Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Pozytonowa tomografia emisyjna serca o wysokiej rozdzielczości/tomografia komputerowa dla małych zwierząt

4K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64066

⸱

16 grudnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CNR Institute of Clinical Physiology, 2Sant’Anna School of Advanced Studies, 3Fondazione Regione Toscana/CNR “G. Monasterio”

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj prezentujemy eksperymentalny protokół obrazowania do ilościowego oznaczania funkcji i morfologii serca za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości dla małych zwierząt. Pod uwagę brane są zarówno myszy, jak i szczury, omawiając różne wymagania dotyczące środków kontrastowych w tomografii komputerowej dla tych dwóch gatunków.

Streszczenie

Pozytonowa tomografia emisyjna (PET) i tomografia komputerowa (CT) są jednymi z najczęściej stosowanych technik obrazowania diagnostycznego i obie służą do zrozumienia funkcji serca i metabolizmu. W badaniach przedklinicznych stosuje się dedykowane skanery o wysokiej czułości i wysokiej rozdzielczości czasoprzestrzennej, zaprojektowane tak, aby sprostać wysokim wymaganiom technologicznym stawianym przez mały rozmiar serca i bardzo wysokie tętno myszy i szczurów. W artykule opisano bimodalny protokół obrazowania serca PET/CT dla eksperymentalnych mysich i/lub szczurzych modeli chorób serca, od przygotowania zwierząt oraz akwizycji i rekonstrukcji obrazu po przetwarzanie i wizualizację obrazu.

W szczególności, 18znakowanych F fluorodeoksyglukozy ([18F]fdg)-PET pozwala na pomiar i wizualizację metabolizmu glukozy w różnych segmentach lewej komory (LV). Mapy biegunowe są wygodnymi narzędziami do wyświetlania tych informacji. Część TK składa się z czasowo-rozdzielczej rekonstrukcji 3D całego serca (4D-CT) przy użyciu retrospektywnego bramkowania bez elektrokardiografii (EKG), co pozwala na morfofunkcjonalną ocenę lewej komory i późniejsze określenie ilościowe najważniejszych parametrów funkcji serca, takich jak frakcja wyrzutowa (EF) i objętość wyrzutowa (SV). Korzystając ze zintegrowanego skanera PET/CT, protokół ten może być wykonywany w ramach tej samej indukcji znieczulenia bez konieczności zmiany pozycji zwierzęcia między różnymi skanerami. W związku z tym PET/CT może być postrzegane jako kompleksowe narzędzie do morfofunkcjonalnej i metabolicznej oceny serca w kilku małych zwierzęcych modelach chorób serca.

Wprowadzenie

Małe modele zwierzęce są niezwykle ważne dla lepszego zrozumienia chorób sercowo-naczyniowych1,2. Nieinwazyjne narzędzia do diagnostyki obrazowej zrewolucjonizowały sposób, w jaki patrzymy na czynność serca w ostatnich dziesięcioleciach, zarówno w warunkach klinicznych, jak i przedklinicznych. Jeśli chodzi o małe zwierzęce modele chorób serca, opracowano specjalne narzędzia obrazowania o bardzo wysokiej rozdzielczości czasoprzestrzennej. W związku z tym takie instrumenty mogą zaspokoić potrzebę dokładnej kwantyfikacji istotnych parametrów metabolicznych i kinetycznych mięśnia sercowego na bardzo małych i bardzo szybko poruszających się sercach myszy i szczurów w określonych modelach chorób, takich jak niewydolność serca (HF)3 lub zawał mięśnia sercowego (MI)4. W tym celu dostępnych jest kilka modalności, z których każda ma swoje mocne i słabe strony. Obrazowanie ultrasonograficzne (US) jest najczęściej stosowaną metodą ze względu na dużą elastyczność, bardzo wysoką rozdzielczość czasową i stosunkowo niski koszt. Zastosowanie amerykańskiego obrazowania serca u małych zwierząt znacznie wzrosło od czasu pojawienia się systemów wykorzystujących sondy o ultrawysokiej częstotliwości5,6, o rozdzielczościach przestrzennych poniżej 50 μm.

Wśród głównych wad US dla w pełni trójwymiarowego obrazowania serca jest konieczność liniowego skanowania wzdłuż osi serca poprzez zamontowanie sondy na zmotoryzowanym stoliku translacyjnym w celu stworzenia pełnego stosu dynamicznych obrazów całego serca w trybie B7. Ostatecznie procedura ta prowadzi (po dokładnej rejestracji przestrzennej i czasowej obrazów uzyskanych w każdej pozycji sondy) do uzyskania obrazu 4D o różnych rozdzielczościach przestrzennych między kierunkiem w płaszczyźnie i poza nią. Ten sam problem niejednorodnej rozdzielczości przestrzennej występuje w MR serca (CMR), 8, który nadal stanowi złoty standard w funkcjonalnym obrazowaniu serca. Prawdziwe izotropowe obrazowanie 3D można uzyskać zarówno za pomocą tomografii komputerowej (CT), jak i pozytonowej tomografii emisyjnej (PET)9. PET zapewnia bardzo czułe narzędzie pod względem sygnału obrazu na ilość wstrzykniętej sondy (w zakresie nanomolowym), mimo że cierpi z powodu zmniejszonej rozdzielczości przestrzennej w porównaniu z CT, MR lub US. Główną zaletą PET jest jego zdolność do ukazywania mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw patofizjologii narządu. Na przykład skan PET po wstrzyknięciu [18F]FDG pozwala na odtworzenie mapy 3D metabolizmu glukozy w organizmie. Łącząc to z dynamicznym (tj. czasowo-rozdzielczym) pozyskiwaniem danych, modelowanie kinetyczne znacznika może być wykorzystane do obliczenia map parametrycznych tempa metabolicznego wychwytu glukozy (MRGlu), które dostarczą ważnych informacji na temat żywotności mięśnia sercowego10.

CT wymaga znacznych ilości zewnętrznych środków kontrastowych (CA) w wysokich stężeniach (do 400 mg jodu na ml), aby zapewnić mierzalne wzmocnienie odpowiednich składników tkankowych (np. krew vs. mięśnie), ale wyróżnia się rozdzielczością przestrzenną i czasową, zwłaszcza przy użyciu najnowocześniejszych mikrotomografów komputerowych przeznaczonych do obrazowania małych zwierząt. 11 Typowym modelem choroby, w którym można zastosować PET/CT serca, jest eksperymentalna ocena zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca oraz związanej z tym odpowiedzi na terapię. Powszechnym sposobem wywoływania zawału mięśnia sercowego u małych zwierząt jest chirurgiczne podwiązanie lewej przedniej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD)12,13, a następnie podłużna ocena postępu choroby i przebudowy serca w kolejnych dniach4. Niemniej jednak ilościowa ocena morfofunkcjonalna serca u małych zwierząt ma szerokie zastosowanie również w innych modelach chorób, takich jak ocena wpływu starzenia się na czynność serca14 lub zmieniona ekspresja receptora w modelach otyłości15. Przedstawiony protokół obrazowania nie jest ograniczony do żadnego konkretnego modelu choroby, a zatem może być przedmiotem największego zainteresowania w kilku kontekstach badań przedklinicznych z małymi gryzoniami.

