Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Zastosowanie koherentnej antystokesowskiej spektroskopii Ramana (CARS) do obrazowania mielinizacji w wycinkach mózgu

2.4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64013

⸱

22 lipca 2022

 ,  ,  ,  , 
1Department of Integrative Biology, Oklahoma State University, 2Department of Physiology and Biophysics, University of Colorado Anschutz, 3Advanced Light Microscopy Core, University of Colorado Anschutz

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Wizualizacja mielinizacji jest ważnym celem dla wielu badaczy zajmujących się układem nerwowym. CARS to technika kompatybilna z immunofluorescencją, która może natywnie obrazować lipidy w tkankach, takich jak mózg, oświetlając wyspecjalizowane struktury, takie jak mielina.

Streszczenie

Wprowadzenie

Potencjały czynnościowe są podstawową jednostką informacji w mózgu, a propagacja potencjału czynnościowego przez aksony stanowi jeden z filarów przetwarzania informacji1,2,3. Neurony zazwyczaj odbierają aferentne dane wejściowe z wielu innych neuronów i integrują te dane wejściowe w danym wąskim oknie czasowym4,5. W związku z tym mechanizmy propagacji potencjału czynnościowego w aksonach spotkały się ze znacznym zainteresowaniem badaczy.

Podczas propagacji przez akson, potencjał czynnościowy jest wielokrotnie regenerowany wzdłuż aksonu, aby zapewnić niezawodne propagację6. W większości neuronów kręgowców szczękowych (gnathostomów) aksony są otoczone osłonką mieliny, która jest substancją bogatą w lipidy wytwarzaną przez pobliskie oligodendrocyty lub komórki Schwanna, które są typami komórek glejowych (recenzja w7,8). Ta osłonka mielinowa izoluje elektrycznie akson, zmniejszając jego pojemność i umożliwiając wydajną, szybką i wydajną propagację potencjału czynnościowego przy mniejszym zużyciu energii. Mielina nie pokrywa aksonu równomiernie, ale otacza akson w segmentach, które mają krótkie przerwy między nimi, zwanych węzłami Ranviera (recenzja w9,10). Zarówno grubość mielinizacji, która kontroluje poziom izolacji elektrycznej aksonu, jak i odstępy między węzłami Ranviera, które kontrolują częstotliwość, z jaką potencjały czynnościowe są regenerowane wzdłuż aksonu, wpływają na szybkość propagacji potencjału czynnościowego (przejrzane w11).

Istnieje obszerna literatura sugerująca, że grubość mielinizacji wpływa na szybkość propagacji potencjału czynnościowego w aksonach12,13,14. Co więcej, zmiany w mielinizacji aksonów mogą powodować szereg deficytów OUN15,16,17,18,19,20,21. Nic więc dziwnego, że wiele wysiłków badawczych skupia się na pomiarze i charakterystyce mielinizacji aksonów. Pomiary grubości mieliny są najczęściej wykonywane za pomocą mikroskopii elektronowej, techniki, która wymaga znacznej ilości przygotowania tkanek i jest trudna do zastosowania w połączeniu z immunohistochemią. Istnieje jednak również szybsza i prostsza technika pomiaru mielinizacji aksonów, która opiera się na koherentnej spektroskopii Ramana Antystokesa (CARS). Laser CARS może być dostrojony do różnych częstotliwości, a po dostrojeniu do częstotliwości, które są odpowiednie do wzbudzania lipidów, mielina może być obrazowana bez potrzeby stosowania dodatkowych etykiet22. Obrazowanie lipidów można połączyć ze standardową immunohistochemią, dzięki czemu lipidy mogą być obrazowane razem z kilkoma kanałami fluorescencyjnymi23. Obrazowanie mielinizacji za pomocą CARS jest znacznie szybsze niż mikroskopia elektronowa, a jego rozdzielczość, choć niższa niż EM, jest wystarczająca do wykrycia nawet niewielkich różnic w mielinizacji w tym samym typie aksonów.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Wszystkie eksperymenty były zgodne z obowiązującymi przepisami, wytycznymi National Institutes of Health i zostały zatwierdzone przez Komisję ds. Opieki i Korzystania ze Zwierząt (Institutional Animal Care and Use Committee) Uniwersytetu Kolorado Anschutz.

1. Zwierzęta

  1. Należy użyć myszy C57BL/6J (numer serii #000664) (Mus musculus) pozyskanych z The Jackson Laboratory lub gerbil mongolskich (Meriones unguiculatus) pierwotnie pozyskanych z Charles River.

