Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej do badań nad niedokrwieniem i reperfuzją: ulepszenie modelu poprzez modyfikacje techniczne i kontrolę jakości

4.7K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63921

⸱

16 grudnia 2022

 ,  ,  , 
1Department of Life Science, Fu Jen Catholic University, 2Department of Medicine, MacKay Medical College, 3Department of Emergency Medicine, MacKay Memorial Hospital, 4Graduate Institute of Injury Prevention and Control, Taipei Medical University, 5MacKay Junior College of Medicine, Nursing, and Management, 6Division of Cardiology, Department of Internal Medicine, Taitung Mackay Memorial Hospital, 7Division of Pulmonary and Critical Care Medicine, Department of Internal Medicine, MacKay Memorial Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Niniejszym przedstawiamy protokół skupiający się na kontroli jakości podwiązania lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej poprzez techniczną modyfikację tradycyjnej procedury u szczurów w badaniach nad ostrym niedokrwieniem mięśnia sercowego i reperfuzją.

Streszczenie

Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną zgonów na całym świecie. Całkowite zatrzymanie przepływu krwi w tętnicach wieńcowych powoduje zawał mięśnia sercowego z uniesieniem odcinka ST (STEMI), powodując wstrząs kardiogenny i śmiertelną arytmię, które wiążą się z wysoką śmiertelnością. Pierwotna interwencja wieńcowa (PCI) w celu reanalizy tętnicy wieńcowej znacznie poprawia wyniki STEMI, ale postępy poczynione w zakresie skrócenia czasu od drzwi do balonu nie zmniejszyły śmiertelności wewnątrzszpitalnej, co sugeruje, że potrzebne są dodatkowe strategie terapeutyczne. Podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD) u szczurów jest modelem zwierzęcym do badań nad ostrym IR mięśnia sercowego, który jest porównywalny ze scenariuszem klinicznym, w którym w przypadku STEMI stosuje się szybką rekanalizację naczyń wieńcowych przez PCI; jednak STEMI wywołany PCI jest technicznie trudną i skomplikowaną operacją związaną z wysoką śmiertelnością i dużą zmiennością wielkości zawału. Zidentyfikowaliśmy idealną pozycję do podwiązania LAD, stworzyliśmy gadżet do kontrolowania pętli werbla i wsparliśmy zmodyfikowany manewr chirurgiczny, zmniejszając w ten sposób uszkodzenia tkanek, aby ustalić wiarygodny i powtarzalny protokół badań nad ostrym niedokrwieniem i reperfuzją mięśnia sercowego (IR) dla szczurów. Jest to operacja niezapewniająca przeżycia. Proponujemy również metodę walidacji jakości wyników badań, która jest krytycznym krokiem dla określenia dokładności kolejnych analiz biochemicznych.

Wprowadzenie

Choroba niedokrwienna serca jest główną przyczyną zgonów na całym świecie1,2. Oprócz kontroli modyfikowalnych czynników ryzyka w celu zapobiegania rozwojowi choroby niedokrwiennej serca, strategie terapeutyczne są niezbędne w przypadku ostrego zespołu wieńcowego3,4. Stwierdzono, że wstrząs kardiogenny i śmiertelna arytmia w ostrym zawale mięśnia sercowego z uniesieniem odcinka ST (STEMI) zwiększają prawdopodobieństwo śmiertelności wewnątrzszpitalnej5,6,7,8. Pierwotna przezskórna interwencja wieńcowa (PCI) jest preferowanym sposobem leczenia STEMI9,10,11; Jednak efekty terapeutyczne mają górny pułap, gdy czas od drzwi do balonu wynosi <90 min12,13. Potrzebne są dodatkowe strategie w celu dalszej poprawy wyników klinicznych choroby14,15,16,17,18,19.

