Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Wytwarzanie wysoce otwartych porowatych mikrosfer (HOPM) za pomocą technologii mikroprzepływowej

2.9K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/63971

⸱

16 maja 2022

 ,  ,  ,  , 
1Institute of Biomaterials and Tissue Engineering, Huaqiao University, 2Fujian Provincial Key Laboratory of Biochemical Technology, Huaqiao University, 3Affiliated Dongguan Hospital, Southern Medical University, 4Division of Engineering in Medicine, Department of Medicine, Brigham and Women's Hospital, Harvard Medical School

W tym artykule

Podsumowanie

Obecny protokół opisuje wytwarzanie wysoce otwartych porowatych mikrosfer (HOPM) na bazie poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) za pomocą opartej na pojedynczej emulsji technologii mikroprzepływowej. Mikrosfery te mają potencjalne zastosowania w inżynierii tkankowej i badaniach przesiewowych leków.

Streszczenie

W porównaniu do masowych rusztowań i bezpośredniego wstrzykiwania komórek, modułowe jednostki do wstrzykiwania wzbudziły ogromne zainteresowanie naprawą uszkodzonych tkanek ze względu na wygodę w pakowaniu komórek, lepszą retencję komórek i minimalną inwazyjność. Co więcej, porowata konformacja tych nośników w mikroskali może poprawić wymianę pożywki i poprawić poziom składników odżywczych i zapasów tlenu. Niniejsze badanie ilustruje wygodne wytwarzanie wysoce otwartych porowatych mikrosfer na bazie poli(kwasu mlekowo-ko-glikolowego) (PLGA-HOPM) za pomocą łatwej technologii mikroprzepływowej do zastosowań związanych z dostarczaniem komórek. Powstałe w ten sposób monorozproszone PLGA-HOPM miały cząstki o wielkości ~400 μm i otwartych porach ~50 μm z okienkami łączącymi. Krótko mówiąc, zemulgowane kropelki oleju (roztwór PLGA w dichlorometanie, DCM), owinięte 7,5% (w/v) żelatynową fazą wodną, zostały wprowadzone do 1% (w/v) stale płynącego wodnego roztworu poli(alkoholu winylowego) (PVA) przez dyszę koncentryczną w dostosowanej konfiguracji mikroprzepływowej. Następnie mikrosfery poddano procedurom ekstrakcji rozpuszczalnikowej i liofilizacji, w wyniku których wyprodukowano HOPM. W szczególności różne preparaty (stężenia PLGA i porogenu) oraz parametry przetwarzania (moc emulgowania, rozstaw igieł i natężenie przepływu fazy rozproszonej) odgrywają kluczową rolę w jakości i charakterystyce otrzymanych PLGA HOPM. Co więcej, architektury te mogą potencjalnie zawierać różne inne sygnały biochemiczne, takie jak czynniki wzrostu, w celu rozszerzonego odkrywania leków i regeneracji tkanek.

Wprowadzenie

Mikrosfery z komórkami oferują korzystne korzyści, takie jak zwiększona zdolność zatrzymywania komórek in situ, efektywne dostarczanie komórek i późniejsza zdolność do proliferacji komórek in vivo1. Do tej pory przeprowadzono liczne badania w celu opracowania udanej struktury rusztowania, która wspierałaby środowisko sprzyjające komórkom do regeneracji tkanek lub zastosowań przesiewowych leków2. Jednak środowisko niedotlenienia jest często nieuniknione we wnętrzach z powodu niewystarczającego zaopatrzenia w składniki odżywcze/tlenu i akumulacji odpadów metabolicznych3. Aby przezwyciężyć te problemy, opracowano wysoce porowate mikrosfery (PMs) przy użyciu różnych biomateriałów4,5,6. Dodatkowo, w hodowli dynamicznej, rusztowania cierpią z powodu nadmiernego naprężenia ścinającego7, a niestabilny stan pożywki hodowlanej może złamać wierność PMs. Alternatywnie, poli(kwas mlekowo-ko-glikolowy) (PLGA) może być użyty do przetwarzania PM o dobrej wytrzymałości mechanicznej dla hodowli dynamicznej1. Na przykład, zademonstrowaliśmy jednoczesne wstrzykiwanie mysich mioblastów (C2C12) o wysoce otwartych PM (HOPM) PLGA i pustych mikroprętów z poli(glikolu etylenowego) obciążonych ludzkimi komórkami śródbłonka żyły pępowinowej (HUVEC) w celu leczenia wolumetrycznej utraty mięśni, osiągając niezwykłą poprawę regeneracji mięśni szkieletowych in situ8.

