Artykuł metodologiczny

Optyczne pułapkowanie nanocząstek plazmonicznych do charakterystyki spektroskopii Ramana wzmocnionej powierzchniowo in situ

DOI:

10.3791/63862

⸱

23 czerwca 2022

 ,  , 
1HKUST-Shenzhen Research Institute, 2Department of Chemistry, The Hong Kong University of Science and Technology

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje wygodne podejście do integracji optycznego pułapkowania i powierzchniowo wzmocnionej spektroskopii Ramana (SERS) do manipulowania plazmonicznymi nanocząstkami w celu czułego wykrywania molekularnego. Bez środków agregujących, laser pułapkujący gromadzi plazmoniczne nanocząstki w celu wzmocnienia sygnałów SERS docelowych analitów do pomiarów spektroskopowych in situ.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Powierzchniowo wzmocniona spektroskopia Ramana (SERS) umożliwia ultraczułe wykrywanie cząsteczek analitu w różnych zastosowaniach dzięki wzmocnionemu polu elektrycznemu metalicznych nanostruktur. Agregacja nanocząstek srebra indukowana solą jest najpopularniejszą metodą generowania substratów aktywnych w SERS; Jest jednak ograniczony przez słabą odtwarzalność, stabilność i biokompatybilność. Obecny protokół integruje manipulację optyczną i detekcję SERS w celu opracowania wydajnej platformy analitycznej, która pozwoli rozwiązać ten problem. Laser pułapkowy o długości fali 1064 nm i laser z sondą Ramanowską o długości fali 532 nm są łączone w mikroskopie w celu złożenia nanocząstek srebra, które generują plazmoniczne punkty zapalne do pomiarów SERS in situ w środowisku wodnym. Bez czynników agregujących, ten dynamiczny plazmoniczny zespół nanocząstek srebra umożliwia około 50-krotne wzmocnienie sygnału cząsteczki analitu. Co więcej, zapewnia kontrolę przestrzenną i czasową w celu utworzenia aktywnego zespołu SERS w roztworze nanocząstek srebra pokrytym analitem o wartości zaledwie 0,05 nM, co minimalizuje potencjalne zakłócenia w analizie in vivo. W związku z tym ta zintegrowana z pułapką optyczną platforma SERS ma ogromny potencjał w zakresie wydajnych, powtarzalnych i stabilnych analiz molekularnych cieczy, zwłaszcza w wodnym środowisku fizjologicznym.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Powierzchniowo wzmocniona spektroskopia Ramana (SERS) jest czułą techniką analityczną do bezpośredniego wykrywania struktury chemicznej docelowych cząsteczek w ultraniskich stężeniach lub nawet na poziomie pojedynczej cząsteczki1,2,3,4. Naświetlanie laserowe indukuje zlokalizowany powierzchniowy rezonans plazmonowy w nanostrukturach metalicznych, stosowanych jako substraty SERS do wzmacniania sygnałów Ramana cząsteczek docelowych. Agregaty nanocząstek indukowane solą są szeroko stosowanymi substratami SERS, które spontanicznie ulegają ruchom Browna w koloidalnych cieczach zawiesinowych5,6. Dalsze suszenie pozwala na stabilne pomiary SERS; Może jednak wystąpić koncentracja zanieczyszczeń, która wprowadza szum tła i powoduje nieodwracalne uszkodzenia próbek biologicznych7. W związku z tym istotne jest opracowanie agregacji nanocząstek bez soli, kontrolowanie ich ruchu w roztworze i poprawa biokompatybilności przy jednoczesnym zachowaniu wydajności pomiaru.

Optyczne zalewkowanie zostało przyjęte do kontroli różnych metalowych podłoży i ułatwienia wykrywania SERS8,9,10,11,12,13,14. Pułapka optyczna jest generowana przez ścisłe skupienie wiązki laserowej w celu wytworzenia pola sił optycznych, które przyciąga małe obiekty do obszaru o największej intensywności wokół ogniska15,16. Ostatnio pułapki optyczne zostały wykorzystane do opracowania powtarzalnych i czułych plazmonicznych platform detekcyjnych do różnych zastosowań, wykazując swoje unikalne zalety w lokalizowaniu i kontrolowaniu pozycji aktywnych nanostruktur metalicznych SERS w roztworach17,18,19,20,21,22,23,24. Niniejszy protokół wprowadza podejście polegające na połączeniu pęsety optycznej i spektromikroskopii Ramana w celu dynamicznego składania nanocząstek srebra (AgNP) i stabilizacji ich przed ruchami Browna w roztworze do wydajnych pomiarów SERS. W obszarze składania AgNP sygnał estru bis(sukcynimidu) 3,3'-ditiobisu [kwasu 6-nitrobenzoesowego] (DSNB), cząsteczek analitu pokrytych na powierzchni AgNPs, może być zwiększony o około 50 razy. Podejście to jest odpowiednie do analizy wrażliwych biomolekuł niekompatybilnych z chemicznymi środkami zamykającymi25,26,27. Ponadto zapewnia kontrolę przestrzenną i czasową w celu wygenerowania zespołu AgNP aktywnego w SERS. Umożliwia to wykrywanie in situ w środowisku wodnym, co może zmniejszyć zużycie AgNP i zminimalizować zakłócenia w analizie in vivo28,29,30. Ponadto zespół AgNP wywołany pułapką optyczną jest stabilny, powtarzalny i odwracalny31,32. W związku z tym jest to obiecująca platforma do wykrywania cząsteczek analitu w roztworach i w warunkach fizjologicznych, w których agregacja indukowana solą nie ma zastosowania.

