Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii

4.5K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63898

⸱

2 czerwca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Research and Innovation Centre, Fondazione Edmund Mach, 2Beneficial Insects Introduction Research Unit, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture, 3Center for Agriculture, Food and Environment, University of Trento, 4Department of Environmental Science, Policy and Management, University of California Berkeley, 5Department of Agriculture, Food and Environment, University of Catania, 6Systematic Entomology Laboratory, Agricultural Research Service, United States Department of Agriculture

W tym artykule

Podsumowanie

Ganaspis brasiliensis - larwalny parazytoid Drosophila suzukii (globalny inwazyjny szkodnik upraw owocowych) - został zatwierdzony lub jest rozważany do wprowadzenia do Europy i Stanów Zjednoczonych w celu biologicznego zwalczania tego szkodnika. W tym artykule przedstawiono protokoły hodowli tego parazytoida zarówno na małą, jak i dużą skalę.

Streszczenie

Pochodząca z Azji Wschodniej, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) szeroko zadomowiła się w obu Amerykach, Europie i części Afryki w ciągu ostatniej dekady, stając się niszczycielskim szkodnikiem różnych owoców o miękkiej skórce w zaatakowanych regionach. Oczekuje się, że kontrola biologiczna, zwłaszcza za pomocą samonapędzających się i wyspecjalizowanych parazytoidów, będzie realną opcją dla zrównoważonego zarządzania tym wysoce mobilnym i polifagicznym szkodnikiem na całym obszarze. Ganaspis brasiliensis (Ganaspis brasiliensis) Ihering (Hymenoptera: Figitidae) to parazytoid larwalny, który jest szeroko rozpowszechniony w Azji Wschodniej i został uznany za jeden z najskuteczniejszych parazytoidów D. suzukii.

Po rygorystycznych ocenach przed wprowadzeniem na rynek skuteczności i potencjalnych zagrożeń niedocelowych, jedna z bardziej specyficznych dla gospodarza grup genetycznych tego gatunku (G1 G. brasiliensis) została niedawno zatwierdzona do wprowadzenia i uwolnienia w terenie w Stanach Zjednoczonych i we Włoszech. Inna grupa genetyczna (G3 G. brasiliensis), która również powszechnie atakuje D. suzukii w Azji Wschodniej, może być rozważana do wprowadzenia w najbliższej przyszłości. Obecnie istnieje ogromne zainteresowanie hodowlą G. brasiliensis do celów badawczych lub w masowej produkcji w celu uwolnienia w terenie przeciwko D. suzukii. Ten protokół i powiązany artykuł wideo opisują skuteczne metody hodowli tego parazytoida, zarówno na małą skalę do badań, jak i na dużą skalę do masowej produkcji i wypuszczenia w terenie. Metody te mogą przynieść korzyści w dalszych długoterminowych badaniach i wykorzystaniu tego rodzimego dla Azji parazytoida jako obiecującego środka kontroli biologicznej tego globalnego inwazyjnego szkodnika.

Wprowadzenie

Pochodząca z Azji Wschodniej, Drosophila suzukii (Matsumura) (Diptera: Drosophilidae) szeroko zadomowiła się w obu Amerykach, Europie i części Afryki1,2. Mucha jest niezwykle polifagiczna, zdolna do wykorzystywania różnych uprawianych i dzikich owoców o miękkiej i cienkiej skórce w swoich rodzimych i zaatakowanych regionach1,2,3. Obecne strategie zwalczania tego szkodnika opierają się w dużej mierze na częstym stosowaniu środków owadobójczych, które są zwalczane przez dorosłe muchy na polach uprawnych, gdy dojrzewają podatne owoce. Często stosuje się powtarzające się opryski, prawdopodobnie ze względu na konsekwentne rozlewanie się populacji much zbiornikowych z siedlisk nieuprawnych i brak skutecznych naturalnych wrogów zamieszkujących zaatakowane regiony1,4. Kontrola biologiczna, zwłaszcza za pomocą samonapędzających się wyspecjalizowanych parazytoidów, może pomóc w tłumieniu populacji much na poziomie krajobrazu i odegrać kluczową rolę w zrównoważonym zarządzaniu tym wysoce mobilnym i polifagicznym szkodnikiem na całym obszarze4,5,6.