Zauważalnie, PM-y charakteryzują się dużymi powierzchniami i wysoką porowatością, co jest szczególnie interesujące dla adhezji komórek i wzrostu w kierunku minimalnie inwazyjnego dostarczania komórek9. Biorąc pod uwagę te aspekty, do wytworzenia PMs10,11. Te projektowalne PM hodowane wspólnie z komórkami oferują doskonałą przyczepność, znaczną wytrzymałość mechaniczną i wysoce połączone ze sobą okna, co może poprawić proliferację komórek w celu naprawy uszkodzonych tkanek12. W związku z tym opracowano również różne technologie wytwarzania porowatych kul13,14. Z jednej strony, PM były wytwarzane przy użyciu środków gazotwórczych, takich jak NH4HCO3, które były ograniczone z powodu niewystarczającej łączności15,16,17. Z drugiej strony, PM były bezpośrednio ścinane po emulgacji, co doprowadziło do powstania polidyspersyjnych PMs18. Ostatecznie, technologia mikroprzepływowa kropelkowa oparta na podejściu emulsyjnym jest być może skuteczną metodą konstruowania PM, ponieważ często skutkuje cząstkami o jednolitej wielkości19. Warto zauważyć, że właściwości morfologiczne mikrosfer często zależą od jakości generowanych kropelek emulsji (tj. woda w oleju, W/O lub olej w wodzie, O/W), co może istotnie wpływać na właściwości biomateriałów20. Warto zauważyć, że wstępnie zaprojektowana platforma mikroprzepływowa może być stosowana do generowania mikrowłókien lub mikrosfer. W jednym z przykładów Yu i in. zademonstrowali wytwarzanie obciążonych komórkami struktur mikrofibrowych opartych na platformach mikroprzepływowych opartych na kapilarach, które można wykorzystać do składania sieci komórkowych w celu naśladowania naturalnych tkanek21. W innym przypadku, Ye i in. wytworzyli fotoniczne mikrokapsułki kryształowe poprzez replikację matrycową koloidalnych kulek kryształów krzemionki za pomocą technologii mikroprzepływowych, które mogą przezwyciężyć wiele ograniczeń obecnych technik, które wymagają skomplikowanego etykietowania i specjalnej aparatury22.

Rzeczywiście, uzasadnieniem dla zastosowania tej techniki są różne zalety, takie jak łatwość z natury, brak wyrafinowanego sprzętu oraz wygoda w syntezie PM o jednolitych rozmiarach do zastosowań w dostarczaniu komórek i medycynie regeneracyjnej. W tym kontekście, dzięki wstępnie zaprojektowanym komponentom szablonów emulsji, cząstki stałe o wysokiej porowatości i wzajemnych połączeniach można wygodnie uzyskać z urządzenia mikroprzepływowego zmontowanego z rurki z poli(chlorku winylu) (PVC), szklanej kapilary i igły. Prekursor emulsji W/O otrzymuje się przez homogenizację wodnego roztworu żelatyny i organicznego roztworu PLGA. Poprzez selektywne wstrzykiwanie odpowiedniej porcji emulsji do platformy mikroprzepływowej, wytwarzane są cząstki stałe o jednolitych rozmiarach cząstek i połączonych porach na całej powierzchni do wnętrza. Obecny protokół ma na celu wytworzenie PLGA-HOPM poprzez szablonowanie emulsji na platformie mikroprzepływowej. Uważa się, że protokół ten pozwala na powtarzalną produkcję PLGA-HOPM i potencjalnie będzie miał zastosowanie w powiązanych z nimi dziedzinach inżynierii tkankowej i badań przesiewowych leków.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

1. Przygotowanie roztworów

  1. Przygotować wcześniej roztwór podstawowy PVA, podgrzewając roztwór PVA w łaźni wodnej o temperaturze 80 °C, a następnie umieszczając go w lodówce w temperaturze 4 °C. Schłodzić do temperatury pokojowej (RT) do użytku doświadczalnego.
  2. Przygotować prekursor emulsji, dodając wodny roztwór żelatyny (1 ml, 7,5%, m/v) do fazy organicznej PLGA (2 ml, 2%, m/v w dichlorometanie, DCM) (patrz tabela materiałów).
    UWAGA: Ogólnie rzecz biorąc, technologia mikroprzepływowa obejmuje różne fazy tworzenia mikrosfer. Faza ciągła lub zbiorcza składa się z wodnego poli(alkoholu winylowego) (PVA, 600 ml, 1%, w/v).