W obecnym badaniu, laser pułapkujący 1064 nm, moduł wykrywania siły i źródło oświetlenia jasnego pola są zintegrowane z systemem mikroskopii optycznej do optycznej manipulacji i wizualizacji cząstek. Do mikroskopu włączono również laser z sondą ramanowską o długości fali 532 nm, który został ustawiony w jednej linii z laserem pułapkującym w komorze próbki. W celu akwizycji widmowej zebrano światło wstecznie rozproszone i przekierowano je do spektrometru (Rysunek 1).

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Konfiguracja optyczna

  1. Skieruj wiązkę laserową o długości fali 532 nm (źródło wzbudzenia Ramana) do portu elastycznego mikroskopu optycznego pęsety (patrz tabela materiałów).
  2. Dopasuj wiązkę laserową 532 nm do stereofonicznych dwuwarstwowych ścieżek optycznego mikroskopu pęsetowego z długoprzepustowym zwierciadłem dichroicznym 750 nm, aby połączyć je z oryginalnymi wiązkami laserowymi pułapkującymi, aby skupić się na komorze próbki.
  3. Zebrać światło wstecznie rozproszone z komory próbki za pomocą długoprzepustowego zwierciadła dichroicznego o długości fali 750 nm i przekierować je do spektrometru zawierającego kamerę z urządzeniem sprzężonym ładunkiem (CCD) chłodzoną ciekłym azotem (patrz tabela materiałów). Umieść filtr wycinający 532 nm przed szczeliną wejściową spektrometru przed akwizycją widmową.
    UWAGA: Gdy laser jest włączony, należy stosować ochronę oczu, a wiązka laserowa musi znajdować się w bezpiecznym obszarze.

2. Wytwarzanie AgNPs

  1. Podgrzać 50 ml 1 mM AgNO3 roztworu wodnego w kolbie okrągłodennej podczas gotowania.
  2. Dodać kroplami 1,0 ml 0,1 M roztworu cytrynianu trisodowego do gotowanego roztworu wodnego AgNO3.
  3. Utrzymuj mieszaninę w stanie wrzenia przez 16 minut pod ciągłym mieszaniem.
  4. Schłodzić mieszaninę do temperatury pokojowej. Obserwuje się żółtawy kolor.
  5. Odwirować koloidy AgNP w sile 2000 × g przez 5 minut w temperaturze pokojowej, a następnie usunąć supernatant za pomocą pipety.
  6. Zawiesić koloidy AgNP w 1 ml wody dejonizowanej (rezystywność 18,2 MΩ cm).
  7. Powtórz kroki 2.5 i 2.6 trzy razy, aby usunąć resztki środka redukującego.
  8. Scharakteryzuj rozkład wielkości AgNP za pomocą skaningowej mikroskopii elektronowej (SEM) i dynamicznego rozpraszania światła (DLS) 33, aby potwierdzić jednorodność AgNPs (Rysunek 2). Stężenie AgNP oszacowano na 0,1 nM przy pomocy absorbancji UV34,
    UWAGI: Ze względu na niskie stężenie, roztwór podstawowy AgNP można utrzymywać bez grupowania przez 2-3 tygodnie. Nie są wymagane żadne środki stabilizujące. Jeśli zaobserwowano osad w roztworze podstawowym AgNP, nowy roztwór AgNP przygotowywano zgodnie z powyższym protokołem.

