Artykuł metodologiczny

Leczenie farmakologiczne za pomocą cewnika do żyły centralnej w mysim modelu tętniaka aorty brzusznej indukowanego angiotensyną II i monitorowanie za pomocą ultradźwięków 3D

5.1K wyświetleń

⸱

DOI:

10.3791/64124

⸱

4 sierpnia 2022

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Division of Vascular Surgery, Department of General Surgery, Medical University of Vienna and Vienna General Hospital, 2Leeds Institute for Cardiovascular and Metabolic Medicine, School of Medicine, University of Leeds, 3Leeds Vascular Institute, Leeds General Infirmary, 4Department for Visceral, Thoracic and Vascular Surgery, Technical University of Dresden and University Hospital Carl-Gustav Carus, 5Division of Cardiovascular and Interventional Radiology, Division of Molecular and Gender Imaging, Department of Biomedical Imaging and Image Guided Therapy, Medical University of Vienna and Vienna General Hospital

W tym artykule

Podsumowanie

Ten protokół opisuje kolejne wszczepianie pompy osmotycznej w celu wywołania tętniaka aorty brzusznej poprzez uwalnianie angiotensyny II u myszy z niedoborem apolipoproteiny E (ApoE) oraz portu dostępu naczyniowego z cewnikiem do żyły szyjnej w celu wielokrotnego leczenia farmakologicznego. Monitorowanie rozwoju tętniaka za pomocą ultrasonografii 3D jest skutecznie prowadzone pomimo implantów grzbietowych.

Streszczenie

Ponieważ brakuje opcji leczenia farmakologicznego w klinicznym leczeniu tętniaka aorty brzusznej (AAA), stosuje się modele zwierzęce, w szczególności modele mysie, aby pogłębić zrozumienie patogenezy choroby i zidentyfikować potencjalne cele terapeutyczne. Testowanie nowych kandydatów na leki w celu zablokowania wzrostu AAA w tych modelach na ogół wymaga wielokrotnego podawania leku w czasie trwania eksperymentu. W tym miejscu opisujemy skompilowany protokół indukcji AAA, wprowadzenia cewnika dożylnego w celu ułatwienia przedłużonej terapii oraz seryjnego monitorowania AAA za pomocą ultradźwięków 3D. Tętniaki są indukowane u myszy z niedoborem apolipoproteiny E (ApoE) przez uwalnianie angiotensyny II w ciągu 28 dni z minipomp osmotycznych wszczepionych podskórnie do pleców myszy. Następnie przeprowadza się zabieg chirurgiczny cewnikowania żyły szyjnej zewnętrznej, aby umożliwić codzienne dożylne leczenie farmakologiczne lub wielokrotne pobieranie krwi za pomocą podskórnego przycisku dostępu naczyniowego. Pomimo dwóch implantów grzbietowych, monitorowanie rozwoju AAA jest łatwo ułatwione dzięki sekwencyjnej, półautomatycznej analizie ultrasonograficznej 3D, która dostarcza wyczerpujących informacji na temat rozszerzenia średnicy i objętości aorty oraz morfologii tętniaka, co ilustrują przykłady eksperymentalne.

Wprowadzenie

Tętniak aorty brzusznej (AAA) to patologiczne poszerzenie naczynia spowodowane procesami zapalnymi i niszczącymi tkanki w ścianie aorty, które mogą ostatecznie doprowadzić do pęknięcia i śmierci pacjenta. Pomimo znacznych osiągnięć w chirurgicznej naprawie tętniaka tętniaka, do tej pory brakuje zachowawczego leczenia farmakologicznego, które blokowałoby postęp rozszerzania się tętniaka i potencjalnie zmniejszało ryzyko pęknięcia. Opracowano modele zwierzęce w celu wyjaśnienia czynników wyzwalających i mediatorów choroby oraz przetestowania nowych podejść do terapii. Mysie modele AAA są szeroko stosowane i obejmują różne obserwacje z tkanki ludzkiej. Ze względu na różnice patomechaniczne, często stosuje się więcej niż jeden model do badania konkretnej funkcji cząsteczek/szlaków lub skuteczności potencjalnych leków terapeutycznych1,2. Jednym z najczęściej stosowanych modeli indukcji AAA jest podawanie angiotensyny-II (Ang-II) myszom z niedoborem apolipoproteiny E (ApoE KO)3, który ma bardziej przewlekłą patogenezę w porównaniu z modelami, które opierają się na tworzeniu się tętniaka w wyniku ostrego uszkodzenia ściany aorty4,5. W związku z tym model Ang-II wydaje się szczególnie odpowiedni do monitorowania postępu choroby i ostatnio wykazano, że bardzo przypomina ludzką chorobę AAA pod względem reakcji metabolicznych i zapalnych6. Warto zauważyć, że model Ang-II charakteryzuje się nie tylko rozwojem AAA, ale także powstawaniem tętniaka klatki piersiowej, a także rozwarstwieniem aorty z powstawaniem śródściennej skrzepliny.

Terapie mające na celu ukierunkowanie na postęp już ustalonego AAA, a nie zapobieganie rozpoczęciu choroby, mogą mieć wyższą wartość translacyjną, ponieważ pacjenci mają wcześniej istniejący stan, który wymaga leczenia7,8. Aby uzyskać porównywalny projekt eksperymentalny, rozmiar aorty musi być monitorowany przed i po indukcji AAA, aby określić próg rozwoju choroby i potencjalnie podzielić myszy na grupy leczone.

Sposób podawania leku zależy od absorpcji i stabilności danej substancji. Iniekcje dootrzewnowe (i.p.) są najczęściej stosowane ze względu na łatwość aplikacji, brak znieczulenia oraz brak ograniczeń objętości wstrzyknięcia9. Przy wyborze drogi podania należy jednak wziąć pod uwagę farmakokinetykę, ponieważ substancje podawane i.p. są wchłaniane głównie przez krążenie wrotne wątroby i mogą ulegać metabolizmowi wątrobowemu przed dotarciem do krążenia, co może prowadzić do różnych stężeń w osoczu w zależności od efektu pierwszego przejścia10. Wstrzyknięcie dożylne (dożylnie) zapewnia najwyższą biodostępność substancji, a wyzwanie związane z powtarzającym się dostępem dożylnym można obejść, stosując cewniki i porty dostępu naczyniowego do codziennego podawania11,12,13. W odniesieniu do ustawienia AAA, dystrybucja leku w krążeniu ułatwia bezpośrednią ekspozycję na tętniaka w określonych stężeniach.

Tutaj opisujemy przebieg procesu indukowania AAA w modelu myszy Ang-II poprzez podskórną implantację pompy osmotycznej, codziennego leczenia dożylnego za pomocą portu dostępu naczyniowego podłączonego do cewnika umieszczonego w żyłie szyjnej zewnętrznej, a także monitorowania wielkości tętniaka za pomocą ultrasonografii 3D14 pomimo obecności dwóch implantów grzbietowych.

