Artykuł metodologiczny

Protokół ratowania zarodka dla hybrydyzacji międzygatunkowej w squashu

DOI:

10.3791/64071

⸱

12 września 2022

 ,  ,  , 
1UF/IFAS Tropical Research and Education Center

W tym artykule

Podsumowanie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Artykuł opisuje protokół ratowania zarodków do regeneracji niedojrzałych zarodków pochodzących z międzygatunkowej hybrydyzacji Cucurbita pepo i Cucurbita moschata. Protokół może być łatwo zduplikowany i będzie ważnym zasobem dla programów hodowli squasha.

Streszczenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Hybrydyzacja międzygatunkowa w uprawach Cucurbita (kabaczek) jest pożądana dla poszerzenia zmienności genetycznej i introgresji użytecznych alleli. Niedojrzałe zarodki powstałe z tych szerokich krzyżówek muszą zostać zregenerowane przy użyciu odpowiednich technik ratowania zarodków. Chociaż technika ta jest dobrze znana dla wielu upraw, brakuje szczegółowego opisu odpowiedniej metodologii uprawy dyni, która pozwoliłaby na jej rutynowe stosowanie. W tym miejscu opisujemy protokół ratowania zarodka przydatny do międzygatunkowej hybrydyzacji C. pepo i C. moschata. Aby zidentyfikować kombinacje zdolne do ratowania zarodków, przeprowadzono 24 krzyżówki międzygatunkowe. Zestaw owoców uzyskano z dwudziestu dwóch krzyżówek, co wskazuje na 92% wskaźnik sukcesu. Jednak większość uzyskanych owoców była partenokarpiczne, z nasionami pozbawionymi zarodków (pustych nasion). Tylko jedna kombinacja krzyżowa zawierała niedojrzałe zarodki, które można było zregenerować przy użyciu podstawowych pożywek dla roślin. Z międzygatunkowego owocu F1 uratowano łącznie 10 zarodków, a wskaźnik powodzenia ratowania zarodka wyniósł 80%. Opracowany tutaj protokół ratowania zarodków będzie przydatny do hybrydyzacji międzygatunkowej w programach hodowli squasha.

Wprowadzenie

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cucurbita (2n = 40) to bardzo różnorodny rodzaj w rodzinie Cucurbitaceae, który obejmuje 27 różnych gatunków, z których pięć jest udomowionych1. Wśród nich Cucurbita moschata, C. pepo i C. maxima mają największe znaczenie gospodarcze na świecie. W Stanach Zjednoczonych C. moschata i C. pepo to dwa najważniejsze gatunki w produkcji rolnej. C. pepo składa się z czterech podgatunków (ovifera, pepo, fraternal i gumala), które zawierają zarówno letnie, jak i zimowe grupy odmian dyni: krzywej szyjki, prostej szyi, żołędzi, przegrzebków, kokosa, szpiku warzywnego, cukinii i dyni2,3,4,5. C. moschata składa się głównie z zimowych rodzajów rynku squasha, w tym butternut, Dickinson i cheese group1. Te dwa gatunki są zróżnicowane morfologicznie i fenotypowo, przy czym C. pepo jest ceniony za plon, wczesność, pokrój krzewów i różnorodne cechy owoców, w tym kształt owoców, wielkość owoców, kolor miąższu i wzór skórki. Z drugiej strony C. moschata jest ceniona za przystosowanie do ciepła i wilgotności, a także odporność na choroby i szkodniki6,7. Hybrydyzacja międzygatunkowa między C. moschata i C. pepo jest nie tylko ważną strategią wprowadzania pożądanych cech między tymi dwoma gatunkami, ale także pozwala na poszerzenie bazy genetycznej w programach hodowlanych7,8.

