Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Heterotopowy model przeszczepu serca szczura przy użyciu serc dawców śmierci krążeniowej

1.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63844

⸱

18 maja 2022

 ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Cardiothoracic Surgery, Department of Surgery, Virginia Commonwealth University, 2Pauley Heart Center, Virginia Commonwealth University Health System, 3Department of Surgery, McGuire Veterans Administration Medical Center, 4Department of Pharmacotherapy and Outcome Science, School of Pharmacy, Virginia Commonwealth University, 5Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Virginia Commonwealth University

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opisujemy przygotowanie i szczegóły techniczne heterotopowego przeszczepu serca myszy z wykorzystaniem serca dawcy w wyniku śmierci krążeniowej.

Streszczenie

Celem tego protokołu jest stworzenie heterotopowego modelu przeszczepu serca u szczurów z dawstwem po śmierci krążeniowej (DCD) od dawców. Istnieją dwie konfiguracje dla tego protokołu: konfiguracja dawcy serca i konfiguracja biorcy. W konfiguracji dawcy serca szczury Sprague Dawley są znieczulane, intubowane dotchawiczo i wentylowane. Prawa tętnica szyjna jest kaniulowana w celu dostarczenia heparyny i środka porażającego bromku wekuronium. Proces DCD jest inicjowany przez zakończenie wentylacji. Po 20 minutach serce jest odsłonięte, a aorta dystalna do gałęzi ramienno-głowowej zostaje zaciśnięta. Po 25 minutach od odłączenia respiratora lodowaty roztwór University of Wisconsin (UW) jest przetłaczany przez cewnik do tętnicy szyjnej w celu przepłukania serca. Serce jest pozyskiwane przez podzielenie aorty, tętnicy płucnej, żył głównych i żył płucnych i przechowywanych w roztworze UW do implantacji. W konfiguracji biorcy szczur Lewisa jest znieczulany izofluranem. Buprenorfinę o powolnym uwalnianiu podaje się podskórnie, aby ułatwić płynną rekonwalescencję pooperacyjną. Poprzez nacięcie w linii środkowej brzucha aorta podnerkowa i żyła główna dolna są izolowane i zaciskane za pomocą atraumatycznego zacisku naczyniowego. Aorta serca dawcy i tętnica płucna są zszywane odpowiednio do aorty brzusznej biorcy i żyły głównej z przepływem 8-0 Prolen. Zacisk naczyniowy jest usuwany w celu reperfuzji serca. Ściana brzucha zostaje zamknięta, a szczur wraca do zdrowia. Po ustalonym odstępie czasu (od 24 godzin do 2 tygodni) szczur biorca jest znieczulany, przeszczepione serce jest odsłaniane, a cewnik z końcówką balonu jest wprowadzany do lewej komory przez wierzchołek w celu zarejestrowania powstałego ciśnienia i dP/dt za pomocą systemu akwizycji danych. Tkanka serca jest pobierana do badań histologicznych, immunologicznych lub analizy molekularnej. Udany model przeszczepu serca szczura od dawcy DCD pozwoli na dalsze badania nad metodami kardioprotekcyjnymi w celu poprawy wyników przeszczepu serca od dawców DCD.

Wprowadzenie

Mały zwierzęcy model przeszczepu serca (HTx) jest kluczowy dla prowadzenia badań nad patofizjologicznymi stanami, które wpływają na przeszczepione serce. Heterotopowy HTx w modelu mysim, opisany przez Oto i Lindsey, pozwolił naukowcom na zbadanie zmian patofizjologicznych obserwowanych w warunkach niedokrwienia i reperfuzji1. Tradycyjnie, serca dawców do przeszczepów są pozyskiwane od dawców bijącego serca, znanych również jako dawcy po śmierci mózgu (DBD); Nastąpił jednak nieproporcjonalny wzrost liczby pacjentów potrzebujących HTx2. Ostatnio serca od dawców zgonów krążeniowych, znane również jako dawcy po śmierci krążeniowej (DCD), zostały wykorzystane do przeszczepów w warunkach eksperymentalnych3. Główna różnica między sercami dawców DBD i DCD polega na tym, że w tym drugim przypadku serca są poddawane różnym czasom niedokrwienia, co wyklucza ich użycie w rutynowej praktyce HTx.

