Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.

Artykuł metodologiczny

Budowa modelu narządów na chipie komórek mięśni gładkich ludzkiej aorty do rekapitulacji naprężeń biomechanicznych w ścianie aorty

3.2K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64122

⸱

6 lipca 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Cardiac Surgery and Shanghai Institute of Cardiovascular Diseases, Zhongshan Hospital, Fudan University, 2Institutes of Biomedical Sciences and the Shanghai Key Laboratory of Medical Epigenetics, Shanghai Medical College, Fudan University

* These authors contributed equally

W tym artykule

Podsumowanie

Tutaj opracowaliśmy model ludzkiego narządu na chipie komórek mięśni gładkich aorty, aby odtworzyć in vivo biomechaniczne napięcie komórek mięśni gładkich w ludzkiej ścianie aorty.

Streszczenie

Konwencjonalne techniki dwuwymiarowych hodowli komórkowych i modele zwierzęce zostały wykorzystane w badaniach nad tętniakiem i rozwarstwieniem ludzkiej aorty piersiowej (TAAD). Jednak ludzkiego TAAD czasami nie można scharakteryzować za pomocą modeli zwierzęcych. Istnieje wyraźna luka gatunkowa między badaniami klinicznymi na ludziach a eksperymentami na zwierzętach, która może utrudniać odkrywanie leków terapeutycznych. W przeciwieństwie do tego, konwencjonalny model hodowli komórkowej nie jest w stanie symulować bodźców biomechanicznych in vivo. W tym celu w ostatnich latach nastąpił znaczny rozwój technik mikrowytwarzania i mikroprzepływowości, które dostarczyły nowatorskich technik tworzenia modeli organoidów na chipie, które replikują biomechaniczne mikrośrodowisko. W tym badaniu opracowano model ludzkiego narządu na chipie komórki mięśni gładkich aorty (HASMC-OOC) w celu symulacji patofizjologicznych parametrów biomechaniki aorty, w tym amplitudy i częstotliwości cyklicznego obciążenia doświadczanego przez ludzkie komórki mięśni gładkich aorty (HASMC), które odgrywają istotną rolę w TAAD. W tym modelu morfologia HASMC stała się wydłużona, wyrównana prostopadle do kierunku odkształcenia i prezentowała bardziej kurczliwy fenotyp w warunkach odkształcenia niż w statycznych warunkach konwencjonalnych. Było to zgodne z orientacją i fenotypem komórek w natywnych ludzkich ścianach aorty. Dodatkowo, korzystając z dwupłatkowych TAAD (BAV-TAAD) związanych z dwupłatkową zastawką aortalną i TAAD związanych z zastawką trójdzielną (TAV-TAAD) pochodzących od pacjentów pierwotnych HASMC, ustaliliśmy modele choroby BAV-TAAD i TAV-TAAD, które replikują charakterystykę HASMC w TAAD. Model HASMC-OOC zapewnia nowatorską platformę in vitro, która jest komplementarna z modelami zwierzęcymi w celu dalszego badania patogenezy TAAD i odkrywania celów terapeutycznych.

Wprowadzenie

Tętniak i rozwarstwienie aorty piersiowej (TAAD) to miejscowe poszerzenie lub rozwarstwienie ściany aorty, które wiąże się z wysoką zachorowalnością i śmiertelnością1. Ludzkie komórki mięśni gładkich aorty (HASMC) odgrywają istotną rolę w patogenezie TAAD. HASMC nie są kończnie zróżnicowanymi komórkami, a HASMC zachowują wysoką plastyczność, co pozwala im zmieniać fenotypy w odpowiedzi na różne bodźce2. HASMC poddawane są głównie rytmicznemu naprężeniu rozciągającemu in vivo, co jest jednym z kluczowych czynników regulujących zmiany morfologiczne, różnicowanie i funkcje fizjologiczne mięśni gładkich3,4. Dlatego nie można ignorować roli szczepu cyklicznego w badaniu HASMC. Jednak konwencjonalne hodowle komórkowe 2D nie są w stanie odtworzyć biomechanicznej stymulacji cyklicznego szczepu, której doświadczają HASMC in vivo. Ponadto konstrukcja zwierzęcego modelu TAAD nie jest odpowiednia dla niektórych typów TAAD, takich jak TAAD związany z dwupłatkową zastawką aortalną (BAV). Co więcej, nie można ignorować różnic gatunkowych między badaniami klinicznymi na ludziach a doświadczeniami na zwierzętach. Utrudnia to tłumaczenie farmaceutyczne w praktyce klinicznej. W związku z tym istnieje pilna potrzeba opracowania bardziej złożonych i fizjologicznych systemów do symulacji środowiska biomechanicznego in vivo w badaniach nad chorobami aorty.

