Artykuł metodologiczny

Pozytonowa tomografia emisyjna serca o wysokiej rozdzielczości/tomografia komputerowa dla małych zwierząt

DOI:

10.3791/64066

⸱

16 grudnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1CNR Institute of Clinical Physiology, 2Sant’Anna School of Advanced Studies, 3Fondazione Regione Toscana/CNR “G. Monasterio”

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tutaj prezentujemy eksperymentalny protokół obrazowania do ilościowego oznaczania funkcji i morfologii serca za pomocą pozytonowej tomografii emisyjnej/tomografii komputerowej o wysokiej rozdzielczości dla małych zwierząt. Pod uwagę brane są zarówno myszy, jak i szczury, omawiając różne wymagania dotyczące środków kontrastowych w tomografii komputerowej dla tych dwóch gatunków.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Pozytonowa tomografia emisyjna (PET) i tomografia komputerowa (CT) są jednymi z najczęściej stosowanych technik obrazowania diagnostycznego i obie służą do zrozumienia funkcji serca i metabolizmu. W badaniach przedklinicznych stosuje się dedykowane skanery o wysokiej czułości i wysokiej rozdzielczości czasoprzestrzennej, zaprojektowane tak, aby sprostać wysokim wymaganiom technologicznym stawianym przez mały rozmiar serca i bardzo wysokie tętno myszy i szczurów. W artykule opisano bimodalny protokół obrazowania serca PET/CT dla eksperymentalnych mysich i/lub szczurzych modeli chorób serca, od przygotowania zwierząt oraz akwizycji i rekonstrukcji obrazu po przetwarzanie i wizualizację obrazu.

W szczególności, 18znakowanych F fluorodeoksyglukozy ([18F]fdg)-PET pozwala na pomiar i wizualizację metabolizmu glukozy w różnych segmentach lewej komory (LV). Mapy biegunowe są wygodnymi narzędziami do wyświetlania tych informacji. Część TK składa się z czasowo-rozdzielczej rekonstrukcji 3D całego serca (4D-CT) przy użyciu retrospektywnego bramkowania bez elektrokardiografii (EKG), co pozwala na morfofunkcjonalną ocenę lewej komory i późniejsze określenie ilościowe najważniejszych parametrów funkcji serca, takich jak frakcja wyrzutowa (EF) i objętość wyrzutowa (SV). Korzystając ze zintegrowanego skanera PET/CT, protokół ten może być wykonywany w ramach tej samej indukcji znieczulenia bez konieczności zmiany pozycji zwierzęcia między różnymi skanerami. W związku z tym PET/CT może być postrzegane jako kompleksowe narzędzie do morfofunkcjonalnej i metabolicznej oceny serca w kilku małych zwierzęcych modelach chorób serca.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Małe modele zwierzęce są niezwykle ważne dla lepszego zrozumienia chorób sercowo-naczyniowych1,2. Nieinwazyjne narzędzia do diagnostyki obrazowej zrewolucjonizowały sposób, w jaki patrzymy na czynność serca w ostatnich dziesięcioleciach, zarówno w warunkach klinicznych, jak i przedklinicznych. Jeśli chodzi o małe zwierzęce modele chorób serca, opracowano specjalne narzędzia obrazowania o bardzo wysokiej rozdzielczości czasoprzestrzennej. W związku z tym takie instrumenty mogą zaspokoić potrzebę dokładnej kwantyfikacji istotnych parametrów metabolicznych i kinetycznych mięśnia sercowego na bardzo małych i bardzo szybko poruszających się sercach myszy i szczurów w określonych modelach chorób, takich jak niewydolność serca (HF)3 lub zawał mięśnia sercowego (MI)4. W tym celu dostępnych jest kilka modalności, z których każda ma swoje mocne i słabe strony. Obrazowanie ultrasonograficzne (US) jest najczęściej stosowaną metodą ze względu na dużą elastyczność, bardzo wysoką rozdzielczość czasową i stosunkowo niski koszt. Zastosowanie amerykańskiego obrazowania serca u małych zwierząt znacznie wzrosło od czasu pojawienia się systemów wykorzystujących sondy o ultrawysokiej częstotliwości5,6, o rozdzielczościach przestrzennych poniżej 50 μm.

Wśród głównych wad US dla w pełni trójwymiarowego obrazowania serca jest konieczność liniowego skanowania wzdłuż osi serca poprzez zamontowanie sondy na zmotoryzowanym stoliku translacyjnym w celu stworzenia pełnego stosu dynamicznych obrazów całego serca w trybie B7. Ostatecznie procedura ta prowadzi (po dokładnej rejestracji przestrzennej i czasowej obrazów uzyskanych w każdej pozycji sondy) do uzyskania obrazu 4D o różnych rozdzielczościach przestrzennych między kierunkiem w płaszczyźnie i poza nią. Ten sam problem niejednorodnej rozdzielczości przestrzennej występuje w MR serca (CMR), 8, który nadal stanowi złoty standard w funkcjonalnym obrazowaniu serca. Prawdziwe izotropowe obrazowanie 3D można uzyskać zarówno za pomocą tomografii komputerowej (CT), jak i pozytonowej tomografii emisyjnej (PET)9. PET zapewnia bardzo czułe narzędzie pod względem sygnału obrazu na ilość wstrzykniętej sondy (w zakresie nanomolowym), mimo że cierpi z powodu zmniejszonej rozdzielczości przestrzennej w porównaniu z CT, MR lub US. Główną zaletą PET jest jego zdolność do ukazywania mechanizmów komórkowych i molekularnych leżących u podstaw patofizjologii narządu. Na przykład skan PET po wstrzyknięciu [18F]FDG pozwala na odtworzenie mapy 3D metabolizmu glukozy w organizmie. Łącząc to z dynamicznym (tj. czasowo-rozdzielczym) pozyskiwaniem danych, modelowanie kinetyczne znacznika może być wykorzystane do obliczenia map parametrycznych tempa metabolicznego wychwytu glukozy (MRGlu), które dostarczą ważnych informacji na temat żywotności mięśnia sercowego10.

CT wymaga znacznych ilości zewnętrznych środków kontrastowych (CA) w wysokich stężeniach (do 400 mg jodu na ml), aby zapewnić mierzalne wzmocnienie odpowiednich składników tkankowych (np. krew vs. mięśnie), ale wyróżnia się rozdzielczością przestrzenną i czasową, zwłaszcza przy użyciu najnowocześniejszych mikrotomografów komputerowych przeznaczonych do obrazowania małych zwierząt. 11 Typowym modelem choroby, w którym można zastosować PET/CT serca, jest eksperymentalna ocena zawału mięśnia sercowego i niewydolności serca oraz związanej z tym odpowiedzi na terapię. Powszechnym sposobem wywoływania zawału mięśnia sercowego u małych zwierząt jest chirurgiczne podwiązanie lewej przedniej przedniej zstępującej tętnicy wieńcowej (LAD)12,13, a następnie podłużna ocena postępu choroby i przebudowy serca w kolejnych dniach4. Niemniej jednak ilościowa ocena morfofunkcjonalna serca u małych zwierząt ma szerokie zastosowanie również w innych modelach chorób, takich jak ocena wpływu starzenia się na czynność serca14 lub zmieniona ekspresja receptora w modelach otyłości15. Przedstawiony protokół obrazowania nie jest ograniczony do żadnego konkretnego modelu choroby, a zatem może być przedmiotem największego zainteresowania w kilku kontekstach badań przedklinicznych z małymi gryzoniami.