Poprzednio opisana literatura na temat mysiego heterotopowego HTx wykorzystywała tylko warunki dawcy bijącego serca4,5,6. Heterotopowe przeszczepienie serca z DCD wymaga subtelnych modyfikacji, bez których przeszczepione serce nie będzie bić7. Protokół ten ma na celu podzielenie się z czytelnikami wyrafinowaną techniką DCD HTx u szczurów. Globalne niedokrwienie mięśnia sercowego jest wrodzone dawstwu narządów DCD. Eksperymentalna konfiguracja naśladująca globalne niedokrwienie mięśnia sercowego została zbadana tylko w klasie ex vivo setup5. Wyniki badań ex vivo mogą nie mieć zastosowania do prac DCD HTx, ponieważ istnieją znaczące różnice między globalnymi modelami niedokrwienia in vivo (DCD) i ex vivo5. Wyniki lub ich brak z interwencji mających na celu złagodzenie reperfuzyjnego niedokrwienia mięśnia sercowego w modelach ex vivo mogą nie być odtwarzalne w modelu DCD HTx. W związku z tym konieczne jest symulowanie ludzkiego DCD HTx w modelu zwierzęcym, którego wyniki mogą mieć wyższą wartość translacyjną. Opisany tutaj model DCD HTx pozwoli badaczowi na dokładną symulację klinicznego DCD HTx i zapewni możliwość złagodzenia uszkodzenia reperfuzyjnego poprzez interwencje zarówno w sercu dawcy, jak i biorcy. Po wyzdrowieniu szczura-biorcy, funkcja przeszczepionego serca, histopatologia i immunologia mogą być badane w różnych odstępach czasu od momentu przeszczepu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi oraz Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych, opublikowanym przez National Institutes of Health (publikacja NIH nr 86-23, poprawiona w 2011 roku)8. Poniższe procedury zostały zatwierdzone przez Komitet ds. Opieki nad Zwierzętami i Wykorzystania Zwierząt Uniwersytetu Virginia Commonwealth. Wszystkie procedury zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi OSHA (administracja bezpieczeństwa i higieny pracy) oraz zalecanymi technikami sterylnymi9. Szczury Sprague Dawley trzymano w kontrolowanej wilgotności w temperaturze 23 °C i 12 godzinach cykli ciemności/światła.

1. Konfiguracja laboratorium

UWAGA: Przydziel dedykowane miejsce do przeprowadzania sterylnych operacji przetrwania gryzoni za pomocą mikroskopu operacyjnego. Utrzymuj temperaturę otoczenia w sali operacyjnej jako ciepłą; Stosowanie podkładek rozgrzewających zarówno podczas operacji, jak i procesu rekonwalescencji jest niezbędne do utrzymania temperatury ciała szczura biorcy.

  1. Przechowuj niezbędne materiały eksploatacyjne (Tabela materiałów), w tym strzykawki, sól fizjologiczną 0,9% (NaCl), środki znieczulające (izofluran, ketamina/ksylazyna), heparyna, bromek wekuronium, roztwór konserwujący, wiadro na lód i środek przeciwbólowy (buprenorfina o powolnym uwalnianiu) w magazynie i łatwo dostępnym.
  2. Starannie ułóż narzędzia mikrochirurgiczne (Rysunek 1A, B) na polu operacyjnym. Miej pod ręką zestaw do sterylizacji błyskawicznej, aby natychmiast wyczyścić skażone niezbędne narzędzia.