Protokół

Eksperymenty na zwierzętach zostały zatwierdzone przez lokalną komisję etyczną i austriackie Ministerstwo Nauki (BMWFW-66.009/0355-WF/V/3b/2016), zgodnie z Dyrektywą Europejską 2010/63/UE w sprawie ochrony zwierząt wykorzystywanych do celów naukowych oraz austriacką ustawą o doświadczeniach na zwierzętach z 2012 roku. Humanitarne punkty końcowe ustalono w następujący sposób: utrata ≥15% masy ciała, unikanie przyjmowania pokarmów i/lub wody, zmniejszona aktywność (hipokinezja) lub dyskineza lub długotrwałe drżenie, drapanie, utrudnione oddychanie lub zgarbiona postawa pomimo bólu/leczenia objawów. W razie potrzeby zwierzę jest poddawane eutanazji w głębokim znieczuleniu, tj. koktajlu przedawkowania ketaminy (ok. 100 mg/kg) i ksylazyny (ok. 5 mg/kg) lub przez zwichnięcie szyjki macicy. Do zabiegów chirurgicznych stosuje się technikę aseptyczną i sterylne/czyste rękawice.

1. Implantacja pompy

  1. znieczulenie
    1. Myszy z niedoborem ApoE (B6.129P2-Apoetm1Unc/J) powinny być traktowane na normalnej diecie i najlepiej włączyć do eksperymentów samce w wieku 12-14 tygodni, aby przedstawić przewagę samców w chorobach u ludzi3.
    2. Na 1 dzień przed zabiegiem (d-1, pre-OP) należy przygotować i napełnić pompy osmotyczne pożądanym stężeniem angiotensyny II w zależności od masy myszy zgodnie z protokołem producenta i inkubować pompy w soli fizjologicznej w temperaturze 37 °C przez noc15.
      Przykład: W przypadku myszy o masie 25 g, przy użyciu pomp osmotycznych (patrz Tabela materiałów) o szybkości dostarczania 1000 ng/kg/min i szybkości pompowania 0,25 μl/h przez 28 dni, rozpuść 1,8 mg Ang-II w 300 μl soli fizjologicznej (stężenie 6000 ng/μL zapewnia dostarczenie 1500 ng/h Ang-II). Załaduj roztwór za pomocą igły do napełniania do pompy, a następnie włóż moderator przepływu, aby zamknąć pompę.
    3. Umieść mysz w komorze anestezjologicznej z 3%-4% izofluranem zmieszanym z 2 L/minO2, aż straci przytomność. Przesuń mysz na podgrzewany stół (37 °C) w pozycji leżącej i utrzymuj znieczulenie izofluranem na poziomie 1,8%-2% przez stożek nosowy.
    4. Nałóż smar do oczu na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
    5. Wstrzyknąć myszowi 2,5% buprenorfiny w roztworze soli fizjologicznej w stężeniu 10 μl/g myszy podskórnie i sprawdzić głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi.
    6. Ogol niewielki obszar w lewym górnym rogu myszy z powrotem nad łopatką. Zastosować 10% (w/v) roztwór jodu powidonu do dezynfekcji ogolonego obszaru.
  2. Wprowadzenie pompy (5-7 min, wykonywane bez mikroskopu)
    1. Sprawdź, czy mysz jest całkowicie znieczulona przez uszczypnięcie palca u nogi i wykonaj 1 cm poprzeczne nacięcie w skórze górnej części pleców za pomocą skalpela między linią środkową a lewą łopatką.
    2. Przytrzymaj skórę kleszczami i użyj, zakrzywionych nożyczek, aby utworzyć kieszeń podskórną, popychając w kierunku lewej tylnej kończyny. Otwórz nożyczki, wyciągnij otwarte nożyczki z nacięcia i powtórz, aby poszerzyć kieszeń.
    3. Delikatnie włóż pompę do kieszeni z moderatorem przepływu skierowanym w stronę ogona (aby zminimalizować potencjalne zakłócenia uwalniania Ang-II przez miejsce nacięcia).
      UWAGA: Kieszeń powinna być nie tylko wystarczająco szeroka, aby można było wprowadzić pompę, ale także aby skóra nie była ciasna wokół pompy, a między pompą a miejscem nacięcia powinno być co najmniej 5 mm, aby umożliwić optymalne gojenie się ran.
    4. Zamknij ranę za pomocą wchłanialnych szwów przerywanych 4-0.
    5. Wstrzyknąć myszowi 10% glukozy w roztworze soli fizjologicznej w stężeniu 10 μl/g myszy podskórnie.
    6. Nałóż spray na ranę z jodonem powidonu na zamkniętą ranę i pozwól myszy odzyskać przytomność pod lampą grzewczą, a następnie włóż ją z powrotem do klatki z 7,5 mg pirytramidu (w celu przedłużonego leczenia bólu) i 20 ml 5% glukozy w 200 ml wody pitnej przez 3 dni po operacji.
    7. Sprawdzaj myszy kilka razy dziennie pod kątem oznak bólu lub niepokoju.
      UWAGA: Ponieważ pęknięcia aorty występują z częstotliwością 20%-40% i głównie w ciągu pierwszych 3-10 dni po operacji, ryzyko długotrwałego silnego bólu lub dystresu należy zminimalizować poprzez częste monitorowanie zwierząt. Głównymi wskazaniami do rychłego zerwania są: oddzielenie od grupy, zgarbiona postawa, zmniejszona ruchomość (do stopnia porażenia kończyn tylnych) oraz zmniejszona lub brak reakcji podczas przenoszenia.

2. Cewnikowanie żyły szyjnej

UWAGA: Ten zabieg chirurgiczny wymaga mikroskopu o powiększeniu 8x-10x.