W tym artykule przedstawiamy kompleksowy protokół eksperymentalny dla obrazowania serca za pomocą zintegrowanego PET/CT dla małych zwierząt. Mimo że prezentowany protokół jest przeznaczony dla specyficznego bimodalnego skanera zintegrowanego, części PET i CT opisanej procedury mogą być wykonywane niezależnie na oddzielnych skanerach różnych producentów. W używanym skanerze PET/CT sekwencja operacji jest zorganizowana w zaprogramowanym przepływie pracy. Głównymi gałęziami każdego przepływu pracy są co najmniej jeden protokół akwizycji; Każdy protokół pozyskiwania może mieć jedną lub więcej gałęzi dla określonych protokołów przetwarzania wstępnego, a z kolei każdy protokół przetwarzania wstępnego może mieć jedną lub więcej gałęzi dla określonych protokołów rekonstrukcji. Opisano zarówno przygotowanie zwierzęcia na łóżku obrazowym, jak i przygotowanie środków zewnętrznych, które mają być wstrzykiwane podczas procedur obrazowania. Po zakończeniu procedury akwizycji obrazu przedstawiono przykładowe procedury ilościowej analizy obrazu w oparciu o powszechnie dostępne narzędzia programowe. Główny protokół jest specjalnie zaprojektowany dla modeli myszy; Mimo że mysz pozostaje najczęściej używanym gatunkiem w tej dziedzinie, pokazujemy również adaptację protokołu do obrazowania szczurów na końcu głównego protokołu. Reprezentatywne wyniki przedstawiono zarówno dla myszy, jak i szczurów, demonstrując rodzaj wyników, których można się spodziewać po opisanych procedurach. Na końcu tego artykułu znajduje się dokładna dyskusja, aby podkreślić zalety i wady tej techniki, punkty krytyczne, a także to, w jaki sposób różne radioznaczniki PET mogą być używane prawie bez modyfikacji etapów przygotowawczych i akwizycji/rekonstrukcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Doświadczenia na zwierzętach przeprowadzono zgodnie z zaleceniami zawartymi w Guide for the Care and Use of Laboratory Animals oraz Międzynarodowymi Wytycznymi dotyczącymi obchodzenia się ze zwierzętami laboratoryjnymi, zgodnie z wymogami dyrektyw europejskich (Dyrektywa 86/609/EWG z 1986 r. oraz Dyrektywa 2010/63/UE) oraz prawem włoskim (D.Lgs. 26/2014).

1. Konfiguracja protokołów obrazowania PET/CT oraz przepływu pracy

UWAGA: Przedstawiony tutaj protokół został opracowany specjalnie do obrazowania serca w modelach mysich. Praca ze szczurami może wymagać pewnych modyfikacji aktualnego protokołu, głównie ze względu na większy rozmiar zwierzęcia (jest ono mniej więcej 10 razy cięższe). Modyfikacje dotyczące obrazowania szczurów są określone w poszczególnych krokach; jeśli nie wspomniano o żadnych modyfikacjach, można zastosować te same kroki, co w przypadku obrazowania myszy.

  1. Otwórz graficzny interfejs użytkownika (GUI) skanera PET/CT (patrz Tabela materiałów) i opracować zestaw nowych protokołów (obejmujących parametry akwizycji danych, przetwarzania wstępnego i rekonstrukcji obrazu): (i) a dynamiczne badanie PET, (ii) a tomografia komputerowa niskodawkowa do korekcji tłumienia (CTAC) bez środka kontrastowego oraz (iii) a badanie Cine-CT z kontrastem.
    UWAGA: Tworzenie nowych protokołów (tj. konkretnych instrukcji oprogramowania dla tomografu) dla faz akwizycji, preprocessingu i rekonstrukcji jest prostym procesem; w przypadku wystąpienia problemów użytkownik może znaleźć bardziej szczegółowe informacje w instrukcji obsługi GUI.
    1. W celu wykonania skanu PET otwórz Protokół karta skanera (GUI) i utwórz trzy nowe protokoły (dla pozyskiwanie, przetwarzanie wstępne, i rekonstrukcja) z następującymi parametrami:
      1. Dla akwizycja protokół: zestaw całkowity czas skanowania 3 600 s i pozycja na jednym łóżkuZapisz ten protokół pod odpowiednią nazwą, aby móc go później zaimportować do schematu pracy. Postąp w ten sam sposób z wszystkimi kolejnymi protokołami w następujących punktach.
      2. Dla przetwarzanie wstępne protokół dla myszwybierz a okno energetyczne (EW) 250–750 keV oraz włączyć następujące poprawki: rozpad promieniotwórczy, przypadkowe koincydencjei czas martwyUstaw protokół ramowania (tj. dynamiczny podział surowych danych) w następujący sposób: 8 x 5 s, 8 x 10 s, 3 x 40 s, 2 x 60 s, 2 x 120 s, 10 x 300 s (= 3 600 s). Dla szczur, wybierz a okno energetyczne 350–750 keV (EW), stosując tę samą ramkę co w protokole dla myszy.
      3. Dla rekonstrukcja protokół: wybierz wysokiej jakości algorytm 3D Ordered Subset Expectation Maximization oparty na metodzie Monte Carlo (3D-OSEM-MC) algorytmz 8 podzbiorów i 8 iteracjiz normalizacja, korekcja ilościowa, i Korekcja tłumienia w tomografii komputerowej (CT) Włączono.
    2. Dla niskodawkowej tomografii komputerowej (CT) w celu korekcji atenuacji (CTAC), należy zastosować następujące parametry:
      1. Dla pozyskiwanie protokół: pojedyncza klatka, pojedyncza pozycja stołu, pełny skan; ustawienia lampy: 80 kV, niski prąd (niska dawka); 576 projekcji w ramach 360°, z 34 ms czasu ekspozycji na widok (czas skanowania 20 s); typ obrotu: ciągły, tryb czułości: wysoka czułość.
      2. Dla przetwarzanie wstępne protokół: 240 µm rozmiar woksela, FOV poprzeczne: szczur, FOV osiowe: 100%.
      3. Dla rekonstrukcja protokół: okno filtrowania: wygładzanie, rozmiar woksela: standardowy, włączyć utwardzanie wiązki i prekorekcja pierścieniawyłączyć korekcję artefaktów pierścieniowych.
    3. Dla badania CT z kontrastem w trybie bramkowania należy stworzyć trzy nowe protokoły (dla pozyskiwanie danych, przetwarzanie wstępne, i rekonstrukcja) z następującymi ustawieniami:
      1. Dla pozyskiwanie danych protokół dla myszzestaw pojedyncza klatka, jedna pozycja stołu, pełny skan; parametry lampy: 65 kV, pełny prąd (niski poziom szumów); 8 000 projekcji w ramach 360°, z czas ekspozycji 15 ms na widok (czas skanowania 120 s); typ obrotu: ciągły, tryb czułości: wysoka czułośćDla szczurskonfiguruj parametry protokołu akwizycji w następujący sposób: napięcie lampy 80 kV, ponad 16 000 rzutów 360°z czas ekspozycji 12 ms na widok (czas skanowania 192 s).
      2. Dla przetwarzanie wstępne protokół dla myszy: wybór 120 µm rozmiar woksela; poprzeczne pole widzenia (FOV): mysz; osiowe FOV: 50%Dla szczurwybierz a 240 µm rozmiar woksela; poprzeczne pole widzenia (FOV): szczur; osiowe FOV: 50%.
      3. Dla rekonstrukcja protokół: okna filtrowania: wygładzanie, rozmiar woksela: standardowywłącz utwardzanie wiązki i prekorekcja pierścieniawyłącz korekcję artefaktów pierścieniowych.
    4. Otwórz Przebieg pracy zakładkę w interfejsie graficznym użytkownika (GUI) i utwórz nowy przepływ pracy, dodając nowo utworzone protokoły: kroki 1.1.1.1–1.1.1.3 dla PET, kroki 1.1.2.1–1.1.2.3 dla CTAC oraz kroki 1.1.3.1–1.1.3.3 dla CT z bramkowaniem, w podanej kolejności. W obu przypadkach należy upewnić się, że protokoły są zagnieżdżone w następującej kolejności: Akwizycja | Przetwarzanie wstępne | Rekonstrukcja.
      UWAGA: Dynamiczne ramki PET z określoną długością trwania

2. Przygotowanie zwierząt do obrazowania PET/CT

UWAGA: W niniejszym protokole wszystkie zwierzęta były głodzone przez noc.