W ciągu ostatniej dekady badacze skupili wysiłki na odkryciu wspólnie wyewoluowanych parazytoidów Drosophila suzukii w rodzimych obszarach występowania muchy w Azji Wschodniej7,8,9, a także skutecznych, ale nowo powiązanych parazytoidów w zaatakowanych przez muchę regionach w obu Amerykach i Europie4,5,6. W nowo zaatakowanych regionach muchy, powszechnie występujące larwy parazytoidów Drosophila, takie jak Asobara c.f. tabida (Nees) (Hymenoptera: Braconidae), Leptopilina boulardi (Barbotin et al.) i L. heterotoma (Thompson) (Hymenoptera: Figitidae), nie są w stanie rozwinąć się lub mają niski poziom pasożytnictwa na D. suzukii ze względu na silną odporność immunologiczną muchy10. Tylko niektóre kosmopolityczne i ogólne parazytoidy poczwarkowe, takie jak Pachycrepoideus vindemiae (Rondani) (Hymenoptera: Pteromalidae) i Trichopria drosophilae (Perkins) (Hymenoptera: Diapriidae) w Ameryce Północnej i Europie oraz Trichopria anastrephae w Ameryce Południowej, mogą łatwo rozwinąć się z tej muchy4. Natomiast badania w Azji Wschodniej odkryły pewną liczbę parazytoidów larwalnych z D. suzukii4,5,6. Wśród nich dominującymi parazytoidami larwalnymi są Asobara japonica Belokobylskij, Ganaspis brasiliensis Ihering i Leptopilina japonica Novković & Kimura są dominującymi parazytoidami larwalnym7,8,9,11. W szczególności dwa figitidy (L. japonica i G. brasiliensis) były głównymi parazytoidami występującymi głównie w świeżych owocach zaatakowanych przez D. suzukii i/lub inne blisko spokrewnione drozofilidy w naturalnej roślinności7,8,9. Te trzy azjatyckie parazytoidy larwalne zostały zaimportowane do ośrodków kwarantanny w USA i Europie i ocenione pod kątem ich względnej skuteczności12,13,14,15,16,17, adaptacja klimatyczna18, potencjalne międzygatunkowe interakcje konkurencyjne19 i, co najważniejsze, specyficzność hosta8,20,21,22.

Oceny kwarantanny wykazały, że Ganaspis brasiliensis był bardziej specyficzny dla Drosophila suzukii niż inne badane azjatyckie parazytoidy larwalne, chociaż prawdopodobnie składa się z różnych biotypów lub tajemniczych gatunków o różnej specyficzności gospodarza8,21,22,23,24. Nomano et al.22 pogrupowali osobniki Ganaspis z różnych regionów geograficznych w pięć grup genetycznych (nazwanych jako G1-G5) na podstawie analiz molekularnych fragmentu genu mitochondrialnej oksydazy cytochromowej I. Grupy G2 i G4 zostały zgłoszone tylko z kilku południowoazjatyckich lokalizacji tropikalnych, a grupa G5 została zgłoszona z Azji i innych regionów (np. Argentyny, Brazylii, Hawajów i Meksyku) od nieznanego gospodarza (gospodarzy) (Buffington, obserwacja osobista). Kolekcje terenowe dzikich owoców zaatakowanych przez D. suzukii w Korei Południowej7, China8 i Japan9,23,25 znaleziono samo G1 lub mieszaninę okazów reprezentujących grupy G1 i G3. Obie grupy wydają się być sympatryczne i współistnieć na tych samych roślinach żywicielskich zamieszkiwanych przez D. suzukii i inne blisko spokrewnione muchy żywicielskie. Niemniej jednak zaobserwowano pewne różnice między tymi dwiema grupami, przy czym G1 wydaje się mieć wyższy stopień specyficzności dla D. suzukii lub siedliska żywiciela niż G3, chociaż obie atakują szereg blisko spokrewnionych gatunków w testach kwarantanny21,22. Dalsze szczegółowe analizy molekularne mogą pomóc w określeniu statusu gatunków, zwłaszcza w przypadku grup G1 i G3. W tym badaniu określa się je jako G1 G. brasiliensis i G3 G. brasiliensis. Niektóre wczesne badania nazwały również G1 G. brasiliensis jako G. por. brasiliensis14,21,22. G1 G. brasiliensis został niedawno dopuszczony do stosowania w terenie przeciwko D. suzukii w USA i we Włoszech (kilka innych krajów europejskich również rozważa jego wprowadzenie), podczas gdy G3 G. brasiliensis może być brany pod uwagę do dopuszczenia do obrotu w najbliższej przyszłości. Ostatnie badania wykazały również populacje przybyszowe zarówno L. japonica, jak i G1 G. brasiliensis w Kolumbii Brytyjskiej, Kanadzie26 i stanie Waszyngton w USA (Beers et al., dane niepublikowane) oraz populacje adventive L. japonica w prowincji Trydent, Włochy27.