Wczesne krzyżówki między C. moschata i C. pepo zostały wykonane w celu określenia ich kompatybilności i/lub barier taksonomicznych9,10,11, podczas gdy późniejsze badania skupiały się głównie na przenoszeniu pożądanych cech12,13,14. Międzygatunkowa hybrydyzacja między tymi dwoma gatunkami miała na celu przeniesienie nowych cech, takich jak pokrój wzrostu krzewów lub półkrzewów oraz poprawa plonów C. pepo, a także odporność na choroby, zdolność adaptacji do stresu abiotycznego i zwiększony wigor C. moschata14,15,16. Na przykład, specyficzne krzyżówki między C. pepo (P5) i C. moschata (MO3) zaowocowały wyższym plonem owoców13, podczas gdy akcesje C. moschata (Nigerian Local i Menina) były szeroko stosowane jako główne źródło odporności na potywirusy w uprawianych odmianach C. pepo17,18.

Poprzednie badania wykazały, że hybrydyzacja między C. moschata i C. pepo jest możliwa, ale trudna8,15. Krzyżówki międzygatunkowe mogą skutkować brakiem zawiązywania owoców (aborcja), owocami partenokarpicznymi pozbawionymi żywotnych nasion (pustymi nasionami), owocami bez pestek, w których niedojrzałe zarodki nie rozwijają się (stenospermokarpia) lub owocami z niewielką liczbą niedojrzałych zarodków, które można uratować w dojrzałe rośliny poprzez ratowanie zarodków15,16. Na przykład, żadne żywotne nasiona nie zostały uzyskane przez skrzyżowanie C. pepo (królowa stołu, matczyna) z C. moschata (duży ser, ojcowski), jednak odwrotna krzyżówka dała 57 żywotnych nasion ze 134 zapyleń9. Hayase uzyskała żywotne nasiona z krzyżówek C. moschata i C. pepo tylko wtedy, gdy krzyżówki zostały wykonane o godzinie 04:00 przy użyciu pyłku przechowywanego w temperaturze 10 °C przez noc19. Baggett skrzyżował osiem różnych odmian C. moschata z C. pepo (delicata) i poinformował, że spośród 103 wszystkich zapyleń uzyskano 83 owoce, które wyglądały normalnie, ale żaden z nich nie zawierał żywotnych nasion8. W krzyżówce C. pepo (S179) i C. moschata (NK), Zhang i in. uzyskali 15 owoców z 2994 nasionami, ale tylko 12 z tych nasion było zdolnych do życia, podczas gdy pozostałe wykazywały tylko szczątkowy rozwój. Badania te sugerują, że nawet jeśli krzyżowanie międzygatunkowe między C. moschata i C. pepo jest bardzo korzystne, uzyskanie owoców z żywotnymi nasionami z krzyżówek jest wymagające16.

Ratowanie zarodków zostało zasugerowane jako odpowiednia metoda przezwyciężania problemów wynikających z wczesnej aborcji lub słabo rozwiniętych embrionów i jest jedną z najwcześniejszych i najbardziej skutecznych technik hodowli in vitro do regeneracji niedojrzałych zarodków16,20. Ratowanie zarodków polega na hodowli in vitro słabo rozwiniętych/niedojrzałych zarodków, a następnie przeniesieniu do sterylnej pożywki w celu ułatwienia odzyskania sadzonek i ostatecznie dojrzałych roślin21. Chociaż ratowanie zarodków jest powszechnie stosowane w hodowli kabaczków, brakuje szczegółowego opisu odpowiedniej metodologii, która pozwoliłaby na jej rutynowe stosowanie. Zastosowanie techniki ratowania zarodków w celu pokonania międzygatunkowych barier hybrydyzacyjnych u gatunków Cucurbita zostało zgłoszone już w 1954 roku22. Jednak sukces ratowania zarodków we wczesnych badaniach był albo nieopisany, albo bardzo niski. Metwally i in. podali 10% wskaźnik sukcesu (regeneracji do dojrzałych roślin) wśród 100 międzygatunkowych zarodków hybrydowych uratowanych ze skrzyżowania C. pepo i C. martinezii23. Sisko i wsp. podali zmienny wskaźnik powodzenia regeneracji zarodków wśród zarodków uzyskanych z różnych kombinacji krzyżowych: wskaźnik regeneracji mieszańców uzyskanych przez skrzyżowanie C. maxima (Bos. Max) i C. pepo (Gold Rush) wynosił 15,5%, dla C. pepo (cukinia) i C. moschata (Hokaido) wynosił 20%, podczas gdy dla C. pepo (Gold Rush) i C. moschata (Dolga) wynosił 37,5%24. Oprócz genotypu, pożywki i warunki hodowli in vitro są ważnymi czynnikami sukcesu techniki25,26. W obecnym badaniu przetestowano różne kombinacje krzyżowe między C. moschata i C. pepo i opracowano prostą metodologię wykorzystania techniki ratowania zarodków w squasha. Opracowanie prostej i łatwej do odtworzenia techniki ratowania zarodków ułatwi hybrydyzację międzygatunkową i wzmocnienie plazmy zarodkowej w programach hodowli squasha.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

