Protokół opisuje model dawstwa dużych zwierząt (świń) po śmierci krążeniowej, po którym następuje normotermiczna perfuzja regionalna klatki piersiowej i brzucha, która ściśle symuluje scenariusz kliniczny w transplantacji serca i może potencjalnie ułatwić badania i strategie terapeutyczne.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
Wielkozwierzęcy model dawstwa po śmierci krążeniowej i regionalnej perfuzji normomicznej do oceny serca
* These authors contributed equally
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Wzrost popytu na przeszczepy serca na przestrzeni lat napędzał zainteresowanie dawstwem po śmierci krążeniowej (DCD) w celu poszerzenia puli dawców narządów. Jednak proces DCD wiąże się z ryzykiem uszkodzenia tkanki serca z powodu nieuniknionego okresu ciepłego niedokrwienia. Regionalna perfuzja normothermiczna (NRP) pozwala na ocenę narządów in situ, co pozwala na pobranie serc uznanych za zdolne do życia. W tym miejscu opisujemy klinicznie istotny model DCD na dużych zwierzętach, po którym następuje NRP. Śmierć krążeniowa ustala się u znieczulonych świń poprzez zatrzymanie wentylacji mechanicznej. Po zadanym okresie ciepłego niedokrwienia stosuje się pozaustrojowy natleniacz membranowy (ECMO) na okres NRP trwający co najmniej 30 minut. W tym okresie reperfuzji model umożliwia pobieranie różnych biopsji mięśnia sercowego i próbek krwi do wstępnej oceny serca. Po odstawieniu NRP można przeprowadzić biochemiczne, hemodynamiczne i echokardiograficzne oceny funkcji serca i metabolizmu przed pobraniem narządów. Protokół ten ściśle symuluje opisany wcześniej scenariusz kliniczny dla DCD i NRP w transplantacji serca i może potencjalnie ułatwić badania mające na celu zmniejszenie uszkodzenia niedokrwienno-reperfuzyjnego oraz poprawę zachowania i rekonwalescencji funkcjonalnej serca.
Wprowadzenie
Ponad 300 000 osób umiera każdego roku w Ameryce Północnej z powodu niewydolności serca (HF); przeszczep serca pozostaje jedyną opcją leczenia dla niektórych z tych pacjentów ze schyłkową fazą choroby1. Historycznie rzecz biorąc, wyłącznym źródłem do przeszczepu serca były serca dawców uzyskane po neurologicznym ustaleniu zgonu (NDD), ale nawet wtedy tylko około 40% z nich nadawało się do przeszczepienia2. Od 15% do 20% pacjentów umiera w oczekiwaniu na oddanie serca, a niedobór serc dawców jest jednym z powodów, które powodują rozbieżność między dostępnymi sercami a potrzebnymi sercami2. W celu zwiększenia puli dawców narządów, jedną z ważnych kwestii jest wykorzystanie serc oddanych po śmierci krążeniowej (DCD)3. Istnieje niechęć do stosowania serc DCD, ponieważ narządy te są niezmiennie poddawane okresowi niezabezpieczonego (ciepłego) niedokrwienia po ustaniu krążenia krwi i mogą doznać nieodwracalnych uszkodzeń. Chociaż istnieją doniesienia o udanym przeszczepie serca z DCD z doskonałymi wczesnymi wynikami4,5, istnieje potrzeba opracowania zatwierdzonej metody oceny, aby określić, czy te serca są użyteczne i potencjalnie przewidzieć ich wydajność po przeszczepie6,7. Aby ograniczyć okresy niedokrwienne serc DCD i stale monitorować je podczas przechowywania i transportu, opracowano systemy perfuzji serca ex situ8. Technologia ta opiera się jednak na skomplikowanych maszynach ze sprzętem do perfuzji i wiąże się z wysokimi kosztami początkowymi bez żadnej gwarancji, że pobrany narząd będzie nadawał się do przeszczepu. Nowatorski protokół przeszczepu serca z DCD oparty na normotermicznej perfuzji regionalnej (NRP) został zaproponowany przez Messera i wsp3. Technika ta polega na przywróceniu perfuzji mięśnia sercowego, gdy serce jest jeszcze w dawcy i wykluczeniu krążenia mózgowego. Umożliwia ocenę funkcjonalną in situ przed zakupem3.