Biorąc pod uwagę duże zainteresowanie rozwojem programów kontroli biologicznej do zarządzania Drosophila suzukii oraz znaczny potencjał kontroli biologicznej adaptacyjnych i celowych introdukcji Ganaspis brasiliensis, istnieje potrzeba opracowania efektywnych metod hodowli tego parazytoida larwalnego do przyszłych długoterminowych badań i/lub wypuszczenia na wolność. Ten protokół i związany z nim artykuł wideo opisują dwa zestawy metod hodowli tego parazytoida: (1) hodowla laboratoryjna na małą skalę w kolbach przy użyciu mieszanki owoców gospodarza (borówka) i sztucznej diety do hodowli D. suzukii. Metody zostały opracowane przy użyciu materiału G3 pierwotnie zebranego w Kunming w Chinach8. (2) Masowy chów w celu wypuszczenia na pole w dużych klatkach przy użyciu owoców żywicielskich (borówka) do hodowli D. suzukii. Grupą genetyczną wykorzystaną do hodowli na dużą skalę było stado G1 pochodzące z Tokio w Japonii9,22. Pokrótce omówiono również inne skale metod hodowli, takie jak stosowanie fiolek lub małych pojemników dla obu grup.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Metody hodowli laboratoryjnej G3 Ganaspis brasiliensis na małą skalę

  1. Przygotuj dietę gospodarza.
    1. Dodaj 600 ml wody destylowanej do szklanego pojemnika o pojemności 1,500 ml i podgrzej wodę na gorącej płycie.
    2. Dodaj 88,6 g dostępnej w handlu suchej diety (składającej się z agaru, drożdży piwnych, mączki kukurydzianej, metyloparabenu i sacharozy) lub przygotuj dietę, korzystając ze wzoru opublikowanego przez Dalton et al.28 (patrz krok 2.1.2).
    3. Dodaj 300 ml wody destylowanej do suchej diety i dokładnie wymieszaj mieszankę dietetyczną.
    4. Dodaj mieszaninę do wrzącej wody.
    5. Pozwól płynnej diecie na gorącej płycie gotować się przez 10 minut, okresowo mieszając mieszaninę, aby zapobiec jej przypaleniu.
    6. Pozostaw dietę do ostygnięcia w temperaturze pokojowej przez 30 minut, mieszając ją od czasu do czasu, aby równomiernie rozprowadzić wydzielanie ciepła i zapobiec zestaleniu się diety na powierzchni.
    7. Odmierz 6,7 ml 95% EtOH w jednym pojemniku i 3,5 ml 1 M roztworu kwasu propionowego w innym pojemniku.
    8. Gdy dieta ostygnie, dodaj EtOH, a następnie roztwór kwasu propionowego, dokładnie mieszając po każdym dodaniu.
    9. Przygotuj jagody (zakupione na lokalnym targu), płucząc je w zimnej wodzie, następnie w roztworze wybielacza z podchlorynem sodu (rozcieńczonym do 5%) i ponownie w zimnej wodzie.
    10. Osusz owoce ręcznikiem papierowym i ręcznie rozgnieć je, aż skórka każdego owocu zostanie złamana, a soki i miąższ owocu zostaną odsłonięte.
    11. Dodaj 25-30 g puree z jagód do każdej kolby o pojemności 250 ml. Postukaj w boki kolby, aby upewnić się, że wewnętrzne dno kolby jest pokryte równą warstwą tłuczonych jagód.
    12. Wlej przygotowaną dietę do każdej kolby tak, aby przykryła tylko wierzch puree z jagód.
    13. Dodaj piankowe korki do szyjek kolb i pozwól diecie zestalić się w temperaturze pokojowej (Rysunek 1).
    14. Gdy dieta zastygnie, należy ją natychmiast zużyć lub przechowywać w temperaturze 5°C do 3 tygodni.