1. Sadzenie i zapylanie

UWAGA: Ważne jest, aby zidentyfikować kompatybilne genotypy, których hybrydyzacja doprowadziłaby do zawiązania owoców i produkcji zdolnych do życia zarodków.

  1. Warunki sadzenia i pielęgnacja
    1. Uzyskać nasiona genotypów dyni (odmiany/akcesje) do hybrydyzacji (Tabela 1).
    2. Wypełnij 50 komór (25 cm szerokości x 50 cm długości) podłożem doniczkowym wzbogaconym kompletnym nawozem NPK zawierającym 1,38 g/kg N, 1,38 g/kg P i 1,38 g/kg K.
    3. Wysiewaj nasiona na głębokość równą ich długości i przykryj podłożem doniczkowym. Podlewaj mieszkania bez tworzenia stojącej wody. Następnie utrzymuj podłoże wilgotne, podlewając je ręcznie raz dziennie.
    4. W drugim etapie prawdziwych liści sadzonki należy przesadzić do doniczek o średnicy od 25 cm do 30 cm, wzbogaconych kompletnym nawozem NPK w ilości 3 łyżek stołowych na doniczkę. Rośliny nawozić raz w tygodniu 500 ml / doniczkę płynnego nawozu zawierającego NPK 20:20:20 dodanego w stężeniu 1 g na galon wody.
    5. Utrzymuj rośliny w szklarni w temperaturze między 22-28 °C w warunkach naturalnego oświetlenia. W przypadku genotypów winorośli należy zapewnić kratę nośną w szklarni (Rysunek 1).
  2. Wykonywanie zapyleń
    1. Zazwyczaj kwitnienie dyni rozpoczyna się po 6 do 8 tygodniach od wysiewu, w zależności od odmiany (Rysunek 2A,B). Rozpocznij kontrolowaną hybrydyzację (krzyżówki), gdy tylko rośliny zaczną kwitnąć. W warunkach szklarniowych zapylanie można odbywać przez cały rok.
    2. Zidentyfikuj kwiaty męskie i żeńskie odmian C. pepo i C. moschata, które będą gotowe do zapylenia następnego dnia. Aby zidentyfikować takie kwiaty, sprawdź, czy nie ma kwiatów, których płatki mają żółty odcień, ale nie są otwarte. Delikatnie przyklej kwiaty taśmą u góry za pomocą taśmy maskującej, aby zapobiec przypadkowemu zapyleniu przez owady (Rysunek 2C, D).
    3. Rankiem następnego dnia kwiaty są gotowe do zapylenia. Przeprowadź zapylanie przed godziną 10:00, aby poprawić wskaźnik powodzenia hybrydyzacji27.
    4. Otwórz kwiaty żeńskie i męskie, delikatnie usuwając zaklejoną taśmą górną część płatków. Usuń płatki z męskiego kwiatu i przenieś pyłek, delikatnie pocierając pylnik o znamię żeńskiego kwiatu (Rysunek 3A).
    5. Po zapyleniu natychmiast zamknij zapylony żeński kwiat taśmą maskującą. Użyj znacznika, aby zapisać datę zapylenia i wskazać rodziców ze strony ojca i matki użytych w krzyżówce (Rysunek 3B).
    6. O udanej krzyżówce świadczy rozszerzony jajnik, który szybko tworzy mały owoc w ciągu 1 tygodnia (Ryc. 4A). Roślina jest wtedy gotowa do zbioru 45-55 dni po zapyleniu28 (Rysunek 4B).