2. Przygotowanie tkanki

  1. W celu przeprowadzenia perfuzji przezsercowej, podaj badanym gryzoniom dawkę przedawkowaną pentobarbitalu (120 mg/kg masy ciała), a następnie wykonaj perfuzję przezsercową solą fosforanową (PBS; 137 mM NaCl, 2.7 mM KCl, 1.76 mM KH2PO4, 10 mM Na2HPO4), a po niej 4% paraformaldehydem (PFA)24.
    1. W szczególności należy otworzyć jamę brzusną oraz klatkę piersiową za pomocą nożyczek i unieruchomić klatkę piersiową kleszczykami hemostatycznymi Kelly’ego, aby odsłonić serce.
    2. Wprowadź igłę 23 GA połączoną z pompą perfuzyjną do lewej komory i szybko przetnij prawy przedsionek za pomocą precyzyjnych nożyczek.
    3. Podawaj PBS za pomocą pompy perfuzyjnej i igły w sercu przez 10 min, aby oczyścić mózg i organizm z krwi.
    4. Przełącz pompę perfuzyjną na 4% PFA na 10 min i sprawdź sztywność kończyn oraz ogona, aby potwierdzić prawidłowy przebieg perfuzji.
  2. Po perfuzji zdekapituj zwierzęta i wyjmij mózgi z czaszek. Przechowuj mózgi przez noc w 4% PFA przed przeniesieniem do PBS. Osadź pnie mózgu w 4% agarozie (w PBS) i wykonaj cięcia koronalne za pomocą wibratomu, uzyskując plastry o grubości 200 µm.

3. Barwienie

  1. Barw swobodnie pływające skrawki na ciałka Nissla w celu wizualizacji ciał komórkowych (1:100), stosując medium przeciwciał (medium AB: 0,1 M bufor fosforanowy (PB: 50 mM KH2PO4, 150 mM Na2HPO4), 150 mM NaCl, 3 mM Triton-X, 1% albuminy surowicy bydlęcej (BSA)) przez 30 min w temperaturze pokojowej na standardowym wytrząsarce laboratoryjnej25.
    1. Chroń skrawki przed światłem, używając folii aluminiowej i/lub przykrycia. Długości fal 550 nm lub niższe są kompatybilne z obrazowaniem CARS (Rycina 1).
      UWAGA: Chociaż nie spodziewamy się, aby Triton-X lub inne odczynniki miały wpływ na obrazowanie lipidów metodą CARS, zasadne może być zastosowanie dodatkowych kontroli z użyciem specyficznych mediów przeciwciał.
  2. punkt przerwania: Przechowuj swobodnie pływające skrawki (chroniąc je przed światłem) w PBS do momentu obrazowania. Po wykonaniu skrawków, obrazowanie sekcji mózgu należy przeprowadzić w ciągu 2 tygodni.

Widmo emisji fluorescencji, 660 nm, wykres analizy emisji, względna intensywność względem długości fali.
Rysunek 1: Obrazowanie CARS można łączyć z obrazowaniem immunofluorescencyjnym. Wykresy pokazują, że obrazowanie CARS odbywa się w czerwonym spektrum sygnału 660/640 nm26. Długość fali ta jest wystarczająco oddalona od zakresu zielonego, niebieskiego lub UV, co pozwala na połączenie sygnału CARS z immunofluorescencją w tych zakresach. W szczególności wykres wskazuje również wzbudzenie i emisję dla ciałek Nissla znakowanych niebieskim fluoroforem, co zostało połączone z CARS podczas gromadzenia reprezentatywnych wyników do niniejszej publikacji. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

4. Obrazowanie

UWAGA: Układ laserowy CARS zawiera laser światłowodowy generujący taktowanie 80 MHz oraz laser OPO (oscylator parametryczny) z zakresem strojenia 770-990 nm i wiązką Stokesa ustawioną na 1031 nm, które są niezbędne do zbierania sygnału CARS. Dla obu wiązek przewidziano jedną aperturę.