Eksperymenty na zwierzętach wykorzystywane w badaniach biomedycznych i opracowywaniu leków są kosztowne, czasochłonne i etycznie wątpliwe. Ponadto wyniki badań na zwierzętach często nie są w stanie przewidzieć wyników uzyskanych w badaniach klinicznych na ludziach5,6. Brak ludzkich modeli przedklinicznych i wysoki wskaźnik niepowodzeń w badaniach klinicznych spowodowały, że klinika ma niewiele skutecznych leków, co zwiększyło koszty opieki zdrowotnej7. W związku z tym pilne jest znalezienie innych modeli eksperymentalnych, które uzupełniłyby modele zwierzęce. Mikrofabrykacja i techniki mikroprzepływowe znacznie się rozwinęły w ostatnich latach, zapewniając nowatorskie techniki tworzenia modeli organoidów na chipie, które eliminują wady tradycyjnych technik hodowli komórkowych 2D i ustanawiają bardziej realistyczny, tani i wydajny model in vitro do badań fizjologicznych i opracowywania leków. Za pomocą urządzeń mikroprzepływowych tworzy się narządy na chipach, które hodują żywe komórki w komorach o rozmiarach mikrometrów z różnymi bodźcami w celu odtworzenia kluczowych funkcji tkanki lub narządu. System składa się z jednego lub wielu mikroprzepływowych mikrokanałów, przy czym jeden rodzaj komórek jest hodowany w perfundowanej komorze replikującej funkcje jednego typu tkanki lub różnych typów komórek hodowanych na porowatych błonach w celu odtworzenia interfejsów między różnymi tkankami. Organoidy oparte na mikroprzepływach w połączeniu z komórkami pochodzącymi od pacjentów mają wyjątkową zaletę polegającą na zniwelowaniu dużej różnicy gatunkowej między modelami chorób myszy i ludzi oraz przezwyciężeniu wad tradycyjnej hodowli komórkowej 2D w badaniach nad mechanizmami choroby i odkrywaniu leków. Wraz z szybkim rozwojem mikrofluidyki w ciągu ostatnich kilku lat, naukowcy zdali sobie sprawę z użyteczności modeli in vitro organ-on-a-chip (OOC) replikujących złożone parametry biologiczne in vivo8. Te mikroprzepływowe organoidy symulują środowiska biomechaniczne in vitro, takie jak cykliczne odkształcenia, naprężenia ścinające i ciśnienie cieczy, zapewniając trójwymiarowe (3D) środowisko hodowli komórkowej. Do tej pory stworzono kilka modeli OOC symulujących bodźce biomechaniczne w narządach takich jak lung9, kidney10, liver11, intestine12 i heart13, ale nie były one powszechnie stosowane w badaniach nad chorobami aorty u ludzi.

W tym badaniu prezentujemy model ludzkiego układu na chipie (HASMC-OOC), który może kontrolować biomimetyczne siły mechaniczne i rytmy stosowane do pierwotnych HASMC pochodzących od pacjentów TAAD. Chip składa się z trójwarstwowych grubych płytek z polidimetylosiloksanu (PDMS) wytrawionych kanałami i dwóch skomercjalizowanych, wysoce elastycznych membran PDMS. HASMC są hodowane na membranach PDMS. Kanał w środku chipa jest wypełniony pożywką do hodowli komórek. Górny i dolny kanał chipa są podłączone do systemu zasilania podciśnieniem, który może kontrolować rytm i częstotliwość mechanicznego naprężenia rozciągającego membran PDMS. Rytmiczne obciążenie doświadczane przez HASMC może być symulowane w HASMC-OOC, replikując biomechaniczne mikrośrodowisko tkanki lub narządu, które nie jest funkcjonalnie osiągalne za pomocą konwencjonalnych systemów hodowli 2D. Dzięki wysokiej rozdzielczości obrazowaniu w czasie rzeczywistym i mikrośrodowisku biomechanicznemu, można badać aktywność biochemiczną, genetyczną i metaboliczną żywych komórek pod kątem rozwoju tkanek, fizjologii narządów, etiologii chorób, mechanizmów molekularnych i identyfikacji biomarkerów, chorób układu krążenia i aorty. W połączeniu z komórkami specyficznymi tkankowo i komórkami pacjenta, system ten może być używany do badań przesiewowych leków, medycyny spersonalizowanej i testów toksyczności. Model HASMC-OOC stanowi nowatorską platformę in vitro do badania patogenezy choroby aorty.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Protokół