2. Montaż i produkcja kropelkowych urządzeń mikroprzepływowych PLGA-HOPM

UWAGA: Materiały eksploatacyjne wymagane do tego montażu są wymienione w Tabeli Materiałów.

  1. Dostosuj zespół generatora kropel.
    1. Zbuduj współprzepływowy generator mikroprzepływowy za pomocą szklanej kapilary (OD, 1 mm), rurek PVC (ID, 1 mm) i igły dozującej 26 G.
    2. Podłącz szklaną kapilarnę do końca rurki PCV, a następnie przebij igłą na połączeniu powyższej konstrukcji.
    3. Umieść drugi koniec rurki PVC w fazie ciągłej podczas wytwarzania kropel. Za pomocą kleju UV uszczelnić szczeliny na złączu po utwardzeniu.
      UWAGA: Igła musi być wygięta zakrzywiona pod kątem około 45 ° w celu wygodnego przekłucia rurki PVC, a końcówka igły rozciągnięta w rurkę kapilarną, aby utworzyć strukturę współosiową.
  2. Przygotować kropelkową platformę mikroprzepływową.
    1. Użyj dwóch pompek strzykawkowych, jak pokazano na Rysunek 1. Użyj strzykawki o pojemności 50 ml do załadowania fazy ciągłej i strzykawki o pojemności 5 ml do tworzenia emulsji.
    2. Ustaw natężenia przepływu w fazie ciągłej i dyspersyjnej odpowiednio na 2 ml/min i 0,08 ml/min.
    3. Umieścić zlewkę o pojemności 500 ml w łaźni lodowej i napełnić ją wstępnie schłodzonym roztworem wodnym PVA (krok 1.1).
      UWAGA: Koniec szklanej kapilary musi być zanurzony w fazie zbierania. Zaleca się mieszanie (1 h, 60 obr./min) supernatantu fazy zbiorczej za pomocą szklanej pałeczki po utworzeniu się kropelek emulsji na platformie. Kropelki emulsji powstają na końcu igły. Ogólnie rzecz biorąc, grubość igły wpływa na rozmiar PMs, w którym mniejszy rozmiar odpowiada mniejszemu rozmiarowi PMs. Co więcej, średnica porów jest głównie skorelowana ze stężeniem porogenu, które może wzrastać przy odpowiednim stężeniu żelatyny1.
  3. Przeprowadzić emulgację i wytworzenie kropel.
    1. Przygotuj emulsję, postępując zgodnie z poniższymi krokami.
      1. Przygotować emulsję poprzez natychmiastowe zdekantowanie wodnego roztworu żelatyny do roztworu DCM PLGA (krok 1.2) i emulgowanie za pomocą urządzenia ultradźwiękowego (patrz tabela materiałów).
      2. Dostosuj moc ultradźwięków do 400 W i ustaw całkowity czas przetwarzania na 90 s (interwał 2 s, zabieg ultradźwiękowy 1 s), któremu towarzyszy ciągła ręczna zmiana położenia sondy.
      3. Ustabilizować powstałą emulsję do odsysania strzykawki i wytwarzania kropel w ciągu około 20 min.
        UWAGA: Umieść sondę ultradźwiękowego wyłącznika ogniw w interfejsie olej-woda. Zaleca się, aby sonda ultradźwiękowa nie stykała się z pojemnikiem.
    2. Wykonaj generowanie kropel.
      1. Po obróbce ultradźwiękowej szybko załadować przygotowaną emulsję (krok 2.3.1) do strzykawki o pojemności 5 ml platformy mikroprzepływowej.
      2. Wprowadzić niestabilną emulsję W/O (która jest w trakcie separacji faz) do urządzenia mikroprzepływowego jako fazę nieciągłą. W tym samym czasie użyj wodnego roztworu PVA jako fazy ciągłej.
      3. Zebrać mikrosfery zawierające emulsję na dnie zlewki zbiorczej (PVA, 1%, w/v) po wstrzyknięciu odpowiednich porcji emulsji do urządzenia mikroprzepływowego.
      4. Umieścić próbkę w temperaturze 4 °C na noc w celu dalszej stabilizacji.
    3. Spłucz i liofilizuj przygotowane mikrosfery (PLGA-HOPM) postępując zgodnie z poniższymi krokami.
      UWAGA: Wygenerowane PLGA-HOPM zawierają dowolne pory wewnątrz i na powierzchni.
      1. Przechowywać mikrokulki w temperaturze 4 °C przed normalizacją do temperatury RT i mieszać szklaną pałeczką (1 h, 60 obr./min) w celu usunięcia pozostałości DCM.
      2. Ostrożnie przefiltrować fazę zbierania w zlewce o pojemności 500 ml i trzykrotnie przemyć zebrane mikrosfery wodą dejonizowaną, aby zmyć resztki PVA na powierzchni cząstek stałych.
      3. Umieść mikrosfery PLGA w łaźni wodnej o temperaturze 37 °C na 30 minut, aby rozpuścić żelatynę owiniętą w szkielet PLGA.
      4. Powstałe PLGA-HOPM przepłukać dwukrotnie wodą dejonizowaną w celu usunięcia resztek żelatyny i wstępnie schłodzić do liofilizacji w temperaturze -80 °C przez 24 godziny.
      5. Przechowuj suche PLGA-HOPM w temperaturze -20 °C do dalszych eksperymentów.