  1. Znieczulić mysz, stosując początkowo 3%-4% (v/v) izofluranu w komorze indukcyjnej, a następnie podtrzymać znieczulenie stężeniem 1%-2% (v/v) izofluranu.
  2. Zważyć mysz i zmierzyć poziom glikemii podstawowej, aby monitorować stan zwierzęcia. W celu pobrania wymaganej próbki krwi użyć ostrych nożyczek, wykonać niewielkie nacięcie na końcówce ogona, a następnie delikatnie masować ogon, aby zebrać kroplę krwi (~1 µL) bezpośrednio na pasek testowy.
  3. Przystąpić do wprowadzenia dostępu żylnego na poziomie żyły ogonowej, używając igły motylkowej 29 G dla myszy oraz 24 G dla szczura.
    1. W celu wykonania techniki kaniulacji zastosować jednoczesne ogrzewanie (zazwyczaj pod lampą grzewczą) oraz dezynfekcję miejsca wkłucia igły w celu rozszerzenia żyły. Po kaniulacji przymocować igłę motylkową do ogona za pomocą jedwabnej wstążki, aby utrzymać ją na miejscu podczas procedury.
      UWAGA: W badaniach z użyciem [18F]FDG wymagane jest postenie. Różne znaczniki mogą wymagać innego przygotowania zwierząt, jednak szczegółowa dyskusja na ten temat wykracza poza zakres niniejszego protokołu. W przypadku [18F]FDG pominięcie postu prowadzi do zupełnie innego rozkładu biodystrybucji znacznika16.
  4. Włączyć system anestezji (izofluran 1%-2%, 0,8 L/min O2 dla myszy i 1-1,2 L/min dla szczura) podłączony do skanera PET-CT i przenieść mysz na stół.
  5. Ułożyć mysz w pozycji grzbietnej, głową do przodu, na stole tomografu PET-CT, umieszczając nos w masce anestezjologicznej i delikatnie mocując głowę myszy do maski za pomocą taśmy klejącej.
  6. Unieruchomić kończyny górne i dolne myszy na stole skanera, aby zapobiec jakimkolwiek mimowolnym ruchom podczas procedur obrazowania, które mogłyby prowadzić do powstania artefaktów ruchowych.
  7. Monitorować temperaturę ciała oraz częstotliwość oddechów, stosując odpowiednio sondę rektalną i poduszkę oddechową.

3. Przygotowanie dawki znacznika PET

  1. W przypadku myszy, pobierz 10 MBq [18F]FDG w objętości 100-150 µL za pomocą strzykawki insulinowej (1 mL). W przypadku szczurów pobierz wyższą dawkę 15 MBq w 0,20-0,25 mL.
    UWAGA: Należy unikać stosowania wyższej aktywności, ponieważ skaner PET omówiony w niniejszym protokole charakteryzuje się bardzo wysoką czułością i wymaga jedynie niewielkiej aktywności do uzyskania wysokiej jakości obrazów.
  2. Jeśli pierwotne stężenie znacznika w fiolce jest zbyt wysokie, użyj roztworu fizjologicznego (0,9% w/v NaCl), aby rozcieńczyć dawkę znacznika do stężenia 50-100 MBq/mL.
  3. Użyj kalibratora dawek PET, aby zmierzyć rzeczywistą aktywność w strzykawce. Zanotuj aktywność przed wstrzyknięciem oraz czas pomiaru, ponieważ wartości te zostaną później wprowadzone w odpowiednich modułach interfejsu graficznego (GUI) skanera PET.

4. Przygotowanie środka kontrastowego do CT

  1. Nabrać do strzykawki 1 mL środka kontrastowego w postaci jodowanej emulsji lipidowej w ilości 0,2 mL na 20 g masy ciała myszy. W przypadku cięższych myszy ograniczyć objętość iniekcji do 0,5 mL środka kontrastowego. W przypadku stosowania iomeprolu ustawić szybkość iniekcji dla myszy na 10 mL/h (~0,17 mL/min) i ograniczyć objętość iniekcji do 0,5 mL.
    1. W przypadku szczurów nabrać do strzykawki 5 mL iomeprol w ilości 2,3-3 mL, rozcieńczony do stężenia 200 mg/mL.
      UWAGA: Jeśli środek kontrastowy w formie emulsji lipidowej dla małych zwierząt jest niedostępny, można zastosować iomeprol przy ciągłej iniekcji za pomocą pompy strzykawkowej, zgodnie z opisem poniżej.
    2. Podłączyć strzykawkę do pompy strzykawkowej i ustawić pompę zgodnie z rzeczywistym rozmiarem i średnicą strzykawki.
    3. Podłączyć strzykawkę do drenu i igły do podawania środka kontrastowego, a następnie wypełnić dren środkiem kontrastowym.
    4. Ustawić szybkość iniekcji na 24 mL/h (= 0,4 mL/min), ograniczając iniekcję do maksymalnej objętości 2 mL.
      UWAGA: U szczurów możliwe jest również zastosowanie środka kontrastowego do obrazowania puli krwi opartego na jodowanej emulsji lipidowej, pomimo stosunkowo wysokiego kosztu tej procedury ze względu na większą objętość pojedynczej iniekcji. Jeśli preferowana jest ta opcja (np. w celu uproszczenia protokołu poprzez rezygnację z pompy strzykawkowej), można zastosować następującą procedurę:
  2. Nabrać do strzykawki 5 mL środka kontrastowego w postaci jodowanej emulsji lipidowej w ilości 7,5 mL na kg masy ciała. W przypadku cięższych szczurów objętość iniekcji należy również ograniczyć do 2 mL środka kontrastowego.