Podczas korzystania z dużych modeli zwierzęcych, serce świni jest jedną z preferowanych platform do prowadzenia badań kardiochirurgicznych, biorąc pod uwagę jego anatomiczne podobieństwo do ludzkiego serca. Jednak podczas korzystania z tego modelu należy wziąć pod uwagę kilka ważnych czynników w sercach świń. Na przykład tkanka serca świni jest bardzo delikatna i krucha oraz podatna na rozdarcia, szczególnie w tętnicy płucnej i prawym przedsionku9. Innym ważnym czynnikiem, który należy wziąć pod uwagę, jest to, że serce świni jest bardzo wrażliwe na niedokrwienie i podatne na arytmie, dlatego leki przeciwarytmiczne powinny być rutynowo podawane każdemu zwierzęciu przed eksperymentem; Niemniej jednak nadal uważa się, że jest to odpowiedni model do badania ostrego niedokrwienia w transplantacji serca9.
Ten manuskrypt opisuje model dawstwa dużych zwierząt (świń) po śmierci krążeniowej, po której następuje normotermiczna perfuzja regionalna klatki piersiowej i brzucha, która ściśle symuluje scenariusz kliniczny w transplantacji serca i ma potencjał, aby ułatwić nowatorskie badania terapeutyczne i strategie badań translacyjnych.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Instytucjonalna komisja ds. opieki i wykorzystania zwierząt w Centre de Recherche du Centre Hospitalier de l'Université de Montréal (CRCHUM) zatwierdziła wszystkie protokoły eksperymentalne, a zwierzęta traktowano zgodnie z wytycznymi Guide for the Care and Use of Laboratory Animals. W tym protokole wykorzystano samce lub samice świń rasy Large White w wieku 3-4 miesięcy o masie 50-60 kg. Wielkość zwierząt może być zmienna w zależności od celów eksperymentalnych badaczy.
1. Przygotowanie zwierząt i indukcja znieczulenia
- Przeprowadzić premedykację zwierzęcia poprzez domięśniowy zastrzyk z atropiny (0,04 mg/kg), midazolamu (0,3 mg/kg) i ketaminy (20 mg/kg). Podawać izofluran w stężeniu końcowym wydychanego gazu na poziomie 1%–3% w przepływie O2 wynoszącym 3 l/min.2z wykorzystaniem maski twarzowej do indukcji i utrzymania znieczulenia.
- Potwierdź odpowiedni poziom znieczulenia, sprawdzając rozluźnienie napięcia mięśni żuchwy oraz brak odczuwania bólu za pomocą odruchu na uciśnięcie palca u nogi. Upewnij się, że zwierzę znajduje się w pozycji grzbietnej i utrzymuje normotermię dzięki zastosowaniu koca grzewczego.
- Po potwierdzeniu odpowiedniego poziomu znieczulenia należy przeprowadzić intubację przezrotną, używając rurki endotrachealnej o rozmiarze 6,5–8 mm, zgodnie z opisem w 10.
- Umieścić monitor nasycenia tlenem na uchu lub dolnej wardze zwierzęcia w celu ciągłego monitorowania. Dostosować wentylację do dodatniego ciśnienia końcowowydechowego (PEEP) wynoszącego 5 cm H2O.2O, a maksymalne ciśnienie wdechowe (PIP) wynoszące 15 cm H2O2O, frakcja tlenu w mieszaninie wdechowej (FiO2)2) wynoszącym 0,5 oraz częstością oddechów (RR) na poziomie 15 oddechów/min, co pozwala osiągnąć objętość oddechową (TV) wynoszącą 6–8 ml/kg oraz prawidłowe ciśnienie parcjalne O2 oraz CO2Dostosować częstość oddechów (RR), aby utrzymać końcowe stężenie CO2 (etCO2)2 poziom 35–45 mmHg.