  1. Korzystając z systemu dostępu naczyniowego (patrz Tabela materiałów), przygotuj cewnik, przycinając stronę 3Fr na żądaną długość (~5-7 mm przed silikonową kotwicą) i wciskając cewnik przez metalowy łącznik 22 G systemu dostępu naczyniowego (VAS) z zakładką co najmniej 3 mm. Umieść aluminiową nasadkę na przycisku, aby chronić port.
  2. Przygotuj 6-0 jedwabnych ligatur o długości 1-1,5 cm.
  3. Umieść mysz w komorze anestezjologicznej z 3%-4% izofluranem zmieszanym z 2 L/minO2, aż straci przytomność.
  4. Przesuń mysz na podgrzewany stół (37 °C) w pozycji leżącej na plecach i utrzymuj znieczulenie izofluranem na poziomie 1,8%-2% przez stożek nosowy.
  5. Nałóż smar do oczu na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  6. Wstrzyknąć myszowi 2,5% buprenorfiny w roztworze soli fizjologicznej w stężeniu 10 μl/g myszy podskórnie.
  7. Ogol sierść od prawej strony szyi po stronie brzusznej i po prawej stronie górnej części pleców (po lewej stronie będzie miała wszczepioną pompę osmotyczną).
  8. Zastosuj roztwór jodu powidonu do dezynfekcji ogolonego obszaru.
  9. Sprawdź, czy mysz jest całkowicie znieczulona przez uszczypnięcie palca.
  10. Preparacja żył szyjnych (5-10 min, wykonywana pod mikroskopem)
    1. Wykonaj 0,5 cm poprzeczne nacięcie skóry nadobojczykowej po prawej stronie szyi nad prawym obojczykiem.
    2. Użyj pęsety mikrochirurgicznej, aby oddzielić tkankę łączną i tłuszcz, odsłaniając zewnętrzną żyłę szyjną. Unikaj rozrywania małych naczyń krwionośnych w tłuszczu.
    3. Odizolować co najmniej 5 mm naczynia, w pobliżu mięśni piersiowych.
    4. Tępo wypreparuj tkankę pod żyłą za pomocą wygiętej mikropęsety i przepuść przez 2-3 z 6-0 ligatur.
      UWAGA: Jeśli w obszarze zainteresowania zostaną zidentyfikowane jakiekolwiek boczne gałęzie, albo ligatura powinna zostać wprowadzona tak, aby była ogonowa do bocznej gałęzi, albo boczna gałąź powinna być trwale podwiązana poprzez odizolowanie i związanie ligaturą 6-0.
    5. Wsuń ligatury i dodaj kroplę soli fizjologicznej do tego miejsca.
  11. Wszczepienie guzika (5-7 min, wykonywane bez mikroskopu)
    1. Odwróć mysz i umieść ją w pozycji leżącej; sprawdź głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi i nałóż roztwór jodu powidonu, aby zdezynfekować ogolony obszar.
    2. Wykonaj 1 cm nacięcie strzałkowe w górnej części pleców za pomocą skalpela między linią środkowego odcinka kręgosłupa a prawą linią łopatki.
    3. Użyj, zakrzywionych nożyczek, aby wykonać okrągłą kieszeń tylko nieznacznie większą niż rozmiar VAS wokół miejsca nacięcia przez rozwarstwienie.
    4. Użyj, zakrzywionych nożyczek, aby tunelować czaszkę przez prawe ramię w kierunku brzusznego nacięcia na szyi, lekko otwierając nożyczki, a następnie wyciągając otwarte nożyczki i powtarzając czynność, gdy są wpychane głębiej.
      UWAGA: W tym kroku mysz można obrócić na lewą stronę.
    5. Gdy tunel dotrze do nacięcia brzusznego, przejdź przez zaciski chirurgiczne od nacięcia brzusznego do grzbietowego.
    6. Przymocuj koniec cewnika 3Fr do zacisku i przeciągnij cewnik przez tunel tak, aby znalazł się poza nacięciem brzusznym szyi, a VAS był na miejscu w nacięciu grzbietowym.
    7. Wprowadzić chirurgiczny dysk filcowy VAS podskórnie w nacięciu z tyłu.
    8. Odblokować cewnik i przepłukać solą fizjologiczną lub solą fizjologiczną buforowaną fosforanami bez wapnia i magnezu (PBS-/-), sprawdzić drożność za pomocą końcówki widełkowej narzędzia manipulacyjnego w celu usunięcia aluminiowej nasadki ochronnej, a następnie użyć końcówki magnetycznej do przytrzymania przycisku i wstrzyknąć strzykawką o pojemności 1 ml dołączoną do odpowiedniego wtryskiwacza, aż płyn wycieknie z końca 1Fr.
      UWAGA: Przepłukanie cewnika można alternatywnie przeprowadzić w kroku 2.1.
    9. Wciśnij doogonowo guzik w kieszonce i zamknij skórę nad filcowym krążkiem VAS, pod kołnierzem VAS, z co najmniej dwoma przerwanymi szwami 4-0 czaszkowo.
      UWAGA: Upewnij się, że skóra wokół przycisku nie jest napięta.
  12. Cewnikowanie żył (7-10 min, wykonywane pod mikroskopem)
    1. Odwróć mysz z powrotem do pozycji leżącej, sprawdź głębokość znieczulenia przez uszczypnięcie palca u nogi i dodaj kroplę soli fizjologicznej do miejsca cięcia.
    2. Zawiąż pierwszą ligaturę wokół cewnika i żyły szyjnej z 2-3 węzłami tak daleko od czaszki, jak to możliwe, aby podwiązać żyłę i zakotwiczyć cewnik na zewnątrz. Przesuń drugą ligaturę jak najbliżej mięśni piersiowych.
    3. Skróć cewnik do wymaganej długości, tak aby ~3-5 mm cewnika znajdowało się w żyle, przecinając mikronożyczkami pod kątem ukośnym, aby uzyskać ostry koniec.
    4. Przebić otwór w żyle za pomocą igły 27 G dołączonej do strzykawki o pojemności 1 ml wypełnionej solą fizjologiczną, pociągając za zabezpieczoną ligaturę czaszkową i popychając igłę równolegle do żyły.
      UWAGA: Jeśli krew z przepływu wstecznego wycieka z żyły, użyj bawełnianego wacika, aby uciskać, aż krwawienie ustanie.
    5. Wprowadź cewnik do żyły w ten sam sposób, pociągając za zabezpieczoną ligaturę czaszkową i wsuwając cewnik do żyły za pomocą zgiętej pęsety. Wciśnij cewnik, aż zrówna się z żyłą.
    6. Zawiąż drugą ligaturę nad obszarem, w którym cewnik jest wprowadzany do żyły z 2-3 węzłami i sprawdź, czy nie ma wycieku krwi. Trzecia ligatura i część miejscowej tkanki tłuszczowej mogą być użyte do dodatkowego zabezpieczenia cewnika.
    7. Odetnij nadmiar końców obu ligatur mikronożyczkami i dodaj kroplę soli fizjologicznej.
    8. Zamknij skórę za pomocą wchłanialnych szwów przerywanych 4-0.
    9. Wstrzyknąć myszowi 10% glukozy w roztworze soli fizjologicznej w stężeniu 10 μl/g myszy podskórnie.
    10. Wstrzyknąć do myszy żądaną objętość inhibitora lub PBS/soli fizjologicznej, używając widełka narzędzia do obsługi, aby zdjąć ochronną aluminiową nasadkę, a następnie końcówkę magnetyczną, aby przytrzymać przycisk i wstrzyknąć za pomocą strzykawki o pojemności 1 ml dołączonej do wstrzykiwacza.
      UWAGA: Upewnij się, że w strzykawce do wstrzykiwań nie ma powietrza ani pęcherzyków powietrza, naciskając tłok, aż przed wstrzyknięciem wypłynie kropla płynu. Utrzymywać dodatnie ciśnienie na tłoku podczas odłączania strzykawki z wstrzykiwaczem od systemu alarmowego, aby zapobiec wciągnięciu krwi do końcówki cewnika i spowodowaniu zablokowania cewnika.
    11. Nałóż spray do ran z jodowidonem na zamkniętą ranę i pozwól myszy odzyskać przytomność pod lampą grzewczą, a następnie umieść ją z powrotem w klatce z 7,5 mg pirytramidu (w celu przedłużonego leczenia bólu) i 20 ml 5% glukozy w 200 ml wody pitnej przez 3 dni po operacji.
    12. Sprawdzaj myszy kilka razy dziennie pod kątem oznak bólu lub niepokoju.
  13. Codzienne zastrzyki (<5 min)
    1. Do codziennego wstrzykiwania umieść mysz w komorze anestezjologicznej z 3%-4% izofluranem zmieszanym z 2 l/minO2, aż straci przytomność, a jej częstość oddechów zostanie spowolniona, a następnie wstrzyknij jak w kroku 2.12.10. Sprawdź szyję pod kątem oznak obrzęku po wstrzyknięciu, co wskazywałoby, że cewnik nie jest już wprowadzany do żyły. Należy również pamiętać, że wstrzyknięcie nie będzie możliwe, jeśli cewnik jest niedrożny.
      UWAGA: 10 μL/g masy myszy 1x dziennie wstrzyknięcie jest dobrze tolerowane przez myszy.

