Artykuł metodologiczny

Indukcja stanu zapalnego powierzchni oka i gromadzenie zajętych tkanek

DOI:

10.3791/63890

⸱

4 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Internal Medicine 3-Rheumatology and Immunology, Friedrich-Alexander-University Erlangen-Nürnberg and Universitätsklinikum Erlangen, 2Deutsches Zentrum für Immuntherapie, Friedrich-Alexander-University Erlangen-Nürnberg and Universitätsklinikum Erlangen

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Zapalenie powierzchni oka uszkadza tkanki powierzchni oka i zagraża funkcjom życiowym oka. Niniejszy protokół opisuje metodę wywoływania zapalenia oka i zbierania uszkodzonych tkanek w mysim modelu dysfunkcji gruczołów Meiboma (MGD).

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Choroby powierzchni oka obejmują szereg zaburzeń, które zaburzają funkcje i struktury rogówki, spojówki i związanej z nią sieci gruczołów na powierzchni oka. Gruczoły Meiboma (MG) wydzielają lipidy, które tworzą warstwę pokrywającą, która zapobiega parowaniu wodnej części filmu łzowego. Neutrofile i zewnątrzkomórkowe pułapki DNA zasiedlają MG i powierzchnię oka w mysim modelu alergicznej choroby oczu. Zagregowane pułapki zewnątrzkomórkowe neutrofili (aggNET) tworzą siatkową matrycę złożoną z chromatyny zewnątrzkomórkowej, która zamyka ujścia MG i warunkuje dysfunkcję MG. W tym miejscu przedstawiono metodę wywoływania stanu zapalnego powierzchni oka i dysfunkcji MG. Szczegółowo opisano procedury pobierania narządów związanych z powierzchnią oka, takich jak rogówka, spojówka i powieki. Korzystając z ustalonych technik przetwarzania każdego narządu, przedstawiono również główne cechy morfologiczne i histopatologiczne dysfunkcji MG. Wysięki z gałki ocznej dają możliwość oceny stanu zapalnego powierzchni oka. Procedury te umożliwiają badanie miejscowych i ogólnoustrojowych interwencji przeciwzapalnych na poziomie przedklinicznym.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Każde mrugnięcie okiem uzupełnia gładki film łzowy rozrzucony po rogówce. Nabłonek powierzchni oka ułatwia rozprowadzenie i prawidłową orientację filmu łzowego na powierzchni oka. Mucyny są dostarczane przez komórki nabłonka rogówki i spojówki, aby pomóc w ustawieniu wodnej części filmu łzowego pochodzącej z gruczołów łzowych na powierzchni oczu. Na koniec MG wydziela lipidy, które tworzą warstwę pokrywającą, która zapobiega parowaniu wodnej części filmu łzowego1,2,3. W ten sposób skoordynowane funkcje wszystkich narządów oka chronią powierzchnię oka przed inwazją patogenów lub urazów oraz zapewniają krystalicznie czyste widzenie bez bólu i dyskomfortu.

Na zdrowej powierzchni oka, wydzielina z oka lub reum oka wymiata kurz, martwe komórki nabłonkowe, bakterie, śluz i komórki odpornościowe. Zagregowane pułapki zewnątrzkomórkowe neutrofili (aggNET) tworzą siatkową matrycę złożoną z chromatyny zewnątrzkomórkowej i włączają te składniki do reum oka. AggNET rozwiązują stan zapalny poprzez proteolityczną degradację prozapalnych cytokin i chemokin4. Jednak, gdy stają się dysfunkcyjne, te nieprawidłowe sieci aggNET napędzają patogenezę chorób, takich jak niedrożność naczyń krwionośnych w COVID-195, kamienie żółciowe6 i kamica sjalioza7. Podobnie, aggNET na powierzchni oka odgrywają rolę ochronną i przyczyniają się do rozwiązywania stanu zapalnego na wysoce odsłoniętej powierzchni8. Nadmierna formacja lub brak aggNET na powierzchni oka może pogorszyć stabilność filmu łzowego i/lub spowodować rany rogówki, bliznowacenie spojówek i zespół suchego oka. Na przykład, niedrożność MG jest główną przyczyną zespołu suchego oka9. Wiadomo również, że AggNET zatykają przepływ wydzielania lipidów z przewodów MG i powodują dysfunkcję gruczołów Meiboma (MGD). Przekrwienie otworów MG przez aggNET powoduje brak płynu tłuszczowego otaczającego powierzchnię oka i wstecznie zatłoczony płyn, co skutkuje dysfunkcją funkcji gruczołu i uszkodzeniem zraziny. Ta dysfunkcja może powodować parowanie filmu łzowego, zwłóknienie brzegów powiek, zapalenie oka i szkodliwe uszkodzenie MG10,11.