- Założenie obwodowego dostępu dożylnego poprzez żyłę uszną za pomocą cewnika 20 G. Rozpocząć infuzję podtrzymującą z soli fizjologicznej (0,9% NaCl) i podać 2 g siarczanu magnezu (MgSO4) w formie bolusa dożylnego w celu zapobiegania arytmiom.
- Przygotować pola operacyjne poprzez odpowiednie ogolenie i wyszorowanie klatki piersiowej oraz pachwin. Zdezynfekować pachwiny i szyję za pomocą chlorheksydyny i odpowiednio obłożyć pole operacyjne, zapewniając dostęp żylny i tętniczy.
- Umieść elektrodę uziemiającą kauteryzatora na grzbiecie zwierzęcia. Umieść zwierzę w pozycji Trendelenburga, aby ułatwić dostęp do żyły głównej.
- Zlokalizuj prawą żyłę szyjną wewnętrzną za pomocą ultradźwięków. Po jej zlokalizowaniu wprowadź igłę przez skórę w 45° zmieniać kąt, aż do pojawienia się krwi oraz widoczności igły w żyle w obrazie USG.
- Wprowadź drut prowadzący do igły, a następnie nasuń na niego wprowadzacz do przezskórnego cewnika żylnego centralnego o rozmiarze 7 Fr.
- Usuń drut prowadzący, pozostawiając wprowadzak w miejscu, a następnie wprowadź cewnik Swansa-Ganza w celu pomiaru rzutu serca i przeprowadzenia cewnikowania prawego serca.
UWAGA: Zamiast prawej żyły szyjnej można wykorzystać lewą. Jeśli dostęp nie jest możliwy, wprowadź pochewkę bezpośrednio do żyły szyjnej wewnętrznej (lewej lub prawej) po sternotomii w linii pośrodkowej. W takim przypadku należy pamiętać o wypreparowaniu żyły. - Stosując tę samą technikę, wprowadź cewnik do żyły centralnej (np. dwulumenowy) do lewej żyły szyjnej.
- Wprowadź kolejny wprowadzacz do przezskórnego cewnika żylnego centralnego o rozmiarze 7 Fr do prawej żyły udowej, stosując technikę Seldingera opisaną w krokach od 1.7 do 1.10, w celu wprowadzenia cewnika konduktancji do prawej komory (RV). Procedurę tę można przeprowadzić przezskórnie pod kontrolą echokardiograficzną lub po wykonaniu sternotomii pośrodkowej.
- Po intubacji i manipulacjach należy odczekać 10 minut w celu stabilizacji stanu pacjenta, a następnie zmierzyć podstawowe parametry hemodynamiczne i funkcji serca, w tym ciśnienia w krążeniu płucnym i systemowym, rzut serca, pętle ciśnienie-objętość prawej i lewej komory oraz wykonać echokardiografię przezklatkową.
2. Zapewnienie dostępu chirurgicznego
- Za pomocą elektrokoagulatora wykonaj nacięcie w linii pośrodkowej od środkowej części regionu szyjnego do wyrostka mieczykowatego. Następnie, używając elektrokoagulacji, rozdziel tkankę tłuszczową podskórną warstwa po warstwie wzdłuż linii pośrodkowej, aż do odsłonięcia okostnej mostka.
- Wykonaj nacięcie wokół wcięcia nadmostkowego i za pomocą palca odsuń oraz oczyść tkanki miękkie spod mostka. Przetnij mostek piłą kostną, upewniając się, że został on całkowicie rozdzielony, zachowując przy tym ostrożność w obrębie żyły znajdującej się pod górną częścią kości mostka. Wykonaj kauteryzację mostka i/lub zastosuj wosk kostny, aby zapewnić odpowiednią hemostazę.
- Używając elektrokoagulatora, wypreparuj i usuń grasicę, odrywając ją od osierdzia. Przyżegaj naczynia doprowadzające krew do grasicy z aorty oraz z żyły głównej górnej (SVC), aby zapobiec krwawieniu.
- Ostrożnie rozetnij osierdzie za pomocą elektrokoagulatora. Podczas cięcia wsuń palce pod osierdzie, aby uniknąć uszkodzenia serca.