3. 3D ultrasonografia

  1. Przygotuj system obrazowania ultrasonograficznego, stół grzewczy i podgrzewacz do żelu, przymocuj przetwornik do systemu i ustaw nad stolikiem w pozycji poprzecznej (tj. prostopadłej do kręgosłupa myszy).
  2. Za pomocą oprogramowania ultrasonograficznego dostosuj ustawienia do wzmocnienia 30 dB, głębi obrazu 9,0 mm i szerokości obrazu 8,08 mm.
  3. Umieść mysz w komorze anestezjologicznej z 3%-4% izofluranem zmieszanym z 2 L/minO2, aż straci przytomność. Przesuń mysz na podgrzewany stół (37 °C) w pozycji leżącej na plecach i utrzymuj znieczulenie izofluranem na poziomie 1,8%-2% przez stożek nosowy.
  4. Nałóż smar do oczu na oba oczy, aby zapobiec wysuszeniu.
  5. Ogol futro na brzuchu myszy. W razie potrzeby nałóż krem do depilacji na 1 minutę, a następnie zetrzyj i wyczyść wilgotną gazą.
  6. Dodaj kroplę żelu elektrodowego do każdej z czterech elektrod elektrokardiogramu (EKG) na stoliku i przyklej do nich kończyny myszy.
  7. Rozprowadź ciepły żel ultradźwiękowy na brzuchu myszy i opuść nadajnik, aby ustawić go w kontakcie ze zwierzęciem.
  8. Zidentyfikuj aortę jako okrągłe, szybko pulsujące naczynie.
    UWAGA: Żyła główna dolna (IVC) będzie znajdować się obok aorty, a jeśli sonda zostanie mocno dociśnięta, IVC zostanie ściśnięta, podczas gdy aorta pozostanie stabilna. Potwierdzenie, że analizowane naczynie jest aortą, a nie IVC, można uzyskać za pomocą Dopplera fali tętna (tryb PW), o kącie 65°. Aorta będzie miała dużą prędkość fali tętna.
  9. Zlokalizuj lewą tętnicę nerkową i ręcznie zbadaj obszar czaszki do 12 mm, aby upewnić się, że nie ma zakłóceń w obszarze zainteresowania (tj. aorcie nadnerczowej). Wróć do lewej tętnicy nerkowej, a następnie ustaw sondę na 6 mm czaszki od lewej tętnicy nerkowej.
    UWAGA: USG 3D zarejestruje określoną długość (tj. 12 mm), zaczynając w połowie (6 mm) doogonowo od punktu początkowego i w górę do określonej długości (12 mm) czaszki. Kroki rozwiązywania problemów z zakłóceniami obejmują lekkie naciśnięcie przetwornika, podniesienie, a następnie ponowne opuszczenie przetwornika, nałożenie większej ilości żelu ultradźwiękowego i pochylenie kąta stage.
  10. Akwizycja ultrasonograficzna 3D
    1. Ustaw bramkowanie oddechowe na 25% opóźnienia i okno 50%, a spust EKG (T1) na 50 ms (aby zarejestrować szczytowe skurczowe rozszerzenie aorty).
      UWAGA: Bramkowanie oddechowe można zoptymalizować dla każdego zwierzęcia w oparciu o częstość oddechów i wysiłek, aby zapewnić usunięcie artefaktów ruchu.
    2. W opcjach 3D ustaw odległość skanowania na 11,96 mm z rozmiarem kroku 0,076 mm, co daje 157 klatek.
    3. Program automatycznie pobierze 157 klatek w ciągu około 1-2 minut. Przewiń, aby sprawdzić jakość obrazu, powtórz, jeśli jest słaba, a następnie zapisz obraz.
  11. Akwizycja średnicy 2D
    1. Wyłącz bramkowanie oddechowe i spust EKG, a następnie ręcznie zlokalizuj obszar o największej średnicy w 12 mm odcinku aorty nadnerczowej.
    2. Pobierz obraz w trybie B16.
    3. Dodatkowo, bez przesuwania głowicy, uzyskaj obraz wizualizacji kilohercowej (EKV) bramkowanej EKG ze standardowymi ustawieniami systemu w tym samym miejscu.
  12. Kończenie skanowania
    1. Wytrzyj żel ultradźwiękowy z brzucha i włóż mysz z powrotem do klatki. Monitoruj mysz, aż w pełni się zregeneruje.