Eksperyment z ostrym niedokrwieniem mięśnia sercowego i reperfuzją (IR) polegający na podwiązaniu lewej przedniej tętnicy zstępującej (LAD) u szczurów jest jednym z modeli zwierzęcych porównywalnych do scenariusza klinicznego, w którym pacjentom ze STEMI wymagane są krótkie czasy od przyjęcia do balonu, aby uratować serce przed uszkodzeniem niedokrwiennym. Jednak STEMI wywołany operacją u małych zwierząt jest często trudny technicznie, ponieważ jest to złożona operacja związana z wysoką śmiertelnością i dużą zmiennością wielkości zawału20,21,22,23,24. Aby sprostać wyzwaniu technicznemu, w ramach niniejszego badania opracowano kompleksowy i skuteczny model zwierzęcy u szczurów (ponieważ są one większe niż myszy) w celu ustalenia wiarygodnego i powtarzalnego protokołu badań ostrego mięśnia sercowego w podczerwieni poprzez modyfikację techniczną. Proponowany protokół skutkuje mniejszą liczbą powikłań chirurgicznych, mniejszymi uszkodzeniami tkanek i mniejszym prawdopodobieństwem śmiertelności podczas operacji. Dodatkowo zastosowano procedurę pomiaru wielkości zawału i obszaru ryzyka (AAR), a tym samym weryfikacji jakości wyników badania. Proponowany protokół może być wykorzystany do zbadania procesów patofizjologicznych ostrego stresu IR mięśnia sercowego w celu opracowania nowych strategii terapeutycznych przeciwko uszkodzeniu.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z Przewodnikiem po opiece i użytkowaniu zwierząt laboratoryjnych, opublikowanym przez amerykańskie Narodowe Instytuty Zdrowia (publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Protokół badania został zatwierdzony i zgodny z wytycznymi Instytucjonalnego Komitetu ds. Opieki i Wykorzystania Zwierząt na Katolickim Uniwersytecie Fu-Jen.

1. Przygotowanie przed zabiegiem

  1. Przygotowanie mokrych wacików z soli fizjologicznej
    1. Załóż maskę chirurgiczną i rękawiczki.
    2. Ściśnij niewielką porcję sterylnej bawełny i zwiń ją, aby uformować kulkę. Powtórz tę procedurę.
    3. Zanurz waciki w sterylnej soli fizjologicznej 0,9% i wyciśnij nadmiar soli fizjologicznej.
    4. Przechowuj waciki w czystym pudełku wysterylizowanym 75% etanolem.
  2. Przygotowanie haków przytrzymujących.
    1. Załóż maskę chirurgiczną i rękawiczki.
    2. Sterylizuj klipsy i gumki za pomocą 75% etanolu.
    3. Zegnij klipsy w kształt haczyka na ścianę klatki piersiowej i tkankę.
    4. Połącz wygięte klipsy za pomocą jednej, dwóch lub trzech gumek, aby upewnić się, że napięcie od rany okienka operacyjnego jest wystarczająco szerokie, aby można było podwiązać LAD.
    5. Przygotuj i przechowuj co najmniej pięć domowych haczyków w czystym pudełku wysterylizowanym 75% etanolem.
  3. Przygotowanie pętli podwiązania.
    1. Umieść środek jedwabnego ściegu 7-0 w oczku sprężynowym 1/2 koła w rozmiarze 3 stożkowej igły chirurgicznej bez nawijania.
  4. Przygotowanie kontrolera pętli werbla
    1. Wytnij 5-milimetrową rurkę z polietylenu (PE)-10 za pomocą nożyczek.
    2. Podgrzej i zmiękcz rurkę pod płomieniem, aby wygładzić obie jej krawędzie.
  5. Przygotowanie szczurów
    1. Wybierz 8-tygodniowe samce szczurów Sprague-Dawley o minimalnej wadze 250 g.
    2. Trzymanie szczurów w 12-godzinnym cyklu światło/ciemność w kontrolowanej temperaturze (21 °C ± 2 °C) ze swobodnym dostępem do pożywienia, standardowych granulek myszy i wody z kranu.
    3. Znieczulić szczury pentobarbitalem (50 mg/kg, podawanym dootrzewnowo).
      UWAGA: Dodatkowe środki znieczulające (pentobarbital, 30 mg/kg) należy podawać co godzinę.
    4. Sprawdź odruchy szczurów, szczypiąc ogon i tylne łapy, aby upewnić się, że zwierzę jest wystarczająco znieczulone.
    5. Otwórz tkankę między dwoma pierścieniami wkładu poniżej głośni za pomocą nożyczek i włóż rurkę PE-10 o średnicy 3 cm, która będzie działać jako rurka dotchawicza25.
    6. Podłącz rurkę dotchawiczą do respiratora ręcznie.
    7. Sprawdź ruchy klatki piersiowej zwierzęcia zsynchronizowane z cyklem oddychania, aby upewnić się, że płuca są odpowiednio wentylowane.
    8. Otwórz obszar szyi i kaniuluj żyłę szyjną26.