3. Interakcja cząsteczki analitu DSNB i AgNP

  1. Dodać 200 μl 2 mM DSNB (patrz tabela materiałów) do 1 ml koloidu AgNP i inkubować w temperaturze pokojowej przez 3 godziny, aby pokryć warstwę DSNB na powierzchni AgNP poprzez utworzenie wiązania Ag-S między AgNP i DSNB35. Schematyczne przedstawienie tej interakcji pokazane jest w Rysunek 3.
  2. Odwirować AgNP przy 2 000 × g przez 5 minut w temperaturze pokojowej i usunąć supernatant.
  3. Zawiesić AgNP-DSNB w 1 ml wody dejonizowanej.
  4. Powtórz kroki 3.2 i 3.3 trzykrotnie, aby usunąć nadmiar DSNB.
  5. Zapisz widzialne w promieniowaniu UV widma koloidu AgNP i roztworu AgNP-DSNB.
    UWAGA: Widma te pokazują przesunięcie piku absorpcji od około 420 nm do 450 nm, co wskazuje na udane pokrycie powierzchni AgNP przez DSNB (Rysunek 3).

4. Przygotowanie komory na próbki i generowanie zestawu AgNP do pomiaru SERS

  1. Wyczyść szkiełko podstawowe i szkiełko nakrywkowe wodą i etanolem.
  2. Przymocuj taśmę ramową (grubość 0.25 mm, patrz Tabela materiałów) do szkiełka podstawowego, aby utworzyć komorę (1.0 cm długości × 1.0 cm szerokości × 0.25 mm wysokości).
  3. Dodaj kilka kropli roztworu AgNP-DSNB (około 25 μl) do ramki.
  4. Umieść szkiełko nakrywkowe na taśmie ramy i zaklej je (Rysunek 4).
  5. Dodaj ciekły azot do pojemnika kamery CCD chłodzonej ciekłym azotem, aż temperatura osiągnie -120 °C.
  6. Zablokuj ścieżkę wiązki sondy Ramana za pomocą magnetycznego ekranu bezpieczeństwa lasera (patrz Tabela materiałów), a następnie włącz laser źródła wzbudzenia Ramana o długości fali 532 nm.
  7. Zamocować komorę na próbkę za pomocą roztworu AgNP-DSNB na uchwycie komory. Dodaj wodę do obiektywu zanurzonego w wodzie (60-krotne powiększenie z aperturą numeryczną 1,2 A wynoszącą 1,2), jak pokazano na Rysunek 1. Następnie umieść uchwyt komory natychmiast na mikrostoliku nad obiektywem.
  8. Upuść olejek immersyjny na szkiełko nakrywkowe i ustaw skraplacz zanurzony w oleju, aby uwidocznić cząstki na kamerze mikroskopu.
  9. Wyreguluj położenie Z obiektywu, obracając pokrętło mikroskopu, aż wiązka sondy Ramana 532 nm zostanie skupiona na dolnej szklanej powierzchni komory, pokazując białą plamę na kamerze mikroskopu (Rysunek 5).
    1. Dostosuj pozycje X i Y mikrostolika, aby przesunąć komorę i umieścić centralny obszar komory w białym punkcie. Otwórz oprogramowanie sterujące pęsetą optyczną (patrz tabela materiałów) i użyj dołączonego joysticka, aby przesunąć laser pułapkujący 1064 nm (oznaczony czerwonym kółkiem w systemie pęsety optycznej) tak, aby nakładał się na białą plamkę (Rysunek 5).
    2. Następnie dostrój pokrętło mikroskopu, aby przesunąć pozycję Z obiektywu w górę.
      UWAGA: Zniknięcie białej plamki na obrazie z kamery mikroskopu wskazuje, że wiązka sondy Ramana o długości fali 532 nm jest skupiona wewnątrz komory.
  10. Włącz laser pułapkujący o długości fali 1064 nm, aby przyciągnąć AgNP do komory próbki i utworzyć plazmoniczny zestaw AgNP.
    UWAGA: Nagromadzenie AgNP powoduje powstanie ciemnej plamy w komorze próbki (Rysunek 6B).
    1. W razie potrzeby zmniejsz wiązkę lasera pułapkowego, aby uniknąć przegrzania lub tworzenia się pęcherzyków.
      UWAGA: Zwiększ moc lasera pułapkującego i czas napromieniania, jeśli nie ma widocznego tworzenia się zespołu AgNP.
  11. Dostosuj położenie mikrostolika próbki, aby umieścić ciemną plamkę plazmonicznego zespołu AgNP pod ogniskiem wiązki sondy Ramana 532 nm do pomiarów spektroskopowych.
  12. Umieść filtry o neutralnej gęstości (ND) przed wyjściem lasera Ramana 532 nm, aby dostosować moc do 10 mW. Wprowadź czas akwizycji (10 s dla obecnego badania, Rysunek 6) w panelu ustawień w oprogramowaniu widma (patrz Tabela materiałów) i kliknij przycisk Nabierz, aby rozpocząć akwizycję spektralną.
    UWAGA: W ten sposób generowane jest widmo SERS cząsteczek analitu (DSNB w reprezentatywnym wyniku i Rysunek 6).