W tym artykule przedstawiamy kompleksowy protokół eksperymentalny dla obrazowania serca za pomocą zintegrowanego PET/CT dla małych zwierząt. Mimo że prezentowany protokół jest przeznaczony dla specyficznego bimodalnego skanera zintegrowanego, części PET i CT opisanej procedury mogą być wykonywane niezależnie na oddzielnych skanerach różnych producentów. W używanym skanerze PET/CT sekwencja operacji jest zorganizowana w zaprogramowanym przepływie pracy. Głównymi gałęziami każdego przepływu pracy są co najmniej jeden protokół akwizycji; Każdy protokół pozyskiwania może mieć jedną lub więcej gałęzi dla określonych protokołów przetwarzania wstępnego, a z kolei każdy protokół przetwarzania wstępnego może mieć jedną lub więcej gałęzi dla określonych protokołów rekonstrukcji. Opisano zarówno przygotowanie zwierzęcia na łóżku obrazowym, jak i przygotowanie środków zewnętrznych, które mają być wstrzykiwane podczas procedur obrazowania. Po zakończeniu procedury akwizycji obrazu przedstawiono przykładowe procedury ilościowej analizy obrazu w oparciu o powszechnie dostępne narzędzia programowe. Główny protokół jest specjalnie zaprojektowany dla modeli myszy; Mimo że mysz pozostaje najczęściej używanym gatunkiem w tej dziedzinie, pokazujemy również adaptację protokołu do obrazowania szczurów na końcu głównego protokołu. Reprezentatywne wyniki przedstawiono zarówno dla myszy, jak i szczurów, demonstrując rodzaj wyników, których można się spodziewać po opisanych procedurach. Na końcu tego artykułu znajduje się dokładna dyskusja, aby podkreślić zalety i wady tej techniki, punkty krytyczne, a także to, w jaki sposób różne radioznaczniki PET mogą być używane prawie bez modyfikacji etapów przygotowawczych i akwizycji/rekonstrukcji.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Doświadczenia na zwierzętach zostały przeprowadzone zgodnie z zaleceniami zawartymi w Przewodniku do opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych w Międzynarodowych wytycznych dotyczących obchodzenia się ze zwierzętami laboratoryjnymi, wymaganymi przez Dyrektywę Europejską (Dyrektywa 86/609/EWG z 1986 roku i Dyrektywa 2010/63/UE) oraz prawo włoskie (D.Lgs. 26/2014).

1. Konfiguracja protokołów obrazowania PET/CT i przebieg pracy

UWAGA: Przedstawiony tutaj protokół jest specjalnie zaprojektowany do obrazowania serca na modelach mysich. Praca ze szczurami może wiązać się z pewnymi modyfikacjami samego protokołu, głównie ze względu na większy rozmiar zwierzęcia (około 10 razy cięższe). Modyfikacje obrazowania szczurów są wyraźnie wymienione w krokach; Jeśli nie wspomniano o żadnych modyfikacjach, te same kroki można zastosować do obrazowania myszy w przypadku szczurów.

  1. Otwórz graficzny interfejs użytkownika (GUI) skanera PET/CT (patrz tabela materiałów) i utwórz zestaw nowych protokołów (w tym parametry akwizycji danych, wstępnego przetwarzania i rekonstrukcji obrazu): (i) dynamiczne skanowanie PET, (ii) niskodawkowy skan CT w celu korekcji tłumienia (CTAC) bez środka kontrastowego oraz (iii) skan Cine-CT ze wzmocnieniem kontrastowym.
    UWAGA: Tworzenie nowych protokołów (tj. specjalnych instrukcji oprogramowania dla tomografu) dla faz akwizycji, wstępnego przetwarzania i rekonstrukcji jest prostym procesem; w razie problemów użytkownik może znaleźć bardziej szczegółowe informacje w instrukcji obsługi GUI.
    1. W przypadku skanowania PET otwórz kartę Protokół skanera (GUI) i utwórz trzy nowe protokoły (do pozyskiwania, wstępnego przetwarzania i rekonstrukcji) o następujących parametrach:
      1. Dla protokołu akwizycji: ustaw całkowity czas skanowania 3,600 s i pojedynczą pozycję łóżka. Zapisz ten protokół pod odpowiednią nazwą, aby następnie zaimportować go do przepływu pracy. Zrób to samo dla wszystkich następnych protokołów w poniższych punktach.
      2. Dla protokołu przetwarzania wstępnego dla myszy: wybierz okno energetyczne 250-750 keV (EW) i włącz następujące poprawki: rozpad promieniotwórczy, losowe zbiegi okoliczności i czas martwy. Ustaw protokół ramkowania (tj. dynamiczne dzielenie surowych danych) w następujący sposób: 8 x 5 s, 8 x 10 s, 3 x 40 s, 2 x 60 s, 2 x 120 s, 10 x 300 s (= 3,600 s). W przypadku szczurów wybierz okno energetyczne 350-750 keV (EW), używając tej samej ramki, co w przypadku protokołu myszy.
      3. W przypadku protokołu rekonstrukcji: wybierz wysokiej jakości, oparty na Monte Carlo algorytm 3D Ordered Subset Expectation Maximization (3D-OSEM-MC), z 8 podzbiorami i 8 iteracjami, z włączoną normalizacją, korekcją ilościową i korekcją tłumienia CT.
    2. W przypadku niskodawkowej tomografii komputerowej w celu korekcji tłumienia (CTAC) należy użyć następujących parametrów:
      1. Dla protokołu akwizycji: pojedyncza klatka, pojedyncza pozycja łóżka, pełne skanowanie; ustawienia lampy: 80 kV, niskoprądowe (niska dawka); 576 widoków w zakresie 360°, z czasem naświetlania 34 ms na widok (czas skanowania 20 s); Typ obrotu: ciągły, tryb czułości: wysoka czułość.
      2. Dla protokołu przetwarzania wstępnego: rozmiar woksela 240 μm, poprzeczne pole widzenia: szczur, osiowe pole widzenia: 100%.
      3. Dla protokołu rekonstrukcji: okno filtra: gładkie, rozmiar woksela: standardowy, włącz utwardzanie wiązki i wstępną korekcję pierścienia, wyłącz korekcję artefaktu pierścienia.
    3. W przypadku tomografii komputerowej z bramką kontrastową utwórz trzy nowe protokoły (do akwizycji, przetwarzania wstępnego i rekonstrukcji) z następującymi ustawieniami:
      1. Protokół akwizycji dla myszy: ustaw pojedynczą klatkę, pojedynczą pozycję łóżka, pełne skanowanie; ustawienia lampy: 65 kV, pełny prąd (niski poziom szumów); 8 000 wyświetleń w zakresie 360°, z czasem naświetlania 15 ms na widok (czas skanowania 120 s); typ obrotu: ciągły, tryb czułości: wysoka czułość. W przypadku szczura ustaw parametry protokołu akwizycji w następujący sposób: napięcie lampy 80 kV, 16 000 widoków w zakresie 360°, czas naświetlania 12 ms na widok (czas skanowania 192 s).
      2. Dla protokołu przetwarzania wstępnego dla myszy: wybierz rozmiar woksela 120 μm; poprzeczne pole widzenia (FOV): mysz; osiowe pole widzenia: 50%. W przypadku szczura wybierz rozmiar woksela 240 μm; poprzeczne pole widzenia (FOV): Szczur; osiowe pole widzenia: 50%.
      3. Dla protokołu rekonstrukcji: okna filtrów: gładkie, rozmiar woksela: standardowy; włącz utwardzanie wiązki i wstępną korekcję pierścienia, wyłącz korekcję artefaktu pierścieniowego.
    4. Otwórz zakładkę Workflow w graficznym interfejsie użytkownika i utwórz nowy przepływ pracy, dodając właśnie utworzone protokoły: kroki 1.1.1.1-1.1.1.3 dla PET, kroki 1.1.2.1. -1.1.2.3. dla CTAC i kroki 1.1.3.1. -1.1.3.3. dla bramkowanego CT, w podanej kolejności. W obu przypadkach upewnij się, że protokoły są zagnieżdżone w następującej kolejności: Pozyskiwanie | Przetwarzanie wstępne | Rekonstrukcja.
      UWAGA: Dynamiczne ramki PET o czasie trwania <5 s w celu lepszego uchwycenia szczytu funkcji wejścia tętniczego na początku skanowania PET są możliwe, ale nie są zalecane, ponieważ może to prowadzić do zaszumionych obrazów o zmniejszonej dokładności ilościowej. W kroku 1.1.2.2 użyliśmy rozmiaru "Szczur" dla poprzecznego pola widzenia. Jest to powszechnie stosowane zarówno u szczurów, jak i myszy w CTAC.