2. Przygotowanie in vivo szczura od dawcy DCD

  1. Znieczulić szczura do intubacji tchawicy i kaniulacji tętnicy szyjnej. Szczura Sprague Dawley (w wieku 8-12 tygodni) należy uspokoić w komorze z 3% izofluranem, a następnie znieczulić go ketaminą/ksylazyną (100/10 mg/kg, domięśniowo).
  2. Aby odsłonić tchawicę i prawą tętnicę szyjną, umieść w pełni znieczulonego szczura na plecach i oczyść przód szyi i klatki piersiowej roztworem alkoholu i powidonu. Wykonaj nacięcie w kształcie litery V ze szczytem litery V blisko szczęki szczura w linii środkowej, a każda kończyna litery V powinna być skierowana na odpowiednie ramię. Oddziel skórę od tkanki podskórnej i odwróć skórę na klatkę piersiową, aby odsłonić mięśnie paska szyi (Rysunek 2A).
    1. Zaintubuj szczura, oddzielając mięśnie paska linii środkowej (mostkowo-gnykowe i mostkowo-gnykowe) kleszczami, aby odsłonić tchawicę (Ryc. 2B). Otocz tchawicę jedwabiem 5-0 i otwórz ją, częściowo dzieląc tkankę mięśniową między pierścieniami tchawicy.
    2. Włóż angiocath 14 G do tchawicy i zabezpiecz go jedwabiem 5-0 (Rysunek 2C). Podłączyć angiocath do respiratora (1 ml/kg przy 90 oddechach/min).
    3. W przypadku kaniulacji prawej tętnicy szyjnej zidentyfikuj wspólną tętnicę szyjną (leży równolegle do i bezpośrednio po prawej stronie tchawicy), ostrożnie odizoluj ją na całej długości szyi i zwiąż dystalny (czaszkowy) koniec jedwabiem 5-0.
    4. Przymocuj hemostat do wolnego końca opaski, aby uzyskać przyczepność, aby ułatwić kaniulację tętnicy szyjnej.
    5. Zmobilizuj najbardziej proksymalny aspekt tętnicy szyjnej (w kierunku podstawy szyi) i zaciśnij ją za pomocą hemostatu naczyniowego . Pod mikroskopem operacyjnym użyj nożyczek do mikrotęczówki, aby otworzyć tętnicę szyjną, częściowo dzieląc ją z przodu na najbardziej dystalnym końcu. Kankaniuluj tętnicę szyjną za pomocą angiocath 22 G i zabezpiecz ją jedwabnym opaskiem 5-0 (Rysunek 2D).
    6. Podłącz trójdrożny adapter kranu przepływu do angiocath, aby ułatwić dostarczanie leków lub roztworu kardioplegii do tętnicy szyjnej i podłącz do czujnika ciśnienia, aby monitorować tętno i ciśnienie podczas procesu DCD (Rysunek 2D). Po zwolnieniu bliższego zacisku naczyniowego należy zauważyć pulsujący przepływ wsteczny krwi.
    7. Po zabezpieczeniu podłącz cewnik tętnicy szyjnej do czujnika ciśnienia i podaj heparynę (1 000 U/kg) i bromek wekuronium (4 mg/kg).
    8. Rozpoczęcie procesu DCD: Pozwól bromkowi wekuronium krążyć przez 1 minutę. Obserwuj, czy nie ma oznak niepokoju u zwierząt i w razie potrzeby podaj dodatkowe znieczulenie. Zatrzymaj respirator (niedotlenienie/niedokrwienie), aby zainicjować proces DCD. Obserwuj brak aktywności oddechowej.
      UWAGA: Czas niedokrwienny DCD rozpoczyna się od momentu wyjęcia wspornika respiratora. U szczurów 25 minut niedokrwienia zostało zidentyfikowane jako maksymalny czas, który powoduje poważny, ale odwracalny uraz7. Pomiary ciśnienia wykażą, że od momentu przerwania wspomagania wentylacji po ~3,5 minuty, ciśnienie ogólnoustrojowe spada poniżej 50 mmHg, ciśnienia uznanego za niewystarczające do skutecznego ukrwienia serca (Rysunek 3).
  3. Pobranie serca dawcy: Przeznacz ~ 4-7 minut na pobranie serca i podanie kardioplegii na zimno. Aby osiągnąć docelowy czas niedokrwienia wynoszący 25 minut, należy rozpocząć pobieranie serca po 18-21 minutach od zakończenia wspomagania wentylacji.
    UWAGA: Zmodyfikuj czas trwania zamówienia w oparciu o doświadczenie osoby realizującej zamówienie.
    1. Podziel ścianę brzucha wzdłuż brzegu żebrowego, zaczynając od poziomu mieczykowatego, a następnie podziel klatkę piersiową równolegle do mostka po obu stronach, aż do obojczyków, aby wykonać obustronną torakotomię przednią (Ryc. 4A). Użyj mikroskopu operacyjnego w małym powiększeniu (5x), aby ułatwić ten krok.
    2. Odwróć podzieloną ścianę klatki piersiowej opartą na obojczykach w kierunku głowy i zabezpiecz ją hemostatem (Rysunek 4B).
    3. Owiń żyłę główną dolną (IVC) jedwabiem 5-0, a następnie częściowo podziel ją mikronożyczkami w pobliżu kopuły wątroby (Ryc. 4C). Częściowo otwarty IVC pozwala na wyjście kardioplegii, ponieważ rozszerza prawą stronę serca.
    4. Wypreparuj płaszczyznę między aortą wstępującą a tętnicą płucną (PA), a następnie odizoluj pień płucny przez zatokę poprzeczną za pomocą zakrzywionych kleszczy do jego rozwidlenia. Ostrożnie podziel tętnicę płucną w pobliżu jej punktu rozwidlenia za pomocą mikronożyczek (Rysunek 4C).
    5. Otaczaj łuk aorty rozwarstwieniem. Ma to na celu umożliwienie dostępu do małego kąta prostego zacisku naczyniowego, który można umieścić w poprzek łuku aorty dystalnie do początku tętnicy nienazwanej.
    6. Po upływie 25 minut od zakończenia respiratora zacisnąć łuk aorty i ręcznie dostarczyć kardioplegię (10 ml roztworu Uniwersytetu Wisconsin w temperaturze 4 °C, przez 2-3 minuty) przez cewnik do tętnicy szyjnej (Rysunek 4D).
    7. Za pomocą mikronożyczek podziel aortę wstępującą dystalnie przed łukiem aorty (Rysunek 4E).
    8. Zawiąż IVC w kierunku serca jedwabiem 5-0 i podziel go dystalnie.
    9. Podwiązywać żyły płucne i żyły główne górne (SVC) razem z jedwabiem 5-0 (Ryc. 4F). Ponieważ krawaty te zawierają dużą ilość tkanki, krawat ręczny jest preferowany zamiast krawata na instrumenty. Delikatnie pociągnij serce w dół w kierunku brzucha za pomocą wacika z bawełnianą końcówką, aby ułatwić podwiązanie żył płucnych bez wciskania przydatków przedsionków w krawat.
    10. Podziel żyły płucne nożyczkami do mikro tęczówki, zbierz serce i umieść je w lodowato chłodnej soli fizjologicznej (Rysunek 4G).