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Jako dowód słuszności koncepcji, DSNB został wybrany jako cząsteczka analitu i pokryty na powierzchni AgNPs. Typowe widma SERS DSNB wzmocnione przez plazmoniczny zespół AgNP i rozproszony AgNP są pokazane na Rysunek 6. Bez lasera pułapkowego, rozproszone AgNP w komorze próbki generowały czarne widmo (Rysunek 6A) po wzbudzeniu przez laser sondy Ramana. Słaby i szeroki sygnał SERS zaobserwowano na wysokości około 1380-1450 cm-1, charakterystycznym piku DSNB z jego symetrycznego odcinka NO2, co jest zgodne z doniesieniami literaturowymi35,36. Ponieważ rozproszone AgNP znajdowały się pod wpływem ruchu Browna, połączenia międzycząsteczkowe były duże i niestabilne, jak pokazano na rysunku Rysunek 6C. W związku z tym wzmocnienie sygnału SERS DSNB było niskie dla rozproszonych AgNPs.

AgNPs są zbierane w celu utworzenia plazmonicznego zestawu AgNP, gdy laser pułapkujący jest włączony. Zwiększenie mocy i wydłużenie czasu naświetlania lasera pułapkującego może przyciągnąć więcej AgNP i wygenerować ciemną plamę, jak pokazano na Rysunek 6B. W tym przypadku zastosowaliśmy moc lasera pułapkującego 700 mM i czas naświetlania 20 s, aby stworzyć plazmoniczny zestaw AgNP w roztworze AgNP pokrytym DSNB o stężeniu 0,05 nM w wyznaczonym miejscu i momencie. Widmo SERS DSNB uzyskano w obszarze plazmonicznego zespołu AgNP (Rysunek 6A, czerwony). Silne pasmo Ramana na 930 cm-1 jest przypisane do wibracji nitro nożycowych, a duże pasma na 1078 cm-1, 1152 cm-1 i 1191 cm-1 prawdopodobnie odpowiadają rozciągnięciu sukcynimidydu N-C-O pokrywającemu się z aromatycznymi modami pierścienia DSNB35,37. Pasma cech na 1385 cm-1 i 1444 cm-1 powstają w wyniku symetrycznego rozciągnięcia nitro DSNB i są znacznie wzmocnione i nieznacznie przesunięte w wyniku reakcji z powierzchnią AgNP35,37. Na podstawie wcześniej zgłoszonych odcisków palców SERS DSNB35,36,37, pasmo na 1579 cm-1 zostało przypisane do trybu pierścienia aromatycznego DSNB. Ogólne intensywności DSNB w plazmonicznym zespole AgNP były wyższe niż w przypadku rozproszonego AgNP. Biorąc pod uwagę intensywność charakterystycznego piku na wysokości 1444 cm-1, plazmoniczny zespół AgNP może zapewnić około 50-krotne wzmocnienie sygnału SERS DSNB w porównaniu z rozproszonym AgNP. Jak pokazano na Rysunek 7, widma SERS DSNB były rejestrowane wielokrotnie (20 razy) dla zespołu AgNP w eksperymencie, wykazując identyczne cechy wibracyjne. Natężenia charakterystycznych pików DSNB na kierunkach 1152 cm−1, 1444 cm−1 i 1579 cm−1 w tych 20 widmach SERS zostały wykreślone jako histogramy ze względnymi odchyleniami standardowymi (RSD) wynoszącymi odpowiednio 6,88%, 6,59% i 5,48%. W ten sposób zweryfikowano również odtwarzalność i stabilność. W związku z tym podejście to jest niezawodne w manipulowaniu nanocząstkami plazmonicznymi i wykrywaniu cząsteczek analitu w roztworze za pomocą SERS.