5. Ustawienie zwierzęcia i operacje wstępne przed obrazowaniem

  1. Po unieruchomieniu zwierzęcia na stole do obrazowania, utwórz nowe badanie w interfejsie graficznym (GUI) tomografu. Wprowadź identyfikator nazwy badania w module Study name i wybierz z menu rozwijanego wcześniej zapisany schemat obrazowania.
  2. Wybierz odpowiednią część anatomiczną w sekcji Animal/Specimen information | Anatomical part | Cardiac oraz pozycję zwierzęcia w Animal/Specimen information | Positioning | Supine/Head first. Wpisz masę zwierzęcia w gramach w odpowiednim module: Animal/Specimen information | Animal weight.
    UWAGA: Wszystkie pozostałe informacje w tej sekcji są opcjonalne, jednak warto podać jak najwięcej z żądanych danych, aby znalazły się one w nagłówku DICOM obrazów rekonstrukcyjnych, co ułatwi późniejsze przeszukiwanie danych.
  3. Wybierz radionuklid w PET Scan information | F18 dla badań z użyciem [18F]FDG oraz innych związków znakowanych 18F; zmień tę opcję w przypadku użycia innych tracerów (np. [13N]NH3). Wpisz również nazwę tracera w module PET Scan information | Tracer name, ponieważ nazwa ta zostanie zapisana w nagłówku DICOM po zakończeniu rekonstrukcji obrazu.
    UWAGA: Informacje o czasie wstrzyknięcia tracera, aktywności i objętości są obowiązkowe, ale mogą zostać wprowadzone później, podczas akwizycji PET.
  4. W sekcji CT scan information wpisz wszystkie dostępne informacje dotyczące środka kontrastowego.
    UWAGA: Wszystkie te informacje są opcjonalne, ale ich podanie może ułatwić późniejsze przeszukiwanie danych.
  5. Naciśnij Perform scan i poczekaj na otwarcie kolejnej karty GUI, która umożliwi ustawienie pozycji zwierzęcia oraz specyfikację pozostałych opcji skanowania.
  6. Wybierz typ kalibracji CT w CT calibration | Use default CT calibration.
  7. W sekcji Study preparation wybierz każdy protokół skanowania z menu rozwijanego i zaznacz pole Wait for user confirmation before this scan.
    UWAGA: Ten krok jest bardzo ważny, ponieważ wprowadzi skaner w stan oczekiwania na potwierdzenie użytkownika przed rozpoczęciem odpowiedniej fazy akwizycji. W przypadku skanowania PET pozwoli to na synchronizację wstrzyknięcia tracera z faktycznym startem skanowania PET; w przypadku skanowania CTAC pozwoli użytkownikowi zamknąć pokrywę (osłonę) przed emisją promieni X podczas tomografii komputerowej (badanie zostanie automatycznie przerwane, jeśli pokrywa pozostanie otwarta przed startem skanowania CT); w przypadku skanowania Cine-CT przerwa ta umożliwi użytkownikowi zainicjowanie protokołu infuzji CA i skanowania danych CT z wymaganym opóźnieniem.
  8. W celu ustawienia pozycji zwierzęcia włącz moduł Motor control za pomocą przełącznika w lewym panelu GUI.
    UWAGA: Spowoduje to włączenie laserów centrujących na stole oraz aktywację przycisków ręcznego ustawiania stołu znajdujących się po bokach skanera.
  9. Użyj przycisków ręcznego ustawiania stołu, aby przesunąć klatkę piersiową zwierzęcia na oznaczenia laserowe. Dokładnie sprawdź wyrównanie zwierzęcia zarówno w osi podłużnej, jak i pionowej.
  10. Gdy zwierzę zostanie umieszczone w prawidłowej pozycji zgodnie z laserem centrującym, naciśnij Switch off the laser, aby zapisać aktualną pozycję wyznaczoną laserem, która zostanie przesunięta do centrum skanerów PET i CT podczas odpowiednich faz akwizycji. Następnie wyłącz moduł sterowania silnikiem.

6. Skan PET

  1. Naciśnij Start acquisition, aby przesunąć zwierzę do pola widzenia (FOV) skanera PET. Ogon i kaniula pozostaną poza polem FOV, aby umożliwić wstrzyknięcie znacznika. Skaner pozostanie w spoczynku do momentu naciśnięcia przez użytkownika przycisku Continue.
  2. Przygotuj strzykawkę z odmierzoną, skalibrowaną dawką znacznika PET.
  3. Rozpocznij akwizycję, naciskając przycisk Continue, i rozpocznij wstrzykiwanie znacznika do kaniuli w ciągu 5 s od rozpoczęcia skanowania (Rycina 1).
    UWAGA: Czas trwania wstrzykiwania będzie wynosić ~20-25 s.
  4. Umieść strzykawkę w kalibratorze dawek PET, aby zmierzyć aktywność resztkową w strzykawce. Zanotuj rzeczywistą aktywność oraz czas pomiaru.
  5. W karcie Hardware monitor interfejsu graficznego (GUI) skanera użyj przycisku Update PET tracer info, aby wprowadzić rzeczywisty czas wstrzyknięcia, aktywność i objętość.
  6. Podczas skanowania okresowo sprawdzaj parametry fizjologiczne zwierzęcia.
  7. Podczas skanowania zmierz poziom glikemii zgodnie z opisem w kroku 2.2 w następnych punktach czasowych: 5 min, 20 min, 40 min i 60 min po rozpoczęciu skanowania PET.
  8. Po pomiarze glikemii umieść pasek testowy w liczniku gamma i przeprowadź pomiar aktywności przez 60 s. Zapisz rzeczywisty czas, w którym wykonano pomiar aktywności, i skoryguj go o rozpad promieniotwórczy, przyjmując czas wstrzyknięcia znacznika jako czas referencyjny. Przelicz zapisane wartości aktywności na stężenie aktywności (Bq/mL), przyjmując średnią objętość krwi w pasku testowym do glukozy wynoszącą 1 µL (tj. korzystając z równania [1]):
    Cblood(t) = Ablood(t)/0.001 mL [Bq/mL]    (1)
    gdzie Ablood(t) jest zmierzoną aktywnością próbki krwi w pasku testowym po korekcie o rozpad, wyrażoną w Bq.
    UWAGA: Rozpoczęcie skanowania PET i wstrzyknięcie znacznika mogą być wykonane przez tego samego operatora przy użyciu mobilnego urządzenia sterującego tomografem, umieszczonego na bocznym stole skanera blisko miejsca operatora podczas wstrzykiwania. Dopuszczalne są dłuższe opóźnienia między rozpoczęciem skanowania a początkiem wstrzykiwania, jednak niektóre zrekonstruowane klatki na początku sekwencji dynamicznej pozostaną puste. Zaleca się unikanie opóźnień przekraczających 10 s (co przy obecnym protokole prowadziłoby do powstania dwóch pustych klatek).

Układ obrazowania rezonansem magnetycznym z technikiem przygotowującym próbkę do analizy skanu.
Rysunek 1: Wstrzyknięcie znacznika PET. Operacja ta jest wykonywana bezpośrednio po rozpoczęciu skanu PET. Zwierzę znajduje się w polu widzenia PET (głową do przodu, z ogonem widocznym po stronie operatora). Skrót: PET = pozytonowa tomografia emisyjna. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