- Podaj dożylnie 300 units/kg heparyny w celu uzyskania ogólnoustrojowej przeciwkrzepliwości. Jeśli jest dostępny odpowiedni test, upewnij się, że wskaźnik ACT (czas krzepnięcia aktywowanego) wynosi ˃ 300 s.
3. Odstawienie terapii podtrzymujących życie i stwierdzenie zgonu
- Podaj dożylnie bolus propofolu w dawce 3 mg/kg, a następnie przerwij wentylację mechaniczną i odłącz rurkę endotrachealną.
UWAGA: Ten krok odpowiada „odłączeniu od aparatury podtrzymującej życie” w celu rozpoczęcia normotermicznej perfuzji regionalnej. W przypadku warunków eutanazji należy odnieść się do sekcji 8. - Monitoruj ciśnienie tętnicze oraz obwodowe wysycenie tlenem (SpO2)2 nasycenie. Rozpocznij pomiar funkcjonalnego czasu niedokrwienia ciepłego, gdy ciśnienie skurczowe < 50 mmHg.
- Stwierdź zatrzymanie krążenia w przypadku wystąpienia asystolii (lub migotania komór) oraz braku tętna tętniczego. Po stwierdzeniu zatrzymania krążenia rozpocznij minimalny okres obserwacji trwający 5 min (okres oczekiwania), a następnie stwierdź zgon zwierzęcia.
4. Umieszczenie kaniul do normotermicznej regionalnej perfuzji torakooklucznej
- Za pomocą kauteryzatora ostrożnie rozpreparuj przestrzeń aortopłucną. Odciągnij drogę odpływu prawej komory (RV) w dół, tętnicę płucną w lewo, a aortę w prawo, aby uniknąć bezpośredniego uszkodzenia tej ostatniej. W razie potrzeby skorzystaj z pomocy asystenta podczas tego etapu.
- Przeprowadź preparację i podwiąż naczynia nadaortalne, aby uniknąć i wykluczyć perfuzję mózgową. Alternatywnie zastosuj duży zacisk naczyniowy na naczyniach.
- Wprowadź dwa cewniki 18 G do tętnic szyjnych obustronnie, dystalnie względem miejsca zamknięcia, aby ocenić potencjalny przepływ krwi do mózgu. Przez cały czas trwania eksperymentu pobieraj i mierz objętość krwi, a następnie podawaj ją ponownie. poprzez układ NRP.
- Za pomocą nożyczek Metzenbauma i kleszczyków kątowych należy ostrożnie rozdzielić tkanki między górną żyłą główną a tętnicą bezimienną oraz między dolną żyłą główną a osierdziem. Górną i dolną żyłę główną należy opasać taśmą pępkową lub zwykłą nicią jedwabną 0, a następnie zabezpieczyć je za pomocą stazy.
- Za pomocą szwy 3-0 wykonaj dwa koncentryczne szwy purse-string (marszczące) na zewnętrznej błonie tętnicy wstępującej aorty w części dystalnej; unikaj szwów pełnościennych. Wykonaj szew purse-string na prawym przedsionku (RA). Zabezpiecz wszystkie szwy za pomocą stazy.
- Skonfigurować i przygotować system NRP zgodnie z potrzebami badaczy i wymogami eksperymentu. W tym protokole należy zastosować obwód ECMO z pompą odśrodkową, wypełniony 2 L roztworu krystaloidowego zawierającego 500 mg Solumedrolu, 200 ml 8,4% wodorowęglanu sodu (NaOH), 300 jednostek/kg heparyny oraz 2 g MgSO4.4.
UWAGA: Układ zastosowany w tym przypadku jest podobny do tego, którego używają perfuzjoniści w oddziale chirurgii kardiochirurgicznej danej instytucji. - Za pomocą kaniuli tętniczej o rozmiarze od 17 do 21 F przeprowadź kaniulację aorty, a następnie zaciśnij stazę utrzymującą szew typu „workowy”, aby unieruchomić kaniulę w miejscu.