figure-results-1
Rysunek 1: Schematyczne przedstawienie platformy spektroskopowej Ramana sprzężonej z pęsetą optyczną. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-2
Rysunek 2: Przygotowanie AgNP do pomiaru SER. (A) Obraz SEM AgNP. (B) Rozkład wielkości AgNP według DLS. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-3
Rysunek 3: Interakcja AgNP i DSNB. (A) Schemat powłoki DSNB na powierzchni AgNP. (B) Widma AgNP i AgNP-DSNB w zakresie widzialnym w promieniowaniu UV. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-4
Rysunek 4: Schemat przygotowania komory na próbki. (A) Proces przygotowania komory na próbki. (B) Przygotowana komora na próbki. Podziałka = 1 cm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-5
Rysunek 5: Nakładanie się pozycji lasera Ramana 532 nm i lasera pułapkującego 1064 nm. (A) Pozycja lasera Ramanowskiego 532 nm oznaczona białą plamką. (B) Położenie lasera pułapkującego o długości fali 1064 nm oznaczone czerwonym kółkiem. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-6
Rysunek 6: Typowe widma SERS cząsteczek analitu wzmocnione przez plazmoniczny zestaw AgNP. (A) Widma SERS DSNB na plazmonicznym zespole AgNP (czerwony) i rozproszonym AgNP (). (B) Plazmoniczny zespół AgNP, gdy laser pułapkujący jest włączony, pokazuje ciemną plamę pod mikroskopową wizualizacją. (C) Rozproszony AgNP, gdy laser pułapkujący jest wyłączony. (D) Ilustracja mechanizmu tworzenia się AgNP. (E) Intensywność SERS zależna od stężenia przy braku lasera pułapkowego. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-7
Rysunek 7: Odtwarzalność sygnału SERS DSNB. (A) 20 SERS widm DSNB w plazmonicznym zespole AgNP rejestrowane wielokrotnie w eksperymencie. (B) Histogramy intensywności charakterystycznych szczytów DSNB na 1152 cm-1 (RSD = 6,88%), 1444 cm-1 (RSD = 6,59%) i 1579 cm-1 (RSD = 5,48%). Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-results-8
Rysunek 8: Zespół AgNP wygenerowany przy różnych parametrach eksperymentalnych. (A) Różna moc lasera pułapkowego; czas naświetlania 20 s i stężenie AgNP 0,05 nM. (B) Różny czas napromieniowania; moc lasera pułapkowego 700 mW i stężenie AgNP 0,05 nM. (C) Różne stężenia AgNP; czas naświetlania 20 s i moc lasera pułapkującego 700 mW. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Rysunek uzupełniający 1: Obrazy z kamery mikroskopowej zespołu AgNP w szeregach czasowych, gdy laser pułapkujący był wyłączony. Kliknij tutaj, aby pobrać ten plik.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W niniejszym badaniu opisano platformę analityczną, która łączy pułapki optyczne i detekcję SERS w celu charakterystyki molekularnej in situ . Wiązka sondy Ramanowskiej o długości fali 532 nm została połączona z wiązką laserową o długości fali 1064 nm przechodzącą przez stereoskopowe ścieżki dwuwarstwowe w celu połączenia ogniskowania i zbierania danych w celu przeprowadzenia dodatkowych pomiarów spektroskopowych w geometrii rozpraszania wstecznego. Pułapkująca wiązka laserowa połączyła AgNP w celu utworzenia plazmonicznych hotspotów, a następnie wzbudziła wiązkę laserową sondy Ramanowskiej w celu wygenerowania sygnału SERS cząsteczek analitu w roztworze. Jako dowód słuszności koncepcji zademonstrowano detekcję DSNB, który został pokryty na powierzchni AgNPs. W obszarze składania AgNP kontrolowanym przez pułapkującą wiązkę laserową osiągnięto około 50-krotne wzmocnienie sygnału DSNB w porównaniu z otaczającymi rozproszonymi AgNP. Podobne wzmocnienie wysokosygnałowe cząsteczek analitu w pomiarach SERS w fazie roztworu na prezentowanej platformie uzyskano w sposób powtarzalny.

Krytycznym etapem wpływającym na wzmocnienie sygnału SERS jest formowanie zespołu AgNP indukowanego pułapką optyczną. Sygnał SERS cząsteczek analitu można zoptymalizować poprzez precyzyjne dostrojenie parametrów eksperymentalnych, takich jak moc lasera pułapkowego, czas napromieniania i stężenie AgNP. Jak pokazano na rysunku 8, użycie większej mocy lasera pułapkującego może zwiększyć wydajność tworzenia zespołów AgNP. Powtarzalne zespoły AgNP uzyskano poprzez zwiększenie mocy lasera pułapkującego z 450 mW do 700 mW. Jednak moc lasera pułapkującego wyższa niż 950 mW może powodować przegrzanie i powstawanie pęcherzyków38. W związku z tym zalecana jest umiarkowana moc lasera pułapkowego, aby stworzyć dynamiczny zespół AgNP. Analogicznie, dłuższy czas naświetlania jest przydatny do wspierania tworzenia zespołów AgNP. Rysunek 8B pokazuje, że wyraźny sferyczny zespół AgNP powstawał, gdy czas naświetlania wydłużał się z 5-20 s. Jednak montaż AgNP został zniekształcony po 60 s napromieniowania. Ponadto tworzenie się zespołu AgNP było przyspieszone przy wyższym stężeniu AgNP, od 0,01 nM do 0,05 nM, podczas gdy szybko ulegało przegrzaniu przy 0,25 nM, jak pokazano na rysunku 8C. Jeśli nie ma widocznego tworzenia się zespołu AgNP, zaleca się zwiększenie mocy lasera pułapkującego i czasu napromieniania. Po wytworzeniu stabilnego zespołu AgNP, laser pułapkujący musi zostać wyłączony, aby uniknąć potencjalnych uszkodzeń termicznych.