3. Obrazowanie za pomocą skaningowego mikroskopu elektronowego (SEM)

  1. Zdeponuj PLGA-HOPM na stoliku próbki SEM (patrz Tabela materiałów) w RT i umieść stolik próbki w komórce napylania magnetronowego. Włączaj transformator i magnetron jeden po drugim. Wprowadzić próbkę do SEM po napylaniu złotem przez 1 minutę.
  2. Obrazy SEM można uzyskać, ustawiając napięcie przyspieszenia na 5 kV.
  3. Dodatkowo określ ilościowo wielkość cząstek PLGA-HOPM za pomocą 100 PM w zmiennym polu obrazowania SEM. Zmierz reprezentatywny wynik, aby określić ilościowo rozkład wielkości porów.
    1. Otwórz grafikę za pomocą obrazu J i użyj "linii prostej", aby dopasować pasek skali obrazu SEM, co sprawia, że oprogramowanie identyfikuje piksel na długość.
    2. Kliknij analizuj > ustaw skalę, ustaw "znaną odległość" na pasku skali obrazu SEM, a następnie kliknij globalny > OK.
    3. Kliknij na Narzędzia do analizy > > menedżer ROI... aby zmierzyć wielkość porów lub cząstek PM PLGA i kliknij na dodaj. Zmierz liczbę próbek w zależności od wymagań.
    4. Kliknij Zmierz, aby uzyskać dane ilościowe grafiki do dalszych obliczeń.

4. Hodowla komórkowa i obrazowanie fluorescencyjne

UWAGA: Mezenchymalne komórki macierzyste szpiku kostnego szczurów (BMSC) zostały użyte do niniejszej pracy. Ogniwa uzyskano ze źródła komercyjnego (patrz tabela materiałów).