UWAGA: Alternatywnie można wprowadzić kaniulę oksygenatora membranowego (ECMO) metodą Seldingera, aby zminimalizować utratę krwi. Inną metodą jest zastosowanie standardowej kaniuli tętniczej do pomostowania. Kaniulę aorty podłącza się następnie do linii tętniczej układu NRP za pomocą łącznika 3/8-3/8; należy zapewnić całkowite odpowietrzenie, aby uniknąć zatoru powietrznego. - Wykonaj nacięcie o długości 5 mm w centrum szwu kaletkowego na prawym przedsionku (RA), a następnie rozszerz je za pomocą instrumentu pod kątem, takiego jak kleszczyki kątowe lub snapy. Przykryj nacięcie palcem, aby zapobiec nadmiernemu krwawieniu.
- Należy wprowadzić dwustopniową kaniulę żylną do prawego przedsionka, a następnie zaciągnąć szwy typu woreczkowego za pomocą stazy, aby unieruchomić kaniulę w miejscu wkłucia.
- Połącz kaniule z linią żylną obwodu NRP za pomocą łącznika 1/2-3/8 i upewnij się, że zostały one całkowicie odpowietrzone, aby uniknąć powstania blokady powietrznej w układzie.
- Należy upewnić się, że od stwierdzenia zgonu do rozpoczęcia NRP upłynęło co najmniej 15 min, aby uwzględnić czas potrzebny w praktyce klinicznej na przygotowanie, odizolowanie pola operacyjnego oraz uzyskanie dostępu do serca.
- Rozpocząć NRP 15 minut po rozpoczęciu funkcjonalnego czasu ciepłego niedokrwienia. Przez cały czas trwania procedury należy utrzymywać normotermię. Stopniowo dostosowywać szybkość przepływu, aby osiągnąć indeks perfuzji na poziomie 2,5 l/min/m²2Wznów wentylację mechaniczną z FIO22 na poziomie 50% oraz TV wynoszącym 6 ml/kg.
UWAGA: Należy zmodyfikować te ustawienia zgodnie z planem doświadczalnym. - Wprowadzać w sposób ciągły 10 µg/kg/min dopaminy i 4 jednostek/min wazopresyny dożylnie. Należy stosować epinefrynę i norepinefrynę podczas wstępnej perfuzji, a następnie miareczkować je w zależności od potrzeb, aby wspomóc regulację ciśnienia, utrzymując ciśnienie tętnicze powyżej 50 mmHg.
5. Utrzymanie reperfuzji i cele odstawienia wsparcia
- Prowadź reperfuzję serca przez 30 min przed próbą odstawienia od NRP. Jeśli odstawienie okaże się niepowodzeniem, przeprowadź dodatkowe 15 min reperfuzji w celu wsparcia za pomocą NRP przed kolejną próbą odstawienia, do całkowitego maksymalnego czasu reperfuzji wynoszącego 180 min.
- Przejdź do oceny funkcji serca po pomyślnym odstawieniu. Jeśli w tym czasie nie uda się odstawić od NRP, przerwij eksperyment i zgłoś problem.
UWAGA: Procedurę tę należy dostosować do celów każdego badacza. - Oceń kryteria odstawienia od NRP i upewnij się, że wszystkie kryteria zostały spełnione, zgodnie ze szczegółami w Tabeli 1.
6. Ocena regeneracji serca
- Wykonaj analizy pętli ciśnienie-objętość (PV) w celu pomiaru kurczliwości serca. Cewnik konduktancji umożliwia ciągły pomiar zależności LV-PV.
- Uzyskaj zapisy w stanie stacjonarnym w celu wyznaczenia parametrów zależnych od objętości, pracy uderzeniowej oraz ciśnienia rozwiniętego, a następnie zamknij żyłę główną dolną (IVC) za pomocą taśmy pępowinowej, aby wyznaczyć parametry niezależne od objętości poprzez okluzję, a mianowicie pracę uderzeniową rekrutowalną przez preload.
- Zmierz ciśnienie w żyłach centralnych, ciśnienie w tętnicy płucnej, rzut serca, ciśnienie w prawej komorze (RV) oraz ciśnienie zaklinowania w tętnicy płucnej, używając cewnika Swansa-Ganza wprowadzonego na początku eksperymentu.