3. Heterotopowy przeszczep serca u szczurów in vivo DCD

  1. Uspokój biorcę w komorze izofluranowej (indukcja 3%), przypnij włosy na brzuchu i oczyść okolicę powidonem i alkoholem. Nie należy stosować antykoagulacji biorcy; Doprowadzi to do nadmiernego krwawienia z zespoleń i niepowodzenia przeszczepu.
  2. Połóż szczura na wznak na poduszce grzewczej. Umieść sondę między szczurem a poduszką grzewczą, aby monitorować temperaturę. Utrzymuj temperaturę ciała szczura na poziomie 38 °C. Umieść dwie wstępnie wysterylizowane probówki wirówkowe o pojemności 50 ml wypełnione ciepłą solą fizjologiczną lub szklanymi kulkami po obu stronach brzucha szczura, aby ułatwić utrzymanie szczura w cieple
    3. .
  3. Niezależnie od wyżej wymienionych kroków, jeśli temperatura ciała spadnie poniżej 37,5 °C, zwiększ temperaturę pokojową (RT) i przykryj wszystkie odsłonięte obszary ciała autoklawowaną folią aluminiową, aby pozostawić wystarczającą ilość miejsca do wykonania operacji jamy brzusznej.
  4. Wywołaj znieczulenie ogólne 3% izofluranem przez stożek nosowy i stopniowo zmniejszaj do 2%.
  5. Otwórz brzuch wzdłuż linea-alba (Ryc. 5A) i wysłoń przestrzeń roboczą, umieszczając zwijacze ścian brzucha (Ryc. 5B).
  6. Za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką przesuń rozszerzoną lub pełną okrężnicę i umieść ją w ciepłej, wilgotnej gazie po lewej stronie operatora, okresowo przepłukując ciepłą (38 °C) solą fizjologiczną (Rysunek 5C). Przesunięcie okrężnicy na bok zapewnia więcej miejsca dla serc DCD, ponieważ są one bardzo sztywne i wymagają dodatkowego miejsca, aby pomieścić się w jamie brzusznej.
  7. Otwórz zaotrzewnową w linii środkowej rozwarstwieniem za pomocą wacików z bawełnianą końcówką. Odsłonić aortę podnerkową i IVC.
  8. Za pomocą atraumatycznego pediatrycznego zacisku naczyniowego z wieloma kątami, wyizoluj 3-5 mm aorty podnerkowej i IVC do zespolenia (Ryc. 5D).
  9. Wprowadzić do aorty za pomocą igły 30 G zamontowanej na strzykawce o średnicy 1cm3 wypełnionej solą fizjologiczną zmieszaną ze 100 jednostkami heparyny. Przepłukać 0,2-0,3 ml roztworu (Rysunek 5E). Nadmiar roztworu należy rozprowadzić za pomocą sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką, ponieważ heparyna może zostać wchłonięta i spowodować krwawienie z linii szwów.
  10. Za pomocą mikronożyczek otwórz aortę wzdłuż długiej osi, aby dopasować ją do rozmiaru aorty dawcy. IVC nie jest otwierany w tym momencie i nie próbuj tworzyć płaszczyzny między IVC a aortą; Doprowadzi to do krwawienia.
  11. Kluczowe znaczenie ma prawidłowe ułożenie serca dawcy podczas zespolenia (Ryc. 5F). Ustaw serce dawcy do zespolenia w taki sposób, aby przednia powierzchnia prawej komory była skierowana w stronę sufitu, wierzchołek był skierowany w prawo od operatora, a aorta dawcy znajdowała się nieco niżej niż tętnica płucna. Taka orientacja powoduje mniejsze napięcie zespolenia tętnicy płucnej.
    1. Zespolenie aortalne: Użyj spiczastego wkrętaka igłowego i precyzyjnej pęsety do zespolenia mikronaczyniowego. Wykonywanie zespoleń z 8-0 Szew monofilamentowy na stożkowej igle 4 mm załadowanej na uchwycie igły z końcówką 0,3 mm ze zdjętą blokadą wkrętaka, aby zapobiec przypadkowemu urazowi tkanki podczas blokowania i odblokowywania.