  1. Hodowla komórek w zmodyfikowanym pożywce Eagle firmy Dulbecco uzupełnionej L-glutaminą (DMEM/F-12), 10% (v/v) płodową surowicą bydlęcą i 1% penicyliną/streptomycyną. Inkubować komórki w temperaturze 37 °C i 5% CO2 .
  2. Przejdź przez BMSC szczura w stosunku 1:2 po osiągnięciu 90% konfluencji.
  3. Wykonaj adhezję komórek, wykonując poniższe czynności.
    1. Inkubować PLGA-HOPM z alkoholem etylowym (5 ml, 70%, v/v) i odwirować przy 500 x g przez 10 minut w temperaturze pokojowej w celu sterylizacji.
    2. Przepłukać wysterylizowane PLGA-HOPM dwukrotnie roztworem buforu fosforanowego.
    3. Inkubować HOPM (w liczbie pięciu) z zawiesiną komórek (5 ml, 1 x 105 komórek/ml) w sterylnej probówce wirówkowej (50 ml) w dynamicznej hodowli w celu adhezji BMSC do PLGA-HOPM.
    4. Przeprowadzić dynamiczną hodowlę w termostatycznej wytrząsarce aseptycznej (37 °C, 90 obr./min), umieszczając szczelnie zamkniętą probówkę wirówkową o pojemności 50 ml w wytrząsarce (patrz tabela materiałów).
      UWAGA: Dynamiczna hodowla ma na celu zwiększenie wskaźnika przylegania BMSC do rusztowań, zamiast bezpośredniej inkubacji PM i komórek na plastikowej płytce. Komórki i PM PLGA dodaje się do sterylnej probówki wirówkowej o pojemności 50 ml, inkubuje probówkę w termostatycznej wytrząsarce aseptycznej (37 °C, 90 obr./min) i zmienia pożywkę co 2 dni.
  4. Wykonaj test podwójnego barwienia żywego i martwego.
    1. Trzykrotnie przepłucz PM obciążone komórkami w celu elucji BMSC bez przyłączania do PLGA-HOPM.
    2. Umieść cząstki stałe z komórkami na szklanej płycie dolnej o średnicy 35 mm. Dodać 1 ml buforu barwiącego (patrz tabela materiałów), w tym 1 μl odpowiednio kalceiny-AM i jodku propidyny (PI), do próbki wstępnie przemytej PBS.
    3. Ocenić próbki za pomocą konfokalnej laserowej mikroskopii skaningowej (patrz tabela materiałów). Włączyć światło wzbudzenia 488 nm i 552 nm na odpowiednim detektorze. W przypadku analizy z nakładką ustaw szerokość z tak, aby uchwycić różne warstwy próbki za pomocą ruchu osi z mikroskopu.
      UWAGA: Warto zauważyć, że pozostałe plamy mogą być odpowiednio wykorzystane do analizy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W oparciu o wcześniejsze prace, w których zoptymalizowano główne parametry1, PLGA rozpuszczono w odparowywalnym rozpuszczalniku DCM. Pierwotną emulsję W/O przygotowano poprzez homogenizację z żelatyną przy użyciu sonikatora z sondą. W prosty sposób zmontowano dostosowaną strukturę mikroprzepływową do współprzepływu, w której do stałego wprowadzania strumieni wykorzystano strzykawkę. Ponadto przeprowadzono wystarczające procedury płukania w celu usunięcia PVA i żelatyny z mikrosfer PLGA (

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

W tym artykule opisano skuteczną strategię wytwarzania architektur opartych na PLGA, a mianowicie PLGA-HOPM. Należy zauważyć, że należy ostrożnie podjąć kilka krytycznych kroków, w tym unikanie ulatniania się rozpuszczalnika PLGA i delikatne dostosowanie mocy ultradźwięków do pozycji docelowej podczas przygotowywania emulsji. Ponadto wylot cieczy ze strzykawki o pojemności 20 ml można do pewnego stopnia wyregulować, aby rozwiązać problem separacji faz zemulgowanych prekursorów. Ograniczeniem jest jednak to, że ponieważ n...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