Ludzkie próbki aorty zostały wykorzystane do pierwotnej izolacji HASMC za zgodą Szpitala Zhongshan, Komisji Etyki Uniwersytetu Fudan (nr B2020-158). Próbki aorty pobrano od pacjentów, którzy przeszli operację aorty wstępującej w szpitalu Zhongshan na Uniwersytecie Fudan. Przed udziałem w badaniu uzyskano pisemną świadomą zgodę od wszystkich pacjentów.

1. Pierwotna izolacja komórek mięśni gładkich ludzkiej aorty

  1. Umyj prawą boczną część aorty wstępującej sterylnym PBS, 1x-2x.
  2. Usuń warstwy błony wewnętrznej i przydanki tkanki za pomocą dwóch kleszczy okulistycznych i zachowaj warstwę pożywki, aby pobrać komórki.
  3. Warstwę pożywki ułożyć na 10-centymetrowym naczyniu hodowlanym i pokroić nożyczkami na małe kawałki (2-3 mm). Dodać 5 ml pożywki do hodowli komórek mięśni gładkich (SMCM) zawierającej 10% FBS i 1% penicyliny-streptomycyny.
  4. Przenieś małą tkankę do butelki hodowlanej za pomocą sterylnego zakraplacza, równomiernie rozprowadzając tkankę. Wyrzuć pożywkę hodowlaną tak bardzo, jak to możliwe, a następnie odwróć butelkę do góry nogami.
  5. Dodać 2 ml SMCM do odwróconej butelki hodowlanej i umieścić ją w inkubatorze (5% CO2 ) w temperaturze 37 °C na 1-2 godziny, a następnie powoli obrócić prawą stroną do góry i dodać kolejne 2 ml SMCM.
  6. Po 5-7 dniach inkubacji wymień SMCM na 4 ml świeżego SMCM. Ogólnie rzecz biorąc, sporadyczne komórki mięśni gładkich wydostają się w ciągu około 2 tygodni.
  7. Powoli wyrzuć SMCM i dodawaj go powoli podczas zmiany podłoża. Transportuj butelkę z kulturą powoli podczas przenoszenia do stacji mikroskopowej; W przeciwnym razie tkanki będą unosić się na wodzie, a komórki będą rosły powoli.
  8. Gdy komórki osiągną około 80% zbieżności, przemyj 2 ml PBS, strawij 2 ml 0,25% trypsyny i podziel je na dwie nowe butelki hodowlane z 4 ml świeżego SMCM.
  9. Zidentyfikuj komórki za pomocą analizy immunofluorescencyjnej czterech różnych specyficznych markerów dla komórek mięśni gładkich (CNN1, SM22)14.