  2. Tylny żywiciel Drosophila suzukii.
    1. Wyjmij przechowywaną dietę z lodówki i pozwól jej zrównoważyć się do temperatury pokojowej otoczenia lub użyj świeżo przygotowanej diety.
    2. Wytnij kawałek chłonnego ręcznika papierowego (np. 5 cm x 20 cm) i przekręć go na środku. Umieść skręconą środkową część ręcznika papierowego w kolbie (Rysunek 1).
    3. Zwilż ręcznik papierowy i powierzchnię diety wodą destylowaną, aby zatrzymać wilgoć.
    4. Przenieść dojrzałe płciowo dorosłe muchy z obecnych kolb na muchy kolonijne do nowej kolby dietetycznej, ostrożnie usuwając korek ze starej kolby i szybko odwracając kolbę i wyrównując otwór starej kolby z nową kolbą.
    5. Delikatnie postukać w bok starej kolby, aby skłonić muchy do wpadnięcia do nowej kolby. Upewnij się, że w nowej kolbie znajduje się ~25-30 par D. suzukii. Gdy w nowej kolbie znajdzie się wystarczająca ilość much, szybko odwróć starą kolbę do góry nogami i załóż korki na obie kolby.
    6. Powtarzaj przenoszenie much, aż w starych kolbach nie pozostaną żadne muchy. W razie potrzeby połącz lub zbierz muchy z więcej niż jednej starej kolby do nowej kolby, aby upewnić się, że jest wystarczająco dużo much (20-30 par) w kolbie.
    7. Nowe kolby należy przechowywać po tygodniu ekspozycji na dorosłe muchy w odpowiednich warunkach (21 °C, 16 L: 8 D fotoperiod, 60%-80% wilgotności względnej [RH%]) w komorze środowiskowej przez 3 tygodnie w celu pojawienia się much.
  3. Wystaw larwy żywiciela na parazytoidy.
    1. Pobrać kolbę (patrz krok 1.2.7) zawierającą jaja i larwy much po wyjęciu z kolby wszelkich dorosłych much i skręconego ręcznika papierowego.
    2. Złóż kawałek chłonnego ręcznika papierowego na pół i włóż go do kolby jako podłoże do przepoczwarzania dla pasożytniczych larw.
    3. Odessać sześć par żeńskich i męskich G3 G. brasiliensis do każdej kolby (Ryc. 1). Nałóż cienką warstwę miodu na dno korka piankowego.
    4. Pozostawić parazytoidy w kolbie na 5 dni.
    5. Po 5-dniowej ekspozycji należy usunąć parazytoidy i przechowywać kolby w warunkach opisanych powyżej w komorze środowiskowej przez 35 dni, aż do spodziewanego pojawienia się osy.
  4. Zbieraj i przechowuj dorosłe parazytoidy.
    1. W drugim i trzecim tygodniu inkubacji należy co tydzień sprawdzać kolby pod kątem wczesnego pojawienia się żywiciela i usunąć dorosłe muchy.
    2. Gdy dorosłe parazytoidy zaczną się pojawiać, odsysaj je trzy razy w tygodniu i trzymaj w fiolkach z suszykami (np. 2,5 cm x 9,5 cm) (Ryc. 1).
    3. Na dnie fiolki umieścić mały kawałek ręcznika papierowego zwilżonego, ale nie nasyconego, wodą destylowaną.
    4. Dodaj ~60 parazytoidów do każdej fiolki i oznacz fiolkę datami pojawienia się. Dwa razy w tygodniu posmaruj cienką warstwę miodu na dnie korka piankowego. Fiolki z dorosłymi parazytoidami należy przechowywać w warunkach opisanych powyżej w komorze środowiskowej przez okres do miesiąca, jeśli nie zostaną wykorzystane wcześniej.
    5. Ponownie zwilż papier w fiolce raz na 4-7 dni lub wymień ręcznik papierowy, jeśli widoczne są oznaki pleśni.