- Przeanalizuj funkcję serca za pomocą echokardiografii, wykorzystując standardową sondę przezezoofagealną oraz sondę transtorakalną umieszczoną bezpośrednio na sercu.
- Przeprowadź oceny metaboliczne poprzez pobranie próbek krwi tętniczej i żylnej do analiz. Pobierz krew bezpośrednio z zatoki wieńcowej, aby specyficznie ocenić funkcję metaboliczną serca. Przeanalizuj gazy krwi oraz poziom mleczanów.
- Dodatkowo, w razie potrzeby, pobierz biopsje mięśnia sercowego z RV i LV. Pobierz próbki z innych interesujących badacza organów transplantacyjnych (np. płuc, wątroby, nerek), w zależności od celów badawczych.
7. Usunięcie NRP i ocena kardiologiczna
- Po spełnieniu kryteriów odstawienia, należy przerwać NRP. Usunąć kaniulę z RA i szybko zacisnąć szew typu „torebkowy”, aby zminimalizować utratę krwi. Zabezpieczyć szew węzłami i postąpić w ten sam sposób w celu usunięcia kaniuli aortalnej.
- Oceniać funkcję serca co 30 min przez 2 h po zakończeniu NRP, zgodnie z opisem w krokach 6.1. do 6.4.
8. Zakończenie eksperymentu
- Po 2 h umieść cewnik do kardioplegii 16 G lub 18 G w aorcie wstępującej. Podłącz kaniulę do obiegu NRP.
- Następnie odbarcz prawe jamy serca poprzez nacięcie żyły głównej dolnej oraz lewe jamy poprzez nacięcie lewego przedsionka przy użyciu kauteryzatora.
- Zaklemuj aortę wstępującą po wprowadzeniu kaniuli i podaj do serca 1,5 L roztworu kardioplegii Del Nido w temperaturze 4 °C. Upewnij się, że ciśnienie perfuzyjne wynosi 50 mmHg.
- Zatrzymaj wentylację mechaniczną i po rozpoczęciu kardioplegii umieść w jamie klatki piersiowej lodową papkę (0,9% NaCl) w celu schłodzenia. Po zakończeniu infuzji kardioplegii przeprowadź kardiektomię w sposób tradycyjny.
- Wykorzystaj pobrane serce do uzyskania obszernych biopsji mięśnia sercowego w celu analizy i oceny. Wykonaj biopsje innych narządów (np. płuc, wątroby, nerek) w zależności od projektu eksperymentalnego i celu badawczego
UWAGA: Rysunek 1 przedstawia podsumowanie opisanych etapów protokołu, a Tabela 1 zawiera definicje parametrów i kryteriów wykorzystanych w tym badaniu.
Rysunek 1: Schematyczne podsumowanie protokołu eksperymentalnego. Skróty: NRP = Normothermic Regional Perfusion. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.