2. Przygotowanie układu PDMS

  1. Aby polimeryzować PDMS, dodać utwardzacz (składnik B) do zasady (składnik A) w stosunku wagowym A: B = 10:1 w/w i całkowicie mieszać kompleks przez 5 minut; objętość zależy od potrzeby badania.
  2. Przygotowany żel PDMS umieścić w próżniowym zbiorniku ekstrakcyjnym na 30-60 minut i utrzymać ciśnienie poniżej -0,8 mPa.
    UWAGA: Wysokie ciśnienie doprowadzi do niewystarczającej ekstrakcji małych pęcherzyków wewnątrz żelu PDMS, co wpłynie na następny etap produkcji chipa.
  3. Korzystając z oprogramowania do projektowania wspomaganego komputerowo (CAD), zaprojektuj formę z zewnętrzną konstrukcją ramy 100 mm × 40 mm × 8 mm oraz kanałem 70 mm × 6 mm × 4 mm.
  4. Wykonaj na zamówienie formy trzech warstw za pomocą precyzyjnej komputerowej maszyny do grawerowania sterowanego numerycznie. Wytnij ramę form i mikrokanalików za pomocą płytek z polimetakrylanu metylu (PMMA), a następnie przyklej je do innej płyty PMMA.
  5. Tak przygotowany żel PDMS wylać na formę z ramką zewnętrzną 100 mm × 40 mm × 6 mm i kanałem 70 mm × 6 mm × 4 mm, a następnie usieciować w temperaturze 70 °C przez 1-2 h.
  6. Oderwij usieciowane płyty PDMS od formy i pokrój skomercjalizowane membrany PDMS na odcinki 100 mm × 40 mm.
  7. Trzy przygotowane płyty PDMS i dwie membrany PDMS należy traktować plazmą tlenową przez 5 minut w celu aktywacji powierzchni PDMS. Zastosuj następujące ustawienia: powietrze w pomieszczeniu jako gaz procesowy; ciśnienie ustawione na -100 kPa; prąd ustawiony na 180--200 Ma; napięcie ustawione na 200 V; czas procesu do 5 min.
  8. Przebij otwory w trzech płytach PDMS za pomocą dziurkacza o średnicy 1 mm, aby wykonać wlot i wylot powietrza i średnich mikrokanałów na chipie PDMS.
  9. Połącz ze sobą trzy płyty PDMS i dwie membrany PDMS w kolejności: płyta PDMS kanału powietrznego (warstwa górna) - membrana PDMS - płyta PDMS średniokanałowa (warstwa środkowa) - membrana PDMS - płyta PDMS kanałowa (warstwa dolna). Wykonaj ten krok pod mikroskopem stereoskopowym przy 4x, aby całkowicie nałożyć mikrokanaliki powietrzne na mikrokanały średnie.
  10. Umieść zmontowany chip PDMS w inkubatorze o temperaturze 70 °C na 1 godzinę.
  11. Przygotuj kilka węży lateksowych o średnicy wewnętrznej 1 mm i długości 3 cm. Włóż igłę ze stali nierdzewnej o średnicy zewnętrznej 1 mm i długości 1 cm do jednego końca przygotowanego węża, a następnie włóż Luer do drugiego końca węża, aby utworzyć rurkę podłączoną do mikrokanalików powietrznych i średnich chipa PDMS.
  12. Włóż przygotowane rurki do wylotów i wlotów mikrokanalików powietrza i medium na chipie PDMS.

3. Obróbka powierzchni chipów PDMS i sterylizacja

  1. Wlej 2 ml kolagenu myszy o stężeniu 80 mg/ml do pożywki mikrokanałowej chipa PDMS za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml i inkubuj w temperaturze pokojowej przez 30 minut.
  2. Po inkubacji usuń kolagen z kanału i odzyskaj za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml. Umieść na noc pokryte kolagenem chipsy PDMS w inkubatorze o temperaturze 60 °C.
  3. Umieść chipy PDMS w sterylizatorze UV na dłużej niż 1 godzinę. Umieść wysterylizowane chipy PDMS na ultraczystej ławce w ramach przygotowań do eksperymentu z komórkami.