2. Metody hodowli G1 Ganaspis brasiliensis na dużą skalę

  1. Wdrożenie hodowli na dużą skalę żywiciela Drosophila suzukii.
    1. Grzbiet D. suzukii w dużych, pokrytych dzianinową siatką klatkach (np. 50 cm x 50 cm x 100 cm), z których każda zawiera 1,500-2,000 dojrzałych płciowo dorosłych much (stosunek płci 50:50) (Ryc. 2).
    2. Przygotuj standardową pożywkę Drosophila Medium (SDM), gotując wszystkie składniki (6 g agaru bakteriologicznego, 75 g mąki kukurydzianej, 17 g drożdży odżywczych, 15 g sacharozy, 10 g mąki sojowej, 10 ml kwasu propionowego) w 1 l wody destylowanej przez 10 minut, okresowo mieszając mieszaninę, aby zapobiec jej spaleniu28.
    3. Pozostaw mieszaninę do ostygnięcia przez 5 minut i dodaj 5 g kwasu askorbinowego.
    4. Wlej świeżo ugotowany SDM do 9 cm szalek Petriego i pozwól pożywce zestalić się w temperaturze pokojowej przed zamknięciem płytek.
    5. Ułóż szalki Petriego SDM, owiń stos folią aluminiową i przechowuj naczynia w temperaturze 4 °C przez okres do 2 tygodni.
    6. W każdej klatce hodowlanej umieść talerz z nasączoną wodą bawełną i czterema do sześciu szalek Petriego z SDM (Rysunek 2).
    7. Dwa razy w tygodniu zastąp zainfekowane szalki Petriego SDM świeżymi.
    8. Umieść porażone płytki Petriego SDM bez pokrywek pojedynczo w plastikowych kubkach (o średnicy 13,3 cm lub 800 ml), zamknij każdą filiżankę warstwą drobnych oczek (<0,5 mm) i inkubuj przez 12-15 dni w temperaturze 23 °C i wilgotności względnej 75% (Rysunek 2).
    9. Przenieś nowo wyklute dorosłe osobniki D. suzukii z plastikowych kubków do klatek hodowlanych.
  2. Przygotuj larwy żywiciela.
    1. Jagody płucz w zimnej wodzie przez 1 minutę i moczyć owoce w misce wypełnionej roztworem wybielacza (rozcieńczonym do 5%) przez 3 minuty.
    2. Odcedź roztwór wybielacza i napełnij miskę zimną wodą, aby spłukać jagody. Mieszaj delikatnie ręcznie przez co najmniej 30 sekund.
    3. Powtórzyć krok 2.2.2 z użyciem świeżej wody co najmniej trzy razy, aby usunąć pozostałości wybielacza i inne stawonogi (np. roztocza, wciornastki), które mogą być obecne na owocach.
    4. Umieść owoce na tacy z kilkoma warstwami chłonnych ręczników papierowych i ostrożnie przechylaj tacę do przodu ido tyłu, zwijając jagody, aby je wysuszyć.
    5. Przygotuj kilka 9-centymetrowych szalek Petriego (górna lub dolna połowa, skierowana do góry) i wypełnij każdą z nich umytymi jagodami (15-25 owoców na talerz w zależności od wielkości owoców).
    6. W późnych godzinach popołudniowych należy wystawić szalki Petriego na działanie dojrzałych płciowo dorosłych much w klatkach hodowlanych gospodarzy (patrz krok 2.1) i pozostawić je na noc.
    7. Następnego ranka należy usunąć szalki Petriego z klatek hodowlanych żywiciela, delikatnie lub stukając w nie, aby usunąć muchy z owoców i wykorzystać porażone owoce do hodowli parazytoidów (patrz krok 2.4).
  3. Wdrożenie hodowli parazytoidów na dużą skalę.
    1. Do hodowli pasożyta używaj dwóch rodzajów klatek: jednej do pasożytnictwa, a drugiej do pojawienia się os.
    2. Upewnij się, że klatka dla pasożytów jest sześcienna (np. 45 cm z każdej strony) z przezroczystym plastikowym panelem z przodu do obserwacji aktywności owadów, dwoma 18-centymetrowymi otworami na rękawy w panelu przednim do dodawania lub usuwania owadów i wymiany materiału spożywczego oraz drobną siatką poliestrową (np. siatka 96 x 26) na górze i po bokach w celu wentylacji.
    3. Zmniejsz klatkę wynurzania (np. 30 cm z każdej strony), z pojedynczym otworem na rękaw po dwóch przeciwnych stronach i przezroczystym panelem z tworzywa sztucznego z przodu dla widoczności (Rysunek 2).
    4. Upewnij się, że oba typy klatek mają cienki sznurek zwisający poniżej sufitu, na którym można zawiesić od jednego do kilku karmników (Rysunek 2).
      UWAGA: Karmnik składa się z dużego cylindrycznego korka piankowego (średnica 9 cm) pokrytego rozproszonymi kropelkami miodu i może być umieszczony na podłodze klatki lub zawieszony na suficie klatki (Rysunek 2).
