), 1180-1188 (2017).
  14. Gao, X., et al. Symptoms of anxiety/depression is associated with more aggressive inflammatory bowel disease. Scientific Reports. 11, 1440(2021).
  15. Thippeswamy, B. S., et al. Protective effect of embelin against acetic acid induced ulcerative colitis in rats. European Journal of Pharmacology. 654 (1), 100-105 (2011).
  16. Sakai, S., et al. Astaxanthin, a xanthophyll carotenoid, prevents development of dextran sulphate sodium-induced murine colitis. Journal of Clinical Biochemistry and Nutrition. 64 (1), 66-72 (2019).
  17. Li, S., et al. Role of gut microbiota in the anti-colitic effects of anthocyanin-containing potatoes. Molecular Nutrition & Food Research. 65 (24), 2100152(2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Model zapalenia jelita grubegosuplementacja probiotykamizapalenie jelita grubego indukowane DSSleczenie antybiotykamipodawanie przez zg bnik o dkowykrew utajona w kalehistopatologia jelita grubegozaburzenia zapalne

Powiązane artykuły