2. Przygotowanie zwierząt do obrazowania PET/CT

UWAGA: Zgodnie z obecnym protokołem, wszystkie zwierzęta były poszczone przez noc.

  1. Początkowo znieczulij mysz izofluranem 3%-4% (v/v) w komorze indukcyjnej, a następnie utrzymuj go 1%-2% (v/v) izofluranem.
  2. Zważ mysz i zmierz podstawową glikemię, aby monitorować stan zwierzęcia. Aby pobrać wymaganą próbkę krwi, użyj ostrych nożyczek i wykonaj małe nacięcie na końcu ogona, a następnie delikatnie masuj ogon, aby zebrać kroplę krwi (~1 μL) bezpośrednio na pasku testowym.
  3. Kontynuuj wprowadzanie dostępu żylnego na poziomie żyły ogonowej za pomocą motyla 29 G dla myszy i 24 G dla szczura.
    1. Aby wykonać technikę kaniulacji, należy zastosować jednoczesne ogrzewanie (zwykle pod lampą grzewczą) i dezynfekcję miejsca, w które wprowadza się igłę w celu rozszerzenia naczyń krwionośnych żyły. Po kaniulacji przymocuj motyla jedwabną wstążką do ogona, aby utrzymać go na miejscu podczas zabiegu.
      UWAGA: Post jest wymagany w badaniach [18F]FDG. Różne znaczniki mogą wiązać się z różnym przygotowaniem zwierząt, ale szczegółowa dyskusja na ten temat wykracza poza zakres niniejszego protokołu. Jeśli chodzi o [18F]FDG, unikanie postu prowadzi do bardzo różnej biodystrybucji znaczników16.
  4. Włącz system znieczulenia (izofluran 1%-2%, 0,8 l/minO2 dla myszy i 1-1,2 l/min dla szczura) podłączony do skanera PET-CT i przenieś mysz na łóżko.
  5. Umieść mysz w pozycji leżącej, głową do przodu, na łożu skanera tomografu PET-CT, wkładając nos do maski na nos w celu znieczulenia i delikatnie blokując głowę myszy do maski taśmą klejącą.
  6. Zamocuj górną i dolną kończynę myszy na łóżku skanera, aby zapobiec mimowolnym ruchom podczas procedur obrazowania, które mogą prowadzić do artefaktów ruchu.
  7. Monitoruj temperaturę ciała i częstość oddechów za pomocą odpowiednio sondy doodbytniczej i poduszki oddechowej.

3. Przygotowanie dawki znacznika PET

  1. W przypadku myszy należy pobrać 10 MBq [18F]FDG w objętości 100-150 μL za pomocą strzykawki insulinowej (1 ml). W przypadku szczurów należy pobrać wyższą dawkę 15 MBq w 0,20-0,25 ml.
    UWAGA: Unikaj większej aktywności, ponieważ skaner PET omawiany w tym protokole ma bardzo wysoką czułość i wymaga jedynie umiarkowanej aktywności, aby uzyskać obrazy wysokiej jakości.
  2. Jeśli pierwotne stężenie znacznika w fiolce jest zbyt wysokie, należy użyć roztworu fizjologicznego (0,9% w/v NaCl) w celu rozcieńczenia dawki znacznika do stężenia 50-100 MBq/ml.
  3. Użyj kalibratora dawki PET, aby zmierzyć rzeczywistą aktywność w strzykawce. Opisz aktywność przed wstrzyknięciem i czas pomiaru, ponieważ wartości te zostaną później wykorzystane przy użyciu określonych modułów wejściowych graficznego interfejsu użytkownika skanera PET.

4. Przygotowanie środka kontrastowego do tomografii komputerowej

  1. Pobrać 0,2 ml na 20 g masy myszy jodowego emulsji lipidowej środka kontrastowego do strzykawki o pojemności 1 ml. Ogranicz objętość wstrzyknięcia do 0,5 ml CA dla cięższych myszy. W przypadku stosowania jomeprolu należy ustawić szybkość wstrzykiwania dla myszy na 10 ml/h (~0,17 ml/min) i ograniczyć objętość wstrzykniętego leku do 0,5 ml.
    1. W przypadku szczurów pobrać 2,3-3 ml jomeprolu, rozcieńczonego do stężenia 200 mg/ml, do strzykawki o pojemności 5 ml.
      UWAGA: Jeśli emulsja lipidowa CA dla małych zwierząt nie jest dostępna, można zastosować jomoprol z ciągłym wstrzykiwaniem za pomocą pompy strzykawkowej, jak omówiono poniżej.
    2. Podłączyć strzykawkę do pompy strzykawkowej i ustawić pompę na rzeczywisty rozmiar i średnicę strzykawki.
    3. Podłączyć strzykawkę do rurki i igły CA, a następnie wstępnie napełnić rurkę CA.
    4. Ustawić szybkość wstrzykiwania na 24 ml/h (= 0,4 ml/min), ograniczając wstrzyknięcie do maksymalnej objętości 2 ml.
      UWAGA: Stosowanie CA w puli krwi na bazie jodowej emulsji lipidowej jest również możliwe u szczurów, pomimo stosunkowo wysokiego kosztu tej procedury ze względu na większą objętość pojedynczego wstrzyknięcia. Jeśli ta opcja jest preferowana (np. w celu uproszczenia protokołu poprzez unikanie pompy strzykawkowej), można zastosować następującą procedurę:
  2. Pobrać 7,5 ml na kg masy ciała jodowego emulsji lipidowej środka kontrastowego do strzykawki o pojemności 5 ml. Ogranicz objętość wstrzyknięcia do 2 ml CA również w przypadku cięższych szczurów.