2. Podwiązanie LAD

  1. Załóż maskę chirurgiczną i rękawiczki.
  2. Dotknij klatki piersiowej i znajdź kąt rękojeści i mostka (połączenie brzucha i korpusu mostka).
  3. Zidentyfikuj żebro po lewej stronie, które łączy się z kątem mostka (żebro A), dotykając ręcznie.
  4. Zidentyfikuj przestrzeń międzyżebrową bezpośrednio pod żebrem A. Użyj kleszczyków z cienką końcówką, aby delikatnie podnieść skórę w pobliżu przestrzeni międzyżebrowej, a następnie użyj skalpela chirurgicznego z ostrzem, aby wykonać 1 cm ukośne nacięcie wzdłuż linii napięcia skóry od punktu około 5 mm na lewo od trzonu mostka.
  5. Użyj zakrzywionych kleszczy, aby delikatnie oddzielić warstwy skóry i mięśni od nacięcia. Zaczep warstwy mięśni na zewnątrz lewej przedniej ściany klatki piersiowej w dół za pomocą zgiętych klipsów, aby odsłonić żebra pod spodem.
  6. Zidentyfikuj żebro poniżej żebra A (żebro B). Wytnij żebro B nożyczkiem od środka chrząstki żebra (około 2-3 mm od trzonu mostka). Delikatnie dotknij i ściśnij ranę mokrym wacikiem z solą fizjologiczną przez kilka sekund, jeśli wystąpi krwawienie.
  7. Ostrożnie otwórz klatkę piersiową od nacięcia żebra B za pomocą czterech wygiętych klipsów. Każdy zgięty klips powinien zaczepić mięsień międzyżebrowy i żebra, aby delikatnie rozłożyć ścianę klatki piersiowej w czterech kierunkach (a mianowicie górny, a następnie lewy, górny, a następnie prawy, lewy dół i prawy w dół) i utworzyć prostokątne okno chirurgiczne.
  8. Zaczep delikatnie o lewe płuco i inne sąsiednie tkanki pokrywające osierdzie za pomocą innego wygiętego klipsa, aby zapobiec przypadkowemu uszkodzeniu tkanek podczas zabiegu.
  9. Odsłoń serce, delikatnie usuwając cienkie osierdzie kleszczami. Zidentyfikuj 1. gałąź lewej głównej tętnicy wieńcowej (LMCA), która zwykle znajduje się między tętnicą płucną a lewym małżowiną uszną. LMCA i LAD występują jako powierzchowna, jaskrawoczerwona linia, która biegnie od krawędzi lewej małżowiny usznej w kierunku wierzchołka.
  10. Użyj przygotowanej igły chirurgicznej, aby utworzyć otwartą pętlę podwiązania, wkładając i przekładając jedwabny ścieg pod LAD w miejscu bezpośrednio dystalnym do 1. gałęzi LMCA w kierunku od lewej w kierunku prawej strony LAD, aby uniknąć przypadkowego przebicia lewej małżowiny usznej. Za pomocą pojedynczego szwu tworzona jest otwarta pętla. Delikatnie przetrzyj powierzchnię serca, aby uwidocznić tętnice wieńcowe, jeśli LAD jest niewidoczny z powodu płynu lub krwi pokrywającej powierzchnię serca.
  11. Przytrzymaj jedną stronę szwu i delikatnie oddziel igłę od szwu za pomocą uchwytu na igłę.
  12. Włóż dwa końce jedwabnego szwu po jednej stronie otwartej pętli do koła po drugiej stronie, aby utworzyć pętlę werbla.
  13. Włóż dwa końce jedwabnego szwu pętli werbla do przygotowanego kontrolera werbla przed zamknięciem pętli.
  14. Przesuń kontroler pętli werbla wzdłuż jedwabnego szwu, delikatnie rozciągając jedwab, aby zamknąć pętlę werbla. Zatrzymaj przepływ wieńcowy LAD, aby wywołać tymczasowe niedokrwienie mięśnia sercowego na 1 godzinę.
  15. Przytrzymaj jedwab, aby ustalić pozycję kontrolera pętli werbla za pomocą kleszczy Kelly'ego, gdy pętla zostanie bezpiecznie zawiązana. Umieść drugi koniec kleszczy Kelly'ego na stole operacyjnym podczas podwiązania LAD.
  16. Przykryj okienko operacyjne mokrymi wacikami z soli fizjologicznej podczas podwiązania LAD.
  17. Otwórz kleszcze Kelly'ego.
  18. Zwolnij kontroler pętli werbla w celu reperfuzji przepływu wieńcowego na 2 godziny.
  19. Ostrożnie wytnij serce wzdłuż podstawy i granic naczyń krwionośnych i unikaj chwytania tkanki.
    UWAGA: Poddać szczura eutanazji za pomocą CO2 przy natężeniu przepływu 40% objętości klatki/min.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Po zakończeniu niedokrwienia i reperfuzji mięśnia sercowego należy ocenić jakość podwiązania LAD przed przeprowadzeniem dalszych analiz biochemicznych lub molekularnych.