Na przestrzeni lat opracowano kilka modeli zwierzęcych, które imitują patologiczny proces MGD u ludzi. Na przykład myszy C57BL/6 w wieku 1 roku pomogły w badaniu związanego z wiekiem wpływu na zespół suchego oka (DED) i MGD, odzwierciedlając patologię choroby oczu u pacjentów w wieku 50 lat i starszych12,13,14. Co więcej, króliki są odpowiednimi modelami do badania skutków interwencji farmakologicznych. W związku z tym donoszono o indukowaniu MGD u królików poprzez miejscowe podawanie epinefryny lub ogólnoustrojowe wprowadzenie kwasu 13-cis-retinowego (izotretynoiny)15,16,17,18,19.

Chociaż te modele zwierzęce były odpowiednie do określenia różnych czynników przyczyniających się do patofizjologii MGD, ich wykorzystanie było ograniczone. Na przykład mysi model MGD związany z wiekiem był idealny do rozszyfrowywania elementów tylko u osób starszych, a zatem króliki wydawały się być najbardziej odpowiednim modelem zwierzęcym do badania chorób powierzchni oka, ponieważ umożliwiają badanie wielu mechanizmów patofizjologicznych. Jednak ze względu na brak kompleksowych narzędzi analitycznych do wykrywania białek na powierzchni oka oraz fakt, że wiele części genomu królika nie jest opatrzonych adnotacjami, są one ograniczone do badań20,21.

Ponadto, te modele zwierzęce używane do badania patogenezy zespołu suchego oka nie dostarczyły wystarczających szczegółów do analizy immunologicznego ramienia zaburzenia, które wywołuje stan zapalny powierzchni oka. W związku z tym mysi model MGD opracowany przez Reyesa i wsp. wykazał związek między alergiczną chorobą oczu u myszy a MGD u ludzi i podkreślił etiologię immunologiczną odpowiedzialną za obturacyjną MGD21. Model ten kojarzy alergiczną chorobę oczu z odpowiedzią TH17, która rekrutuje neutrofile do spojówki i powieki, powodując MGD i przewlekłe zapalenie oka21. Indukcja MGD i zapalenia oka w tym mysim modelu jest cennym narzędziem do badania zdarzeń poprzedzających rozwój miejscowego stanu zapalnego napędzanego przez trwającą odpowiedź immunologiczną21. Obecny protokół opisuje stan zapalny powierzchni oka, któremu towarzyszy obturacyjne MGD. W tej metodzie myszy są immunizowane, a po 2 tygodniach prowokowane na powierzchni oka immunogenem przez 7 dni. Ponadto opisano etapy izolacji wysięku z oka i związanych z nim narządów ocznych podczas ostrego zapalenia oraz rozwarstwienia rogówki, spojówki i powiek.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Wszystkie procedury z udziałem zwierząt zostały przeprowadzone zgodnie z wytycznymi instytucjonalnymi dotyczącymi dobrostanu zwierząt i zatwierdzone przez komisję ds. dobrostanu zwierząt Uniwersytetu Friedrich-Alexander-Erlangen-Norymberga (FAU) (numer zezwolenia: 55.2.2-2532-2-1217). Do niniejszego badania wykorzystano samice myszy C57Bl/6 w wieku 7-9 tygodni. Myszy pozyskano ze źródeł komercyjnych (patrz tabela materiałów) i trzymano w określonych warunkach wolnych od patogenów z 12-godzinnymi cyklami dnia i nocy.