2. Technika ratowania zarodków

  1. Przygotowanie podłoża
    1. Przygotuj zapasy antybiotyków: W przypadku cefotaksymu (soli sodowej) rozpuść antybiotyk w 4 ml wody dejonizowanej lub destylowanej, przefiltruj przez sterylny filtr strzykawkowy 0,22 μm i przygotuj 0,5 ml porcji. Przechowywać w temperaturze -20 °C. Otrzymany roztwór podstawowy będzie miał stężenie 250 mg/ml.
    2. W przypadku ampicyliny (soli sodowej) rozpuścić proszek w 10 ml wody, przefiltrować przez sterylny filtr strzykawkowy 0,22 μm i podwielokrotność w 1 ml bulionu o końcowym stężeniu 100 mg/ml. Przechowywać w temperaturze -20 °C.
    3. Przygotować pożywkę Murashige and Skoog (MS), rozpuszczając 2,45 g pożywki (stężenie 4,91 g/l) w 500 ml wody destylowanej w butelce o pojemności 1 l. Dodać 1,5 g gumy gellan i sterylizować w autoklawie w temperaturze 121 °C przez 20 min. Guma gellan całkowicie rozpuszcza się podczas autoklawowania.
    4. Po sterylizacji w autoklawie schłodzić pożywkę, umieszczając butelkę w łaźni wodnej o temperaturze 50 °C. Wyjmij zapasy antybiotyków z zamrażarki i rozmroź je w komorze laminarnej.
    5. Przenieś pożywkę do okapu z przepływem laminarnym. Dodać 0,6 ml roztworu podstawowego cefotaksymu (250 mg/ml) i 0,25 ml bulionu ampicyliny (100 mg/ml) do pożywki i dobrze wymieszać. Wlać około 7 ml pożywki na sterylną szalkę Petriego (60 mm x 15 mm).
    6. Pozwól pożywce zastygnąć na szalkach Petriego przez około 15-20 minut. Zamknij szalki Petriego folią uszczelniającą i umieść je w pudełku do przechowywania. Przechowywać w temperaturze pokojowej.
  2. Ratowanie zarodków
    1. Przed rozpoczęciem wyczyść i wysterylizuj komorę laminarnego przepływu powietrza 70% alkoholem etylowym.
    2. Zbierz owoc dyni, łamiąc / odcinając go od głównej winorośli i zdezynfekuj powierzchnię owocu, myjąc go płynnym detergentem (np. 0,3% chloroksylenolu) w zlewie laboratoryjnym, aż cały luźny brud zostanie usunięty (Rysunek 5A).
    3. Spłucz dużą ilością wody z kranu. Osusz owoce czystymi ręcznikami papierowymi. Przenieś owoce do komory laminarnego przepływu powietrza (Rysunek 5B).
    4. Sterylizuj powierzchnię owoców, rozpylając 70% etanolu na owoce w sterylnej komorze laminarnej z przepływem powietrza. Przetnij owoc na pół sterylnym nożem (Rysunek 5C) i wyekstrahuj nasiona.
    5. Użyj sterylnych kleszczy, aby aseptycznie otworzyć okrywę nasienną i odsłonić niedojrzałe zarodki (Rysunek 6). Ostrożnie umieść niedojrzałe zarodki na szalce Petriego zawierającej pożywkę MS uzupełnioną cefotaksymem i ampicyliną (Ryc. 7A). Zamknąć szalkę Petriego i zamknąć folią do owijania.
      UWAGA: W zależności od wielkości zarodka możliwe jest zmieszczenie pięciu lub sześciu zarodków na szalce Petriego.
    6. Umieścić zapieczętowane szalki Petriego z zarodkami w komorze wzrostowej w świetle 16-godzinnego fotoperiodu w temperaturze 25 °C i wilgotności względnej 70%. Jeśli dojdzie do zakażenia, należy niezwłocznie przeprowadzić subkulturę nieskażonych zarodków na nową płytkę z tym samym podłożem.