Stopień niedrożności LAD po podwiązaniu ustalono poprzez wstrzyknięcie 1 mL 2% barwnika Evans Blue za pomocą centralnego cewnika żylnego. Następnie mięsień sercowy z zachowaną perfuzją wieńcową został zabarwiony na niebiesko w odróżnieniu od obszaru nieperfundowanego, który pozostał czerwony (Ryc. 1A

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Proponowany protokół ma kilka charakterystycznych cech, takich jak identyfikacja dokładnej pozycji do podwiązania LAD, stworzenie gadżetu do kontrolowania pętli werbla w pojedynczym szwie oraz wspieranie zmodyfikowanego manewru chirurgicznego w celu zmniejszenia uszkodzenia tkanki, umożliwiając w ten sposób naukowcom dokładną, bezpieczną i konsekwentną ligację LAD, a także natychmiastową kontrolę stanu pętli werbla w celu przeprowadzenia badań nad ostrym IR mięśnia sercowego.

Lokalizacja podwi...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy oświadczają, że nie zachodzi konflikt interesów w związku z publikacją niniejszego artykułu.

Podziękowania

Ten model został opracowany dzięki wsparciu finansowemu Ministerstwa Nauki i Technologii Tajwanu (MOST 109-2320-B-030-006-MY3).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Evan' s niebieskiSigma AldrichE2129
KleszczeShinva
PentobarbitalSigma Aldrich1507002
Ostrza skalpelaShinvas2646
Uchwyty do skalpelaShinva
Jedwabne szwySharpointTMDC-2150N
Igła chirurgicznaAnchorTM
Roztwór chlorku trifenylotetrazolu (TTC)SolarbioT8170-1
WentylatorHarvard Gryzoń