  1. Przed umieszczeniem próbek pod mikroskopem włączyć i rozgrzać laser CARS przez co najmniej 1 h, przeprowadzić wyrównanie lasera CARS oraz ustawić optykę kondensora i przysłonę mikroskopu zgodnie z metodą Koehlera dla obrazowania CARS w kierunku przednim (forward CARS).
    UWAGA: Krok ten jest kluczowy dla prawidłowego działania mikroskopii CARS.
    1. Aby uzyskać wyrównanie przestrzenne dwóch wiązek laserowych (pompy i Stokesa), uzyskać dostęp do dwóch wewnętrznych PSD (detektorów czułych na pozycję) za pomocą interfejsu graficznego (GUI) lasera CARS.
    2. Osiągnąć wyrównanie czasowe, korzystając z funkcji opóźnienia w GUI lasera CARS, co pozwala na nałożenie na siebie impulsów dwóch laserów (pompy i Stokesa), które mają różne dyspersje ze względu na odmienne długości fal. W związku z tym zarówno nakładanie czasowe, jak i przestrzenne wiązek pompy i Stokesa odbywa się poprzez wprowadzanie danych przez użytkownika w GUI.
    3. Wyregulować zewnętrzny peryskop (dwa ostatnie lustra układu), aby wycentrować przestrzennie nałożone dwa lasery na lustra głowicy skanującej mikroskopu.
    4. Aby uzyskać najlepszą detekcję nielustrzaną (non-descanned) w kierunku przednim CARS, upewnić się, że kondensor jest ustawiony zgodnie z metodą Koehlera (kondensor jest wycentrowany i skupiony na przysłonie w celu uzyskania jednorodnego oświetlenia).
  2. W celu obrazowania konfokalnego immunofluorescencyjnego oraz obrazowania CARS, skonfigurować laser CARS z detektorami nielustrzanymi (NDD) dla obu kierunków (przedniego i epi), wykorzystując mikroskop konfokalny wyposażony w lasery widzialne do obrazowania fluorescencyjnego (Rysunek 2).
  3. Umieścić skrawki w szalce hodowlanej z zakryciem (dla mikroskopii odwróconej), dodać PBS, aby zapobiec wysychaniu tkanki oraz położyć szklany obciążnik, aby utrzymać tkankę blisko zakrycia.
  4. Wykonac stosy z-stacków lub pojedyncze obrazy przy użyciu obiektywu wodnego z korekcją podczerwoną 60X, 1.2 NA, który służy do zbierania sygnału CARS w kierunku epi, oraz poprzez kondensor 0.55 NA w kierunku przednim, w celu obrazowania obszarów mózgu, takich jak przyśrodkowe jądro ciała trapezyjnego (MNTB).
    1. Wykonać obrazy CARS przy mocy pompy/sondy około 600 mW i Stokesa 300 mW, korzystając z GUI lasera CARS. Wartości mocy laserów są mierzone wewnętrznie przez system. Moce obu laserów w miejscu próbki wynoszą mniej niż 25 mW i są bezpieczne dla próbki tkanki.
    2. Nałożyć na siebie wiązki pompy i Stokesa przestrzennie i czasowo. Nastroić OPO na 797.2 nm. Daje to długość fali CARS wynoszącą 650 nm. Ze względu na wyższy poziom energii, wynikający powrót do stanu podstawowego jest anty-Stokesowski (przesunięty w stronę niebieską) względem wzbudzenia.
    3. Zarejestrować sygnał CARS w detektorach nielustrzanych epi lub przednich, używając filtrów przepustowych (640-680 nm), a następnie przeprowadzić sekwencyjną detekcję znacznika immunofluorescencyjnego (w tym przypadku fluorescencyjnie znakowanego Nissla).
      UWAGA: Marker somy neuronalnej Nissla nie jest wyłapywany przez filtr przepustowy CARS 640-680 nm, co umożliwia połączenie obrazowania fluorescencyjnego i CARS na przedstawionych poniżej obrazach.
    4. CARS i fluorescencja nie korzystają ze wspólnych PMT. Użyć tych ustawień dla optymalnego sygnału lipidowego, aby selektywnie obrazować mielinizację w obszarze mózgu.
      OSTRZEŻENIE: Chronić użytkownika przed wiązką laserową.
  5. Zapisywać obrazy jako pliki .oib, które mogą zostać zaimportowane do programu do analizy obrazów w celu dalszej kwantyfikacji (Rysunek 3).