4. Analiza ultrasonograficzna

  1. Analiza objętości
    1. W oprogramowaniu do analizy otwórz obraz w trybie 3D i w menu Przetwarzanie obrazu naciśnij Załaduj do 3D, co spowoduje skompilowanie 157 ramek 2D w obraz 3D (tj. sześcian
      2. ).
    2. W menu Pomiar objętości wybierz Metody równoległe i obrotowe, a następnie oprogramowanie wyświetli obraz 3D w jednym okienku.
    3. W obszarze Objętość naciśnij przycisk Start i narysuj pierwszy kontur wokół wewnętrznej ściany aorty, klikając, aby dodać pierwszy punkt, przesuwając kursor wokół aorty, a następnie klikając prawym przyciskiem myszy, aby zakończyć kontur.
    4. Pomiń 9-10 klatek (0,75-1 mm), a następnie narysuj kolejny kontur w ten sam sposób. Powtarzaj te kroki, aż zostanie osiągnięta ostatnia klatka. Powinno to dać 16-17 konturów.
      UWAGA: Pierwsza i ostatnia klatka muszą mieć narysowane kontury, aby można było obliczyć prawidłową objętość powyżej 12 mm.
    5. Wybierz pierwszy kontur z menu i wybierz opcję Popraw obraz. Spowoduje to zainicjowanie algorytmu wykrywania krawędzi, aby ściśle dopasować linię do ściany naczynia. Przesuń punkty na konturze, przeciągając je w nowe miejsce, tak aby kontur dokładnie wyrysował wewnętrzną krawędź ściany aorty.
      UWAGA: W modelu Ang-II może występować skrzeplina śródścienna. Ponieważ jest to wspólna cecha tego modelu, pomiar objętości powinien obejmować skrzeplinę.
    6. Popraw wszystkie kontury i naciśnij przycisk Zakończ, aby zapisać analizę. Obliczona objętość zostanie wyświetlona w lewym dolnym rogu.
  2. Analiza średnicy
    UWAGA: Pomiary średnicy mogą być przeprowadzane od ściany wewnętrznej do wewnętrznej, od ściany zewnętrznej do zewnętrznej lub od ściany wewnętrznej do zewnętrznej, ale muszą być spójne dla wszystkich pomiarów. Jednak w modelu Ang-II może występować skrzeplina śródścienna, która powinna zostać uwzględniona w analizie.
    1. Z obrazu w trybie 3D: Oceń 157 klatek, aby określić maksymalną średnicę na podstawie oględzin. Następnie z menu Pomiar wybierz opcję Liniowy i narysuj wiele linii w poprzek aorty, aby określić największą średnicę.
    2. Z obrazu w trybie B lub EKV (wizualizacja kilohercowa bramkowana EKG): W pętli cine określ maksymalne rozszerzenie aorty (przy skurczu) za pomocą oględzin. Następnie z menu Measurement (Pomiar) wybierz opcję Linear (Liniowy) i narysuj wiele linii w poprzek aorty, aby określić największą średnicę.
      UWAGA: EKG można wykorzystać do określenia cyklu pracy serca, ale identyfikacja wizualna daje dokładne wyniki.

Wyniki

Reprezentatywne wyniki pokazują rozwój i progresję tętniaków nadnerczowych monitorowanych za pomocą badania USG w punkcie wyjściowym, w 8. oraz 27. dniu (Rysunek 1A). Barwienie trichromowe (Rysunek 1B) aorty z 27. dnia przedstawionej na Rysunku 1A dodatkowo ilustruje morfologię uformowanego tętniaka z rozwarstwieniem ściany i zakrzepem ściennym. Objętość aorty (mm3) określano na odcinku 12 mm14, a maksymalną średnicę aorty mierzono dodatkowo na obrazach EKV. Dla zdefiniowania początkowego rozwoju tętniaka przyjęto próg wzrostu objętości o 125% od punktu wyjściowego do 8. dnia. Na podstawie danych zebranych przez 2 lata (2020-2021, n = 157), tylko u 9% zwierząt nie uformował się AAA zgodnie z tym kryterium. Jednakże u 35% myszy wystąpiły pęknięcia aorty (piersiowej lub brzusznej) przed implantacją cewnika w 9. dniu, co w rezultacie doprowadziło do uzyskania grupy 56% pozostałych zwierząt z potwierdzoną chorobą AAA, które można było podzielić na grupy terapeutyczne (Rysunek 1C). Warto zauważyć, że w naszych historycznych grupach kontrolnych PBS (n = 21) tętniaki rozwijały się w różnym stopniu (zakres: 128%-314%, średni wzrost objętości aorty 199% ± 55% SD w 8. dniu). Co istotne, zaobserwowano odwrotną zależność między początkowym rozszerzeniem a dalszą progresją choroby, t.j. 55% tętniaków o szybkiej progresji (>200% wzrostu objętości w 8. dniu) nie rozwijało się dalej aż do 27. dnia, podczas gdy 80% pozostałych tętniaków (>125% i <200% wzrostu objętości w 8. dniu) nadal powiększało się aż do końca eksperymentu (Rysunek 1D).

Jak donoszono ostatnio14,17, opisane metody zostały z powodzeniem opracowane, zwalidowane i wdrożone, np. w celu udokumentowania efektu terapeutycznego inhibitora cytrulinowania histonów (GSK484, w celu hamowania tworzenia zewnątrzkomórkowych pułapek neutrofilowych) w blokowaniu progresji utrwalonego AAA. Myszy z niedoborem ApoE otrzymywały Ang-II w dawce 1000 ng/kg/min za pomocą podskórnie wszczepionych pomp osmotycznych przez 28 dni. Zwierzęta zostały podzielone w stosunku 1:1 na grupę otrzymującą GSK484 (0,2 µg/g/dobę) lub PBS na podstawie objętości aorty zmierzonej w 8. dniu, a w 9. dniu poddano je procedurze kaniulacji żyły szyjnej. Iniekcje leku przeprowadzano codziennie w objętości 10 µL/g masy ciała myszy aż do zakończenia badania17. Rycina 2 przedstawia przykładowe (n = 2/grupa) wyniki badania USG (przebieg czasowy bezwzględnego i względnego wzrostu objętości lub średnicy), wykazujące, że leczenie GSK484 hamowało progresję AAA, podczas gdy w grupie kontrolnej tętniaki nadal się powiększały.

Progresja tętniaka z obrazowaniem ultradźwiękowym, schematem histologicznym i wykresem analizy częstotliwości.
Rycina 1: Powstawanie i progresja AAA w mysim modelu Ang-II wykryta za pomocą 3D ultrasound. (A) Aorta nadnerczowa była monitorowana za pomocą 3D ultrasound w punkcie wyjściowym (BL), w 8. dniu (d8) i w 27. dniu (d27) po implantacji pompy z Ang-II. Objętość mierzono na odcinku 12 mm aorty nadnerczowej (157 klatek) na podstawie obrazu rekonstruowanego w 3D. Maksymalna średnica aorty została określona na podstawie obrazów EKV. (B) Barwienie trychromowe przekroju poprzecznego aorty w 27. dniu po uśmierceniu myszy i pobraniu organów. Obecność rozwarstwienia aorty jest wskazana przez L1/L2 (światło 1 i światło 2), a zakrzep ścienny oznaczono symbolem * na A i B. (C) Częstość występowania AAA (>125% wzrostu objętości aorty względem BL) w 8. dniu oraz pęknięcia aorty w ciągu pierwszych 9 dni (piersiowej lub brzusznej) na podstawie zbioru danych gromadzonych przez 2 lata (n = 157). (D) Częstotliwość progresji od 8. do 27. dnia dla tętniaków początkowo szybko rozwijających się (>200% wzrostu objętości aorty od BL do 8. dnia) w porównaniu do tętniaków umiarkowanie rosnących (>125% i <200% wzrostu objętości aorty od BL do 8. dnia) u myszy kontrolnych traktowanych PBS (n = 21). Kliknij tutaj, aby wyświetlić większą wersję tej ryciny.