SCL, YW, RKK i AZC dziękują za wsparcie finansowe od Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (NSFC, 32071323, 81971734 i U1605225) oraz Programu dla Innowacyjnego Zespołu Badawczego w Nauce i Technologii na Uniwersytecie Prowincji Fujian. YSZ nie był wspierany przez żaden z tych programów ani nie otrzymywał żadnych płatności; zamiast tego docenia się wsparcie ze strony Instytutu Badawczego Brighama.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
Probówka wirówkowaSolarbio, Pekin, Chiny5 ml i 50 ml (sterylność)
Konfokalna laserowa mikroskopia skaningowaLeica, Wetzlar, NiemcyTCS SP8
DichlorometanSinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Szanghaj, Chiny20161110
Igła dozującaUprzejmie, Szanghaj, Chiny26 G, ID: 250 μ m, OD: 460 μ m
DMEM/F-12Gibco; Life Technologies Corporation, Calsbad, USA15400054DMEM/F-12 50/50, 1x (Dulbecco's
Mod. Of Eagle's Medium / Ham's F12
50/50 Mix) z L-glutaminą
Alkohol etylowySinopharm Chemical Reagent Co., Ltd, Szanghaj, Chiny20210918badawczej
Kwas etylowo-enodiaminotetraoctowy (EDTA)-trypsynaPrzemysł biologiczny, Kibuc Beit-Haemek, IsraTrypsyna (0,25%), EDTA (0,02%)
Surowica bydlęca płodu (FBS)Przemysł biologiczny, Kibbutz Beit-Haemek, IsraKlasa badawcza
LiofilizatorBilon, Szanghaj, ChinyFD-1B-50
GelatinSigma-Aldrich Co. Ltd, St. Louis, USApartia # SZBF2870VZe skóry świni, typ A
Szklana płyta dolnaBiosharp, Hefei, ChinyBS-15-GJM, 35 mm
Szklana kapilaraHuaou, Jiangsu, Chiny0,9-1,1 i razy; 120 mm
Wytrząsarka do inkubatoraZhicheng, Szanghaj, ChinyZWYR-200D Zestaw
do obrazowania żywych martwych komórekSolarbio, Pekin, Chiny60421211112Zielona fluorescencja w żywych komórkach (ex/em 488 nm/515 nm). Czerwona fluorescencja w martwych komórkach (ex/em 570 nm/602 nm)
Wirówka wolnoobrotowaXiangyi, Hunan, ChinyTD5A
Rozpylanie magnetronoweRiye electric Co. Ltd, Suzhou, ChinyMSP-2S
Pompa iniekcyjna mikroprzepływowaHolliston, USAPompa Harvard 11 Plus
Penicylina-streptomycynaPrzemysł biologiczny, Kibuc Beit-Haemek, Izrael2135250Research Grade
Sól fizjologiczna buforowana fosforanem (PBS)Servicebio Technology Co., Ltd. Wuhan, ChinyGP21090181556PBS 1x, klasa hodowlana, bez wapnia, bez
magnezu Kwas poli(mlekowyco-glikolowy)Sigma-Aldrich Co. Ltd, St. Louis, USAlot # MKCF965166– 107 kDa, laktyd: glikolid 75:25
Poli(alkohol winylowy)Sigma-Aldrich Co. Ltd, St. Louis, USApartia # MKCK426613-13 kDa, 98% hydrolizowana
rura PVCShenchen, Szanghaj, ChinyŚrednica wewnętrzna, ID: 1 mm
Mezenchymliczne komórki macierzyste szpiku kostnego szczuraProcell, Wuhan, Chiny
Skaningowy mikroskop elektronowyPhenom pure, Eindhoven, HolandiaUstaw napięcie przyspieszenia przy 5 kV
Syrine do celów medycznychUprzejmie, Szanghaj, Chiny5 ml i 50 ml (z igłą)
Temperatura łaźni wodnejMingxiang, Shenzhen, Chiny36 W
TransformatorRiye electric Co. Ltd, Suzhou, ChinySZ-2KVA
Ultradźwiękowy wyłącznik komórekJY 92-IID, Scientz, Ningbo, ChinyJY 92-IID
Klej utwardzany promieniami UVZhuolide, Foshan, ChinyD-3100
klasy badawczej klasy Harvard,