Schemat układu CARS przedstawiający łącznik laserów, PMT i obiektywy dla nieliniowej mikroskopii optycznej.
Rysunek 2: Schemat urządzenia CARS przedstawiający lasery CARS (czerwone strzałki) oraz detekcję epi i przednią typu non-descanned (NDD) wbudowane w konfokalny skaner laserowy. W trybie przedniego NDD rejestrujemy sygnał CARS dla wiązań C-H (ciemnoczerwone strzałki) oraz SHG (generację drugiej harmonicznej) przy 515 nm (pomarańczowa strzałka). W trybie epi NDD rejestrujemy sygnał CARS dla wiązań C-H (ciemnoczerwone strzałki) oraz autofluorescencję 2PE (dwufotonową emisję) (jasnoniebieska strzałka). Sekwencyjnie można pozyskać obrazy konfokalne fluorescencji (zielone strzałki dla lasera widzialnego, niebieskie strzałki dla detekcji konfokalnej). Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Obrazy z mikroskopii Nissla i CARS porównujące struktury neuronów u świstaka i myszy, analiza projekcji z.
Rycina 3: CARS pozwala na obrazowanie mieliny (magenta) w tkance mózgowej (pień mózgu), umożliwiając jednocześnie obrazowanie barwienia Nissla (cyjan) lub markerów fluorescencyjnych. Dwa panele przedstawiają reprezentatywne wyniki z mózgu świstaka mongolskiego (pojedynczy obraz M. unguiculatus, Rycina 3A,C,E) oraz myszy (maksymalna projekcja stosu z M. musculus, Rycina 2B,D,F), co wskazuje, że technika ta może być stosowana u różnych gatunków. Rycina 3A,B przedstawia barwienie Nissla w kolorze cyjan, C,D pokazują sygnał CARS w kolorze magenta, a E,F łączą sygnały Nissla i CARS dla odpowiednio świstaka i myszy. Oba zestawy obrazów przedstawiają przekrój jądra przyśrodkowego ciała trapezoideum (MNTB) w pniu mózgu. Neurony w MNTB otrzymują sygnały z silnie zmielinizowanych aksonów, które kończą się w kaliksie Held, będącym rodzajem gigantycznej synapsy27. Pasek skali wynosi 20 µm. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tej ryciny.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Jedną z największych zalet mikroskopii CARS nad innymi technikami jest kompatybilność z obrazowaniem fluorescencyjnym23. Rysunek 1 pokazuje widma CARS w porównaniu do Nissl oznaczone markerem immunofluorescencyjnym, wykazujące niewielkie/żadne nakładanie się widm. Rysunek 2 ilustruje zestaw laserowy dla CARS w połączeniu z mikroskopią konfokalną. Rysunek 3 przedstawia dwa reprezentatywne obrazy, jeden jako poj...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Coraz więcej literatury podkreśla rolę mieliny w funkcjonowaniu mózgu 13,16,21,28. Co więcej, wiemy, że grubość mielinizacji i wzorzec mielinizacji mogą się zmieniać w kilku stanach neurologicznych, takich jak stwardnienie rozsiane (omówione w29), starzenie się (omówione w30), autyzm20,31 ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