| Definicja/Kryteria | |
| Funkcjonalny czas niedokrwienia w ciepłej temperaturze | Okres rozpoczynający się w momencie wystąpienia ciśnienia skurczowego < 50 mmHg i kończy się w momencie rozpoczęcia NRP. W niniejszym protokole okres ten trwa 15 min |
| Zatrzymanie krążenia | Stwierdza się go w przypadku asystolii lub migotania komór serca |
| Okres karencji | Okres rozpoczynający się w momencie zatrzymania krążenia i kończący się stwierdzeniem zgonu. W niniejszym protokole okres ten wynosi 5 min. |
| Skuteczne odstawienie NRP | Minimalne stosowanie leków inotropowych i wazopresorów |
| CI > 2,2 l/min/m2 | |
| MAP > 55 mmHg | |
| RAP < 15 mmHg | |
| ciśnienie zaklinowania w tętnicy płucnej < 15 mmHg | |
| Prawidłowa funkcja LV i RV |
Tabela 1: Reprezentatywna definicja parametrów i kryteriów użytych w tym protokole. Skróty: CI = Cardiac Index; MAP = Mean Arterial Pressure; NRP = Normothermic Regional Perfusion; PCWP = Pulmonary Capillary Wedge Pressure; RAP = Right Atrial Pressure.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Ten model przedkliniczny był z sukcesem stosowany w naszej instytucji w wielu eksperymentach. Po pierwsze, wykazaliśmy, że serca DCD, które początkowo poddano reperfuzji za pomocą NRP, wykazały podobną regenerację funkcjonalną po transplantacji w porównaniu z konwencjonalnymi donacjami bijącego serca przechowywanymi w niskiej temperaturze. Ponadto wykorzystaliśmy ten protokół, aby wykazać, że ocena czynnościowa serca po NRP była prognostyczna dla regeneracji po transplantacji. Na koniec zbadaliśmy również wpływ NRP na pe...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Manuskrypt ten opisuje dawstwo na modelu dużego zwierzęcia po śmierci krążeniowej (DCD), po której następuje normotermiczna perfuzja regionalna klatki piersiowej i brzucha. W tym eksperfuzji serca udziela się przez minimum 30 minut i maksymalnie 3 godziny, zanim zostanie odłączone od obwodu ECMO. Serce funkcjonuje wtedy samodzielnie przez 2 godziny, co pozwala na cenną ocenę serca w krótkim okresie. W związku z tym głównym ograniczeniem tego protokołu są krótkoterminowe działania następcze; Długoterminowa ocena byłaby je...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
Chcielibyśmy podziękować Melanie Borie, Caroline Landry, Henry'emu Acerosowi i Ahmedowi Menaouarowi za ich cenną pomoc i wsparcie.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Amiodaron | dostępny w instytucji | ||
| Angiocath 20G | BD | 381704 | |
| Atropina 0,4 mg/ml | Dostępny w instytucji | ||
| Pompa odśrodkowa Biomedicus | Medtronic | ||
| Cardioplegia Solution (Del Nido) | własnej produkcji | Inne rozwiązanie może być stosowane według uznania badacz | |
| Ołówek kauteryzacyjny | Covidien | E2515H | |
| Centralny cewnik żylny dwukanałowy | Cook Medical | C-UDLM-501J-LSC | |
| Centralna osłonka żylna Wprowadzenie Cewnik | |||
| Pakiet | |||
| CPB | Medtronic | ||
| DLP Kaniula korzenia aorty | Medtronic | 12218 | |
| DLP Dwustopniowa kaniula żylna (29 lub 37 F) | Medtronic | ||
| Dobutamina | Dostępne w instytucji | ||
| Dopamina | Dostępna w instytucji | ||
| Elektroda Polyhesive | Covidien | E7507 | |
| Kaniula tętnicza EOPA (17 lub 21 F) | |||
| Epinefryna | Dostępne w instytucji | ||
| O2 Maska | Jak dostępna w instytucji | ||
| Rękawiczki, Nitryl, Medium | Fischer | 27-058-52 | |
| Heparyna 1000 j.m./ml | Dostępne w instytucji | ||
| Wziewny izofuran | Dostarczane przez zakład dla zwierząt | ||
| instytucji Cewnik Jelco 16 lub 18 G | |||
| Ketamina inj. 50 ml fiolka (100 mg / ml) | Wymagana jest zgoda | Health Canada | |
| Lidokaina/Ksylokaina 1% | Dostępne w instytucji | ||
| Siarczan magnezu 5 g/10 ml | Dostępne w instytucji | ||
| Midazolam inj. Fiolka 10 ml (5 mg / ml) | Wymagana | Canada | |
| Jednorazowy pakiet dostawczy MPS Quest | Quest Medical | 5001102-AS | |
| Noradrenalina | Dostępne w instytucji | ||
| Sól fizjologiczna normalna (NaCl 0,9%) Worek 1L | Baxter | JB1324 | |
| Końcówki do pipet 1 ml | Fisherbrand | 02-707-405 | |
| Propofol 1 mg/ml | Dostępne w instytucji | ||
| Rokronium | Dostępne w instytucji | ||
| Zestaw Admin Prim NF PB W/ Zawór zwrotny | Smith Medical | 21-0442-25 | |
| Wodorowęglan sodu (NaOH) 8,4% | Dostępne w instytucji | ||
| Sofsil 0 pokryty woskiem | Covidien | S316 | |
| Solumedrol 500 mg/5 ml | Dostępne w instytucji | ||
| Końcówka ssąca | Covidien | 8888501023 | |
| Rurka ssąca 1/4'' x 120'' | Med-Rx | 70-8120 | |
| Szew 3.0 Prolene Blu M SH | Ethicon | 8523H | |
| Szew 5.0 Prolene BB | Ethicon | 8580H | |
| Szew Prolene Blum 4-0 SH 36 | Ethicon | 8521H | |
| Szew BB 4.0 Prolene | Ethicon | 8881H | |
| Rurka dotchawicza, 6,5 mm | Mallinckrodt | 86449 | |
| Vasopresyna | dostępna w instytucji |
Bibliografia
- Yusen, R. D., et al. The Registry of the International Society for Heart and Lung Transplantation: thirty-third adult heart transplantation report-2016; focus theme: primary diagnostic indications for transplant. The Journal of Heart and Lung Transplantation: the Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 35 (10), 1170-1184 (2016).