    7. Liścienie zaczną się rozszerzać po 4 dniach i zmienią kolor na zielony w ciągu 10 dni (Rysunek 7B). W tym momencie, jeśli to konieczne, wykonaj subkulturację na nowe płytki zawierające to samo podłoże, aby umożliwić ekspansję tkanki. Korzenie zaczną pojawiać się po 14 dniach (Rysunek 7C), a po 21 dniach sadzonki będą miały wydłużone korzenie i liścienie (Rysunek 7D).
      UWAGA: Pożywka zastosowana w protokole jest odpowiednia do różnicowania na pędy i korzenie bez dodatkowych regulatorów wzrostu.
    8. Na tym etapie usuń sadzonki z szalek Petriego i delikatnie zmyj podłoże z korzeni wodą z kranu (Rysunek 8). Umieść sadzonki w plastikowym pojemniku (14 cm x 9 cm x 4 cm) i przykryj korzenie mokrymi ręcznikami papierowymi (Rysunek 9A). Przykryj pojemnik i w razie potrzeby zwilż ręczniki papierowe.
    9. Przechowywać pojemniki w temperaturze pokojowej (25-28 °C) i z 16-godzinnym fotoperiodem. Ten krok zaaklimatyzuje sadzonki. Po aklimatyzacji przez 7-10 dni w pojemniku sadzonki będą miały około 3-4 długości włosów. W tym okresie w razie potrzeby ponownie zwilż ręczniki papierowe.
    10. Przenieś sadzonki do 50 początkowych komór (25 cm szerokości x 50 cm długości) uzupełnionych nawozem zgodnie z wcześniejszym opisem i przenieś je do szklarni (Rysunek 9B). Nie podlewaj nadmiernie sadzonek, aby uniknąć gnicia; w razie potrzeby dodaj około 10-20 ml na komórkę.
    11. W drugiej do trzeciej fazie prawdziwych liści przesadzaj sadzonki do doniczek o średnicy 30 cm wypełnionych podłożem doniczkowym wzbogaconym nawozem, jak opisano wcześniej (Rysunek 10A). Zapewnij podparcie kratowe dla roślin winorośli i przeprowadź kontrolowaną hybrydyzację, gdy rośliny zaczną kwitnąć, jak opisano wcześniej (Rysunek 10B).
    12. Utrzymuj rośliny w szklarni w temperaturze między 22-28 °C w naturalnym oświetleniu. Oceń rośliny pod kątem cech owoców i nasion.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Żywotność owoców i nasion
Przeprowadzono wstępny test w celu określenia zawiązywania owoców i żywotności nasion w różnych kombinacjach krzyżowych. W sumie wybrano 15 genotypów dyni, cztery C. pepo i 11 C. moschata (tab. 1). Spośród 24 prób krzyżowania międzygatunkowego, zestaw owoców uzyskano dla 22 (Tabela 2), co stanowi ogólny sukces >92% w zestawie owoców. Nie uzyskano dojrzałych owoców przez krzyżowanie O i M oraz E i J, natomiast największą ...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Istnieją dwa główne wąskie gardła dla udanej hybrydyzacji międzygatunkowej między C. moschata i C. pepo: bariera kompatybilności krzyżowej, która jest determinowana przez reakcję genotypu na produkcję zarodków hybrydowych, oraz bariery po zapłodnieniu, które utrudniają rozwój zarodków hybrydowych do normalnych nasion. Jak wcześniej informowano w przypadku dyni, test kompatybilności krzyżowej w obecnym badaniu wykazał, że większość owoców rozwijała się partenokarpowo, a większość nasion była