4. Rozsiewanie komórek na chipie PDMS i proces rozciągania komórek

  1. Posiew 4 x 105 pierwotnych ludzkich komórek mięśni gładkich (HASMC) od pacjentów przy użyciu pożywki z komórek mięśni gładkich (SMCM) zawierającej 2% płodowej surowicy bydlęcej (FBS) i 1% penicyliny-streptomycyny w inkubatorze 5% CO2 w temperaturze 37 °C.
  2. Gdy gęstość HASMC osiągnie 80%, wyrzuć SMCM i umyj komórki 2 ml PBS.
  3. Trawić komórki za pomocą 1 ml 0,25% trypsyny przez 2 minuty i wirować przy 100 x g przez 5 minut. Usunąć supernatant i ponownie zawiesić osad komórkowy w 1 ml świeżego SMCM. Użyj 8 ml SMCM do hodowli komórek na 10-centymetrowym naczyniu hodowlanym.
  4. Oblicz liczbę komórek za pomocą cytometru i użyj komórek w końcowym stężeniu 2 x 105 komórek/ml.
  5. Powoli wlej 2 ml PBS do pokrytego kolagenem i wysterylizowanego mikrokanalika z chipem PDMS, a następnie wyrzuć za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml.
  6. Powoli wlej łącznie 2 ml zawiesiny HASMC 2 x 105 komórek/ml do średniego mikrokanału chipa PDMS za pomocą strzykawki o pojemności 2 ml. Następnie zamknij Luer na wejściu i wyjściu chipa PDMS. Umieścić chip PDMS w inkubatorze (5% CO2 ) w temperaturze 37 °C na 1 dzień.
  7. Po podłączeniu ogniw do membrany PDMS w chipie PDMS, prawie po 24 godzinach, podłącz wylot mikrokanału powietrza na chipie PDMS do systemu sterownika podciśnienia. Kiedy komórka jest przyczepiona, pod mikroskopem można zobaczyć wydłużoną, normalną formę komórkową, kontrastującą z zawieszonymi okrągłymi komórkami.
  8. Włącz zawór elektromagnetyczny i pompę próżniową. Otwórz regulator podciśnienia i ustaw poziom ciśnienia na 10 kPa dla 7,18 ± 0,44% odkształcenia i 15 kPa dla 17,28 ± 0,91% odkształcenia.
  9. Po ustawieniu parametrów układu sterowania umieścić chipy PDMS w inkubatorze (5% CO2) w temperaturze 37 °C i rozciągać przez 24 godziny.

5. Przygotowanie mechanicznego systemu sterowania

  1. Przygotuj kilka zaworów elektromagnetycznych, filtrów próżniowych, regulatorów podciśnienia, pompy próżniowej, pompy perystaltycznej i programowalnego sterownika logicznego (PLC) sterującego zaworem elektromagnetycznym.
  2. Zaprogramuj sterownik PLC i ustaw interwał czasu włączenia/wyłączenia na 1 Hz. Podłącz zawory elektromagnetyczne do zaprogramowanego sterownika.
  3. Podłącz wlot pompy próżniowej do filtrów próżniowych, a następnie podłącz wylot filtrów próżniowych do regulatorów podciśnienia. Podłącz wylot regulatorów podciśnienia do zaworów elektromagnetycznych, a na koniec podłącz wylot zaworów elektromagnetycznych do wylotów mikrokanałów powietrznych chipów PDMS.
  4. Podłączyć wylot pompy perystaltycznej do wlotu średniego mikrokanału chipa PDMS, a wlot pompy perystaltycznej do wylotu średniego mikrokanałowego chipa PDMS w celu wymiany pożywki hodowlanej i obchodzenia się z lekiem.
  5. Dostosuj amplitudę odkształcenia za pomocą regulatora i częstotliwość odkształcenia za pomocą mikrokontrolera.

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Wyniki

Model HASMC-OOC składa się z systemu kontroli próżni, systemu cyrkulacyjnego oraz chipów PDMS, a schematyczny projekt modelu HASMC-OOC przedstawiono na Rysunku 1. System kontroli próżni składa się z pompy próżniowej, zaworów elektromagnetycznych i sterownika PLC. Jako system cyrkulacyjny wykorzystano pompę perystaltyczną do odświeżania pożywki hodowlanej i podawania leków. Chip PDMS składał się z dwóch komór próżniowych i komory środkowej wypełnionej SMCM dla wzrostu komórek. Zgodnie z proje...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Dyskusja

Wraz z szybkim rozwojem technologii mikroprzepływowej, w ostatnich latach pojawiły się modele OOC, które mogą replikować funkcję biologiczną i strukturę jednego lub więcej narządów in vitro do zastosowań w biologii, medycynie i farmakologii15. OOC może symulować kluczowe funkcje mikrośrodowiska fizjologicznego człowieka, niezbędne do badania mechanizmów choroby i promowania przedklinicznej translacji leków 8,16. Chociaż OOC jest w...

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Oświadczenia

Autorzy nie mają nic do ujawnienia.