    2. Założyć szew podtrzymujący w pozycji godziny 6 na zespoleniu aorty. Ma to na celu zapewnienie symetrycznej i hemostatycznej linii szwów. Następnie rozpocznij zespolenie w pozycji godziny 12 z zewnętrzną stroną do wewnątrz na aorcie dawczej i od wewnątrz do zewnątrz na aorcie biorcy (Rysunek 6A, B). Zachowaj tylko 5-7 cm roboczego szwu i przytnij resztę.
    3. Poruszaj się w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, przemieszczaj się na krótkich dystansach w kierunku pozycji godziny 6, a następnie zakończ zespolenie w kierunku przeciwnym do godziny 12, obracając serce w lewo (Rysunek 6C).
    4. Sprawdź, czy nie ma luźnej linii szwów przed wiązaniem.
      UWAGA: Bezpieczne zespolenie powinno być symetryczne i musi przybliżać błonę wewnętrzną dawcy i biorcy bez przerw.
    5. Zespolenie tętnicy płucnej: Uwolnij tętnicę płucną z aorty i ustaw ją na zespolenie z IVC bez skrętów. Przygotuj objętość krwi biorcy, aby wypełniła serce dawcy i uniknij niedociśnienia, wstrzykując 3-5 ml podskórnej (kark szyi) normalnej soli fizjologicznej.
    6. Monitoruj wzorzec oddechowy szczura i zmniejsz izofluran z 2,0% do 1,5%, gdy zespolenie tętnicy płucnej jest bliskie zakończenia.
    7. Otwórz głowę IVC w stosunku do zespolenia aorty za pomocą nożyczek do mikro tęczówki (Rysunek 6C). Użyj 0,2-0,3 ml soli fizjologicznej, aby przepłukać IVC. Będzie widoczna niewielka liczba skrzepów krwi; Ostrożnie je spłucz.
    8. W przeciwieństwie do zespolenia aorty, zespolenie płucne należy rozpocząć bez szwu podtrzymującego; utrudni to ekspozycję. Rozpocząć od godziny 12 z igłą przesuwającą się od zewnątrz do wewnątrz na tętnicy płucnej dawcy i od wewnątrz na zewnątrz biorcy IVC. Zawiąż szew i najpierw wykonaj zespolenie tylnej ściany zgodnie z ruchem wskazówek zegara.
    9. Po osiągnięciu pozycji godziny 6 kontynuuj szycie zgodnie z ruchem wskazówek zegara, aż zostanie osiągnięta pozycja godziny 12, a następnie przywiąż go do krótszego końca szwu z poprzedniego wiązania. Należy uważać, aby nie zacisnąć zespolenia, ponieważ każde zwężenie ograniczy odpływ żylny z serca. Wykonanie obu zespoleń zajmuje średnio 30 minut lub mniej.
    10. Umieść małe kawałki wchłanialnego hemostatu nad zespoleniem, aby zatamować krwawienie z otworów po igłach.
    11. Rozmocuj naczynia i dodaj więcej wchłanialnych hemostatyków na otwory po igłach w razie potrzeby (Rysunek 6E). Przeszczepione serce zaczyna bić z okazjonalnymi migotaniem, zanim wznowi rytmiczny oddech. Pozostaw wchłanialny hemostat na miejscu na 5 minut, dopóki serce bije i nie ma jawnego krwawienia.
    12. Po uzyskaniu satysfakcji z hemostazy (~ 3-5 min), użyj sterylnych aplikatorów z bawełnianą końcówką, aby usunąć nadmiar wchłanialnego hemostatu, przepłukać solą fizjologiczną i przywrócić jelito z powrotem do jamy brzusznej (Ryc. 6F). Umieść sieć nad zespoleniem, aby pomóc w hemostazie.
    13. Zamknij ścianę brzucha w dwóch warstwach monocrylem 5-0 na igle tnącej 13 mm, najpierw zamykając linea alba, a następnie zamykając skórę (Rysunek 6G, H).