5. Wyrównanie zwierząt i wstępne operacje przed obrazowaniem

  1. Po unieruchomieniu zwierzęcia na stole do obrazowania utwórz nowe badanie w graficznym interfejsie użytkownika tomografu. Dodaj identyfikator nazwy badania w module Nazwa badania i wybierz z menu rozwijanego zapisany wcześniej przebieg obrazowania.
  2. Wybierz odpowiednią część anatomiczną z informacjami o zwierzęciu/próbce | Część anatomiczna | Pozycjonowanie serca i zwierząt według informacji o zwierzętach/próbkach | Pozycjonowanie | Na wznak/Głowa do przodu. Opisz wagę zwierzęcia w gramach dla odpowiedniego modułu: Informacje o zwierzęciu/próbce | Waga zwierzęcia.
    UWAGA: Wszystkie inne informacje w tej sekcji są opcjonalne, ale warto podać jak najwięcej żądanych informacji, aby znaleźć je w nagłówku DICOM obrazów rekonstrukcji, ułatwiając w ten sposób późniejsze wyszukiwanie danych.
  3. Wybierz radionuklid w informacjach o skanowaniu PET | F18 dla [18F]FDG i innych 18związków znakowanych F; zmodyfikować, jeśli używane są inne znaczniki (np. [13N]NH3). Wpisz również nazwę znacznika w informacjach o skanowaniu PET | Moduł nazwy Tracer, ponieważ ta nazwa zostanie zgłoszona w nagłówku DICOM po zakończeniu rekonstrukcji obrazu.
    UWAGA: Informacje o czasie, aktywności i objętości wstrzykiwania znacznika są obowiązkowe, ale mogą być podane później podczas pozyskiwania PET.
  4. W informacjach z tomografii komputerowej wpisz wszystkie dostępne informacje dotyczące środka kontrastowego.
    UWAGA: Wszystkie te informacje są opcjonalne, ale mogą ułatwić późniejsze wyszukiwanie danych, jeśli zostaną podane.
  5. Naciśnij Wykonaj skanowanie i poczekaj, aż otworzy się inna zakładka GUI, umożliwiająca pozycjonowanie zwierząt i specyfikację innych opcji skanowania.
  6. Wybierz typ kalibracji CT w Kalibracja CT | Użyj domyślnej kalibracji CT.
  7. W sekcji Przygotowanie do badania wybierz każdy protokół skanowania z menu rozwijanego i zaznacz pole wyboru Poczekaj na potwierdzenie użytkownika przed tym skanowaniem.
    UWAGA: Ten krok jest bardzo ważny, ponieważ przełączy skaner w stan czuwania w oczekiwaniu na dane wejściowe użytkownika przed rozpoczęciem odpowiedniej fazy akwizycji. W przypadku skanowania PET umożliwi to synchronizację wstrzyknięcia znacznika i rozpoczęcie właściwego skanowania PET; w przypadku skanu CTAC pozwoli to użytkownikowi na zamknięcie pokrywy (ekranowania) przed emisją promieni rentgenowskich podczas badania TK (badanie zostanie automatycznie przerwane, jeśli pokrywa zostanie otwarta przed rozpoczęciem tomografii komputerowej); w przypadku skanowania Cine-CT ta przerwa pozwoli użytkownikowi na zainicjowanie protokołu infuzji CA i skanowania danych CT z wymaganym opóźnieniem.
  8. W celu pozycjonowania zwierząt włącz moduł sterujący silnikiem za pomocą przełącznika w lewym panelu GUI.
    UWAGA: Spowoduje to włączenie laserów centrujących na łóżku dla zwierząt i włączenie przycisków ręcznego wyrównywania łóżka umieszczonych z boku skanera.
  9. Użyj przycisków ręcznego wyrównywania łóżka, aby przesunąć klatkę piersiową zwierzęcia na znaki laserowe. Sprawdź dokładnie zarówno wzdłużne, jak i pionowe ustawienie zwierzęcia.
  10. Gdy zwierzę zostanie umieszczone we właściwej pozycji zgodnie z laserem centrującym, naciśnij Wyłącz laser, aby zapisać aktualną pozycję oznaczoną laserem, która ma zostać przesunięta do środka skanerów PET i CT podczas odpowiednich faz akwizycji. Następnie wyłącz moduł sterujący silnika.

6. Skanowanie PET

  1. Naciśnij Rozpocznij akwizycję, aby przenieść zwierzę na pole widzenia skanera PET. Ogon i kaniula pozostaną poza polem widzenia, aby umożliwić wstrzyknięcie znacznika. Skaner pozostanie bezczynny, dopóki użytkownik nie naciśnie przycisku Kontynuuj.
  2. Przygotować strzykawkę ze skalibrowaną dawką znacznika PET.
  3. Akwizycję należy rozpocząć od naciśnięcia przycisku Kontynuuj i rozpocząć wstrzykiwanie znacznika do kaniuli w ciągu 5 sekund od rozpoczęcia skanowania ( Rysunek 1).
    UWAGA: Czas wstrzyknięcia wyniesie ~20-25 s.
  4. Umieścić strzykawkę w kalibratorze dawki PET, aby zmierzyć pozostałą aktywność w strzykawce. Opisz rzeczywistą aktywność i czas pomiaru.
  5. Na karcie Hardware monitor (Monitor sprzętu) w graficznym interfejsie użytkownika skanera użyj przycisku Update PET tracer info (Aktualizuj informacje o znaczniku PET), aby wprowadzić rzeczywisty czas, aktywność i objętość wstrzyknięcia.
  6. Podczas skanowania należy okresowo sprawdzać parametry fizjologiczne zwierzęcia.
  7. Podczas skanowania zmierz glikemię, jak opisano w kroku 2.2, w następujących punktach czasowych: 5 min, 20 min, 40 min i 60 min po rozpoczęciu skanowania PET.
  8. Po pomiarze glikemii umieść pasek testowy w liczniku gamma i wykonuj pomiar aktywności przez 60 s. Zapisz rzeczywisty czas, w którym przeprowadzono pomiar aktywności, i skoryguj rozpad promieniotwórczy, przyjmując czas wstrzyknięcia znacznika jako czas odniesienia. Przelicz zarejestrowane wartości aktywności na stężenie aktywności (Bq/mL), biorąc pod uwagę średnią objętość krwi wynoszącą 1 μl w pasku testowym glukozy (tj. za pomocą równania [1]):
    Ckrew(t) =A krew(t)/0,001 ml [Bq/mL] (1)
    gdzieKrew(t) jest skorygowaną o rozpad zmierzoną aktywnością próbki krwi w pasku testowym, wyrażoną w Bq.
    UWAGA: Rozpoczęcie skanowania PET i wstrzyknięcie znacznika może być wykonane przez tego samego operatora za pomocą mobilnego urządzenia sterującego tomografu umieszczonego na bocznym stole skanera w pobliżu miejsca operatora podczas wstrzykiwania. Dopuszczalne są dłuższe opóźnienia między rozpoczęciem skanowania a początkiem wstrzyknięcia, ale niektóre zrekonstruowane klatki na początku sekwencji dynamicznej pozostaną puste. Zaleca się unikanie opóźnień większych niż 10 s (tj. prowadzących do dwóch pustych ramek z bieżącym protokołem).

figure-protocol-1
Rysunek 1: Wtrysk znacznika PET. Ta operacja jest wykonywana zaraz po rozpoczęciu skanowania PET. Zwierzę znajduje się w polu widzenia PET (głowa do przodu, z ogonem widocznym po stronie operatora). Skrót: PET = pozytonowa tomografia emisyjna. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

7. Tomografia komputerowa

  1. Przed wstrzyknięciem środka kontrastowego CT należy rozpocząć skanowanie CTAC zaraz po zamknięciu pokrywy skanera i naciśnięciu przycisku Kontynuuj na graficznym interfejsie użytkownika. Pod koniec tego bardzo krótkiego akwizycji należy zastosować następujące procedury, aby zapewnić prawidłowe zwiększenie puli krwi poprzez wstrzyknięcie CA przed pobraniem przy użyciu tego samego dostępu naczyniowego, który jest używany do wstrzykiwania znacznika PET.
    1. Jodowana emulsja lipidowa CA:
      1. Po zakończeniu skanowania CTAC wstrzyknąć jodowaną emulsję lipidową CA za pomocą kaniuli już podłączonej do żyły ogonowej myszy. Typowy czas wstrzyknięcia wynosi około 30-60 s.
      2. Obrazowanie należy rozpocząć zaraz po zakończeniu iniekcji. Naciśnij przycisk Kontynuuj w graficznym interfejsie użytkownika skanera, aby rozpocząć akwizycję Cine-CT.
    2. Iomeprol/pompa strzykawkowa:
      1. W przypadku stosowania zwykłego rentgenowskiego CA, takiego jak jomopról, należy użyć pompy strzykawkowej, która umożliwia powolne wstrzykiwanie ze stałą szybkością.
      2. W przypadku myszy ustaw szybkość wstrzykiwania CA na 10 ml/h (~0,17 ml/min), ograniczając objętość wstrzyknięcia do 0,5 ml. Przy takim ustawieniu należy przerwać wstrzykiwanie po ~3 min. W przypadku szczurów należy ustawić pompę na szybkość 24 ml/h (= 0,4 ml/min) i ograniczyć objętość wstrzykniętego wstrzykiwania do 2 ml. Przy takim ustawieniu należy przerwać wstrzykiwanie po 5 minutach.
      3. Podłącz igłę przymocowaną do rurki CA do kaniuli żyły ogonowej, upewniając się, że zarówno rurka, jak i igła są wstępnie wypełnione CA.
      4. Należy rozpocząć wstrzykiwanie. Zamknij pokrywę skanera i przygotuj się do skanowania Cine-CT.
      5. Naciśnij przycisk Kontynuuj na graficznym interfejsie użytkownika tomografu po 60 s od początku wstrzyknięcia u myszy i po 90 s od początku wstrzyknięcia u szczurów, aby rozpocząć akwizycję Cine-CT. Wstrzykiwanie CA zostanie zatrzymane mniej więcej w tym samym czasie, co zakończenie skanowania Cine-CT u myszy i po zakończeniu u szczurów.
  2. Po zakończeniu badania Cine-CT należy odłączyć zwierzę od systemu monitorowania fizjologicznego i usunąć kaniulę żyły ogonowej. W zależności od rzeczywistego protokołu, zwierzęta są albo odzyskiwane, albo poddawane eutanazji po opisanej procedurze obrazowania. W pierwszym przypadku zwierzęta są budzone w klatkach w ciepłym otoczeniu pod lampą podczerwieni. Są monitorowani aż do całkowitego wybudzenia, przyjmując 15/30 minut po znieczuleniu gazowym. W przypadku protokołów wymagających np. pobrania tkanek po zakończeniu procedury obrazowania, zwierzęta są poddawane eutanazji przy użyciu przedawkowania środka znieczulającego w komorze indukcyjnej (5% izofluranu), zgodnie z załącznikiem VI do D.Lgs. 26/2014.
    UWAGA: W przypadku 18radionuklidów na bazie F, jak omówiono w niniejszym protokole, 24 godziny po wstrzyknięciu znacznika są wystarczające, aby osiągnąć poziom resztkowej radioaktywności na ciele zwierzęcia, który jest bezpieczny dla wszystkich praktycznych celów.