Podziękowania

Autorzy przyznają, że ta praca była wspierana przez granty Komisji Nauki i Technologii Gminy Szanghaj (20ZR1411700), Narodowej Fundacji Nauk Przyrodniczych Chin (81771971) oraz Shanghai Sailing Program (22YF1406600).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4% paraformaldehydBeyotimeP0099-100mlUżywany do immobilizacji komórek
Alexa Fluor 350-labeled Goat Anti-Rabbit IgGBeyotimeA0408Przeciwciała stosowane do barwienia immunologicznego
Albumina surowicy bydlęcejBeyotimeST025-20g
Wapń AM/PIInvitrogenL3224
Kolba do hodowli komórkowych Corning430639
CNN1Abcam Ab46794
Komercyjna elastyczna membrana PDMS
Hangzhou Bald Advanced MaterialsKYQ-200
F-actinInvitrogenR415
FBSSigmaM8318
WężeRunze Fluid96410Średnica wewnętrzna 1 mm; Średnica zewnętrzna 3 mm; Grubość ścianki 1 mm; Oficjalny adres strony internetowej: https://www.runzefluidsystem.com
Ludzka linia komórek mięśniowych gładkich
CRL1999		ATCCNumer serii:70019189
Obraz JImagej.net/fiji/downloadsPobierz za darmo: https://fiji.scPlatforma obrazowania, która służy do identyfikacji intensywności fluorescencji
InkubatorThermo Fisher ScientificZapewnia, że temperatura, wilgotność
i ekspozycja na światło są dokładnie takie same
przez cały eksperyment
.
LuerRunze FluidRH-M016Oficjalny adres strony internetowej: https://www.runzefluidsystem.com.
MikroskopOlympus
kolagen myszySigmaC7661
Plazma tlenowa Changzhou Hongming InstrumentHM-Plasma5L
Pipeta PasteuraBiologix30-0138A1
PBSBeyotimeC0221A
Pen-StrepSigmaP4458-100mlAntybiotyki stosowane w celu zapobiegania bakteryjnemu zanieczyszczeniu komórek
podczas hodowli.
pompa perystaltycznaKamoerF01A-STP-B046
szalka PetriegoCorning430167
sterownik PLCZhejiang Jun Teng (BenT) Fabryka CNCBR010-11T8X2MSzczegółowe ustawienia programu można znaleźć w uzupełnieniu. Oficjalny adres strony: files.http://www.btcnc.net
polidimetylosiloksan (PDMS)Dow CorningSylgard 184
SM22Abcam ab14106
SMCMScienCellCat 1101
SMC (Chiny)VQZ300
StrzykawkaBecton, Dickinson and Company300841
Triton-X 100BeyotimeST795Do przenikania przez błony komórkowe
TrizolInvitrogen10296010Służy do ekstrakcji RNA
trypsynaFiltr15400054
SMC (Chiny)ZFC5-6Oficjalny adres strony internetowej: https://www.smc.com.cn
pompa próżniowaKamoerKVP15-KL-S regulator
podciśnieniaAirTACGVR-200-06
Primers
Primer NazwaNaprzód (5' do 3")Bieg wsteczny (od 5' do 3')
SM22CCGTGGAGATCCCAACTGGCCATCTGAAGGCCAATGACAT
CNN1CTCCATTGACTCGAACGACTCCAGGTCTGCGAAACTTCTTAGA
Zawór elektromagnetyczny próżniowy Sigma