7. Tomografia komputerowa (TK)

  1. Przed wstrzyknięciem kontrastu do TK, rozpocznij skan CTAC bezpośrednio po zamknięciu pokrywy skanera i naciśnięciu przycisku Continue w interfejsie GUI. Po zakończeniu tej bardzo krótkiej akwizycji zastosuj poniższe procedury, aby zapewnić odpowiednie wzmocnienie łożyska naczyniowego poprzez wstrzyknięcie kontrastu (CA) przed rozpoczęciem obrazowania, wykorzystując ten sam dostęp naczyniowy, który służył do podania znacznika PET.
    1. Kontrast w postaci jodowanej emulsji lipidowej:
      1. Po zakończeniu skanu CTAC wstrzyknij jodowaną emulsję lipidową za pomocą kaniuli już wprowadzonej do żyły ogonowej myszy. Typowy czas wstrzykiwania wynosi od 30 do 60 s.
      2. Rozpocznij obrazowanie bezpośrednio po zakończeniu wstrzykiwania. Naciśnij Continue w interfejsie GUI skanera, aby rozpocząć akwizycję Cine-CT.
    2. Iomeprol/pompa strzykawkowa:
      1. W przypadku zastosowania standardowego kontrastu rentgenowskiego, takiego jak iomeprol, użyj pompy strzykawkowej umożliwiającej powolne wstrzykiwanie ze stałą prędkością.
      2. Dla myszy ustaw prędkość wstrzykiwania kontrastu na 10 mL/h (~0,17 mL/min), ograniczając objętość wstrzykiwania do 0,5 mL. Przy tych ustawieniach przerwij wstrzykiwanie po około 3 min. Dla szczurów ustaw pompę na prędkość 24 mL/h (= 0,4 mL/min) i ogranicz objętość wstrzykiwania do 2 mL. Przy tych ustawieniach przerwij wstrzykiwanie po 5 min.
      3. Podłącz igłę przymocowaną do drenu z kontrastem do kaniuli w żyle ogonowej, upewniając się, że zarówno dren, jak i igła są wcześniej wypełnione kontrastem.
      4. Rozpocznij wstrzykiwanie. Zamknij pokrywę skanera i przygotuj się do skanu Cine-CT.
      5. Naciśnij przycisk Continue w interfejsie GUI tomografu po 60 s od rozpoczęcia wstrzykiwania dla myszy i po 90 s od rozpoczęcia wstrzykiwania dla szczurów, aby uruchomić akwizycję Cine-CT. Wstrzykiwanie kontrastu zakończy się mniej więcej w tym samym czasie, co skan Cine-CT u myszy, lub dokładnie w momencie jego zakończenia u szczurów.
  2. Po zakończeniu skanu Cine-CT odłącz zwierzę od systemu monitorowania fizjologicznego i usuń kaniulę z żyły ogonowej. W zależności od konkretnego protokołu zwierzęta są po opisanej procedurze obrazowania budzone lub poddawane eutanazji. W pierwszym przypadku zwierzęta są budzone w klatkach w ciepłym środowisku pod lampą podczerwienną. Są monitorowane aż do pełnego przebudzenia, co trwa 15/30 min po znieczuleniu gazowym. W przypadku protokołów wymagających np. pobrania tkanek po zakończeniu procedury obrazowania, zwierzęta są poddawane eutanazji poprzez przedawkowanie środka znieczulającego w komorze indukcyjnej (5% izofluranu), zgodnie z Aneksie VI D.Lgs. 26/2014.
    UWAGA: W przypadku radionuklidów opartych na 18F, omówionych w tym protokole, 24 h po wstrzyknięciu znacznika jest wystarczającym czasem, aby poziom radioaktywności resztkowej w organizmie zwierzęcia stał się bezpieczny dla wszystkich praktycznych celów.

8. Rekonstrukcja obrazów 4DCT serca z wykorzystaniem wewnętrznego bramkowania kardiorespiracyjnego

UWAGA: Po zakończeniu badania obrazowego standardowa rekonstrukcja PET i CT jest wykonywana automatycznie. Niemniej jednak rekonstrukcja sekwencji 4D (Cine) CT serca musi zostać przeprowadzona ręcznie i wymaga interakcji użytkownika. W tej sekcji omówiono ten specjalny typ rekonstrukcji, który jest niezbędny do późniejszej morfologiczno-funkcjonalnej analizy CT serca.

  1. Otwórz moduł synchronizacji kardiologicznej w interfejsie użytkownika tomografu i wybierz badanie obrazowe do analizy.
  2. Wybierz obszar zainteresowania (ROI) na wyświetlonych radiogramach zwierzęcia (Rysunek 2) w celu zbudowania zależnej od czasu krzywej ruchu serca, reprezentującej sygnał synchronizacji – kymogramu. Przesuń pionowo wstępnie narysowany prostokątny ROI w taki sposób, aby zaznaczyć zarówno wierzchołek serca, jak i przeponę. Następnie wybierz Gating signal analysis. Interfejs użytkownika wyświetli teraz sygnał synchronizacji zarówno w dziedzinie czasu, jak i w dziedzinie częstotliwości.
  3. Na pierwszym wykresie w dziedzinie częstotliwości zaznacz pasmo częstotliwości oddechowej, wyróżniając pierwszą grupę pików widma częstotliwości (przykład widma przedstawiono na Rysunku 3).
  4. Na drugim wykresie w dziedzinie częstotliwości zaznacz pasmo częstotliwości ruchu serca, wyróżniając drugi najostrzejszy pik.
  5. W następnej fazie zaobserwuj sygnał synchronizacji w dziedzinie czasu z naniesionymi kolorowymi znacznikami (kropkami), wskazującymi zidentyfikowane piki oddechowe oraz piki skurczów serca. Jeśli położenie znaczników dobrze pokrywa się z pikami oddechowymi i kardiologicznymi oryginalnego sygnału synchronizacji, przejdź do następnej fazy. W przeciwnym razie:
    1. Jeśli kształt sygnału synchronizacji zbyt mocno różni się od tego przedstawionego na Rysunku 3, wróć do kroku 8.2 i wybierz inny ROI.
    2. Jeśli kształt sygnału synchronizacji jest w miarę podobny do tego pokazanego na Rysunku 3, wróć do kroku 8.3 i 8.4 i wybierz inne pasma częstotliwości w widmie sygnału synchronizacji.
  6. W następnej fazie wybierz minimum cztery bramki kardiologiczne.
    UWAGA: Typowa rekonstrukcja Cine-CT składa się z 8-12 bramek kardiologicznych.
  7. Wybierz odpowiednie okno oddechowe, korzystając z menu rozwijanego: Respiratory window | 20%-80%.
    UWAGA: Pozwoli to zachować 60% nabytych danych w rekonstrukcji, wykluczając fazę szczytowego wdechu, co poprawi ostrość zrekonstruowanych ścian mięśnia sercowego w każdej fazie kardiologicznej.
  8. Wykonaj rekonstrukcję, aby przekonwertować retrospektycznie synchronizowane obrazy Cine-CT do formatu DICOM, gotowe do importu do oprogramowania w celu późniejszej analizy funkcjonalnej.

Układ obrazowania rentgenowskiego do analizy sygnału bramkowania w radioterapii; na skanie widoczne kręgosłup i klatka piersiowa.
Rysunek 2: Narzędzie do wyboru ROI dla bramkowania wewnętrznego. Obraz ten jest wyświetlany w GUI tomografu podczas fazy rekonstrukcji Cine-CT. Użytkownik musi wybrać położenie ROI (żółty prostokąt), z którego sygnał bramkowania wewnętrznego (kymogram) jest pozyskiwany z surowych projekcji CT. Okrągły obiekt nałożony na klatkę piersiową zwierzęcia to poduszka oddechowa stosowana wyłącznie do monitorowania fizjologicznego podczas badania. Skróty: ROI = obszar zainteresowania; CT = tomografia komputerowa; GUI = graficzny interfejs użytkownika. Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tego rysunku.