1. Indukcja mysiego zapalenia powierzchni oka

  1. Wykonaj przygotowanie immunogenowe do immunizacji.
    1. Przygotować immunogen świeżo w dniu immunizacji, mieszając albuminę jaja kurzego (OVA, 50 mg/ml) i toksynę krztuścową (100 μg/ml) w soli fizjologicznej i adiuwantowym wodorotlenku glinu (40 mg/ml) (patrz tabela materiałów) w proporcji 1:1.
      UWAGA: Otwórz, rozpuść i przygotuj immunogenowo toksynę krztuśca w laminarnej komorze bezpieczeństwa. Nosić odzież ochronną i unikać kontaktu ze skórą.
    2. Mieszaninę immunogenu i adiuwantu inkubować w temperaturze pokojowej przez 30 minut i załadować 100 μl do strzykawki o pojemności 1 ml.
    3. Wykonaj dootrzewnowe wstrzyknięcie roztworu immunogenu u myszy nieznieczulonej.
      1. Chwyć miękko mysz za ogon, chwytając siatkę klatki. Przytrzymaj mocno skórę pleców i szyi między kciukiem a palcem wskazującym, a ogon i kończyny dolne między palcem serdecznym a małym przymocuj do dłoni.
      2. Trzymaj nieruchomą mysz głową w dół.
      3. Wstrzyknąć 100 μl przygotowanego roztworu immunogenowego w prawy lub lewy kwadrant dolnej części jamy brzusznej.
  2. Wykonać prowokację powierzchni oka 2 tygodnie po szczepieniu.
    1. Znieczulić mysz izofluranem (2,5%).
    2. Nałóż 5 μl OVA (50 mg/ml) lub soli fizjologicznej (0,9% NaCl) na oko na oba oczy i poczekaj, aż kropla zostanie wchłonięta przez oko. Trwa to ~5 min.
    3. Powtarzaj procedurę 1x dziennie przez 7 dni.
      UWAGA: W ten sam sposób można zastosować miejscowe podawanie leków.

2. Zbiór wysięków z oczu

  1. Odzyskaj wysięki z oczu powstałe podczas fazy prowokacji, nakładając 50 μl sterylnego soli fizjologicznej na oko natychmiast po prowokacji.
  2. Aby uzyskać zawiesinę jednokomórkową, pobraną wydzielinę z oka należy potraktować rekombinowaną MNazą (2 x 106 żel U/ml, patrz tabela materiałów) zawierającą kofaktor wapń (5 mM) w temperaturze 37 °C przez 20 minut.
  3. Wirować przy 400 x g przez 7 minut w temperaturze pokojowej.
  4. Wyizolować supernatant i zmierzyć cytokiny i chemokiny za pomocą multipleksowanego testu ELISA zgodnie z instrukcjami producenta (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Otrzymany supernatant może być używany do analizy białek, a osad do testów funkcjonalnych, takich jak immunofenotypowanie, fagocytoza, degranulacja i ekspresja genów.

3. Wycięcie tkanek powierzchni oka

  1. Dokładnie rozetnij powieki i gałkę oczną, wykonując poniższe czynności.
    1. Poddaj mysz eutanazji przez uduszenie CO2 i zwichnięcie szyjki macicy.
    2. Umieść mysz na równej powierzchni.
    3. Zdezynfekuj okolice oczodołu za pomocą wacika nasączonego 70% etanolem.
    4. Wykonaj nacięcie między uchem a zatoką zadoczodołową i wzdłuż powierzchni powyżej kości płaskonabłonkowej pionowo, przedłużając nacięcie poziomo poniżej dolnej powieki wzdłuż kości szczęki i powyżej górnej powieki wzdłuż kości czołowej. W ten sposób powstaje nacięcie wokół oka (Rysunek 1).
    5. Ostrożnie przytrzymaj wypreparowaną tkankę wokół oka za pomocą zakrzywionych kleszczy i wyciągnij tkankę i gałkę oczną.
    6. Umieścić wycięte narządy w sterylnym PBS.
    7. Przyciąć nadmiar tkanki mięśniowej twarzy wokół wyciętych górnych powiek za pomocą skalpela i pod mikroskopem stereoskopowym.
  2. Zbierz spojówkę, wykonując poniższe czynności.
    1. Umieść górną powiekę na suchej szalce Petriego pod mikroskopem stereoskopowym.
    2. Za pomocą cienkiej pęsety i skalpela bardzo delikatnie oderwij białawo-śluzową warstwę z wewnętrznej powierzchni powieki.
  3. Następnie wypreparuj rogówkę, wykonując poniższe czynności.
    1. Umieść gałkę oczną na nowej suchej szalce Petriego na wierzchu suchego lodu na 3 minuty.
    2. Umieść szalkę Petriego na powierzchni ławki w stabilnej pozycji.
    3. Wykonaj małe nacięcie na granicy rogówki obok rąbka za pomocą cienkich, ostrych nożyczek.
    4. Przedłuż nacięcie skalpelem wokół gałki ocznej, oddzielając twardówkę od rogówki.
    5. Usuń resztki tęczówki i soczewki z tylnej strony rogówki, obficie spłukując roztworem soli fizjologicznej.