Bibliografia

  1. Khan, M. A., et al. Global epidemiology of ischemic heart disease: Results from the global burden of disease study. Cureus. 12 (7), 9349(2020).
  2. Nowbar, A. N., Gitto, M., Howard, J. P., Francis, D. P., Al-Lamee, R. Mortality from ischemic heart disease. Circulation: Cardiovascular Quality and Outcomes. 12 (6), 005375(2019).
  3. Kuo, F. Y., et al. Effect of CYP2C19 status on platelet reactivity in Taiwanese acute coronary syndrome patients switching to prasugrel from clopidogrel: Switch Study. Journal of the Formosan Medical Association. , (2022).
  4. Li, Y. H., et al. Guidelines of the Taiwan Society of Cardiology, Taiwan Society of Emergency Medicine and Taiwan Society of Cardiovascular Interventions for the management of non ST-segment elevation acute coronary syndrome. Journal of the Formosan Medical Association. 117 (9), 766-790 (2018).
  5. Liu, Y. B., et al. Dyslipidemia is associated with ventricular tachyarrhythmia in patients with acute ST-segment elevation myocardial infarction. Journal of the Formosan Medical Association. 105 (1), 17-24 (2006).
  6. Anghel, L., Sascău, R., Stătescu, C. Myocardial infarction with cardiogenic shock-the experience of a primary PCI center from North-East Romania. Signa Vitae. 17 (5), 64-70 (2021).
  7. Samat, A. H. A., Embong, H., Harunarashid, H., Maskon, O. Predicting ventricular arrhythmias and in-hospital mortality in acute coronary syndrome patients presenting to the emergency department. Signa Vitae. 16 (1), 55-64 (2020).
  8. Wang, Y. C., et al. Outcome of primary percutaneous coronary intervention in octogenarians with acute myocardial infarction. Journal of the Formosan Medical Association. 105 (6), 451-458 (2006).
  9. Markovic, D., et al. Effects of a percutaneous coronary intervention or conservative treatment strategy on treatment outcomes in elderly female patients with acute coronary syndrome. Signa Vitae. 12 (1), 96-100 (2016).
  10. Hannan, E. L., et al. Effect of onset-to-door time and door-to-balloon time on mortality in patients undergoing percutaneous coronary interventions for ST-segment elevation myocardial infarction. American Journal of Cardiology. 106 (2), 143-147 (2010).
  11. McNamara, R. L., et al. Effect of door-to-balloon time on mortality in patients with ST-segment elevation myocardial infarction. Journal of the American College of Cardiology. 47 (11), 2180-2186 (2006).
  12. Pehnec, Z., Sinkovië, A., Kamenic, B., Marinšek, M., Svenšek, F. Baseline characteristics, time-to-hospital admission and in-hospital outcomes of patients hospitalized with ST-segment elevation acute coronary syndromes, 2002 to 2005. Signa Vitae. 4 (1), 14-20 (2009).
  13. Menees, D. S., et al. Door-to-balloon time and mortality among patients undergoing primary PCI. The New England Journal of Medicine. 369 (10), 901-909 (2013).
  14. Ku, H. C., Chen, W. P., Su, M. J. DPP4 deficiency preserves cardiac function via GLP-1 signaling in rats subjected to myocardial ischemia/reperfusion. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 384 (2), 197-207 (2011).
  15. Lee, S. Y., Ku, H. C., Kuo, Y. H., Chiu, H. L., Su, M. J. Pyrrolidinyl caffeamide against ischemia/reperfusion injury in cardiomyocytes through AMPK/AKT pathways. Journal of Biomedical Science. 22 (1), 18(2015).
  16. Ku, H. C., et al. TM-1-1DP exerts protective effect against myocardial ischemia reperfusion injury via AKT-eNOS pathway. Naunyn-Schmiedeberg's Archives of Pharmacology. 388 (5), 539-548 (2015).
  17. Ku, H. C., Lee, S. Y., Yang, K. C., Kuo, Y. H., Su, M. J. Modification of caffeic acid with pyrrolidine enhances antioxidant ability by activating AKT/HO-1 pathway in heart. PLoS ONE. 11 (2), 0148545(2016).
  18. Alonso-Herranz, L., et al. Macrophages promote endothelial-to-mesenchymal transition via MT1-MMP/TGFbeta1 after myocardial infarction. eLife. 9, 57920(2020).
  19. Liu, J., Zheng, X., Zhang, C., Zhang, C., Bu, P. Lcz696 alleviates myocardial fibrosis after myocardial infarction through the sFRP-1/Wnt/beta-catenin signaling pathway. Frontiers in Pharmacology. 12, 724147(2021).
  20. Goldman, S., Raya, T. E. Rat infarct model of myocardial infarction and heart failure. Journal of Cardiac Failure. 1 (2), 169-177 (1995).