Analiza sygnałów sercowo-oddechowych; pasma częstotliwości, markery skurczów na wykresie, dane FFT.
Rysunek 3: Przykład sygnału bramkowania (górny kadr) i odpowiadającego mu widma częstotliwości (środek i dół). Obrazy uzyskane za pomocą modułu bramkowania serca oprogramowania Atrium. Użytkownik musi wybrać odpowiednie pasma częstotliwości zarówno dla ruchu oddechowego (środkowy kadr), jak i sercowego (dolny kadr). Pozwoli to na identyfikację markerów oddechowych i sercowych na sygnale bramkowania, co musi zostać sprawdzone przez użytkownika przed przystąpieniem do rekonstrukcji 4D. Błędna identyfikacja pików lub niewłaściwe przypisanie (np. oddechowego do sercowego lub odwrotnie) doprowadzi do nieprawidłowej rekonstrukcji. Przedstawione dane uzyskano z analizy skanu 4D Cine-CT zdrowego, dorosłego samca szczura Wistar (507 g), któremu wstrzyknięto 2 mL iomeprolu, 200 mg/mL, z prędkością 0,4 mL/min przez 5 min (wykres na górze jest powiększony dla pierwszych 22 s akwizycji, aby umożliwić lepszą wizualizację zidentyfikowanego ruchu serca i oddechu). Skrót: CT = tomografia komputerowa. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

9. Analiza PET serca

UWAGA: Ta sekcja pokazuje, jak przeprowadzić analizę kinetyczną dynamicznych danych [18F]FDG dla lewej komory serca małych zwierząt. Analiza opiera się na oprogramowaniu Carimas. Poniższe instrukcje nie mają na celu zastąpienia podręcznika użytkownika oprogramowania17. Przedstawiona poniżej procedura opiera się na graficznej analizie Patlaka dla dynamicznych danych PET18. Szczegóły dotyczące tej analizy znajdują się w sekcji Dyskusja.

  1. Otwórz obrazy DICOM z dynamicznego skanu PET.
  2. Wybierz moduł HeartPlugin.
  3. Przybliż obraz serca myszy/szczura i wybierz ostatnią ramkę czasową (lub równoważnie sumę trzech do pięciu ostatnich ramek czasowych), w której większość aktywności w puli krwi została już wypłukana.
  4. Postępuj zgodnie z instrukcjami na ekranie, aby zorientować obraz wzdłuż głównych osi serca zwierzęcia (krótka oś, pionowa i pozioma długa oś). Wykonaj to interaktywnie, przesuwając wyświetlane markery podstawy i wierzchołka serca (Rycina 4).
  5. Wybierz narzędzie Segmentation.
    UWAGA: Domyślnie włączona jest automatyczna segmentacja, która w większości przypadków daje wiarygodne wyniki.
  6. Jeśli wynik automatycznej segmentacji jest nieakceptowalny, dopracuj kształt segmentowanego mięśnia sercowego i/lub jamy LV, włączając tryb Manual Mode (ROI Search Disabled).
  7. W narzędziu Modeling wybierz odpowiedni model kinetyczny do analizy dynamicznej PET. W tym przypadku wybierz Graphical | Patlak, aby włączyć analizę wykresu Patlaka do obliczenia metabolicznej szybkości poboru glukozy (MRGlu) dla każdego sektora serca.
  8. W narzędziu polarmap wybierz odpowiednią liczbę wyświetlanych segmentów serca. W tym przypadku wybierz 17 segmentów.
  9. Następnie naciśnij przycisk Fit, aby przeprowadzić procedurę dopasowania analizy Patlaka.
  10. Po zakończeniu procedury dopasowania przeanalizuj wyświetloną mapę polarną wartości Ki (tj. nachylenie regresji liniowej wyrażone w mL/[mL × min]).
  11. Korzystając z wartości Ki dla każdego sektora przedstawionych w tabeli, oblicz MRGlu za pomocą równania (2):
    MRGlu = (Ki × PGlu)/LC    (2)
    gdzie PGlu jest wartością stężenia glukozy w osoczu pochodzącą z próbki krwi (mmol/L), a stała zbiorcza (LC, lumped constant) jest współczynnikiem empirycznym używanym do skompensowania różnicy w pobieraniu między normalną glukozą a FDG. Typowe wartości stałej zbiorczej w różnych warunkach eksperymentalnych można znaleźć m.in. u Ng i wsp.22.
    UWAGA: Przed rozpoczęciem analizy PET dobrą praktyką jest wizualna inspekcja dynamicznej sekwencji wolumenów PET w programie do analizy PET. Jest to konieczne w celu wykluczenia makroskopowego ruchu zwierzęcia między ramkami czasowymi podczas badania. Jeśli występuje ruch, przed analizą należy, w miarę możliwości, przeprowadzić odpowiednią rejestrację obrazów (co wykracza poza zakres niniejszego protokołu).

Obrazy z badania medycyny nuklearnej przedstawiające rozkład promieniowania, analiza funkcji organów.
Rysunek 4: Narzędzie do reorientacji w oprogramowaniu do analizy PET. Projekcja dwóch prostych odcinków linii w przestrzeni 3D jest przedstawiona na każdej z trzech standardowych płaszczyzn (osiowej, czołowej i strzałkowej). Pierwszy odcinek pozwala użytkownikowi na zaznaczenie podstawy i wierzchołka serca, natomiast drugi umożliwia zaznaczenie lewej i prawej strony serca. Ten krok skutkuje nowym (interpolowanym) obrazem PET (dolny rząd), z sercem zorientowanym zgodnie ze standardową reprezentacją AHA. Obrazy uzyskano za pomocą systemu Carimas u zdrowego dorosłego samca myszy CD-1 o masie 51 g, któremu wstrzyknięto 10 MBq [18F]FDG. Skróty: PET = pozytonowa tomografia emisyjna; AHA = American Heart Association; FDG = fluorodeoksyglućkoza. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

10. Analiza kardiologiczna w badaniu Cine-CT

UWAGA: Ta sekcja przedstawia sposób przeprowadzenia analizy ilościowej obrazu serca w technice Cine-CT w celu zebrania globalnych danych ilościowych dotyczących funkcji serca. Analiza jest oparta na oprogramowaniu Osirix MD. Poniższe instrukcje nie mają na celu zastąpienia podręcznika użytkownika Osirix24.

  1. Załaduj obrazy DICOM skanu Cine-CT w oprogramowaniu.
  2. Otwórz dynamiczny zestaw danych za pomocą wbudowanego przeglądarki 4D.
  3. Używając narzędzia 3D Multiplanar Reformation (MPR), zorientuj ponownie dane obrazowe wzdłuż osi krótkiej (Rycina 5).
  4. Wyeksportuj zorientowane ponownie dane do formatu DICOM, upewniając się, że wyeksportowano wszystkie dane 4D, z zachowaniem grubości warstw (takiej samej jak w oryginale) i głębi bitowej obrazu (16 bit na woksel).
  5. Otwórz wyeksportowane obrazy 4D MPR za pomocą przeglądarki 4D.
  6. Wybierz klatkę czasową odpowiadającą końcowi rozkurczu. Przejrzyj wszystkie klatki czasowe za pomocą suwaka czasu na głównym pasku narzędzi, aby upewnić się, że wybrano właściwą fazę cyklu serca.
  7. W tej klatce czasowej wybierz narzędzie closed polygon annotation i ręcznie obrysuj ścianę endokardialną LV.
  8. Powtórz tę czynność dla 10-20 warstw od podstawy do wierzchołka, upewniając się, że wszystkie ROI mają tę samą nazwę (np. LVENDO).
  9. W menu ROI wybierz ROI Volume | Generate missing ROIs, aby wygenerować ROI na wszystkich warstwach osi krótkiej poprzez interpolację ręcznie narysowanych ROI.
  10. W menu ROI wybierz ROI Volume | Compute Volume, aby obliczyć objętość grupy ROI o tej samej nazwie.
  11. Przejrzyj klatki czasowe, wybierz fazę odpowiadającą końcowi skurczu (mniejsza objętość LV) i powtórz kroki 10.7-10.10 opisane powyżej.
  12. Oblicz objętość wyrzutową (SV) i frakcję wyrzutową, korzystając z równań (3) i (4):
    SV = EDV - ESV[mL]    (3)
    EF = 100 × SV/EDV [%]    (4)
    gdzie EDV to objętość końcoworozkurczowa, a ESV to objętość końcowoskurczowa.