Aktywność SERS w zespole AgNP indukowanym pułapką optyczną przypisano wzrostowi lokalnego stężenia AgNP w obszarze napromieniowania laserowego pułapkowania, który jest ciemną plamą na rysunku 6B. W płynnym roztworze AgNP pułapka optyczna może w sposób ciągły przyciągać AgNP do akumulacji i tworzenia plazmonicznych hotspotów w ograniczonej przestrzeni w połączeniach międzycząsteczkowych. Daje to wzmocnione pole elektryczne, które wzmacnia efekt SERS. Zostało to następnie zweryfikowane przez silniejszy sygnał SERS uzyskany przy wyższym stężeniu AgNP (1,00 nM) w porównaniu ze słabszym sygnałem SERS uzyskanym przy niższym stężeniu AgNP (0,05 nM) bez lasera pułapkowego, jak pokazano na rysunku 6E.

Co więcej, kontrola położenia plazmonicznego zespołu AgNP w roztworze, przeciwko ruchom Browna, za pomocą pułapki optycznej, znacznie poprawiła wydajność i stabilność pomiarów SERS. Wykrywanie o wysokiej przepustowości może być przeprowadzane po podłączeniu do systemu mikroprzepływowego. W porównaniu z tradycyjną agregacją nanocząstek indukowaną solą w celu wytworzenia substratów aktywnych SERS, nasza platforma umożliwia dynamiczne tworzenie plazmonicznych zespołów AgNP w zaprojektowanym miejscu i momencie, z dużą elastycznością26,28. Co więcej, działa skutecznie przy nanomolowych stężeniach AgNP i umożliwia przestrzenno-czasową manipulację gorącymi punktami aktywnymi SERS w celu pomiarów spektroskopowych in situ w roztworach. Ten dynamiczny zespół AgNP stopniowo demontował się w ciągu kilku minut, gdy laser pułapkujący był wyłączony. Bez lasera pułapkującego zespół AgNP prawie zniknął w ciągu 20 minut, jak pokazano na rysunku uzupełniającym 1. Może to zminimalizować wpływ na system detekcji i wykazuje duży potencjał w różnych zastosowaniach biologicznych, zwłaszcza w wykrywaniu biomolekuł (DNA, RNA i białka) w warunkach fizjologicznych i in vivo. Jednak ten dynamiczny zespół AgNP zapewnia mniejszy współczynnik wzmacniający niż agregaty AgNPindukowane solą 2, a zatem wymagana jest dalsza modyfikacja i rozwój.

Podsumowując, integracja pułapki optycznej i detekcji SERS zapewnia wygodną metodę kontrolowania nanocząstek plazmonicznych i uzyskania powtarzalnego wzmocnienia sygnału SERS w celu wykrywania cząsteczek analitu w roztworach o wysokiej wydajności, stabilności i biokompatybilności.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Dziękujemy za wsparcie finansowe ze strony Komisji ds. Nauki, Technologii i Innowacji Gminy Shenzhen (Nie. JCYJ20180306174930894), Miejskie Biuro Nauki i Technologii Zhongshan (2020AG003) oraz Rada ds. Grantów Badawczych Hongkongu (Projekt 26303018). Wyrażamy również uznanie dla prof. Chi-Ming Che i jego wsparcia finansowego ze strony "Laboratorium Chemii Syntetycznej i Biologii Chemicznej" w ramach programu Health@InnoHK uruchomionego przez Komisję ds. Innowacji i Technologii, Rząd Specjalnego Regionu Administracyjnego Hongkongu Chińskiej Republiki Ludowej.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Laser pułapkujący 1064 nmIPG Photonics, Stany ZjednoczoneLaser światłowodowy 1064 nm CW Yb, 10W
3,3'-Dithiobis[kwas 6-nitrobenzoesowy] ester bis(sukcynimidu)Biosynth CarbosynthFD15467
532 nm źródło wzbudzenia RamanaCNI, ChinyMLL-III-532
Oprogramowanie BluelakeLUMICKS, Holandiawersja 1.6.12Oprogramowanie do sterowania pęsetą optyczną
Taśma ramowaThermo Fisher Scientific, IncAB-0576
Olejek immersyjnyCargille Laboratories, Inc16482
Chłodzona ciekłym azotem kamera z urządzeniem ze sprzężeniem ładunkowym (CCD)Teledyn Princeton Instrument, Stany Zjednoczone400B eXcelon
Długoprzepustowe zwierciadło dichroiczneAHF, NiemcyF48-801
Magnetyczny laserowy ekran bezpieczeństwaThorLabsTPSM2
Optyczny mikroskop pęsetowyLUMICKS, Holandiam-pułapka
Azotan srebraSigma-Aldrich ChinyInc.S8157
SpektrometrTeledyn Princeton Instrument, Stany ZjednoczoneIsoPlane SCT-320
Cytrynian trisodowySigma-Aldrich China, Inc.Oprogramowanie S4641
WinSpecTeledyn Princeton Instrument, Stany Zjednoczonewersja 2.6.24.0oprogramowanie widma