Wykresy wzrostu aorty porównujące grupę kontrolną z GSK484 w trzech punktach czasowych; analiza danych i wyniki.
Rysunek 2: Przykładowe wyniki hamowania cytrulacji histonów w celu zablokowania progresji AAA w modelu Ang-II poprzez dożylne wstrzyknięcie GSK484 lub PBS za pomocą przycisku dostępu naczyniowego. (A) Objętość aorty (mm3) zmierzona na odcinku 12 mm aorty nadnerkowej. (B) Obliczony wzrost objętości aorty względem wartości wyjściowej (BL = 100%). (C) Maksymalna średnica aorty określona na podstawie obrazów EKV. (D) Obliczony wzrost średnicy aorty względem BL. Dane dla GSK484 zostały pobrane z wcześniej opublikowanego badania17. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Dyskusja

Model Ang-II jest jednym z najczęściej stosowanych modeli myszy AAA ze względu na niskie wymagania techniczne i szczególne cechy przypominające chorobę człowieka 3,6. Czas operacji wynosi około 10 minut na zwierzę, a implantacja pompy podskórnej jest dobrze tolerowana przez myszy, jeśli kieszeń podskórna jest wystarczająco szeroka i umieszczona nisko na grzbiecie zwierzęcia, z dala od miejsca nacięcia, aby nie zakłócać gojenia się rany. Gdy skóra wokół pompy jest napięta, może dojść do podrażnienia tkanek, które może powodować stan zapalny i strupy oraz potencjalnie zakłócać mechanizm uwalniania pompy przez ciśnienie osmotyczne. Pomiar objętości Ang-II pozostającej w pompie w momencie uśmiercania zwierząt daje wgląd w to, czy Ang-II został pomyślnie uwolniony w ciągu 28 dni.

Niedawno zaproponowano model Ang-II, który dobrze nadaje się do badania tętniaka aorty i progresji rozwarstwienia, ponieważ wykazuje podobieństwo do ludzkich cech obu6. Co ważne, testowanie kandydatów na leki blokujące rozszerzanie się aorty i wpływające na przebudowę odpowiadałoby obecnemu zapotrzebowaniu klinicznemu. W naszych warunkach eksperymentalnych punkt odcięcia dla powstawania tętniaka został określony przed rozpoczęciem leczenia na podstawie 125% wzrostu objętości w dniu 8 w stosunku do wartości wyjściowej, która uwzględnia naturalną zmienność bezwzględnego rozmiaru aorty u myszy. Próg i punkt czasowy wyprowadzono z początkowego przebiegu czasowego, który potwierdził zniszczenie ściany aorty w badaniu histologicznym (dane nie pokazane) i spowodował 35% pęknięć i 56% zaobserwowanych tętniaków płuc przed implantacją cewnika. Podczas gdy do włączenia do badania zastosowano minimalny próg stwierdzonej choroby, zaobserwowano następnie, że wysoki stopień początkowej ekspansji aorty może również ograniczać możliwość zastosowania eksperymentalnego. Tętniaki, które szybko postępowały do >200% objętości do 8 dnia, nie rosły dalej powyżej tego rozmiaru w 55% przypadków (ryc. 1D). Należy to wziąć pod uwagę podczas projektowania eksperymentu i obliczania wielkości próby, ponieważ może to zamaskować prawdziwy efekt leczenia. Innym aspektem tego modelu są częste pęknięcia aorty (piersiowej lub brzusznej), występujące z częstością 20%-40% i głównie w ciągu pierwszych 10 dni po implantacji pompy Ang-II 3,18,19. W ten sposób, wybierając początek leczenia na dzień 9, osiągnięto wysoki odsetek ustalonych tętniaków, a cewnikowanie żyły szyjnej zasadniczo przeprowadzono na myszach, które miały przeżyć do końca eksperymentu (tylko 3/24 myszy w naszej historycznej grupie kontrolnej pękły po 9 dniu), oszczędzając w ten sposób czas, wysiłek, i koszt.

Poza pęknięciami aorty, które stanowią ciężki stan, jednoczesne zagnieżdżenie cewnika z przyciskiem dostępu naczyniowego i pompą osmotyczną było dobrze tolerowane przez myszy, bez znaczącego wpływu na mobilność lub zachowanie po powrocie do zdrowia po operacji. Zabieg cewnikowania żyły szyjnej powinien zająć przeszkolonym badaczom około 30 minut. Czas ekspozycji na znieczulenie (izofluranem) powinien być ograniczony do minimum, a częstość oddechów zwierząt musi być ściśle monitorowana, aby zapobiec depresji oddechowej, która może prowadzić do zgonu, jeśli nie zostanie ustąpiona20. Utrata krwi po przebiciu żyły szyjnej w celu wprowadzenia cewnika - prowadząca do śmierci zwierzęcia, jeśli jest poważna - może potencjalnie wystąpić, gdy żyła szyjna nie jest prawidłowo podwiązana czaszkowo lub boczna gałąź zasilająca izolowany obszar naczynia nie jest zamknięta. W takim przypadku należy uciskać bawełnianym wacikiem w miejsce nakłucia, aż wyciek krwi zwolni lub ustanie, a następnie należy jak najszybciej wprowadzić cewnik i podwiązanie; Niewielki kawałek kolagenowego opatrunku na ranę może być tymczasowo wykorzystany do pomocy w hemostazie.