- Hornby, K., Ross, H., Keshavjee, S., Rao, V., Shemie, S. D. Non-utilization of hearts and lungs after consent for donation: a Canadian multicentre study. Canadian Journal of Anaesthesia. 53 (8), 831-837 (2006).
- Messer, S. J., et al. Functional assessment and transplantation of the donor heart after circulatory death. The Journal of Heart and Lung Transplantation: the Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 35 (12), 1443-1452 (2016).
- Messer, S., et al. Outcome after heart transplantation from donation after circulatory-determined death donors. The Journal of Heart and Lung Transplantation: the Official Publication of the International Society for Heart Transplantation. 36 (12), 1311-1318 (2017).
- Dhital, K. K., Chew, H. C., Macdonald, P. S. Donation after circulatory death heart transplantation. Current Opinion in Organ Transplantation. 22 (3), 189-197 (2017).
- Ardehali, A., et al. Ex-vivo perfusion of donor hearts for human heart transplantation (PROCEED II): a prospective, open-label, multicentre, randomised non-inferiority trial. The Lancet. 385 (9987), 2577-2584 (2015).
- White, C. W., et al. Assessment of donor heart viability during ex vivo heart perfusion. Canadian Journal of Physiology and Pharmacology. 93 (10), 893-901 (2015).
- Xin, L., et al. A new multi-mode perfusion system for ex vivo heart perfusion study. Journal of Medical Systems. 42 (2), 25(2017).
- Robinson, N., et al. Handbook of Cardiac Anatomy, Physiology, and Devices. Iaizzo, P. A., et al. , Springer International Publishing. 469-491 (2015).
- Swindle, M. M. Swine in the Laboratory: Surgery, Anesthesia, Imaging, and Experimental Techniques. , CRC press. (2007).
- Nasir, B. S., et al. HSP90 inhibitor improves lung protection in porcine model of donation after circulatory arrest. The Annals of Thoracic Surgery. 110 (6), 1861-1868 (2020).
- Aceros, H., et al. Novel heat shock protein 90 inhibitor improves cardiac recovery in a rodent model of donation after circulatory death. The Journal of Thoracic and Cardiovascular Surgery. 163 (2), 187-197 (2022).
- Der Sarkissian, S., et al. Heat shock protein 90 inhibition and multi-target approach to maximize cardioprotection in ischaemic injury. British Journal of Pharmacology. 177 (15), 3378-3388 (2020).
- Aceros, H., et al. Celastrol-type HSP90 modulators allow for potent cardioprotective effects. Life Sciences. 227, 8-19 (2019).
- Aceros, H., et al. Pre-clinical model of cardiac donation after circulatory death. Journal of Visualized Experiments. (150), e59789(2019).
- Der Sarkissian, S., et al. Celastrol protects ischaemic myocardium through a heat shock response with up-regulation of haeme oxygenase-1. British Journal of Pharmacology. 171 (23), 5265-5279 (2014).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