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Stiles, P. L., Dieringer, J. A., Shah, N. C., Van Duyne, R. P. Surface-enhanced Raman spectroscopy. Annual Review of Analytical Chemistry. 1 (1), 601-626 (2008).
  2. Xu, L. J., et al. Label-free detection of native proteins by surface-enhanced Raman spectroscopy using iodide-modified nanoparticles. Analytical Chemistry. 86 (4), 2238-2245 (2014).
  3. Le Ru, E. C., Etchegoin, P. G. Single-molecule surface-enhanced raman spectroscopy. Annual Review of Physical Chemistry. 63, 65-87 (2012).
  4. Huang, J. A., et al. SERS discrimination of single DNA bases in single oligonucleotides by electro-plasmonic trapping. Nature Communications. 10 (1), 1-10 (2019).
  5. Chan, M. Y., Leng, W., Vikesland, P. J. Surface-enhanced Raman spectroscopy characterization of salt-induced aggregation of gold nanoparticles. ChemPhysChem. 19 (1), 24-28 (2018).
  6. Le Ru, E. C., Meyer, M., Etchegoin, P. G. Proof of single-molecule sensitivity in Surface Enhanced Raman Scattering (SERS) by means of a two-analyte technique. Journal of Physical Chemistry B. 110 (4), 1944-1948 (2006).
  7. Schultz, Z. Not too hot: the importance of optimizing laser power for surface-enhanced Raman spectroscopy (SERS) measurements. Spectroscopy. 36 (8), 18-20 (2021).
  8. Svedberg, F., Käll, M. On the importance of optical forces in surface-enhanced Raman scattering (SERS). Faraday Discussions. 132, 35-44 (2006).
  9. Svedberg, F., Li, Z., Xu, H., Käll, M. Creating hot nanoparticle pairs for surface-enhanced Raman spectroscopy through optical manipulation. Nano Letters. 6 (12), 2639-2641 (2006).
  10. Liu, Z., Hung, W. H., Aykol, M., Valley, D., Cronin, S. B. Optical manipulation of plasmonic nanoparticles, bubble formation and patterning of SERS aggregates. Nanotechnology. 21 (10), 105304(2010).
  11. Spadaro, D., et al. Optical trapping of plasmonic mesocapsules: Enhanced optical forces and SERS. Journal of Physical Chemistry C. 121 (1), 691-700 (2017).
  12. Ottevaere, H., et al. Optical trapping of particles combined with confocal Raman spectroscopy in an optofluidic chip. Optical Design and Fabrication 2017. , (Freeform, IODC, OFT). JTu5A.27 (2017).
  13. Koya, A. N., et al. Novel plasmonic nanocavities for optical trapping-assisted biosensing applications. Advanced Optical Materials. 8 (7), 1901481(2020).
  14. Yuan, Y., et al. Optical trapping-assisted SERS platform for chemical and biosensing applications: Design perspectives. Coordination Chemistry Reviews. 339, 138-152 (2017).
  15. Ashkin, A., Dziedzic, J. M., Yamane, T. Optical trapping and manipulation of single cells using infrared laser beams. Nature. 330 (6150), 769-771 (1987).
  16. Ashkin, A. Optical trapping and manipulation of neutral particles using lasers. Proceedings of the National Academy of Sciences. 94 (10), 4853-4860 (1997).
  17. Dang, H., et al. Reproducible and sensitive plasmonic sensing platforms based on Au-nanoparticle-internalized nanodimpled substrates. Advanced Functional Materials. 31 (49), 1-10 (2021).
  18. Lafuente, M., et al. Plasmonic MOF thin films with Raman internal standard for fast and ultrasensitive SERS detection of chemical warfare agents in ambient air. ACS Sensors. 6 (6), 2241-2251 (2021).
  19. Chen, H., et al. SERS imaging-based aptasensor for ultrasensitive and reproducible detection of influenza virus A. Biosensors and Bioelectronics. 167, 112496(2020).
  20. Chen, L., et al. Label-free plasmonic assisted optical trapping of single DNA molecules. Optics Letters. 46 (6), 1482(2021).
  21. Farid, S., et al. Rainbows at the end of subwavelength discontinuities: plasmonic light trapping for sensing applications. Advanced Optical Materials. 9 (24), 1-18 (2021).