Bibliografia

  1. Kankala, R. K., et al. Highly porous microcarriers for minimally invasive in situ skeletal muscle cell delivery. Small. 15 (25), 1901397(2019).
  2. Wang, Y., et al. Modeling endothelialized hepatic tumor microtissues for drug screening. Advanced Science. 7 (21), 2002002(2020).
  3. Li, Q., et al. Tripeptide-based macroporous hydrogel improves the osteogenic microenvironment of stem cells. Journal of Materials Chemistry B. 9 (30), 6056-6067 (2021).
  4. Liu, Y., et al. PLGA hybrid porous microspheres as human periodontal ligament stem cell delivery carriers for periodontal regeneration. Chemical Engineering Journal. 420, 129703(2021).
  5. Wei, P., Xu, Y., Zhang, H., Wang, L. Continued sustained insulin-releasing PLGA nanoparticles modified 3D-printed PCL composite scaffolds for osteochondral repair. Chemical Engineering Journal. 422, 130051(2021).
  6. Sang, S., et al. Biocompatible chitosan/polyethylene glycol/multi-walled carbon nanotube composite scaffolds for neural tissue engineering. Journal of Zhejiang University-Science B. 23 (1), 58-73 (2022).
  7. Ghasemian, M., et al. Hydrodynamic characterization within a spinner flask and a rotary wall vessel for stem cell culture. Biochemical Engineering Journal. 157, 107533(2020).
  8. Wang, Y., et al. Minimally invasive co-injection of modular micro-muscular and micro-vascular tissues improves in situ skeletal muscle regeneration. Biomaterials. 277, 121072(2021).
  9. Kang, S. W., Bae, Y. H. Cryopreservable and tumorigenic three-dimensional tumor culture in porous poly(lactic-co-glycolic acid) microsphere. Biomaterials. 30 (25), 4227-4232 (2009).
  10. Fan, D., et al. Mesoporous silicon-PLGA composite microspheres for the double controlled release of biomolecules for orthopedic tissue Engineering. Advanced Functional Materials. 22 (2), 282-293 (2012).
  11. Xu, Y., et al. Metabolism balance regulation via antagonist-functionalized injectable microsphere for nucleus pulposus regeneration. Advanced Functional Materials. 30 (52), 2006333(2020).
  12. Yao, R., Zhang, R., Lin, F., Luan, J. Injectable cell/hydrogel microspheres induce the formation of fat lobule-like microtissues and vascularized adipose tissue regeneration. Biofabrication. 4 (4), 045003(2012).
  13. Sikavitsas, V. I., Bancroft, G. N., Mikos, A. G. Formation of three-dimensional cell/polymer constructs for bone tissue engineering in a spinner flask and a rotating wall vessel bioreactor. Journal of Biomedical Materials Research. 62 (1), 136-148 (2002).
  14. Kim, T. K., Yoon, J. J., Lee, D. S., Park, T. G. Gas foamed open porous biodegradable polymeric microspheres. Biomaterials. 27 (2), 152-159 (2006).
  15. Wang, C. Y., Liao, H. F., Sheu, D. C. Enhancement of recombinant human macrophage colony-stimulating factor production using culture systems with porous polymeric microspheres. Journal of the Taiwan Institute of Chemical Engineers. 41 (2), 203-208 (2010).
  16. Amoyav, B., Benny, O. Microfluidic based fabrication and characterization of highly porous polymeric microspheres. Polymers. 11 (3), 419(2019).
  17. Zhang, H., et al. Microfluidic fabrication of inhalable large porous microspheres loaded with H2S-releasing aspirin derivative for pulmonary arterial hypertension therapy. Journal of Controlled Release. 329, 286-298 (2021).
  18. Qu, M., et al. Injectable open-porous PLGA microspheres as cell carriers for cartilage regeneration. Journal of Biomedical Materials Research Part A. 109 (11), 2091-2100 (2021).
  19. Zheng, Y., et al. Microfluidic droplet-based functional materials for cell manipulation. Lab on a Chip. 21 (22), 4311-4329 (2021).
  20. Kawakatsu, T., Kikuchi, Y., Nakajima, M. Regular-sized cell creation in microchannel emulsification by visual microprocessing method. Journal of the American Oil Chemists' Society. 74 (3), 317-321 (1997).
  21. Yu, Y., Shang, L., Guo, J., Wang, J., Zhao, Y. Design of capillary microfluidics for spinning cell-laden microfibers. Nature Protocols. 13 (11), 2557-2579 (2018).
  22. Ye, B., et al. Photonic crystal microcapsules for label-free multiplex detection. Advanced Materials. 26 (20), 3270-3274 (2014).
  23. Zhong, Z., et al. Zn/Sr dual ions-collagen co-assembly hydroxyapatite enhances bone regeneration through procedural osteo-immunomodulation and osteogenesis. Bioactive Materials. 10, 195-206 (2022).
  24. Poole, C. A., Brookes, N. H., Clover, G. M. Keratocyte networks visualized in the living cornea using vital dyes. Journal of Cell Science. 106 (2), 685-692 (1993).
  25. Gentile, P., Chiono, V., Carmagnola, I., Hatton, P. V. An overview of poly(lactic-co-glycolic) acid (PLGA)-based biomaterials for bone tissue engineering. International Journal of Molecular Sciences. 15 (3), 3640-3659 (2014).
  26. Lanao, R. P. F., et al. Physicochemical properties and applications of Poly(lactic-co-glycolic acid) for use in bone regeneration. Tissue Engineering Part B-Reviews. 19 (4), 380-390 (2013).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Mikrosfery PLGAdostarczanie komórekregeneracja tkanekwstrzykiwalne rusztowaniatworzenie emulsjiemulsyfikacja ultradźwiękowaprocedura liofilizacjihodowla komórek macierzystych
Wytwarzanie wysoce otwartych porowatych mikrosfer (HOPM) za pomocą technologii mikroprzepływowej
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.