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Autorzy deklarują brak konfliktu interesów.

Podziękowania

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ta praca była wspierana przez USDA National Institute of Food and Agriculture, NRS Project No. FLA-TRC-006176 oraz Instytut Nauk o Żywności i Rolnictwie Uniwersytetu Florydy.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
ampicylinaAutoklaw Fisher ScientificBP1760-5
SterisAMSCO LAB 250
równowaga
cefotaksymuSigma AlfrichC 7039
probówki wirówkowe (1,5 ml)Sigma AlfrichT9661
detergent
etanol, 95%Kleszcze Decon Labs2805HC
VWR82027-408
guma gellanCaisson LaboratoriesG024
lub podświetlana półka
okap laminarny / szafa bezpieczeństwa biologicznegoThe Baker Company, IncTaśma maskująca Edgegard
UlineS-11735
media butelka
Murashige & Nawóz NPK Skoog MediumResearch Products InternationalM10200
(20-20-20)BWI Companies, Inc  Nawóz PR200
Osmocote PlusBWI Companie,s IncOS90590
Parafilm MSigma AlfrichP7793
szalka Petriego (60 x 15 mm)USA Scientific, Inc8609-0160
doniczkiBWI Companies, IncNP4000BXL
plastikowe pojemniki na żywność, ponownie wykorzystaneOscar Mayer4470003330
plastikowe zawieszkiAmazonB07QTZRY6T
mieszanka doniczkowaJolly GardenerPro-Line C/B
tace startowe do sadzonekBWI Companies IncGPPF128S4
filtr strzykawkowy (0,22 um )ExtraGeneB25CA022-S
Home Depot  2A060006
łaźnia
Komora wzrostu Obsługa kraty wodna