Analiza tomografii komputerowej; obrazowanie przekroju klatki piersiowej; narzędzie diagnostyczne; badanie anatomiczne.
Rysunek 5: Interfejs graficzny narzędzia do wielopłaszczyznowej rekonstrukcji (multiplanar reformation). Narzędzie to służy do reorientacji danych Cine-CT w celu późniejszej analizy funkcjonalnej. Użytkownik powinien obracać i przesuwać osie odniesienia po lewej stronie ekranu w taki sposób, aby po prawej stronie wyświetlono widok serca w osi krótkiej. Po zakończeniu tej procedury użytkownik może wyeksportować zreorientowane obrazy jako zestaw plików DICOM. Obrazy uzyskano za pomocą programu Osirix MD; pochodzą one od zdrowego dorosłego samca szczura rasy Wistar (507 g), któremu wstrzyknięto 2 mL iomeprolu (200 mg/mL) z szybkością 0,4 mL/min przez 5 min, a rekonstrukcję wykonano metodą filtrowanej projekcji wstecznej (Filtered BackProjection) przy rozmiarze woksela 0,24 mm3. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

W tej sekcji przedstawiono typowe wyniki analizy PET i CT, przeprowadzonej zgodnie z opisanymi dotychczas procedurami. Rysunek 6 przedstawia wyniki automatycznej segmentacji mięśnia sercowego i jamy LV w skanie PET z użyciem [18F]FDG u myszy kontrolnej (zdrowej) szczepu CD-1. Mimo że prawa komora nie zawsze jest widoczna na obrazach zrekonstruowanych, osie orientacji oparte na nagłówku DICOM mogą zostać wykorzystane do prawidłowego odróżnienia przegrody międzykomorowej od pozostał...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Protokół przedstawiony w niniejszej pracy koncentruje się na typowej procedurze eksperymentalnej stosowanej w translacyjnych badaniach sercowo-naczyniowych na modelach małych zwierząt z uszkodzeniem serca, z wykorzystaniem obrazowania PET/CT o wysokiej rozdzielczości. Przedstawione wyniki wskazują na wysoką wartość ilościową i jakościową obrazów PET oraz Cine-CT, dostarczając informacji zarówno funkcjonalnych, jak i strukturalnych całego serca w zakresie jego metabolizmu glukozy, kształtu oraz dynamiki skurczu. Ponadto w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Daniele Panetta otrzymał grant na badania i rozwój oprzyrządowania do mikrotomografii komputerowej od Inviscan Sas.

Podziękowania

To badanie było częściowo wspierane przez projekt JPI-HDHL-INTIMIC "GUTMOM": Otyłość matki i dysfunkcja poznawcza u potomstwa: Przyczynowo-skutkowa rola mikrobiOMe w GUT i wczesna profilaktyka dietetyczna (projekt nr. INTIMIC-085, włoskie Ministerstwo Edukacji, Dekret o Uniwersytetach i Badaniach Naukowych nr 946/2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% sterylna sól fizjologicznaFresenius Kabi0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań
1025L Monitorowanie fizjologiczneInstrumentySystem monitorowania fizjologicznego do obrazowania małych zwierząt
Strzykawki 5 mlArtsanaStrzykawki z igłą do wstrzykiwań znacznika PET
Atomlab 500Else NuclearPET Kalibrator dawki
OprogramowanieAtrium InviscanWersja 1.5.5Oprogramowanie operacyjne PET/CT
Cewniki motylkoweIgła Delta Med27,5 G Oprogramowanie
CarimasTurku PET CenterWersja 2.10Oprogramowanie do analizy obrazu
Fenestra VCMedilumineEmulsja lipidowa jodowany środek kontrastowy dla małych zwierząt
LampagrzewczaLampa grzewcza z zaciskiem i przełącznikiem
Strzykawkiinsulinowe ArtsanaStrzykawki z igłą do wstrzykiwań CT CA
Iomeron 400 mgI/mlBraccoIomeprol, naczyniowy środek kontrastowy
IRIS PET/CTInviscanPET/CT dla małych zwierząt
IsofluraneZoetisZnieczulenie wziewne, 250 ml
GlukometrOneTouchFirma Johnson& Zestawglukometru
Oprogramowanie Osirix MDOprogramowanie PixmeoWersja 11Oprogramowanie do analizy obrazu
TlenPowietrze liquideSprężony gaz
Sonda doodbytnicza do 1025LSmall Animal InstrumentsSonda doodbytnicza z do systemów SAII 1025L
Czujnik oddechu do instrumentówdla małych zwierząt 1025LPoduszka oddechowa z rurkami do systemów SAII 1025L
Pompa strzykawkowa TJ-3ADłuższaPompa strzykawkowa z napędem do wstrzykiwań CT CA
dla małych zwierząt Johnson Medical