8. Rekonstrukcja obrazów 4DCT serca za pomocą wewnętrznego bramkowania krążeniowo-oddechowego

UWAGA: Po zakończeniu badania obrazowego, standardowa rekonstrukcja PET i CT jest wykonywana automatycznie. Niemniej jednak rekonstrukcja sekwencji 4D (Cine) cardio CT musi być wykonana ręcznie i wymaga pewnej interakcji ze strony użytkownika. Ten szczególny rodzaj rekonstrukcji, obowiązkowy dla późniejszej morfofunkcjonalnej analizy CT serca, omówiono w tej sekcji.

  1. Otwórz moduł bramkowania serca w graficznym interfejsie użytkownika tomogragh i wybierz badanie obrazowe do analizy.
  2. Wybierz obszar zainteresowania (ROI) na wyświetlanych zdjęciach rentgenowskich zwierzęcia (Rysunek 2), aby zbudować zależną od czasu krzywą ruchu serca, reprezentującą sygnał bramkowania - kymogram. Przesuń w pionie wstępnie narysowany prostokątny ROI w taki sposób, aby zaznaczony był zarówno wierzchołek serca, jak i przysłona. Następnie wybierz opcję Analiza sygnału bramkowania. Interfejs użytkownika będzie teraz pokazywał sygnał bramkowania zarówno w dziedzinie czasu, jak i częstotliwości.
  3. Na pierwszym wykresie w dziedzinie częstotliwości wybierz pasmo częstotliwości oddechowej, podświetlając pierwszą grupę szczytów widma częstotliwości (patrz Rysunek 3 dla przykładowego spektrum).
  4. Na drugim wykresie w dziedzinie częstotliwości wybierz pasmo częstotliwości ruchu serca, podświetlając drugi najostrzejszy szczyt.
  5. W następnej fazie obserwuj sygnał bramkowania w dziedzinie czasu z nałożonymi kolorowymi znacznikami (kropkami), pokazującymi zidentyfikowane piki oddechowe i piki skurczu serca. Jeśli pozycje znaczników dobrze pasują do szczytów oddechowych i sercowych pierwotnego sygnału bramkowania, przejdź do następnej fazy. Inaczej:
    1. Jeśli kształt sygnału bramkowania jest zbyt różny od tego wyświetlanego w Rysunek 3, wróć do kroku 8.2 i wybierz inny ROI.
    2. Jeśli kształt sygnału bramkowania jest dość podobny do tego pokazanego w Rysunek 3, wróć do kroku 8.3 i kroku 8.4 i wybierz różne pasma częstotliwości w widmie sygnału bramkowania.
  6. W następnej fazie wybierz co najmniej cztery bramki sercowe.
    UWAGA: Typowa rekonstrukcja Cine-CT składa się z 8-12 bramek serca.
  7. Wybierz odpowiednie okno oddechowe, korzystając z menu rozwijanego: Okno oddechowe | 20%-80%.
    UWAGA: Pozwoli to zachować 60% pozyskanych danych w rekonstrukcji, z wyłączeniem fazy wdechu szczytowego, a tym samym poprawić ostrość zrekonstruowanych ścian mięśnia sercowego w każdej fazie serca.
  8. Wykonaj rekonstrukcję, aby przekonwertować retrospektywnie bramkowane obrazy Cine-CT do formatu DICOM, gotowe do zaimportowania do oprogramowania w celu późniejszej analizy funkcjonalnej.

figure-protocol-2
Rysunek 2: Narzędzie do wyboru ROI dla wewnętrznego bramkowania. Obraz ten jest wyświetlany w graficznym interfejsie użytkownika tomografu podczas fazy rekonstrukcji Cine-CT. Użytkownik musi wybrać pozycję ROI (żółty prostokąt), na której uzyskuje się wewnętrzny sygnał bramkowania (kymogram) z surowych projekcji CT. Okrągły obiekt nałożony na klatkę piersiową zwierzęcia jest poduszką oddechową używaną wyłącznie do monitorowania fizjologicznego podczas badania. Skróty: ROI = region zainteresowania; CT = tomografia komputerowa; GUI = graficzny interfejs użytkownika. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

figure-protocol-3
Rysunek 3: Przykładowy sygnał bramkowania (górna ramka) i odpowiadające mu spektrum częstotliwości (środek i dół). Obrazy uzyskane za pomocą modułu bramkowania serca w oprogramowaniu Atrium. Użytkownik musi wybrać odpowiednie pasma częstotliwości zarówno dla ruchu oddechowego (rama środkowa), jak i ruchu serca (ramka dolna). Umożliwi to identyfikację markerów oddechowych i sercowych na sygnale bramkowania, które muszą zostać sprawdzone przez użytkownika przed przystąpieniem do rekonstrukcji 4D. Zła identyfikacja pików lub niewłaściwe przypisanie (np. oddechowe do sercowego lub odwrotnie) doprowadzi do nieprawidłowej rekonstrukcji. Pokazane dane uzyskano z analizy skanu 4D Cine-CT zdrowego, dorosłego samca szczura rasy Wistar (507 g), któremu wstrzyknięto 2 ml jomoprolu w dawce 200 mg/ml z szybkością 0,4 ml/min przez 5 minut (wykres na górze jest powiększony w ciągu pierwszych 22 sekund od akwizycji, aby umożliwić lepszą wizualizację zidentyfikowanego ruchu serca i układu oddechowego). Skrót: CT = tomografia komputerowa. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

9. Analiza kardiologiczna PET

UWAGA: Ta sekcja pokazuje, jak przeprowadzić analizę kinetyczną dynamicznych [18F]FDG lewej komory małego zwierzęcia. Analiza oparta jest na oprogramowaniu Carimas. Poniższe instrukcje nie zastępują instrukcji obsługi oprogramowania17. Poniższa procedura opiera się na graficznej analizie dynamicznych danych PET metodą Patlaka18. Zapoznaj się z sekcją Dyskusja, aby uzyskać szczegółowe informacje na temat tej analizy.