4. Dokumentacja niedrożności gruczołu Meiboma (MG)

  1. Aby ocenić MG i jego otwory, umieść wycięte powieki w pozycji pionowej pod mikroskopem stereoskopowym (Rysunek 2).
  2. Rób zdjęcia z białym światłem epi-illumination zgodnie z czasem naświetlania aparatu i ustawieniami ISO.
    UWAGA: Analiza morfometryczna tych obrazów zapewnia wiarygodną kwantyfikację rozmiaru czopu na wylocie gruczołów. Kwantyfikację można przeprowadzić, obrysowując za pomocą różdżki zatyczki do oczu i wykonując polecenie "Analizuj cząstki" w oprogramowaniu Image J (patrz Tabela materiałów).

5. Przezświetlenie powiek (morfologia gruczołów Meiboma)

  1. Aby ocenić obszar MG, umieść wycięte powieki w pozycji poziomej i włącz podświetlenie mikroskopu stereoskopowego wyposażonego w kamerę na podczerwień (Rysunek 3).
  2. Rób zdjęcia, dostosowując czas ekspozycji zgodnie z ISO.
    aparatu (patrz tabela materiałów) UWAGA: Obrazowanie w podczerwieni tych prześwietlonych powiek pod mikroskopem stereoskopowym może pomóc w pomiarze kształtu i rozmiaru każdej acini. Analiza morfometryczna tych obrazów zapewnia wiarygodną kwantyfikację wielkości i liczby MG. Kwantyfikację można przeprowadzić, obrysowując MG za pomocą narzędzia różdżki i wykonując polecenie "Analizuj cząstki" w oprogramowaniu Image J.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Obecny protokół opisuje kolejne kroki do stworzenia mysiego modelu zapalenia powierzchni oka. Protokoły mają na celu pokazanie, jak stosować środki terapeutyczne miejscowo, uzyskiwać wysięki z oczu i wycinać związane z nimi narządy dodatkowe, takie jak zdrowe i zapalne powieki (Ryc. 2), rogówka i spojówka. Należy zwrócić uwagę, gdy górne powieki są preparowane w celu wyizolowania spojówki i należy ją przechowywać w 1x PBS podczas rozwarstwiania rogówki. Zapobiegnie to wysuszeniu spojówki, która może b...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Oleista wydzielina gruczołów Meiboma ma ogromne znaczenie dla zdrowego oka22. Jednak niedrożność tych gruczołów łojowych przez zagregowane zewnątrzkomórkowe pułapki neutrofili (aggNET), które ustawiają się jako równoległe pasma znajdujące się na płytkach stępu obu powiek, może zakłócić film łzowy23. Zakłócenie to powoduje dysfunkcję gruczołu Meiboma (MGD)1 i przyspieszone parowanie łez oraz warunkujeuszkodzenie powierzchni oka...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była częściowo wspierana przez Niemiecką Fundację Badawczą (DFG) 2886 PANDORA Project-No.B3; SCHA 2040/1-1; MU 4240/2-1; CRC1181(C03); TRR241(B04), H2020-FETOPEN-2018-2020 Project 861878, oraz przez Volkswagen-Stiftung (Grant 97744) na rzecz MH.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
1x PBSGibco
Wodorotlenek glinuImject ałun Adiuwant7716140 mg / ml
< silny> Stężenie końcowe< / mocny>: in vivo: 1 mg / 100 &mikro; Myszy L
C57Bl/6, w wieku 7– 9 tygodniCharles River Laboratories 
WapńCarl rothCN93.11 M
Stężenie końcowe: 5 mM
Kleszczyki zakrzywioneFST firmy Dumont SZWAJCARIA5/45 11251-35
Cienkie, ostre nożyczkiFST Stal nierdzewna, Niemcy15001-08
Szafa bezpieczeństwa laminarnegoHerasafe
Aparat makrofotograficznyCanonEOS6D
(bez filtra podczerwieni)NikonD5300
MnaseNew England biolabsM0247S2 x 106 żel U/mL Zestaw
do oznaczania przepływu wielu analitów (niestandardowy panel 13-plex)BiolegendCLPX-200421AM-UERLAN
NaCl 0,9% (sól fizjologiczna)B.Braun
Albumina jaja kurzego (OVA)Endofit, Invivogen9006-59-110 mg/200 &mikro; L w soli
fizjologicznej Toksyna krztuśca ThermoFisher Naukowy PHZ117450 & mikro; g/ 500 i mikro; L w roztworze soli fizjologicznej
Stężenie końcowe: in vivo: 100 &mikro; g/ 100 i mikro; L
PetridishGreiner bio-one628160
SkalpelFeather jednorazowy skalpelnr 21 Stężenie końcowe: in vivo:  300 ng/ 100 &mikro; L
Mikroskop stereoskopowyZeissStemi508
Strzykawka (mycie rogówki/tęczówki)BD Microlane27 G x 3/4 - Nr.20 0,4 x 19 mm
Strzykawka (i.pimmunizacja)BD Microlane24 G1"-Nr 17, 055* 25 mm
Aparat makrofotograficzny