Bibliografia

  1. Zaragoza, C. Animal models of cardiovascular diseases. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 497841(2011).
  2. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: Tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
  3. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  4. Menichetti, L., et al. MicroPET/CT imaging of αvß3 integrin via a novel 68Ga-NOTA-RGD peptidomimetic conjugate in rat myocardial infarction. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 40 (8), 1265-1274 (2013).
  5. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  6. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based pulse wave velocity evaluation in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362(2017).
  7. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 322 (3), 359-372 (2022).
  8. Espe, E. K. Novel insight into the detailed myocardial motion and deformation of the rodent heart using high-resolution phase contrast cardiovascular magnetic resonance. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 82(2013).
  9. Vanhove, C., et al. Accurate molecular imaging of small animals taking into account animal models, handling, anaesthesia, quality control and imaging system performance. EJNMMI Physics. 2 (1), 31(2015).
  10. Garcia, M. J., et al. State of the art: Imaging for myocardial viability: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation: Cardiovascular Imaging. 13 (7), 000053(2020).
  11. Panetta, D., et al. Cardiac computed tomography perfusion: Contrast agents, challenges and emerging methodologies from preclinical research to the clinics. Academic Radiology. 28 (1), 1-18 (2020).
  12. Kusmic, C. Up-regulation of heme oxygenase-1 after infarct initiation reduces mortality, infarct size and left ventricular remodeling: experimental evidence and proof of concept. Journal of Translational Medicine. 12 (1), 89(2014).
  13. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).
  14. Fischer, M., et al. Comparison of metabolic and functional parameters using cardiac 18F-FDG-PET in early to mid-adulthood male and female mice. EJNMMI Research. 11 (1), 7(2021).
  15. Valenta, I., et al. Feasibility evaluation of myocardial cannabinoid type 1 receptor imaging in obesity: A translational approach. JACC: Cardiovascular Imaging. 11 (2), 320-332 (2018).
  16. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  17. Carimas User Manual. , Available from: https://turkupetcentre.fl/carimas/files/archive/Html/a1.html (2022).
  18. Peters, A. M. Graphical analysis of dynamic data: The Patlak-Rutland plot. Nuclear Medicine Communications. 15 (9), 669-672 (1994).
  19. Choi, Y., et al. Parametric images of myocardial metabolic rate of glucose generated from dynamic cardiac PET and 2-[18F]fluoro-2-deoxy-d-glucose studies. Journal of Nuclear Medicine. 32 (4), 733-738 (1991).
  20. Laffon, E., Marthan, R. Is Patlak y-intercept a relevant metrics. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 48 (5), 1287-1290 (2021).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. -P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: Sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192-200 (2008).
  22. Ng, C. K. Sensitivity of myocardial fluorodeoxyglucose lumped constant to glucose and insulin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 260 (2), 593-603 (1991).
  23. Shoghi, K. I., Welch, M. J. Hybrid image and blood sampling input function for quantification of small animal dynamic PET data. Nuclear Medicine and Biology. 34 (8), 989-994 (2007).
  24. Heuberger, J., Pixmeo, S., Rosset, A. OsiriX User Manual. Blurb. , San Francisco, CA. (2017).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105 (4), 539-542 (2002).
  26. Kolanowski, T. J., et al. Multiparametric evaluation of post-MI small animal models using metabolic ([18F]FDG) and perfusion-based (SYN1) heart viability tracers. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12591(2021).
  27. Guiducci, L., et al. Contribution of organ blood flow, intrinsic tissue clearance and glycaemia to the regulation of glucose use in obese and type 2 diabetic rats: A PET study. Nutrition Metabolism and Cardiovascular Diseases. 21 (9), 726-732 (2011).
  28. Tadinada, S. M., et al. Functional resilience of C57BL/6J mouse heart to dietary fat overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 321 (5), 850-864 (2021).
  29. Dreyfuss, A. D., et al. A novel mouse model of radiation-induced cardiac injury reveals biological and radiological biomarkers of cardiac dysfunction with potential clinical relevance. Clinical Cancer Research. 27 (8), 2266-2276 (2021).
  30. Hsu, B. PET tracers and techniques for measuring myocardial blood flow in patients with coronary artery disease. Journal of Biomedical Research. 27 (6), 452-459 (2013).
  31. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  32. Kuntz, J., et al. Fully automated intrinsic respiratory and cardiac gating for small animal CT. Physics in Medicine and Biology. 55 (7), 2069-2085 (2010).
  33. Li, Y., Zhang, W., Wu, H., Liu, G. Advanced tracers in PET imaging of cardiovascular disease. BioMed Research International. 2014, 504532(2014).
  34. Kim, D. -Y., Cho, S. -G., Bom, H. -S. Emerging tracers for nuclear cardiac PET imaging. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 52 (4), 266-278 (2018).
  35. Maddahi, J., Packard, R. R. S. Cardiac PET perfusion tracers: Current status and future directions. Seminars in Nuclear Medicine. 44 (5), 333-343 (2014).
  36. Bentourkia, M. Kinetic modeling of PET data without blood sampling. IEEE Transactions on Nuclear Science. 52 (3), 697-702 (2005).
  37. Lammertsma, A. A. Forward to the past: The case for quantitative PET imaging. Journal of Nuclear Medicine. 58 (7), 1019-1024 (2017).
  38. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3172-3178 (2007).
  39. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Molecular Imaging. 4 (2), 110-116 (2005).
  40. Technical Resources. MediLumine. , Available from: https://www.medilumine.com/technical-resources (2019).
  41. Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Müller, R. A Comparative analysis of water-soluble and blood-pool contrast agents for in vivo vascular imaging with micro-CT. Academic Radiology. 20 (10), 1247-1255 (2013).
  42. Panetta, D., et al. Performance evaluation of the CT component of the IRIS PET/CT preclinical tomograph. Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section A: Accelerators Spectrometers Detectors and Associated Equipment. 805, 135-144 (2016).
  43. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose-Response. 18 (3), 1559325820956783(2020).
  44. Amirrashedi, M., Zaidi, H., Ay, M. R. Advances in preclinical PET instrumentation. PET Clinics. 15 (4), 403-426 (2020).
  45. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Physica Medica. 88, 175-192 (2021).
  46. Belcari, N., Del Guerra, A., Panetta, D. High-Resolution and Animal Imaging Instrumentation and Techniques. Handbook of Particle Detection and Imaging. Grupen, C., Buvat, I. , Springer. Berlin, Heidelberg. 1497-1535 (2021).
  47. Wang, G., Rahmim, A., Gunn, R. N. PET Parametric imaging: Past, present, and future. IEEE Transactions on Radiation and Plasma Medical Sciences. 4 (6), 663-675 (2020).
  48. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Molecular Imaging and Biology. 16 (2), 235-245 (2014).
  49. van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In vivo quantitative assessment of myocardial structure, function, perfusion and viability using cardiac micro-computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (108), e53603(2016).
  50. Lee, C. -L., et al. Assessing cardiac injury in mice with dual energy-microCT, 4D-microCT and microSPECT imaging following partial-heart irradiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 88 (3), 686-693 (2014).
  51. Harms, H., et al. Comparison of clinical non-commercial tools for automated quantification of myocardial blood flow using oxygen-15-labelled water PET/CT. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 15 (4), 431-441 (2013).
  52. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantitation with 15O-labelled water PET: High reproducibility of the new cardiac analysis software (CarimasTM). European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36 (10), 1594-1602 (2009).
  53. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantification with Rb-82 PET: Good interobserver agreement of Carimas software on global, regional, and segmental levels. Annals of Nuclear Medicine. 36, 507-514 (2022).
  54. Nesterov, S. V., et al. One-tissue compartment model for myocardial perfusion quantification with N-13 ammonia PET provides matching results: A cross-comparison between Carimas, FlowQuant, and PMOD. Journal of Nuclear Cardiology. , (2021).
  55. Thackeray, J. T. Preclinical Multimodality Imaging and Image Fusion in Cardiovascular Disease. Image Fusion in Preclinical Applications. Kuntner-Hannes, C., Haemisch, Y. , Springer. Cham, Switzerland. 161-181 (2019).
  56. Vohra, R., Batra, A., Forbes, S. C., Vandenborne, K., Walter, G. A. Magnetic resonance monitoring of disease progression in mdx mice on different genetic backgrounds. The American Journal of Pathology. 187 (9), 2060-2070 (2017).
  57. Baehr, A., et al. Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs. Circulation. 142 (9), 868-881 (2020).
  58. Lalwani, K., et al. Contrast agents for quantitative microCT of lung tumors in mice. Comparative Medicine. 63 (6), 482-490 (2013).
  59. Bertoldo, A., et al. Evaluation of compartmental and spectral analysis models of [18F]FDG kinetics for heart and brain studies with PET. IEEE Transactions on Bio-medical Engineering. 45 (12), 1429-1448 (1998).
  60. Li, Y., Kundu, B. K. An improved optimization algorithm of the three-compartment model with spillover and partial volume corrections for dynamic FDG PET images of small animal hearts in vivo. Physics in Medicine and Biology. 63 (5), 055003(2018).
  61. Mabrouk, R., Dubeau, F., Bentourkia, M., Bentabet, L. Extraction of time activity curves from gated FDG-PET images for small animals' heart studies. Computerized Medical Imaging and Graphics. 36 (6), 484-491 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

Kardiologiczne PET CTobrazowanie małych zwierzątobrazowanie metabolizmu glukozymodel zawału mięśnia sercowegosegmentacja lewej komorybadanie cine-CTanaliza wykresu Patlakaobliczanie frakcji wyrzutowejpomiar objętości wyrzutowejprzedkliniczne obrazowanie serca
Pozytonowa tomografia emisyjna serca o wysokiej rozdzielczości/tomografia komputerowa dla małych zwierząt
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.