Drożność cewnika jest jednym z najważniejszych czynników, ponieważ odłączenie cewnika od żyły lub przycisku dostępu skutkuje nieprawidłowym podawaniem leku, w którym lek przecieka do przestrzeni podskórnej. Zgodnie z zaleceniem producenta dotyczącym minimalnego 3 mm zachodzenia na siebie cewnika i łącznika metalowego, w tym modelu w ciągu 3 lat (2020-2021, n = 73) zarejestrowano tylko jeden przypadek odłączenia cewnika od strony guzika (sygnalizowany wyciekiem wstrzykniętego płynu z miejsca nacięcia przy guziku), który został naprawiony poprzez otwarcie rany i ponowne nawiązanie połączenia w operacji. Ponadto wskaźnik niepowodzeń drożności cewnika wynoszący około 10% w naszej historycznej grupie kontrolnej PBS (2/21) był spowodowany niedrożnością cewnika (uniemożliwiającą wstrzyknięcie), odłączeniem cewnika od żyły (wskazywanym przez widoczny obrzęk szyi podczas wstrzyknięcia) lub powikłaniami gojenia się ran. Problemy te mogą być związane z samookaleczeniami, tj. zadrapaniami lub ugryzieniami myszy. Warto zauważyć, że leczenie farmakologiczne, które zakłóca gojenie się ran, może zwiększyć wskaźniki niepowodzeń. Kroki rozwiązywania problemów w celu poprawy drożności obejmują zwiększenie długości cewnika wprowadzanego do żyły, upewnienie się, że ligatury są ciasno zawiązane wokół cewnika i żyły oraz zastosowanie techniki nadciśnienia zgodnie z zaleceniami producenta, jak opisano w kroku 2.12.10, podczas wstrzykiwania. Drożność cewnika powinna być dodatkowo sprawdzona w momencie składania ofiar ze zwierząt poprzez preparację i oględziny pod mikroskopem. Należy pamiętać, że należy dokładnie rozważyć dzienną objętość wstrzykiwanego roztworu leku. Ponieważ objętość osocza reguluje ciśnienie krwi, objętość wstrzyknięcia może wpływać na ekspansję AAA, a zatem zwierzęta kontrolne muszą zostać poddane procedurze pozorowanej z objętością nosicielstwa. Na podstawie naszych doświadczeń (i niepublikowanych obserwacji) dzienna ilość do 250 μl PBS wydaje się być dobrze tolerowana. Wreszcie, podobnie jak w przypadku implantacji pompy, może wystąpić podrażnienie skóry wokół wszczepionego przycisku dostępu naczyniowego. W przypadku zaobserwowania stanu zapalnego, któremu towarzyszy tkanka pozbawiona witalności lub martwicza, oczyszczenie rany należy przeprowadzić poprzez usunięcie tkanki niezdolnej do życia (tkanka martwicza często w naturalny sposób oddziela się od rany), a w razie potrzeby należy zszyć skórę; Jeśli stan zapalny i martwica są rozległe, należy wziąć pod uwagę dobrostan zwierzęcia i humanitarne punkty końcowe zgodnie z wytycznymi.

Pojedyncza i podwójna implantacja grzbietowa pompy osmotycznej i/lub systemu alarmowego nie zakłócała sygnału ultrasonograficznego ani nie zabezpieczała myszy w odpowiedniej pozycji na stoliku ultrasonograficznym. Automatyczne pozyskiwanie 157 klatek o średnicy powyżej 12 mm w celu wyrenderowania obrazu 3D aorty w celu pomiaru objętości jest prostą i szybką procedurą14, która wymaga jedynie upewnienia się, że aorta jest wolna od zakłóceń w obszarze zainteresowania. Jedną z pułapek w tym kontekście jest wywieranie zbyt dużego nacisku na przetwornik podczas próby oczyszczenia obrazu z zakłóceń, co może przerwać automatyczny pomiar, jeśli na częstość oddechów wpływa ucisk żeber, gdy rejestrowane są obrazy czaszkowego końca aorty brzusznej. Średnica jest tradycyjnie mierzona na obrazach uzyskanych w trybie B przez operatora ręcznie wyszukującego obszar o maksymalnej średnicy podczas przeprowadzania analizy ultradźwiękowej. Postępem w obrazach w trybie B są obrazy EKV, które mogą rozwiązać małe ruchy aorty, aby uzyskać wysokiej jakości, spowolniony obraz pulsującej aorty. Ponadto maksymalną średnicę aorty można określić na podstawie pozyskanych klatek 3D, gdzie 157 obrazów oferuje kompleksowy przegląd aorty wykonanej w skurczu (dzięki ustawionemu wyzwalaczowi EKG).

Podsumowując, przedstawiony skompilowany protokół zapewnia niezawodny i powtarzalny przebieg pracy przy podawaniu leków dożylnie w mysim modelu AAA indukowanego przez Ang-II oraz w monitorowaniu wielkości aorty za pomocą ultradźwięków 3D. Punkty czasowe monitorowania i operacji mogą być dostosowane do konkretnych potrzeb, a cewnikowanie żyły szyjnej może być wykonywane oddzielnie dla każdej konfiguracji eksperymentalnej wymagającej dostarczania określonych substancji za pomocą iniekcji dożylnych. VAS może być alternatywnie używany do wielokrotnego pobierania krwi, jeśli stosuje się roztwór blokujący cewnik w celu zapobieżenia krzepnięciu. Opisana procedura ultrasonograficzna 3D może być dostosowana do pomiaru aorty podnerkowej, w której tętniaki rozwijają się po ostrym uszkodzeniu w mysich modelach AAA opartych na elastazie lub CaCl2. Podczas gdy akwizycja ultrasonograficzna 3D ma tę zaletę, że daje przegląd dotkniętego obszaru aorty i morfologii tętniaka, akwizycja obrazu jest bardziej czasochłonna, a co za tym idzie, może być bardziej kosztowna. Innym ograniczeniem protokołu, które należy uznać jest konieczność krótkiego znieczulenia zwierząt do wstrzyknięć dożylnych, podczas gdy podawanie dootrzewnowe jest zwykle wykonywane na przytomnych myszach.

Oświadczenia

Autorzy nie ujawnili żadnych informacji.

Podziękowania

Chcielibyśmy podziękować zespołom prof. Podessera i prof. Ellmeiera (Dept. of Biomedical Research and Core Facility for Laboratory Animal Breeding and Husbandry, Medical University of Vienna) za pomoc w eksperymentach na zwierzętach. Barwienie trichromem AAA zostało wykonane dzięki uprzejmości Moniki Weiss i prof. Petera Petzelbauera (Wydział Dermatologii Uniwersytetu Medycznego w Wiedniu). Prace te były wspierane przez Austriacki Fundusz Naukowy [projekt SFB F 5409-B21]. Marc Bailey jest osobiście wspierany przez British Heart Foundation [FS/18/12/33270].