  22. Lin, S., et al. Tetragonal superlattice of elongated rhombic dodecahedra for sensitive SERS determination of pesticide residues in fruit. ACS Applied Materials and Interfaces. 12 (50), 56350-56360 (2020).
  23. Tiwari, S., Khandelwal, U., Sharma, V., Kumar, G. V. P. Single molecule surface enhanced Raman scattering in a single gold nanoparticle-driven thermoplasmonic tweezer. Journal of Physical Chemistry Letters. 12 (49), 11910-11918 (2021).
  24. Fukushima, T., et al. Visualization of molecular trapping at plasmonic metal nanostructure by surface-enhanced Raman scattering imaging. Journal of Nanophotonics. 14 (2), 1(2020).
  25. Yuan, Y., et al. Optical trapping-assisted SERS platform for chemical and biosensing applications: Design perspectives. Coordination Chemistry Reviews. 339, 138-152 (2017).
  26. Foti, A., et al. Optical aggregation of gold nanoparticles for SERS detection of proteins and toxins in liquid environment: towards ultrasensitive and selective detection. Materials. 11 (3), 440(2018).
  27. Dinish, U. S., et al. Single molecule with dual function on nanogold: Biofunctionalized construct for in vivo photoacoustic imaging and SERS biosensing. Advanced Functional Materials. 25 (15), 2316-2325 (2015).
  28. Tong, L., Righini, M., Gonzalez, M. U., Quidant, R., Käll, M. Optical aggregation of metal nanoparticles in a microfluidic channel for surface-enhanced Raman scattering analysis. Lab on a Chip. 9 (2), 193-195 (2009).
  29. Messina, E., et al. Plasmon-enhanced optical trapping of gold nanoaggregates with selected optical properties. ACS Nano. 5 (2), 905-913 (2011).
  30. Hwang, H., et al. In situ dynamic measurements of the enhanced SERS signal using an optoelectrofluidic SERS platform. Lab on a Chip. 11 (15), 2518-2525 (2011).
  31. Fazio, B., et al. SERS detection of biomolecules at physiological pH via aggregation of gold nanorods mediated by optical forces and plasmonic heating. Scientific Reports. 6 (1), 26952(2016).
  32. Schlücker, S. Surface-enhanced raman spectroscopy: Concepts and chemical applications. Angewandte Chemie - International Edition. 53 (19), 4756-4795 (2014).
  33. Verma, P., Maheshwari, S. K. Preparation of sliver and selenium nanoparticles and its characterization by dynamic light scattering and scanning electron microscopy. Journal of microscopy and ultrastructure. 6 (4), 182-187 (2018).
  34. Paramelle, D., et al. A rapid method to estimate the concentration of citrate capped silver nanoparticles from UV-visible light spectra. Analyst. 139 (19), 4855-4861 (2014).
  35. Zhang, Y., et al. Facile SERS-active chip (PS@Ag/SiO2/Ag) for the determination of HCC biomarker. Sensors and Actuators B: Chemical. 272, 34-42 (2018).
  36. Cheng, M., et al. SERS immunosensor of array units surrounded by particles: A platform for auxiliary diagnosis of hepatocellular carcinoma. Nanomaterials. 10 (10), 1-11 (2020).
  37. Grubisha, D. S., Lipert, R. J., Park, H. -Y., Driskell, J., Porter, M. D. Femtomolar detection of prostate-specific antigen: an immunoassay based on surface-enhanced raman scattering and immunogold labels. Analytical Chemistry. 75 (21), 5936-5943 (2003).
  38. Wang, S., Fu, L., Zhang, Y., Wang, J., Zhang, Z. Quantitative evaluation and optimization of photothermal bubble generation around overheated nanoparticles excited by pulsed lasers. Journal of Physical Chemistry C. 122 (42), 24421-24435 (2018).

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Detekcja SERSnanocz stki srebraplazmoniczne punkty gor cemikroskop z p set optycznSERS in siturodowiska wodne

Powiązane artykuły