    5. Wewnątrz każdej klatki należy podawać wodę w fiolce o prostych ściankach (2,5 cm x 9,5 cm) zamkniętej zatyczką z octanu celulozy (średnica 2,5 cm) co 5-7 dni, w zależności od wilgotności względnej. Zawieś fiolkę do góry nogami na suficie klatki (Rysunek 2).
  4. Wystaw larwy żywiciela na działanie parazytoidów.
    1. Owoce porażone przez żywiciela na szalkach Petriego należy wystawić na działanie G1 G. brasiliensis natychmiast po nocnym porażeniu D. suzukii (patrz krok 2.2.7).
    2. Pozostaw 10-15 szalek Petriego z porażonymi owocami w klatce pasożytniczej zawierającej 1,500-2,000 os na 2-3 dni.
    3. Użyj plastikowych kubków (13,3 cm średnicy lub 800 ml) z warstwami chłonnego papieru na dnie, aby zebrać owoce zawierające pasożytujących gospodarzy (Rysunek 2).
    4. Umieścić otwarte kubki w klatce do eklozji i inkubować przez co najmniej 28 dni w temperaturze 21 °C i wilgotności względnej 65% (Rysunek 2).
    5. W drugim i trzecim tygodniu inkubacji należy co tydzień sprawdzać klatkę pod kątem wczesnego wylęgu żywiciela i usunąć dorosłe muchy, aby ułatwić kolejne zbieranie parazytoidów.
    6. Pod koniec czwartego tygodnia inkubacji dodaj do klatki karmnik i źródło wody.
  5. Zbieraj i przechowuj dorosłe parazytoidy.
    1. Gdy zacznie się pojawianie parazytoidów, zbierz część (10%-15%) dorosłych osobników i przenieś je z powrotem do klatki dla pasożytów, aby zastąpić stare, nieproduktywne osobniki.
    2. Zbierz i przechowuj pozostałe parazytoidy w plastikowych kubkach (średnica 13,3 cm lub 800 ml) (Rysunek 3A).
    3. Umieść probówkę (2 ml) wypełnioną wodą i szczelnie zamkniętą bawełnianą rolką dentystyczną (1 cm x 3,8 cm) na dnie kubka (Rysunek 3A).
    4. Zamknij kubek zmodyfikowaną pokrywką wyposażoną w wyjmowany korek piankowy (średnica 3,5 cm) jako podłoże do karmienia i pokryty siatką otwór do wentylacji (Rysunek 3B).
    5. Dodaj do 700 dorosłych osobników do każdej filiżanki (stosunek płci 50:50), oznacz kubek datą pojawienia się i przechowuj go w komorze środowiskowej (17 °C; 65% wilgotności względnej) do czasu użycia lub do 1 miesiąca (Rysunek 3B).
  6. Wyślij dorosłe parazytoidy.
    1. Użyj stożkowych probówek (50 ml) do wysyłki dorosłych parazytoidów.
    2. Przebij otwór wentylacyjny (średnica 8 mm) w nasadce i przykryj go siatką o drobnych oczkach (Rysunek 3C).
    3. Dodaj pierścień podający z octanu celulozy po wewnętrznej stronie nasadki (Rysunek 3C).
    4. Przygotuj nasycony roztwór sacharozy za pomocą wody destylowanej, nałóż kilka kropli na pierścień podający i pozwól mu wchłonąć płyn.
    5. Umieść kawałek chłonnego ręcznika papierowego w kształcie wachlarza w tubie (Rysunek 3D).
    6. Dodaj ~ 200 dorosłych parazytoidów do każdej probówki i umieść probówki w izolowanym pojemniku transportowym razem z okładami z lodu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Rysunek 4 przedstawia reprezentatywne wyniki laboratoryjnej hodowli G3 Ganaspis brasiliensis w małej skali, z wykorzystaniem dwóch różnych zagęszczeń parasytoidów (sześć lub 10 par) oraz dwóch różnych czasów ekspozycji (5 lub 10 dni) w placówce kwarantannowej USDA-ARS Beneficial Insects Introduction Unit (Newark, Delaware). Dla każdej kombinacji zagęszczenia parasytoidów i czasu ekspozycji wykonano 14 powtórzeń. Łącznie w 64 kolbach uzyskano 4 018 os i (71,7 ± 4,9 potomstwa na kolbę...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Długoterminowe badania i późniejsze uwolnienia terenowe środka kontroli biologicznej zależą od dostępności skutecznych i ekonomicznych technik chowu. Metody opisane w tym badaniu okazały się skutecznymi protokołami zarówno dla hodowli Ganaspis brasiliensis na małą, jak i dużą skalę. Protokół hodowli na małą skalę był opracowywany przez kilka lat w celu optymalizacji ilości pracy i zmniejszenia specjalistycznego sprzętu potrzebnego do jednoczesnego utrzymania kolonii parazytoidów i gospodarzy. Nadaje się do utrzy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają do ujawnienia żadnych konfliktów interesów.