4. Odzyskiwanie i monitorowanie

  1. Po zakończeniu zamykania brzucha obróć szczura na brzuch na ciepłej podkładce, aby uzyskać regenerację. Kontynuować podawanie izofluranu przez stożek nosowy w stężeniu 1% przez 5 minut, a następnie przerwać.
  2. Gdy spontaniczny oddech jest regularny, przenieś szczura do czystej klatki regeneracyjnej i umieść go na ciepłej podkładce, aby kontynuować proces rekonwalescencji. Nagłe ruchy szczura spowodują ryzyko krwawienia lub skręcenia zespolenia. Długo działający środek przeciwbólowy podawany przed rozpoczęciem operacji znacznie ułatwia płynny proces rekonwalescencji.

5. Pobranie i przeszczepienie kontrolnego bijącego serca

  1. Zaopatrz się w kontrolne serca dawcy bijącego serca (CBD) jako kontrolę w celu oceny jakości serca dawcy przy braku niedokrwienia.
    UWAGA: Dawca CBD przechodzi wszystkie etapy, które zostały opisane dla serca DCD, z wyjątkiem zakończenia wspomagania wentylacji. Serca CBD są pozyskiwane podczas bicia i w pełni podtrzymywane na respiratorze. Podanie kardioplegii powoduje zatrzymanie pracy serca, a pobranie i przeszczepienie odbywa się w taki sam sposób, jak opisano w przypadku serc DCD.