Obsługiwane przez NIH R01 DC 17924, R01 DC 18401 (Klug), oraz NIH 1R15HD105231-01, T32DC012280, oraz FRAXA (McCullagh). Obrazowanie CARS zostało przeprowadzone w Advanced Light Microscopy Core w Centrum Neurotechnologii na University of Colorado Anschutz Medical Campus, wspieranym częściowo przez NIH P30 NS048154 i NIH P30 DK116073.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
< silny> znieczulający: < / mocny>
1 ml jednorazowa strzykawka z igłą 27 GA x 0,5 "Exel int260040
Śmiertelny +Vortech
Surgery: < / mocne>
Nożyczki sprężynowe - 8mm Cutting EdgeFine Science Tools15024-10
Pęseta standardowaFine Science Tools11027-12
Perfuzja:
4% ParaformaldehyduFisher ChemicalSF994 (CS)
Cienkie nożyczki - SharpFine Science Tools14063-11
Hemostatyki Kelly'egoFine Science Tools13019-14
Millipore H2O
Końcówka igły, precyzyjny ślizg 23 GA x 1"BD305193
Sól fizjologiczna buforowana fosforanami (PBS):
Chlorek potasuSigmaP9333
Monobazowa pompa fosforanu potasuSigmaP5655
o zmiennym przepływie lub równoważna
Chlorek soduFisher Chemicals271-1
Dwuzasadowy fosforan soduSigmaS7907
Rozwarstwienie:
50 mL fiolka z 4% PFA
Bochem Chemical Spoon 180mmBochem230331000
Fine Scissors - SharpFine Science Tools14063-11
Noyes Nożyczki sprężynoweNarzędzia do nauki15011-12
Para cienkich (Graefe) pęsetFine Science Tools11050-10
Płytka szklana lub plastikowa taca, około 10" x 10"
Pęseta standardowaFine Science Tools11027-12
Nożyczki chirurgiczne - BluntFine Science Narzędzia14000-20
Krojenie: < / strong>
Agar, roślinaRPI9002-18-0
VibratomeLeicaVT1000s płytka wiertnicza
Alkalia Sci.TPN1048-NT
strong>Barwienie: < / strong>
AB Media:1 n 1,000 ml miliporów H2< / sub>O
Buforowane fosforanem (PB):
Monobase fosforanu potasuSigmaP5655
Dwuzasadowy fosforan soduSigmaS7907
BSA (Albumina surowicy bydlęcej)Sigma life scienceA2153-100g
Chlorek soduFisher Chemicals271-1
Triton X-100Sigma - Aldrichx100-500ml
Nissl 435/455InvitrogenN21479
SAMOCHODY:
APE  pikoszmaragdowy laserAngewandte Physik & Elektronik 
Filtr pasmowo-przepustowy GmbH (420-520 nm)Filtr pasmowo-przepustowy Chroma TechnologyHQ470/100m-2P
(500-530 nm)Filtry pasmowo-przepustowe Chroma TechnologyHQ515/30m-2P
(640-680 nm)Chroma TechnologyHQ660/40m-2P
Mikroskop konfokalnyOlympusFV1000
Pipeta transferowaFisher13-711-7M
dichroiczny longpass 565 nmChroma Technology565dcxr
dichroiczny longpass 585 nmChroma Technology585dcxr
dichroiczny shortpass 750 nmChroma TechnologyT750spxrxt
szklane naczynie hodowlaneMatTekP35G-0-10-C
ciężarek (pręt boro 10 mm x 10 mm)Allen Scientific Wielofotonowy
680 nmTechnologia ChromaET680sp-2p8
PBS
< szklany krótkoprzepustowy filtr emisyjny Glass Inc