Podziękowania

Autorzy dziękują Lukasowi Seehausenowi i Marcowi Kenisowi (CABI, Szwajcaria) za uprzejme dostarczenie G1 G. brasiliensis. Finansowanie we Włoszech zostało zapewnione przez Provincia Autonoma di Trento, Trydent, Włochy, a w USA przez Narodowy Instytut Żywności i Rolnictwa, nagrodę USDA Specialty Crops Research Initiative (#2020-5118-32140), Służbę Inspekcji Zdrowia Zwierząt i Roślin USDA (Farm Bill, fundusz 14-8130-0463) oraz fundusze podstawowe USDA ARS CRIS (projekt 8010-22000-033-00D). USDA jest dostawcą i pracodawcą równych szans i nie popiera produktów wymienionych w tej publikacji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Aktywne suchedrożdże Drożdże Fleischmanns, Cincinatti, OH, USABrakSłuży do przykrywania owoców w celu zmniejszenia rozwoju pleśni i zwiększenia atrakcyjności owoców dla much Agar
bakteriologicznyMerk Life Science S.r.l., Mediolan, WłochyA1296 - 5KGUżywany do przygotowania standardowego roztworu Drosophila Medium
BleachClorox Company, Oakland, CA, USABrakSłuży do dezynfekcji miąższu owoców
Niebieski korekAzer Scientific, Morgantown, PA, USAES3837Służy do uszczelniania rurki, umożliwiając jednocześnie wentylację dla owadów
BlueberriesGrocery Store, Newark, DE, USABrakDostarczony jako owoc żywicielski dla much (można również użyć różnych innych owoców)
Klatka do hodowli owadów BugDorm (szer. 24,5 x gł. 24,5 x wys. 63,0 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Tajwan4E3030Używany do hodowli parazytoidów (klatka pasożytnicza)
Klatka do hodowli owadów BugDorm (W32,5 x D32,5 x H32,5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Tajwan4E4590Używany do hodowli much
Klatka do hodowli owadów BugDorm (W32,5 x D32,5 x H32,5 cm)Mega View Science Co. Ltd., Taichung, Tajwan4E4545Używany do hodowli parazytoidów (klatka eklozyjna)
Drut z kurczaka (0,64 cm, 19 gauge)Everbilt, OH, USA308231EBSłuży do podnoszenia owoców, aby umożliwić maksymalne złożenie jaj parazytoidowych
mąki kukurydzianej, Trydent, TN, WłochyBrakSłuży do przygotowania standardowej rolki bawełnianej Drosophila Medium
Dental (1 x 3,8 cm)Gima S.p.A., Gessate, MI, Włochy35000Służy do dostarczania wody parazytoidom w pojemniku do przechowywania
DietaDrosophilaFrontier Scientific, Newark, DE, USATF1003Niestandardowa dieta używana do hodowli much
Fiolka Drosophila wąska, Polistyren (2,5 x 9,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US75813-160Służy do dostarczania wody parazytoidom w klatce
Zatyczki do fiolek Drosophila, octan celulozy (2,5 cm)VWR International, LLC., Radnor, PA, US89168-886Służy do dostarczania wody parazytoidom w klatce
Kolba Erlenmeyera (250 ml)Carolina Biological, Burlington, NC, USA731029Służy do hodowli much i parazytoidów
Probówka wirówkowa typu falcon (50 ml)VWR International, LLC., Radnor, PA, USVWRI525-0611Zmodyfikowana do wysyłki dorosłych parazytoidów
Korek piankowyJaece Industries, North Tanawanda, NY, USAL800-CSłuży do uszczelniania kolb przy jednoczesnym umożliwieniu wentylacji owadów
Sklep spożywczy z miodem, Newark, DE, USABrakDostarczany jako pokarm dla parazytoidów
Plastikowy korek piankowy Identi-PlugFisher Scientific Company, L.L.C., Pittsburg, PA, US14-127-40EUżywany jako karmnik dla parazytoidów i do uszczelniania pojemnika do przechowywania
Przemysłowy ręcznik papierowySklep spożywczy, Newark, DE, USABrakDostarczany jako podłoże do przepoczwarzania dla poczwarek i złagodzenie wilgoci
Tkanina z siatki mikronowej (250 ml)Siatka przemysłowa, Maple Grove, MN, USAWN0250-72Służy do produkcji pokrywy wentylacyjnej dla owadów
Drożdże odżywcze (płatki)Sklep spożywczy, Trento, TN, WłochyBrakSłuży do przygotowania standardowej podstawki papierowej Drosophila Medium
(10,2 cm)Hoffmaster, WI, USA35NG26Porvided jako podłoże do przepoczwarzania dla much i poczwarek
parzytowanychPlastikowy kubek (Ø 13,3 cm, 800 mL)Berry Superfos, Taastrup, DaniaUnipak 5134Zmodyfikowany do przechowywania dorosłych parazytoidów
Plastikowa pokrywka (Ø 13,3 cm)Berry Superfos, Taastrup, DaniaPP 2830Zmodyfikowany do przechowywania dorosłych parazytoidów
Kwas propionowyMerk Life Science S.r.l., Mediolan, WłochyP1386 - 1LSłuży do przygotowania standardowej pożywki Drosophila Sacharoza
Sklep spożywczy, Trento, TN, WłochyBrakSłuży do przygotowania standardowego
pokrywką (475 ml)StackMan, WietnamDC1648Używany dla pasożytniczych larw do przepoczwarzania
mąki sojowejSklep spożywczy, Trento, TN, WłochyBrakSłuży do przygotowania standardowej podkładki filcowej Drosophila Medium
White (grubość 0,64 cm, średnica wewnętrzna 5 mm x średnica zewnętrzna 20 mm)Quiklok, Lincoln, NH, USWFW/.25 x 5 x 20 mmUżywany jako pierścień zasilający dla parazytoidów
Sklep spożywczy z kubka na zupę Drosophila Medium z