6. Ocena funkcji serca po przeszczepie:

  1. W określonych odstępach czasu od momentu przeszczepienia serca (24 godziny do 14 dni) znieczulij szczura biorcę (3% izofluranu wziewnego), umieść go na ciepłym podkładzie na wznak i otwórz nacięcie brzucha, aby odsłonić przeszczepione serce.
  2. Umieścić cewnik z końcówką balonu przez wierzchołek lewej komory, aby zmierzyć wytworzone ciśnienie (DP), max +dP/dt i min −dP/dt.
    UWAGA: W tym przypadku stacja PowerLab została wykorzystana jako system akwizycji danych do pomiaru ciśnienia krwi.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Od 24 h do 14 dni po heterotopowym przeszczepie serca można ponownie otworzyć jamę brzuszną i odsłonić serce, aby zmierzyć ciśnienie generowane przez lewą komorę. Do lewej komory serca DCD (lub CBD) wprowadza się cewnik z balonikiem, aby zmierzyć ciśnienie rozwinięte (DP), max +dP/dt oraz min −dP/dt. Rysunek 7 przedstawia przykład oczekiwanego DP, +dP/dt oraz −dP/dt serca DCD w porównaniu z sercem CBD 24 h po przeszczepieniu. W porównaniu z sercami CBD, DP serc DCD było znacząco obniżone, a ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Aby odnieść sukces u szczura HTx z heterotopowym DCD, bardzo ważne jest, aby ustalić skrupulatną i przemyślaną konfigurację eksperymentu. Szczegółowa konfiguracja uwzględnia kilka czynników, w tym: 1) wybór młodych szczurów jako dawców DCD, 2) użycie izofluranu jako środka znieczulającego z wyboru, 3) skuteczne dostarczenie kardioplegii do serca dawcy, 4) przechowywanie serca dawcy w lodowatym roztworze, 5) ograniczenie rozwarstwienia jamy brzusznej bez narażania naczyń lędźwiowych tylko na odsłonięcie aorty podnerkowej ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy tego manuskryptu nie mają do ujawnienia konfliktu interesów.

Podziękowania

Ta praca została wsparta przez Merit Review Grant przyznany Dr. Mohammedowi Quaderowi (1I01 BX003859) oraz fundusze z Pauley Heart Center dla Mohammeda Quadera i Dr. Stefano Toldo.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
5-0 nylon szew poliamid monofilamentAros SurgicalSP17A05N-45
5-0 szew jedwabnySpecjalizacje chirurgiczneSP116
8-0 szew monofilamentowyAros SurgicalT06A08N14-13
AutoklawSterisAmsco Lab 250
BD Strzykawka insulinowa z odłączaną igłą 1 mL StrzykawkiFisher Scientific14-820-28
Strzykawka BD z końcówkami Luer-Lok (bez igły) 10 ml StrzykawkiFisher Scientific14-823-16E
Belzer University of Wisconsin roztwór do chłodniBridge to Life Northbrook IL USAAdenozyna 1,34 g/L, Allopurynol 0,136 g/L, Glutation 0,922 g/L, Kwas laktobionowy (jako lakton) 35,83 g/L, Siarczan magnezu siedmiowodny 1,23 g/L, Pentafrakcja 50 g/L, Wodorotlenek potasu 5,61 g/l, Fosforan potasu jednozasadowy 3,4 g/l, rafinoza pentahydrat 17,83 g/l
Buprenorfin SR LabZoopharm LLC
Debakey atraumatyczny pediatryczny wielokątowy zacisk naczyniowyAesculapF341T
Exel International Jednorazowe cewniki dożylne Safelet 14 GFisher Scientific14-841-10
Exel International Jednorazowy Safelet I.V. Cewniki 22 GFisher Scientific14-841-20
Cewnik Fogarty rozmiar 4FEdwands Lifesciences120404F
Kleszcze z zakrzywionymi końcówkamiDokładne chirurgiczne i Scientific Instruments CorporationASSI.228
Gaymar Pompa ciepłaBraintree Scientific, Braintree, MA, USATP700
Germinator-500Braintree Scientific
Heparyna do wstrzykiwań sodu, USP 1,000 U/mlPfizerNDC 0069-0137-01
Mikronożyczki do tęczówki z prostymi końcówkamiDokładny chirurgiczny i Scientific Instruments CorporationASSI.5253
Isofluran USPPatterson VeterinaryNDC 14043070406
Ketamina HCl 100 mg/mlHenry ScheinNDC 6745710810
Lidokaina HCl 2%Aspen Veterinary07-892-4325
McKesson General Medical 6IN Q-TIPS 2STER WOOD 100/OPAKOWANIEFisher ScientificNC0650323sterylne aplikatory z bawełnianą końcówką
Mikronożyczki, końcówki kątowe i zakrzywioneBraintree ScientificSC-MS 154
Uchwyt na igłęDokładny chirurgiczny i Korporacja Instrumentów NaukowychASSI. BSL158z usuniętym mechanizmem blokującym
Normalna sól fizjologicznaBaxter Infusion dostarcza
PowerLab stationAD Instruments, Denver, systemakwizycji danych
Wodorotlenek sodu / kwasdostosuj roztwór do pH 7,4
Sprague Dawley szczurysamce, 8– 16 tydzień życia, < Mikroskop chirurgiczny 400 g
LeikaModel M525 F40
SurgicelEthonwchłanialny hemostat
Sonda temperatury Therma Wodoodporny typ T Precyzyjny miernik termoparyThermoworksTHS-232-107
Pęseta z precyzyjnym punktemExcelta17-456-109
BromekwekuroniumSigma-AldrichPHR1627rozcieńczony w PBS dla 100 mg/ml
VenteliteHarvard Apparatus, Holliston, MA, USA
Ksylazyna 100 mg/mlPivetal AnasedNDC 04606675002
CO solny