Bibliografia

  1. Cole, K., Curtis, H. Electric impedance of the squid giant axon during activity. The Journal of General Physiology. 22 (5), 649-670 (1939).
  2. Cole, K. S., Curtis, H. J. Membrane potential of the squid giant axon during current flow. Journal of General Physiology. 24 (4), 551-563 (1941).
  3. Alcami, P., El Hady, A. Axonal computations. Frontiers in Cellular Neuroscience. 13, 413(2019).
  4. Neumann, E., Nachmansohn, D. Nerve excitability-Toward an integrating concept. Aharon Katzir Memorial Volume. , 99-166 (1975).
  5. Waxman, S. G. Integrative properties and design principles of axons. International Review of Neurobiology. 18, 1-40 (1975).
  6. Fitzhugh, R. Computation of impulse initiation and saltatory conduction in a myelinated nerve fiber. Biophysical Journal. 2 (1), 11-21 (1962).
  7. Zalc, B. The acquisition of myelin: a success story. Novartis Foundation Symposium. 276, 275-281 (2006).
  8. Salzer, J. L., Zalc, B. Myelination. Current Biology. 26 (20), 971-975 (2016).
  9. Boullerne, A. I. The history of myelin. Experimental Neurology. 283, 431-445 (2016).
  10. Kuhn, S., Gritti, L., Crooks, D., Dombrowski, Y. Oligodendrocytes in development, myelin generation and beyond. Cells. 8 (11), 1424(2019).
  11. Saab, A. S., Nave, K. -A. Myelin dynamics: protecting and shaping neuronal functions. Current Opinion in Neurobiology. 47, 104-112 (2017).
  12. Chomiak, T., Hu, B. What is the optimal value of the g-Ratio for myelinated fibers in the rat CNS? A theoretical approach. PLOS ONE. 4 (11), 7754(2009).
  13. Ford, M. C., et al. Tuning of Ranvier node and internode properties in myelinated axons to adjust action potential timing. Nature Communications. 6, 8073(2015).
  14. Stange-Marten, A., et al. Input timing for spatial processing is precisely tuned via constant synaptic delays and myelination patterns in the auditory brainstem. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (24), 4851-4858 (2017).
  15. Bu, J., Banki, A., Wu, Q., Nishiyama, A. Increased NG2+ glial cell proliferation and oligodendrocyte generation in the hypomyelinating mutant shiverer. Glia. 48 (1), 51-63 (2004).
  16. Pacey, L. K. K., et al. Delayed myelination in a mouse model of fragile X syndrome. Human Molecular Genetics. 22 (19), 3920-3930 (2013).
  17. Green, A. J., et al. Clemastine fumarate as a remyelinating therapy for multiple sclerosis (ReBUILD): a randomised, controlled, double-blind, crossover trial. Lancet. 390 (10111), London, England. 2481-2489 (2017).
  18. Jeon, S. J., Ryu, J. H., Bahn, G. H. Altered translational control of fragile X mental retardation protein on myelin proteins in neuropsychiatric disorders. Biomolecules & Therapeutics. 25 (3), 231-238 (2017).
  19. Barak, B., et al. Neuronal deletion of Gtf2i, associated with Williams syndrome, causes behavioral and myelin alterations rescuable by a remyelinating drug. Nature Neuroscience. 22 (5), 700-708 (2019).
  20. Phan, B. N., et al. A myelin-related transcriptomic profile is shared by Pitt-Hopkins syndrome models and human autism spectrum disorder. Nature Neuroscience. 23 (3), 375-385 (2020).
  21. Lucas, A., Poleg, S., Klug, A., McCullagh, E. A. Myelination deficits in the auditory brainstem of a mouse model of fragile X syndrome. Frontiers in Neuroscience. 15, 1536(2021).
  22. Wang, H., Fu, Y., Zickmund, P., Shi, R., Cheng, J. -X. Coherent anti-stokes raman scattering imaging of axonal myelin in live spinal ttissues. Biophysical Journal. 89 (1), 581-591 (2005).
  23. Kim, S. -H., et al. Multiplex coherent anti-stokes raman spectroscopy images intact atheromatous lesions and concomitantly identifies distinct chemical profiles of atherosclerotic lipids. Circulation Research. 106 (8), 1332-1341 (2010).
  24. Gage, G. J., Kipke, D. R., Shain, W. Whole animal perfusion fixation for rodents. Journal of Visualized Experiments. (65), e3564(2012).
  25. Tu, L., et al. Free-floating Immunostaining of Mouse Brains. Journal of Visualized Experiments. (176), e62876(2021).
  26. Fluorescence SpectraViewer. , Available from: https://www.thermofisher.com/order/fluorescence-spectraviewer (2022).
  27. Held, H. Die centrale gehörleitung. Arch Anat Physiol Anat Abt. 17, 201-248 (1893).
  28. Sherman, D. L., Brophy, P. J. Mechanisms of axon ensheathment and myelin growth. Nature Reviews Neuroscience. 6 (9), 683-690 (2005).
  29. Gruchot, J., et al. The molecular basis for remyelination failure in multiple sclerosis. Cells. 8 (8), 825(2019).
  30. Rivera, A. D., et al. Epidermal growth factor pathway in the age-related decline of oligodendrocyte regeneration. Frontiers in Cellular Neuroscience. 16, 838007(2022).
  31. Kútna, V., O'Leary, V. B., Hoschl, C., Ovsepian, S. V. Cerebellar demyelination and neurodegeneration associated with mTORC1 hyperactivity may contribute to the developmental onset of autism-like neurobehavioral phenotype in a rat model. Autism Research: Official Journal of the International Society for Autism Research. 15 (5), 791-805 (2022).
  32. Ozsvár, A., et al. Quantitative analysis of lipid debris accumulation caused by cuprizone induced myelin degradation in different CNS areas. Brain Research Bulletin. 137, 277-284 (2018).
  33. Prineas, J. W., Graham, J. S. Multiple sclerosis: capping of surface immunoglobulin G on macrophages engaged in myelin breakdown. Annals of Neurology. 10 (2), 149-158 (1981).
  34. Bégin, S., et al. Automated method for the segmentation and morphometry of nerve fibers in large-scale CARS images of spinal cord tissue. Biomedical Optics Express. 5 (12), 4145-4161 (2014).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

obrazowanie CARSobrazowanie mielinyanaliza mielinizacjikwantyfikacja lipidówmikroskopia immunofluorescencyjnaobrazowanie konfokalnemikroskopia elektronowaschorzenia neurologiczne
Zastosowanie koherentnej antystokesowskiej spektroskopii Ramana (CARS) do obrazowania mielinizacji w wycinkach mózgu
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.