  21. Ke, J., Zhu, C., Zhang, Y., Zhang, W. Anti-arrhythmic effects of linalool via Cx43 expression in a rat model of myocardial infarction. Frontiers in Pharmacology. 11, 926(2020).
  22. Houde, M., et al. Mouse mast cell protease 4 deletion protects heart function and survival after permanent myocardial infarction. Frontiers in Pharmacology. 9, 868(2018).
  23. Chen, J., Ceholski, D. K., Liang, L., Fish, K., Hajjar, R. J. Variability in coronary artery anatomy affects consistency of cardiac damage after myocardial infarction in mice. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 313 (2), 275-282 (2017).
  24. Kainuma, S., et al. Influence of coronary architecture on the variability in myocardial infarction induced by coronary ligation in rats. PLoS ONE. 12 (8), 0183323(2017).
  25. Heil, J., Schlapfer, M. A reproducible intensive care unit-oriented endotoxin model in rats. Journal of Visualized Experiments. (168), e62024(2021).
  26. Schleimer, K., et al. Training a sophisticated microsurgical technique: Interposition of external jugular vein graft in the common carotid artery in rats. Journal of Visualized Experiments. (69), e4124(2012).
  27. Lindsey, M. L., et al. Guidelines for experimental models of myocardial ischemia and infarction. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 314 (4), 812-838 (2018).
  28. Li, H., et al. A new model of heart failure post-myocardial infarction in the rat. Journal of Visualized Experiments. (172), e62540(2021).
  29. Opitz, C. F., Mitchell, G. F., Pfeffer, M. A., Pfeffer, J. M. Arrhythmias and death after coronary artery occlusion in the rat. Continuous telemetric ECG monitoring in conscious, untethered rats. Circulation. 92 (2), 253-261 (1995).
  30. Kawashima, T., Sato, F. Clarifying the anatomy of the atrioventricular node artery. International Journal of Cardiology. 269, 158-164 (2018).
  31. Vikse, J., et al. Anatomical variations in the sinoatrial nodal artery: A meta-analysis and clinical considerations. PLoS ONE. 11 (2), 0148331(2016).
  32. Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. A murine model of myocardial ischemia-reperfusion injury through ligation of the left anterior descending artery. Journal of Visualized Experiments. (86), e51329(2014).
  33. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovascular Research. 74 (1), 29-38 (2007).
  34. De Villiers, C., Riley, P. R. Mouse models of myocardial infarction: Comparing permanent ligation and ischemia-reperfusion. Disease Models & Mechanisms. 13 (11), (2020).
  35. Reichert, K., et al. Murine left anterior descending (LAD) coronary artery ligation: An improved and simplified model for myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (122), e55353(2017).
  36. Lugrin, J., Parapanov, R., Krueger, T., Liaudet, L. Murine myocardial infarction model using permanent ligation of left anterior descending coronary artery. Journal of Visualized Experiments. (150), e59591(2019).
  37. Wu, Y., Yin, X., Wijaya, C., Huang, M. H., McConnell, B. K. Acute myocardial infarction in rats. Journal of Visualized Experiments. (48), e2464(2011).
  38. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: a model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).
  39. Langer, K. On the anatomy and physiology of the skin. British Journal of Plastic Surgery. 31 (4), 277-278 (1978).
  40. Carmichael, S. W. The tangled web of Langer's lines. Clinical Anatomy. 27 (2), 162-168 (2014).
  41. Chang, L. R., Marston, G., Martin, A. Anatomy, Cartilage. StatPearls. , StatPearls Publishing. Treasure Island, FL. (2022).
  42. Kolk, M. V., et al. LAD-ligation: A murine model of myocardial infarction. Journal of Visualized Experiments. (32), e1438(2009).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Podwiązanie LADzawał mięśnia sercowegoszczurzy model sercawielkość obszaru zawałubarwienie błękitem Evansakontroler pętli zaciskowejprzepływ wieńcowyniedokrwienie mięśnia sercowego
Podwiązanie lewej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej do badań nad niedokrwieniem i reperfuzją: ulepszenie modelu poprzez modyfikacje techniczne i kontrolę jakości
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.