  1. Otwórz obrazy DICOM dynamicznego skanowania PET.
  2. Wybierz moduł HeartPlugin.
  3. Powiększ obraz na sercu myszy/szczura i wybierz ostatni przedział czasowy (lub równoważnie sumę ostatnich trzech do pięciu klatek czasowych), dla którego większość aktywności w kałuży krwi została już wypłukana.
  4. Postępuj zgodnie z instrukcjami wyświetlanymi na ekranie, aby zmienić orientację obrazu wzdłuż głównej osi serca zwierzęcia (krótka oś, pionowa i pozioma długa oś). Zrób to interaktywnie, przesuwając wyświetlane znaczniki podstawy serca i wierzchołka (Rysunek 4).
  5. Wybierz narzędzie do segmentacji.
    UWAGA: Domyślnie włączona jest automatyczna segmentacja, która w większości przypadków daje wiarygodne wyniki.
  6. Jeśli wynik automatycznej segmentacji nie jest akceptowalny, doprecyzuj kształt segmentowanego mięśnia sercowego i/lub jamy lewej komory, włączając tryb ręczny (wyszukiwanie ROI wyłączone).
  7. W narzędziu do modelowania wybierz odpowiedni model kinetyczny, który ma być używany do dynamicznej analizy PET. W takim przypadku wybierz punkt menu Graficzny | Patlak, aby umożliwić analizę wykresu Patlaka w celu obliczenia tempa metabolicznego wychwytu glukozy (MRGlu) dla każdego sektora serca.
  8. W narzędziu Mapa biegunowa wybierz odpowiednią liczbę wyświetlanych segmentów serca. W takim przypadku wybierz 17 segmentów.
  9. Teraz naciśnij przycisk Dopasuj, aby przeprowadzić procedurę dopasowania analizy Patlak
    10. .
  10. Pod koniec procedury dopasowania należy obserwować wyświetloną mapę biegunową wartości Ki (tj. nachylenie regresji liniowej wyrażone w ml/[mL × min]).
  11. Korzystając z wartości Ki dla każdego sektora przedstawionego w tabeli, obliczMR Glu, korzystając z równania (2):
    MRGlu = (Ki × PGlu)/LC (2)
    gdzie PGlu jest wartością stężenia glukozy w osoczu (mmol/l) pochodzącą z próbki krwi, a stała skupiona (LC) jest współczynnikiem empirycznym stosowanym do kompensacji różnicy w wychwytywaniu między prawidłową glikemią a FDG. Zobacz na przykład Ng et al.22 dla typowych wartości stałej skupionej w różnych warunkach eksperymentalnych.
    UWAGA: Przed rozpoczęciem analizy PET dobrą praktyką jest wizualne sprawdzenie dynamicznej sekwencji objętości PET w oprogramowaniu do analizy PET. Jest to konieczne, aby wykluczyć makroskopowe ruchy zwierząt między ramami czasowymi podczas badania. Jeśli występuje ruch, przed analizą należy przeprowadzić odpowiednią rejestrację obrazu (poza zakresem niniejszego protokołu), jeśli to możliwe.

figure-protocol-4
Rysunek 4: Narzędzie do reorientacji oprogramowania do analizy PET. Rzut dwóch prostych odcinków linii w przestrzeni 3D jest pokazany na każdej z trzech standardowych płaszczyzn (transosiowej, czołowej i strzałkowej). Pierwszy segment pozwala na wybór podstawy i wierzchołka serca, natomiast drugi pozwala na wybór lewej i prawej strony serca. Ten krok skutkuje nowym (interpolowanym) obrazem PET (dolny rząd), z sercem przeorientowanym wzdłuż standardowej reprezentacji AHA. Obrazy uzyskano za pomocą Carimas od zdrowego dorosłego samca myszy CD-1 o wadze 51 g i wstrzyknięto mu 10 MBq [18F]FDG. Skróty: PET = pozytonowa tomografia emisyjna; AHA = Amerykańskie Towarzystwo Kardiologiczne; FDG = fluorodeoksyglukoza. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

10. Analiza serca metodą Cine-CT

UWAGA: Ta sekcja pokazuje, jak przeprowadzić analizę ilościową obrazu serca z Cine-CT w celu zebrania globalnych danych ilościowych dotyczących czynności serca. Analiza oparta jest na oprogramowaniu Osirix MD. Poniższe instrukcje nie mają na celu zastąpienia instrukcji obsługi Osirix24.

  1. Załaduj obrazy DICOM skanowania Cine-CT do oprogramowania.
  2. Otwórz dynamiczny zestaw danych za pomocą wbudowanej przeglądarki 4D.
  3. Korzystając z narzędzia do reformacji wielopłaszczyznowej 3D (MPR), zmień orientację danych obrazu wzdłuż krótkiej osi (Rysunek 5).
  4. Eksportuj dane o zmienionej orientacji do formatu DICOM, upewniając się, że eksportowane są całe dane 4D, z zachowaniem grubości warstwy (takiej samej jak w oryginale) i głębi bitowej obrazu (16 bitów na woksel)
  5. Otwórz wyeksportowane obrazy 4D MPR za pomocą przeglądarki 4D.
  6. Wybierz przedział czasowy odpowiadający końcowi rozkurczu. Przeglądaj wszystkie przedziały czasowe za pomocą suwaka czasu na głównym pasku narzędzi, aby upewnić się, że wybrano właściwą fazę pracy serca.
  7. W tym przedziale czasowym wybierz narzędzie do adnotacji zamkniętego wielokąta i ręcznie nakreśl ścianę wsierdzia LV.
  8. Zrób to samo dla 10-20 wycinków od podstawy do wierzchołka, upewniając się, że wszystkie ROI mają tę samą nazwę (np. LVENDO).
  9. W menu ROI wybierz pozycję Wolumin ROI | Wygeneruj brakujące ROI, aby wygenerować ROI na wszystkich krótkich wycinkach osi przez interpolację ręcznie narysowanych ROI.
  10. W menu ROI wybierz pozycję Wolumin ROI | Oblicz wolumin w celu obliczenia wolumenu grupy ROI o tej samej nazwie ROI.
  11. Przejrzyj ramy czasowe i wybierz fazę odpowiadającą skurczowi końcowemu (mniejsza objętość LV) i powtórz kroki 10.7-10.10 powyżej.
  12. Obliczyć objętość wyrzutową (SV) i frakcję wyrzutową za pomocą równań (3) i (4):
    SV = EDV - ESV[mL] (3)
    EF = 100 × SV/EDV [%] (4)
    gdzie EDV to objętość końcoworozkurczowa, a ESV to objętość końcowoskurczowa.

figure-protocol-5
Rysunek 5: Graficzny interfejs narzędzia do reformacji wielopłaszczyznowej. Narzędzie to służy do reorientacji danych Cine-CT w celu późniejszej analizy funkcjonalnej. Użytkownik powinien obrócić i przesunąć osie odniesienia po lewej stronie ekranu w taki sposób, aby widok serca w krótkiej osi był pokazany po prawej stronie. Na końcu tej procedury użytkownik może wyeksportować obrazy o zmienionej orientacji jako zestaw plików DICOM. Obrazy uzyskano za pomocą Osirix MD i odnoszą się do zdrowego dorosłego samca szczura rasy Wistar (507 g), któremu wstrzyknięto 2 ml jomeprolu, 200 mg/ml, z szybkością 0,4 ml/min przez 5 minut, zrekonstruowanego za pomocą filtrowanej projekcji wstecznej o wielkości woksela 0,24 mm3. Kliknij tutaj, aby zobaczyć większą wersję tego rysunku.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

W tej sekcji pokazane są typowe wyniki zarówno dla analizy PET, jak i CT zgodnie z procedurami opisanymi do tej pory. Rysunek 6 pokazuje wyniki automatycznej segmentacji mięśnia sercowego i jamy lewej komórki [18F]FDG PET kontrolnej (zdrowej) myszy CD-1. Mimo że prawa komora nie zawsze jest widoczna na zrekonstruowanych obrazach, osie orientacji oparte na nagłówku DICOM mogą być wykorzystane do prawidłowego odróżnienia przegrody międzykomorowej od innych ścian lewej komory, co jes...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Protokół przedstawiony w tym artykule koncentruje się na typowej procedurze eksperymentalnej translacyjnych badań sercowo-naczyniowych na małych zwierzęcych modelach uszkodzenia serca przy użyciu obrazowania PET/CT o wysokiej rozdzielczości. Przedstawione wyniki wskazują na wysoką wartość ilościową i jakościową obrazów PET i Cine-CT, dostarczających zarówno funkcjonalnych, jak i strukturalnych informacji o całym sercu na temat jego metabolizmu glukozy, kształtu i dynamiki jej skurczu. Co więcej, wszystkie uzyskane obrazy...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Daniele Panetta otrzymał grant na badania i rozwój oprzyrządowania do mikrotomografii komputerowej od Inviscan Sas.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