Bibliografia

  1. Olsson, C., Thelin, S., Ståhle, E., Ekbom, A., Granath, F. Thoracic aortic aneurysm and dissection: increasing prevalence and improved outcomes reported in a nationwide population-based study of more than 14,000 cases from 1987 to 2002. Circulation. 114 (24), 2611-2618 (2006).
  2. van Varik, B. J., et al. Mechanisms of arterial remodeling: lessons from genetic diseases. Frontiers in Genetics. 3 (290), 1-10 (2012).
  3. Halka, A. T., et al. The effects of stretch on vascular smooth muscle cell phenotype in vitro. Cardiovascular Pathology. 17 (2), 98-102 (2008).
  4. Wang, Y., et al. Arterial wall stress induces phenotypic switching of arterial smooth muscle cells in vascular remodeling by activating the YAP/TAZ signaling pathway. Cellular Physiology and Biochemistry. 51 (2), 842-853 (2018).
  5. Fabre, K., et al. Introduction to a manuscript series on the characterization and use of microphysiological systems (MPS) in pharmaceutical safety and ADME applications. Lab on a Chip. 20, 1049-1057 (2020).
  6. Golding, H., Khurana, S., Zaitseva, M. What is the predictive value of animal models for vaccine efficacy in humans? The importance of bridging studies and species-independent correlates of protection. Cold Spring Harbor Perspectives in Biology. 10 (4), 028902(2018).
  7. Ingber, D. E. Human organs-on-chips for disease modelling, drug development and personalized medicine. Nature Reviews. Genetics. 25, 1-25 (2022).
  8. Niu, L., et al. Microfluidic chip for odontoblasts in vitro. ACS Biomaterials Science & Engineering. 5 (9), 4844-4851 (2019).
  9. Huh, D., et al. Reconstituting organ-level lung functions on a chip. Science. 328 (5986), 1662-1668 (2010).
  10. Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1 (69), 1-25 (2017).
  11. Yoon No, D., Lee, K. H., Lee, J., Lee, S. H. 3D liver models on a microplatform: well-defined culture, engineering of liver tissue and liver-on-a-chip. Lab on a Chip. 15 (19), 3822-3837 (2015).
  12. Bein, A., et al. Microfluidic organ-on-a-chip models of human intestine. Cellular and Molecular Gastroenterology and Hepatology. 5 (4), 659-668 (2018).
  13. Jastrzebska, E., Tomecka, E., Jesion, I. Heart-on-a-chip based on stem cell biology. Biosensors & Bioelectronics. 75 (1), 67-81 (2016).
  14. Rensen, S. S., Doevendans, P. A., van Eys, G. J. Regulation and characteristics of vascular smooth muscle cell phenotypic diversity. Netherlands Heart Journal. 15 (3), 100-108 (2007).
  15. Perestrelo, A. R., Águas, A. C., Rainer, A., Forte, G. Microfluidic organ/body-on-a-chip devices at the convergence of biology and microengineering. Sensors. 15 (12), 31142-31170 (2015).
  16. Liu, Y., et al. Construction of cancer-on-a-chip for drug screening. Drug Discovery Today. 26 (8), 1875-1890 (2021).
  17. Yang, Q., et al. Design of organ-on-a-chip to improve cell capture efficiency. International Journal of Mechanical Sciences. 209, 106705(2021).
  18. Yang, Q., Lian, Q., Xu, F. Perspective: Fabrication of integrated organ-on-a-chip via bioprinting. Biomicrofluidics. 11 (3), 031301(2017).
  19. Mohammed, M. I., et al. Fabrication of microfluidic devices: improvement of surface quality of CO2 laser machined poly (methylmethacrylate) polymer. Journal of Micromechanics and Microengineering. 27 (1), 015021(2017).
  20. Tsao, C. W. Polymer microfluidics: Simple, low-cost fabrication process bridging academic lab research to commercialized production. Micromachines. 7 (12), 225-236 (2016).
  21. Kirschbaum, S. E., Baeumner, A. J. A review of electrochemiluminescence (ECL) in and for microfluidic analytical devices. Analytical and Bioanalytical Chemistry. 407 (14), 3911-3926 (2015).
  22. Stefanadis, C., et al. Pressure-diameter relation of the human aorta. A new method of determination by the application of a special ultrasonic dimension catheter. Circulation. 92 (8), 2210-2219 (1995).
  23. Williams, B. Mechanical influences on vascular smooth muscle cell function. Journal of Hypertension. 16 (12), 1921-1929 (1998).
  24. Abudupataer, M., et al. Aorta smooth muscle-on-a-chip reveals impaired mitochondrial dynamics as a therapeutic target for aortic aneurysm in bicuspid aortic valve disease. eLife. 10, 69310(2021).
  25. Poussin, C., et al. 3d human microvessel-on-a-chip model for studying monocyte-to-endothelium adhesion under flow - application in systems toxicology. Altex. 1, 47-63 (2020).
  26. Yasotharan, S., Pinto, S., Sled, J. G., Bolz, S., Gunther, A. Artery-on-a-chip platform for automated, multimodal assessment of cerebral blood vessel structure and function. Lab on a Chip. 15, 2660-2669 (2015).

Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.

Przedruki i uprawnienia

Tagi

kom rki mi ni g adkichbiomechaniczne odkszta cenie aortymodel ludzkiej aortytechniki mikroprzep ywowechip PDMSodkszta cenie cykliczneanaliza immunofluorescencyjnamorfologia kom rekt tniak aorty piersiowej
Budowa modelu narządów na chipie komórek mięśni gładkich ludzkiej aorty do rekapitulacji naprężeń biomechanicznych w ścianie aorty
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki Korzystania

Zasady

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.