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Gilbard, J. P., Rossi, S. R., Heyda, K. G. Tear film and ocular surface changes after closure of the meibomian gland orifices in the rabbit. Ophthalmology. 96 (8), 1180-1186 (1989).
  2. Mishima, S., Maurice, D. M. The oily layer of the tear film and evaporation from the corneal surface. Experimental Eye Research. 1, 39-45 (1961).
  3. Gipson, I. K. The ocular surface: The challenge to enable and protect vision: The Friedenwald lecture. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 48 (10), 4391-4398 (2007).
  4. Hahn, J., et al. Aggregated neutrophil extracellular traps resolve inflammation by proteolysis of cytokines and chemokines and protection from antiproteases. The FASEB Journal. 33 (1), 1401-1414 (2019).
  5. Leppkes, M., et al. Vascular occlusion by neutrophil extracellular traps in COVID-19. EBioMedicine. 58, 102925(2020).
  6. Munoz, L. E., et al. Neutrophil extracellular traps initiate gallstone formation. Immunity. 51 (3), 443-450 (2019).
  7. Schapher, M., et al. Neutrophil extracellular traps promote the development and growth of human salivary stones. Cells. 9 (9), 2139(2020).
  8. Mahajan, A., et al. Frontline science: Aggregated neutrophil extracellular traps prevent inflammation on the neutrophil-rich ocular surface. Journal of Leukocyte Biology. 105 (6), 1087-1098 (2019).
  9. DEWS Definition and Classification Subcommittee. The definition and classification of dry eye disease: Report of the Definition and Classification Subcommittee of the International Dry Eye Workshop. The Ocular Surface. 5 (2), 75-92 (2007).
  10. Nichols, K. K., et al. The international workshop on meibomian gland dysfunction: Executive summary. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (4), 1922-1929 (2011).
  11. Mahajan, A., et al. Aggregated neutrophil extracellular traps occlude Meibomian glands during ocular surface inflammation. The Ocular Surface. 20, 1-12 (2021).
  12. Jester, B. E., Nien, C. J., Winkler, M., Brown, D. J., Jester, J. V. Volumetric reconstruction of the mouse meibomian gland using high-resolution nonlinear optical imaging. The Anatomical Record. 294 (2), 185-192 (2011).
  13. Nien, C. J., et al. Age-related changes in the meibomian gland. Experimental Eye Research. 89 (6), 1021-1027 (2009).
  14. Parfitt, G. J., Xie, Y., Geyfman, M., Brown, D. J., Jester, J. V. Absence of ductal hyper-keratinization in mouse age-related meibomian gland dysfunction (ARMGD). Aging. 5 (11), 825-834 (2013).
  15. Lambert, R. W., Smith, R. E. Pathogenesis of blepharoconjunctivitis complicating 13-cis-retinoic acid (isotretinoin) therapy in a laboratory model. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 29 (10), 1559-1564 (1988).
  16. Jester, J. V., Nicolaides, N., Kiss-Palvolgyi, I., Smith, R. E. Meibomian gland dysfunction. II. The role of keratinization in a rabbit model of MGD. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 30 (5), 936-945 (1989).
  17. Jester, J. V., et al. In vivo biomicroscopy and photography of meibomian glands in a rabbit model of meibomian gland dysfunction. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 22 (5), 660-667 (1982).
  18. Lambert, R., Smith, R. E. Hyperkeratinization in a rabbit model of meibomian gland dysfunction. American Journal of Ophthalmology. 105 (6), 703-705 (1988).
  19. Knop, E., Knop, N., Millar, T., Obata, H., Sullivan, D. A. The international workshop on meibomian gland dysfunction: Report of the subcommittee on anatomy, physiology, and pathophysiology of the meibomian gland. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (4), 1938-1978 (2011).
  20. Huang, W., Tourmouzis, K., Perry, H., Honkanen, R. A., Rigas, B. Animal models of dry eye disease: Useful, varied and evolving (Review). Experimental and Therapeutic Medicine. 22 (6), 1394(2021).