Bibliografia

  1. Ono, K., Lindsey, E. S. Improved technique of heart transplantation in rats. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 57 (2), 225-229 (1969).
  2. Colvin, M., et al. OPTN/SRTR 2019 annual data report: Heart. American Journal of Transplantation. 21, Supplement 2 356-440 (2021).
  3. Smith, D. E., et al. Early experience with donation after circulatory death heart transplantation using normothermic regional perfusion in the United States. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. (21), 01316-01317 (2021).
  4. Lesnefsky, E. J., Chen, Q., Tandler, B., Hoppel, C. L. Mitochondrial dysfunction and myocardial ischemia-reperfusion: Implications for novel therapies. Annual Review of Pharmacology and Toxicology. 57, 535-565 (2017).
  5. Quader, M., et al. The commonalities and differences in mitochondrial dysfunction between ex vivo and in vivo myocardial global ischemia rat heart models: Implications for donation after circulatory death research. Frontiers in Physiology. 11, 681(2020).
  6. Wyss, R. K., et al. Mitochondrial integrity during early reperfusion in an isolated rat heart model of donation after circulatory death-consequences of ischemic duration. Journal of Heart and Lung Transplantation. 38 (6), 647-657 (2019).
  7. Quader, M., et al. Refining murine heterotopic heart transplantation: A model to study ischemia and reperfusion injury in donation after circulatory death hearts. Animal Models and Experimental Medicine. 4 (3), 283-296 (2021).
  8. National Research Council. Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. Eighth Edition. , The National Academies Press. Washington (NIH Publication, Rockville MD. 86(2011).
  9. Jagger, J., Detmer, D. E., Cohen, M. L., Scarr, P. R., Pearson, R. D. Reducing blood and body fluid exposures among clinical laboratory workers. Meeting the OSHA standards. Clinical Laboratory Management Review. 6 (5), 415-417 (1992).
  10. Abbott, C. P., Lindsey, E. S., Creech, O., Dewitt, C. W. A technique for heart transplantation in the rat. Archives of Surgery. 89, 645-652 (1964).
  11. Ruzza, A., et al. Heterotopic heart transplantation in rats: improved anesthetic and surgical technique. Transplantation Proceedings. 42 (9), 3828-3832 (2010).
  12. Shan, J., et al. A modified technique for heterotopic heart transplantation in rats. Journal of Surgical Research. 164 (1), 155-161 (2010).
  13. Wang, D., Opelz, G., Terness, P. A simplified technique for heart transplantation in rats: Abdominal vessel branch-sparing and modified venotomy. Microsurgery. 26 (6), 470-472 (2006).
  14. Yellon, D. M., Hausenloy, D. J. Myocardial reperfusion injury. New England Journal of Medicine. 357 (11), 1121-1135 (2007).
  15. Quader, M., Mezzaroma, E., Wickramaratne, N., Toldo, S. Improving circulatory death donor heart function: A novel approach. Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery Techniques. 9, 89-92 (2021).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Przeszczep heterotopowymodel serca DCDroztw r University of Wisconsinzacisk naczyniowyperfuzja sercacewnik balonowyhistologia sercaanaliza molekularna

Ten artykuł został opublikowany

Film wkrótce dostępny

Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.