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule
NazwaFirmaNumer katalogowyKomentarze
4-0 Nici PolysorbCovidienGL-46-MGPleciony szew wchłanialny CV-23 Stożek
6-0 Nici jedwabneEthicon639HPERMA-HAND
Jedwab Pompy osmotyczne ALZET 2004DURECT Corp298Mini pompy osmotyczne
Angiotensyna-IIBachem4006473.0100Octan angiotensyny II
Aquasonic Clear Ultradźwiękowy żel transmisyjnyParker LabsPUSG-0308Żel ultradźwiękowy
Betadona Spray do ranMundipharmaSpray do dezynfekcji ran (spray z jodowidonem)
Betaisodona SolutionMundipharma15973Roztwór do dezynfekcji ran (roztwór jodu powidonu)
Cewnik do żyły/tętnicy udowej myszyInstech Laboratories IncC10PU-MFV13011 do 3Fr, 10,5 cm, kołnierz @1,2 cm. Pasuje do 22 G
do depilacji
Narzędzie manipulacyjneInstech Laboratories IncVABMGNarzędzie manipulacyjne do myszy magnetycznej Przyciski dostępu naczyniowego
HYLO NIGHT Maść do oczuURSAPHARM538922Krem nawilżający pod oczy
Igły i strzykawki o różnych rozmiarachStrzykawki 1 ml i 5 mL, igły 27 G i 30 G
Olympus SZ51 Stereo mikroskopOlympus CorporationMikroskop preparacyjny i inspekcyjny
WtryskiwaczePinPort Instech Laboratories IncPNP3M-50Wtryskiwacz do przycisku dostępu naczyniowego
Aluminiowa nasadka ochronnaInstech Laboratories IncVABM1CAluminiowa nasadka ochronna do magnetycznej myszy 1-kanałowej
Elektroda ultradźwiękowa VAB Signa Żel ElektrodaParker LabsPE-1560 żel
Mała golarka
Surigcal i sprzęt
Suprasorb CLohmann & Rauscher20482Kolagenowy opatrunek na rany
Przycisk dostępu naczyniowego (VAB)Instech Laboratories IncVABM1B/22Przycisk dostępu naczyniowego do myszy, magnetyczny, 1 kanał 22 G, wtryskiwacz
System obrazowania Vevo 3100FUJIFILM VisualSonics Inc51073-51System ultrasonograficzny
Oprogramowanie Vevo Lab 5.6.1FUJIFILM VisualSonics IncOprogramowanie do analizy ultrasonograficznej
Przetwornik Vevo MX550DFUJIFILM VisualSonics IncPrzetwornik liniowy do systemu Vevo 3100
Stół do obsługi myszy VevoFUJIFILM VisualSonics Inc11436Ogrzewanie myszy, pomiar temperatury rdzenia myszy i podkładki EKG do monitorowania fizjologicznego
Krem elektrycznamikrochirurgiczny

Bibliografia

  1. Busch, A., et al. Translating mouse models of abdominal aortic aneurysm to the translational needs of vascular surgery. JVS-Vascular Science. 2, 219-234 (2021).
  2. Golledge, J., Krishna, S. M., Wang, Y. Mouse models for abdominal aortic aneurysm. British Journal of Pharmacology. 179 (5), 792-810 (2022).
  3. Daugherty, A., Manning, M. W., Cassis, L. A. Angiotensin II promotes atherosclerotic lesions and aneurysms in apolipoprotein E-deficient mice. Journal of Clinical Investigation. 105 (11), 1605-1612 (2000).
  4. Bhamidipati, C. M., et al. Development of a novel murine model of aortic aneurysms using peri-adventitial elastase. Surgery. 152 (2), 238-246 (2012).
  5. Phillips, E. H., et al. Morphological and biomechanical differences in the elastase and AngII apoE -/- rodent models of abdominal aortic aneurysms. BioMed Research International. 2015, 413189(2015).
  6. Gäbel, G., et al. Parallel murine and human aortic wall genomics reveals metabolic reprogramming as key driver of abdominal aortic aneurysm progression. Journal of the American Heart Association. 10 (17), 20231(2021).
  7. Phie, J., Thanigaimani, S., Golledge, J. Systematic review and meta-analysis of interventions to slow progression of abdominal aortic aneurysm in mouse models. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1504-1517 (2021).
  8. Lu, H. S., Owens, A. P., Liu, B., Daugherty, A. Illuminating the importance of studying interventions on the propagation phase of experimental mouse abdominal aortic aneurysms. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 41 (4), 1518-1520 (2021).
  9. Al Shoyaib, A., Archie, S. R., Karamyan, V. T. Intraperitoneal route of drug administration: Should it be used in experimental animal studies. Pharmaceutical Research. 37 (1), 1-17 (2020).
  10. Turner, P. V., Brabb, T., Pekow, C., Vasbinder, M. A. Administration of substances to laboratory animals: Routes of administration and factors to consider. Journal of the American Association for Laboratory Animal Science. 50 (5), 600-613 (2011).
  11. Derde, S., et al. Use of a central venous line for fluids, drugs and nutrient administration in a mouse model of critical illness. Journal of Visualized Experiments. (123), e55553(2017).
  12. Lu, W., et al. Microsurgical skills of establishing permanent jugular vein cannulation in rats for serial blood sampling of orally administered drug. Journal of Visualized Experiments. (178), e63167(2021).
  13. Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral arterial and venous catheterization for blood sampling, drug administration and conscious blood pressure and heart rate measurements. Journal of Visualized Experiments. (59), e3496(2012).
  14. Waduud, M. A., et al. High-frequency three-dimensional lumen volume ultrasound is a sensitive method to detect early aneurysmal change in elastase-induced murine abdominal aortic aneurysm. Aorta. 9 (6), 215-220 (2020).
  15. Lu, H., et al. Subcutaneous angiotensin II infusion using osmotic pumps induces aortic aneurysms in mice. Journal of Visualized Experiments. (103), e53191(2015).
  16. Sawada, H., et al. Ultrasound imaging of the thoracic and abdominal aorta in mice to determine aneurysm dimensions. Journal of Visualized Experiments. (145), e59013(2019).
  17. Eilenberg, W., et al. Histone citrullination as a novel biomarker and target to inhibit progression of abdominal aortic aneurysms. Translational Research. 233, 32-46 (2021).
  18. Saraff, K., Babamusta, F., Cassis, L. A., Daugherty, A. Aortic dissection precedes formation of aneurysms and atherosclerosis in angiotensin II-infused, apolipoprotein E-deficient mice. Arteriosclerosis, Thrombosis, and Vascular Biology. 23 (9), 1621-1626 (2003).
  19. Trachet, B., Fraga-Silva, R. A., Jacquet, P. A., Stergiopulos, N., Segers, P. Incidence, severity, mortality, and confounding factors for dissecting AAA detection in angiotensin II-infused mice: A meta-analysis. Cardiovascular Research. 108 (1), 159-170 (2015).
  20. Cesarovic, N., et al. Isoflurane and sevoflurane provide equally effective anaesthesia in laboratory mice. Laboratory Animals. 44 (4), 329-336 (2010).

Przedruki i uprawnienia

Przeglądaj więcej artykułów

Kaniulacja żyły szyjnejultradźwięki 3Dmonitorowanie tętniakapodawanie lekówmyszy z deficytem ApoEosmotyczna minipompa
Leczenie farmakologiczne za pomocą cewnika do żyły centralnej w mysim modelu tętniaka aorty brzusznej indukowanego angiotensyną II i monitorowanie za pomocą ultradźwięków 3D
Skontaktuj się z nami
Poleć bibliotece

Prywatność

Warunki korzystania z usługi

Zasady

Prawa autorskie © 2026 MyJoVE Corporation. Wszelkie prawa zastrzeżone.