Bibliografia

  1. Asplen, M. K., et al. Invasion biology of spotted wing drosophila (Drosophila suzukii): a global perspective and future priorities. Journal of Pest Science. 88 (3), 469-494 (2015).
  2. Tait, G., et al. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae): A decade of research towards a sustainable integrated pest management program. Journal of Economic Entomology. 114 (5), 1950-1974 (2021).
  3. Kirschbaum, D. S., Funes, C. F., Buonocore-Biancheri, M. J., Suárez, L., Ovruski, S. M. The biology and ecology of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Drosophila suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 41-92 (2020).
  4. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Buffington, M. L., Hoelmer, K. A. Biological control of Drosophila suzukii. CAB Reviews. 15, 054(2020).
  5. Lee, J. C., et al. Biological control of spotted-wing drosophila (Diptera: Drosophilidae): Current and pending tactics. Journal of Integreated Pest Management. 10 (1), 13(2019).
  6. Wang, X. G., Lee, J. C., Daane, K. M., Hoelmer, K. A. Biological control of spotted-wing drosophila: An update on promising agents. Drosophilia suzukii management. Garcia, F. R. M. , Springer. Cham. 143-167 (2020).
  7. Daane, K. M., et al. First exploration of parasitoids of Drosophila suzukii in South Korea as potential classical biological agents. Journal of Pest Science. 89 (3), 823-835 (2016).
  8. Giorgini, M., et al. Exploration for native parasitoids of Drosophila suzukii in China reveals a diversity of parasitoid species and narrow host range of the dominant parasitoid. Journal of Pest Science. 92 (2), 509-522 (2019).
  9. Girod, P., et al. The parasitoid complex of D. suzukii and other fruit feeding Drosophila species in Asia. Scientific Reports. 8 (1), 11839(2018).
  10. Kacsoh, B. Z., Schlenke, T. A. High hemocyte load is associated with increased resistance against parasitoids in Drosophila suzukii, a relative of D. melanogaster. PLoS ONE. 7 (4), 34721(2012).
  11. Buffington, M. L., Forshage, M. Redescription of Ganaspis brasiliensis (Ihering, 1905), new combination (Hymenoptera: Figitidae), a natural enemy of the invasive Drosophila suzukii (Matsumura, 1931)(Diptera: Drosophilidae). Procedings of the Entomoogical Society of Washington. 118 (1), 1-13 (2016).
  12. Biondi, A., et al. Innate olfactory responses of Asobara japonica (Hymenoptera: Braconidae)towards fruits infested by the invasive spotted wing drosophila. Journal of Insect Behavior. 30 (5), 495-506 (2017).
  13. Biondi, A., Wang, X. G., Daane, K. M. Host preference of three Asian larval parasitoids to closely related Drosophila species: implications for biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (2), 273-283 (2021).
  14. Girod, P., Rossignaud, L., Haye, T., Turlings, T. C. J., Kenis, M. Development of Asian parasitoids in larvae of Drosophila suzukii feeding on blueberry and artificial diet. Journal of Applied Entomology. 142 (5), 483-494 (2018).
  15. Wang, X. G., Nance, A. H., Jones, J. M. L., Hoelmer, K. A., Daane, K. M. Aspects of the biology and reproductive strategy of two Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 121, 58-65 (2018).
  16. Wang, X. G., Biondi, A., Daane, K. M. Functional responses of three candidate Asian larval parasitoids evaluated for classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Economic Entomology. 113 (1), 73-80 (2020).
  17. Wang, X. G., et al. Assessment of Asobara japonica as a potential biological control agent for the spotted wing drosophila, Drosophila suzukii. Entomologia Generalis. 41, 1-12 (2021).
  18. Hougardy, E., Hogg, B. N., Wang, X. G., Daane, K. M. Comparison of thermal performances of two Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Biological Control. 136, 104000(2019).
  19. Wang, X. G., Hogg, B. N., Hougardy, E., Nance, A. H., Daane, K. M. Potential competitive outcomes among three solitary larval endoparasitoids as candidate agents for classical biological control of Drosophila suzukii. Biological Control. 130, 18-26 (2019).
  20. Daane, K. M., Biondi, A., Wang, X. G., Hogg, B. A. Potential host ranges of three Asian larval parasitoids of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 94 (4), 1171-1182 (2021).
  21. Girod, P., et al. Host specificity of Asian parasitoids for potential classical biological control of Drosophila suzukii. Journal of Pest Science. 91 (4), 1241-1250 (2018).
  22. Seehausen, M. L., et al. Evidence for a cryptic parasitoid species reveals its suitability as a biological control agent. Scientific Reports. 10 (1), 19096(2020).
  23. Nomano, F. Y., et al. Genetic differentiation of Ganaspis brasiliensis (Hymenoptera: Figitidae) from East and Southeast Asia. Applied Entomology and Zoology. 52 (3), 429-437 (2017).
  24. Kasuya, N., Mitsui, H., Ideo, S., Watada, M., Kimura, M. T. Ecological, morphological and molecular studies on Ganaspis individuals (Hymenoptera: Figitidae) attacking Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae). Applied Entomology and Zoology. 48 (1), 87-92 (2013).
  25. Matsuura, A., Mitsui, H., Kimura, M. T. A preliminary study on distributions and oviposition sites of Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae) and its parasitoids on wild cherry tree in Tokyo, central Japan. Applied Entomology and Zoology. 53 (1), 47-53 (2018).
  26. Abram, P. K., et al. New records of Leptopilina, Ganaspis, and Asobara species associated with Drosophila suzukii in North America, including detections of L. japonica and G. brasiliensis. Journal of Hymenoptera Research. 78, 1-17 (2020).
  27. Puppato, S., Grassi, A., Pedrazzoli, F., De Cristofaro, A., Ioriatti, C. First report of Leptopilina japonica in Europe. Insects. 11 (9), 611(2020).
  28. Dalton, D. T., et al. Laboratory survival of Drosophila suzukii under simulated winter conditions of the Pacific Northwest and seasonal field trapping in five primary regions of small and stone fruit production in the United States. Pest Managagement Science. 67 (11), 1368-1374 (2011).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Hodowla parazytoid wmetody hodowli masowejprzygotowanie po ywki dla ywicielaklatka do parazytozywylot oszwalczanie szkodnik w inwazyjnychszkodniki mi kkich owoc w
Metody hodowli parazytoida Ganaspis brasiliensis, obiecującego środka kontroli biologicznej inwazyjnej Drosophila suzukii
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.