To badanie było częściowo wspierane przez projekt JPI-HDHL-INTIMIC "GUTMOM": Otyłość matki i dysfunkcja poznawcza u potomstwa: Przyczynowo-skutkowa rola mikrobiOMe w GUT i wczesna profilaktyka dietetyczna (projekt nr. INTIMIC-085, włoskie Ministerstwo Edukacji, Dekret o Uniwersytetach i Badaniach Naukowych nr 946/2019).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
0,9% sterylna sól fizjologicznaFresenius Kabi0,9% chlorek sodu do wstrzykiwań
1025L Monitorowanie fizjologiczneInstrumentySystem monitorowania fizjologicznego do obrazowania małych zwierząt
Strzykawki 5 mlArtsanaStrzykawki z igłą do wstrzykiwań znacznika PET
Atomlab 500Else NuclearPET Kalibrator dawki
OprogramowanieAtrium InviscanWersja 1.5.5Oprogramowanie operacyjne PET/CT
Cewniki motylkoweIgła Delta Med27,5 G Oprogramowanie
CarimasTurku PET CenterWersja 2.10Oprogramowanie do analizy obrazu
Fenestra VCMedilumineEmulsja lipidowa jodowany środek kontrastowy dla małych zwierząt
LampagrzewczaLampa grzewcza z zaciskiem i przełącznikiem
Strzykawkiinsulinowe ArtsanaStrzykawki z igłą do wstrzykiwań CT CA
Iomeron 400 mgI/mlBraccoIomeprol, naczyniowy środek kontrastowy
IRIS PET/CTInviscanPET/CT dla małych zwierząt
IsofluraneZoetisZnieczulenie wziewne, 250 ml
GlukometrOneTouchFirma Johnson& Zestawglukometru
Oprogramowanie Osirix MDOprogramowanie PixmeoWersja 11Oprogramowanie do analizy obrazu
TlenPowietrze liquideSprężony gaz
Sonda doodbytnicza do 1025LSmall Animal InstrumentsSonda doodbytnicza z do systemów SAII 1025L
Czujnik oddechu do instrumentówdla małych zwierząt 1025LPoduszka oddechowa z rurkami do systemów SAII 1025L
Pompa strzykawkowa TJ-3ADłuższaPompa strzykawkowa z napędem do wstrzykiwań CT CA
dla małych zwierząt Johnson Medical