  21. Reyes, N. J., et al. Neutrophils cause obstruction of eyelid sebaceous glands in inflammatory eye disease in mice. Science Translational Medicine. 10 (451), (2018).
  22. Knop, E., Korb, D. R., Blackie, C. A., Knop, N. The lid margin is an underestimated structure for preservation of ocular surface health and development of dry eye disease. Developments in Ophthalmology. 45, 108-122 (2010).
  23. Knop, N., Knop, E. Meibomian glands. Part I: anatomy, embryology and histology of the Meibomian glands. Ophthalmologe. 106 (10), 872-883 (2009).
  24. Nien, C. J., et al. Effects of age and dysfunction on human meibomian glands. Archives of Ophthalmology. 129 (4), 462-469 (2011).
  25. Lio, C. T., Dhanda, S. K., Bose, T. Cluster analysis of dry eye disease models based on immune cell parameters - New insight into therapeutic perspective. Frontiers in Immunology. 11, 1930(2020).
  26. Nguyen, D. D., Luo, L. J., Lai, J. Y. Thermogels containing sulfated hyaluronan as novel topical therapeutics for treatment of ocular surface inflammation. Materials Today Bio. 13, 100183(2022).
  27. Lin, P. H., et al. Alleviation of dry eye syndrome with one dose of antioxidant, anti-inflammatory, and mucoadhesive lysine-carbonized nanogels. Acta Biomaterialia. 141, 140-150 (2022).
  28. Yu, D., et al. Loss of beta epithelial sodium channel function in meibomian glands produces pseudohypoaldosteronism 1-like ocular disease in mice. American Journal of Pathology. 188 (1), 95-110 (2018).
  29. Mauris, J., et al. Loss of CD147 results in impaired epithelial cell differentiation and malformation of the meibomian gland. Cell Death & Disease. 6 (4), 1726(2015).
  30. Ibrahim, O. M., et al. Oxidative stress induced age dependent meibomian gland dysfunction in Cu, Zn-superoxide dismutase-1 (Sod1) knockout mice. PloS One. 9 (7), 99328(2014).
  31. McMahon, A., Lu, H., Butovich, I. A. A role for ELOVL4 in the mouse meibomian gland and sebocyte cell biology. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 55 (5), 2832-2840 (2014).
  32. Miyake, H., Oda, T., Katsuta, O., Seno, M., Nakamura, M. Meibomian gland dysfunction model in hairless mice fed a special diet with limited lipid content. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 57 (7), 3268-3275 (2016).
  33. Schaumberg, D. A., et al. The international workshop on meibomian gland dysfunction: Report of the subcommittee on the epidemiology of, and associated risk factors for, MGD. Investigative Ophthalmology and Visual Science. 52 (4), 1994-2005 (2011).
  34. Lee, S. Y., et al. Analysis of tear cytokines and clinical correlations in Sjogren syndrome dry eye patients and non-Sjogren syndrome dry eye patients. American Journal of Ophthalmology. 156 (2), 247-253 (2013).
  35. Nakae, S., et al. Antigen-specific T cell sensitization is impaired in IL-17-deficient mice, causing suppression of allergic cellular and humoral responses. Immunity. 17 (3), 375-387 (2002).
  36. von Vietinghoff, S., Ley, K. IL-17A controls IL-17F production and maintains blood neutrophil counts in mice. Journal of Immunology. 183 (2), 865-873 (2009).
  37. Langrish, C. L., et al. IL-23 drives a pathogenic T cell population that induces autoimmune inflammation. Journal of Experimental Medicine. 201 (2), 233-240 (2005).
  38. Chen, Y., et al. Anti-IL-23 therapy inhibits multiple inflammatory pathways and ameliorates autoimmune encephalomyelitis. Journal of Clinical Investigation. 116 (5), 1317-1326 (2006).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Ocular Surface InflammationMeibomian Gland DysfunctionNeutrophil Extracellular TrapsOcular Exudate CollectionCornea DissectionConjunctiva IsolationEyelid ExcisionInfrared ImagingHistological AnalysisSingle Cell Sequencing

Powiązane artykuły