Bibliografia

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Paris, H. S. Genetic Resources of Pumpkins and Squash, Cucurbita spp. Genetics and Genomics of Cucurbitaceae. Plant Genetics and Genomics: Crops and Models. Grumet, R., Katzir, N., Garcia-Mas, J. 20, (2016).
  2. Gong, L., Stift, G., Kofler, R., Pachner, M., Lelley, T. Microsatellites for the genus Cucurbita and an SSR-based genetic linkage map of Cucurbita pepo L. Theoretical and Applied Genetics. 117 (1), 37-48 (2008).
  3. Paris, H. S., et al. Assessment of genetic relationships in Cucurbita pepo (Cucurbitaceae) using DNA markers. Theoretical and Applied Genetics. 106 (6), 971-978 (2003).
  4. Robinson, R. W., Decker-Walters, D. S. Cucurbits. , CAB International. Wallingford, Oxon, UK. (1997).
  5. Teppner, H. Cucurbita pepo (Cucurbitaceae)-history, seed coat types, thin coated seeds and their genetics. Phyton (Horn). 40 (1), 1-42 (2000).
  6. Hazra, P., Mandal, A. K., Dutta, A. K., Ram, H. H. Breeding pumpkin (Cucurbita moschata Duch. Ex Poir.) for fruit yield and other characters. International Journal of Plant Breeding. 1 (1), 51-64 (2007).
  7. Paris, H. S. History of the cultivar-groups of Cucurbita pepo. Horticultural Reviews-Westport Then New York. 25, 71(2001).
  8. Baggett, J. R. Attempts to cross Cucurbita moschata (Duch.) Poir. 'Butternut and C. pepo L. 'Delicata'. The Cucurbit Genetics Cooperative. 2, 32-34 (1979).
  9. Erwin, A. T., Haber, E. S. Species and Varietal Crosses in Cucurbits. Agricultural Experiment Station, Iowa State College of Agriculture and Mechanical Arts. , (1929).
  10. Whitaker, T. W., Bohn, G. W. The taxonomy, genetics, production and uses of the cultivated species of Cucurbita. Economic Botany. 4 (1), 52-81 (1950).
  11. Bemis, W. P., Nelson, J. M. Interspecific hybridization within the genus Cucurbita I, fruit set, seed and embryo development. Journal of the Arizona Academy of Science. 2 (3), 104-107 (1963).
  12. Washek, R. L., Munger, H. M. Hybridization of Cucurbita pepo with disease resistant Cucurbita species. The Cucurbit Genetics Cooperative. 6, 92(1983).
  13. Davoodi, S., Olfati, J. A., Hamidoghli, Y., Sabouri, A. Standard heterosis in Cucurbita moschata and Cucurbita pepo interspecific hybrids. International Journal of Vegetable Science. 22 (4), 383-388 (2016).
  14. De Oliveira, A. C. B., Maluf, W. R., Pinto, J. E. B., Azevedo, S. M. Resistance to papaya ringspot virus in summer squash Cucurbita pepo L. introgressed from an interspecific C. pepo× C. moschata cross. Euphytica. 132 (2), 211-215 (2003).
  15. Rakha, M. T., Metwally, E. I., Moustafa, S. A., Etman, A. A., Dewir, Y. H. Production of Cucurbita interspecific hybrids through cross pollination and embryo rescue technique. World Applied Sciences Journal. 20 (10), 1366-1370 (2012).
  16. Zhang, Q. I., Yu, E., Medina, A. Development of advanced interspecific-bridge lines among Cucurbita pepo, C. maxima, and C. moschata. HortScience. 47 (4), 452-458 (2012).
  17. Brown, R. N., Bolanos-Herrera, A., Myers, J. R., Miller Jahn, M. Inheritance of resistance to four cucurbit viruses in Cucurbita moschata. Euphytica. 129 (3), 253-258 (2003).
  18. Pachner, M., Paris, H. S., Winkler, J., Lelley, T. Phenotypic and marker-assisted pyramiding of genes for resistance to zucchini yellow mosaic virus in oilseed pumpkin (Cucurbita pepo). Plant Breeding. 134 (1), 121-128 (2015).
  19. Hayase, H. Cucurbita-crosses. XV. Flower pollination at 4 am in the production of C. pepo x C. moschata F1 hybrids. Japanese Journal of Breeding. 13 (2), 76-82 (1963).
  20. Reed, S. Embryo rescue. Plant development and biotechnology. , 235-239 (2004).
  21. Sharma, D. R., Kaur, R., Kumar, K. Embryo rescue in plants-a review. Euphytica. 89 (3), 325-337 (1996).
  22. Wall, J. R. Interspecific hybrids of Cucurbita obtained by embryo culture. Proceedings of the American Society of Horticultural Science. 63, 427-430 (1954).
  23. Metwally, E. I., Haroun, S. A., El-Fadly, G. A. Interspecific cross between Cucurbita pepo L. and Cucurbita martinezii through in vitro embryo culture. Euphytica. 90 (1), 1-7 (1996).
  24. Sisko, M., Ivancic, A., Bohanec, B. Genome size analysis in the genus Cucurbita and its use for determination of interspecific hybrids obtained using the embryo-rescue technique. Plant Science. 165 (3), 663-669 (2003).
  25. Giancaspro, A., et al. Optimization of an in vitro embryo rescue protocol for breeding seedless table grapes (Vitis vinifera L.) in Italy. Horticulturae. 8 (2), 121(2022).
  26. Warchol, M., et al. The effect of genotype, media composition, pH and sugar concentrations on oat (Avena sativa L.) doubled haploid production through oat x maize crosses. Acta Physiologiae Plantarum. 40 (5), 1-10 (2018).
  27. Nepi, M., Pacini, E. Pollination, pollen viability and pistil receptivity in Cucurbita pepo. Annals of Botany. 72 (6), 527-536 (1993).
  28. Harvey, W. J., Grant, D. G., Lammerink, J. P. Physical and sensory changes during development and storage of buttercup squash. New Zealand Journal of Crop and Horticultural Science. 25 (4), 341-351 (1997).
  29. Moon, P., Meru, G. Embryo rescue of aged Cucurbita pepo seeds using squash rescue medium. Journal of Horticultural Science and Research. 2 (1), 62-69 (2018).
  30. Nuñez-Palenius, H. G., Ramírez-Malagón, R., Ochoa-Alejo, N. Muskmelon embryo rescue techniques using in vitro embryo culture. Plant Embryo Culture. , Humana Press. 107-115 (2011).
  31. Vining, K. J., Loy, J. B. Seed development and seed fill in hull-less seeded cultigens of pumpkin (Cucurbita pepo L). Cucurbitaceae 98: Evaluation and Enhancement of Cucurbit Germplasm. McCreight, J. M. , ASHS Press. Alexandria, VA. 64-69 (1998).
  32. Vining, K. J. Seed development in hull-less-seeded pumpkin (Cucurbita pepo L.). , University of New Hampshire. L.), Durham, NH. M.S. Thesis (1999).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Poproś o pozwolenie na ponowne wykorzystanie tekstu lub ilustracji tego artykułu JoVE

Poproś o pozwolenie

Tagi

Hodowla dynigatunki Cucurbitaniedojrza e zarodkizapylanie kontrolowanepo ywka MSregeneracja ro linuprawa szklarniowasterylizacja nasion

Powiązane artykuły