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Zaragoza, C. Animal models of cardiovascular diseases. Journal of Biomedicine and Biotechnology. 2011, 497841(2011).
  2. Russell, J. C., Proctor, S. D. Small animal models of cardiovascular disease: Tools for the study of the roles of metabolic syndrome, dyslipidemia, and atherosclerosis. Cardiovascular Pathology. 15 (6), 318-330 (2006).
  3. Riehle, C., Bauersachs, J. Small animal models of heart failure. Cardiovascular Research. 115 (13), 1838-1849 (2019).
  4. Menichetti, L., et al. MicroPET/CT imaging of αvß3 integrin via a novel 68Ga-NOTA-RGD peptidomimetic conjugate in rat myocardial infarction. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 40 (8), 1265-1274 (2013).
  5. Zhou, H., et al. Development of a micro-computed tomography-based image-guided conformal radiotherapy system for small animals. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 78 (1), 297-305 (2010).
  6. Di Lascio, N., Kusmic, C., Stea, F., Faita, F. Ultrasound-based pulse wave velocity evaluation in mice. Journal of Visualized Experiments. (120), e54362(2017).
  7. Dann, M. M., et al. Quantification of murine myocardial infarct size using 2-D and 4-D high-frequency ultrasound. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 322 (3), 359-372 (2022).
  8. Espe, E. K. Novel insight into the detailed myocardial motion and deformation of the rodent heart using high-resolution phase contrast cardiovascular magnetic resonance. Journal of Cardiovascular Magnetic Resonance. 15 (1), 82(2013).
  9. Vanhove, C., et al. Accurate molecular imaging of small animals taking into account animal models, handling, anaesthesia, quality control and imaging system performance. EJNMMI Physics. 2 (1), 31(2015).
  10. Garcia, M. J., et al. State of the art: Imaging for myocardial viability: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation: Cardiovascular Imaging. 13 (7), 000053(2020).
  11. Panetta, D., et al. Cardiac computed tomography perfusion: Contrast agents, challenges and emerging methodologies from preclinical research to the clinics. Academic Radiology. 28 (1), 1-18 (2020).
  12. Kusmic, C. Up-regulation of heme oxygenase-1 after infarct initiation reduces mortality, infarct size and left ventricular remodeling: experimental evidence and proof of concept. Journal of Translational Medicine. 12 (1), 89(2014).
  13. Muthuramu, I., Lox, M., Jacobs, F., De Geest, B. Permanent ligation of the left anterior descending coronary artery in mice: A model of post-myocardial infarction remodelling and heart failure. Journal of Visualized Experiments. (94), e52206(2014).
  14. Fischer, M., et al. Comparison of metabolic and functional parameters using cardiac 18F-FDG-PET in early to mid-adulthood male and female mice. EJNMMI Research. 11 (1), 7(2021).
  15. Valenta, I., et al. Feasibility evaluation of myocardial cannabinoid type 1 receptor imaging in obesity: A translational approach. JACC: Cardiovascular Imaging. 11 (2), 320-332 (2018).
  16. Fueger, B. J., et al. Impact of animal handling on the results of 18F-FDG PET studies in mice. Journal of Nuclear Medicine. 47 (6), 999-1006 (2006).
  17. Carimas User Manual. , Available from: https://turkupetcentre.fl/carimas/files/archive/Html/a1.html (2022).
  18. Peters, A. M. Graphical analysis of dynamic data: The Patlak-Rutland plot. Nuclear Medicine Communications. 15 (9), 669-672 (1994).
  19. Choi, Y., et al. Parametric images of myocardial metabolic rate of glucose generated from dynamic cardiac PET and 2-[18F]fluoro-2-deoxy-d-glucose studies. Journal of Nuclear Medicine. 32 (4), 733-738 (1991).
  20. Laffon, E., Marthan, R. Is Patlak y-intercept a relevant metrics. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 48 (5), 1287-1290 (2021).
  21. Flores, J. E., McFarland, L. M., Vanderbilt, A., Ogasawara, A. K., Williams, S. -P. The effects of anesthetic agent and carrier gas on blood glucose and tissue uptake in mice undergoing dynamic FDG-PET imaging: Sevoflurane and isoflurane compared in air and in oxygen. Molecular Imaging and Biology. 10 (4), 192-200 (2008).
  22. Ng, C. K. Sensitivity of myocardial fluorodeoxyglucose lumped constant to glucose and insulin. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 260 (2), 593-603 (1991).
  23. Shoghi, K. I., Welch, M. J. Hybrid image and blood sampling input function for quantification of small animal dynamic PET data. Nuclear Medicine and Biology. 34 (8), 989-994 (2007).
  24. Heuberger, J., Pixmeo, S., Rosset, A. OsiriX User Manual. Blurb. , San Francisco, CA. (2017).
  25. Cerqueira, M. D., et al. Standardized myocardial segmentation and nomenclature for tomographic imaging of the heart. A statement for healthcare professionals from the Cardiac Imaging Committee of the Council on Clinical Cardiology of the American Heart Association. Circulation. 105 (4), 539-542 (2002).
  26. Kolanowski, T. J., et al. Multiparametric evaluation of post-MI small animal models using metabolic ([18F]FDG) and perfusion-based (SYN1) heart viability tracers. International Journal of Molecular Sciences. 22 (22), 12591(2021).
  27. Guiducci, L., et al. Contribution of organ blood flow, intrinsic tissue clearance and glycaemia to the regulation of glucose use in obese and type 2 diabetic rats: A PET study. Nutrition Metabolism and Cardiovascular Diseases. 21 (9), 726-732 (2011).
  28. Tadinada, S. M., et al. Functional resilience of C57BL/6J mouse heart to dietary fat overload. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 321 (5), 850-864 (2021).
  29. Dreyfuss, A. D., et al. A novel mouse model of radiation-induced cardiac injury reveals biological and radiological biomarkers of cardiac dysfunction with potential clinical relevance. Clinical Cancer Research. 27 (8), 2266-2276 (2021).
  30. Hsu, B. PET tracers and techniques for measuring myocardial blood flow in patients with coronary artery disease. Journal of Biomedical Research. 27 (6), 452-459 (2013).
  31. Dinkel, J., et al. Intrinsic gating for small-animal computed tomography. Circulation: Cardiovascular Imaging. 1 (3), 235-243 (2008).
  32. Kuntz, J., et al. Fully automated intrinsic respiratory and cardiac gating for small animal CT. Physics in Medicine and Biology. 55 (7), 2069-2085 (2010).
  33. Li, Y., Zhang, W., Wu, H., Liu, G. Advanced tracers in PET imaging of cardiovascular disease. BioMed Research International. 2014, 504532(2014).
  34. Kim, D. -Y., Cho, S. -G., Bom, H. -S. Emerging tracers for nuclear cardiac PET imaging. Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 52 (4), 266-278 (2018).
  35. Maddahi, J., Packard, R. R. S. Cardiac PET perfusion tracers: Current status and future directions. Seminars in Nuclear Medicine. 44 (5), 333-343 (2014).
  36. Bentourkia, M. Kinetic modeling of PET data without blood sampling. IEEE Transactions on Nuclear Science. 52 (3), 697-702 (2005).
  37. Lammertsma, A. A. Forward to the past: The case for quantitative PET imaging. Journal of Nuclear Medicine. 58 (7), 1019-1024 (2017).
  38. Nahrendorf, M., et al. High-resolution imaging of murine myocardial infarction with delayed-enhancement cine micro-CT. American Journal of Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 292 (6), 3172-3178 (2007).
  39. Badea, C. T., Fubara, B., Hedlund, L. W., Johnson, G. A. 4-D micro-CT of the mouse heart. Molecular Imaging. 4 (2), 110-116 (2005).
  40. Technical Resources. MediLumine. , Available from: https://www.medilumine.com/technical-resources (2019).
  41. Nebuloni, L., Kuhn, G. A., Müller, R. A Comparative analysis of water-soluble and blood-pool contrast agents for in vivo vascular imaging with micro-CT. Academic Radiology. 20 (10), 1247-1255 (2013).
  42. Panetta, D., et al. Performance evaluation of the CT component of the IRIS PET/CT preclinical tomograph. Nuclear Instruments & Methods in Physics Research Section A: Accelerators Spectrometers Detectors and Associated Equipment. 805, 135-144 (2016).
  43. Gu, J., et al. At what dose can total body and whole abdominal irradiation cause lethal intestinal injury among C57BL/6J mice. Dose-Response. 18 (3), 1559325820956783(2020).
  44. Amirrashedi, M., Zaidi, H., Ay, M. R. Advances in preclinical PET instrumentation. PET Clinics. 15 (4), 403-426 (2020).
  45. Clark, D. P., Badea, C. T. Advances in micro-CT imaging of small animals. Physica Medica. 88, 175-192 (2021).
  46. Belcari, N., Del Guerra, A., Panetta, D. High-Resolution and Animal Imaging Instrumentation and Techniques. Handbook of Particle Detection and Imaging. Grupen, C., Buvat, I. , Springer. Berlin, Heidelberg. 1497-1535 (2021).
  47. Wang, G., Rahmim, A., Gunn, R. N. PET Parametric imaging: Past, present, and future. IEEE Transactions on Radiation and Plasma Medical Sciences. 4 (6), 663-675 (2020).
  48. Befera, N. T., Badea, C. T., Johnson, G. A. Comparison of 4D-microSPECT and microCT for murine cardiac function. Molecular Imaging and Biology. 16 (2), 235-245 (2014).
  49. van Deel, E., Ridwan, Y., van Vliet, J. N., Belenkov, S., Essers, J. In vivo quantitative assessment of myocardial structure, function, perfusion and viability using cardiac micro-computed tomography. Journal of Visualized Experiments. (108), e53603(2016).
  50. Lee, C. -L., et al. Assessing cardiac injury in mice with dual energy-microCT, 4D-microCT and microSPECT imaging following partial-heart irradiation. International Journal of Radiation Oncology, Biology, Physics. 88 (3), 686-693 (2014).
  51. Harms, H., et al. Comparison of clinical non-commercial tools for automated quantification of myocardial blood flow using oxygen-15-labelled water PET/CT. European Heart Journal - Cardiovascular Imaging. 15 (4), 431-441 (2013).
  52. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantitation with 15O-labelled water PET: High reproducibility of the new cardiac analysis software (CarimasTM). European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 36 (10), 1594-1602 (2009).
  53. Nesterov, S. V., et al. Myocardial perfusion quantification with Rb-82 PET: Good interobserver agreement of Carimas software on global, regional, and segmental levels. Annals of Nuclear Medicine. 36, 507-514 (2022).
  54. Nesterov, S. V., et al. One-tissue compartment model for myocardial perfusion quantification with N-13 ammonia PET provides matching results: A cross-comparison between Carimas, FlowQuant, and PMOD. Journal of Nuclear Cardiology. , (2021).
  55. Thackeray, J. T. Preclinical Multimodality Imaging and Image Fusion in Cardiovascular Disease. Image Fusion in Preclinical Applications. Kuntner-Hannes, C., Haemisch, Y. , Springer. Cham, Switzerland. 161-181 (2019).
  56. Vohra, R., Batra, A., Forbes, S. C., Vandenborne, K., Walter, G. A. Magnetic resonance monitoring of disease progression in mdx mice on different genetic backgrounds. The American Journal of Pathology. 187 (9), 2060-2070 (2017).
  57. Baehr, A., et al. Agrin promotes coordinated therapeutic processes leading to improved cardiac repair in pigs. Circulation. 142 (9), 868-881 (2020).
  58. Lalwani, K., et al. Contrast agents for quantitative microCT of lung tumors in mice. Comparative Medicine. 63 (6), 482-490 (2013).
  59. Bertoldo, A., et al. Evaluation of compartmental and spectral analysis models of [18F]FDG kinetics for heart and brain studies with PET. IEEE Transactions on Bio-medical Engineering. 45 (12), 1429-1448 (1998).
  60. Li, Y., Kundu, B. K. An improved optimization algorithm of the three-compartment model with spillover and partial volume corrections for dynamic FDG PET images of small animal hearts in vivo. Physics in Medicine and Biology. 63 (5), 055003(2018).
  61. Mabrouk, R., Dubeau, F., Bentourkia, M., Bentabet, L. Extraction of time activity curves from gated FDG-PET images for small animals' heart studies. Computerized Medical Imaging and Graphics. 36 (6), 484-491 (2012).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Kardiologiczne PET CTobrazowanie ma ych zwierz tobrazowanie metabolizmu glukozymodel zawa u mi nia sercowegosegmentacja lewej komorybadanie cine CTanaliza wykresu Patlakaobliczanie frakcji wyrzutowejpomiar obj to ci wyrzutowejprzedkliniczne obrazowanie serca

Powiązane artykuły