W obecnym protokole, funkcja bariery śródbłonkowej gruczołu podżuchwowego (SMG) została oceniona poprzez wstrzyknięcie różnych molekularnych znaczników fluorescencyjnych do żył kątowych badanych modeli zwierzęcych in vivo pod dwufotonowym laserowym mikroskopem skaningowym.
Subskrypcja JoVE jest wymagana do oglądania tego materiału. Zaloguj się lub rozpocznij bezpłatny okres próbny.
Artykuł metodologiczny
In vivo (in vivo) Wykrywanie przepuszczalności naczyń krwionośnych w mysim gruczole podżuchwowym
W tym artykule
Podsumowanie
Streszczenie
Ślina odgrywa ważną rolę w zdrowiu jamy ustnej i ogólnym zdrowiu. Nienaruszona funkcja bariery śródbłonkowej naczyń krwionośnych umożliwia wydzielanie śliny, podczas gdy dysfunkcja bariery śródbłonka jest związana z wieloma zaburzeniami wydzielniczymi gruczołów ślinowych. Niniejszy protokół opisuje metodę wykrywania przepuszczalności parakomórkowej in vivo w celu oceny funkcji ścisłych połączeń śródbłonka (TJ) w mysich gruczołach podżuchwowych (SMG). Najpierw znakowany fluorescencyjnie dektrans o różnych masach cząsteczkowych (4 kDa, 40 kDa lub 70 kDa) wstrzyknięto do żył kątowych myszy. Następnie jednostronny pistolet maszynowy został wypreparowany i umieszczony w dostosowanym uchwycie pod dwufotonowym mikroskopem skaningowym laserowym, a następnie zarejestrowano obrazy naczyń krwionośnych, acini i przewodów. Wykorzystując tę metodę, monitorowano dynamiczny wyciek w czasie rzeczywistym znaczników różnej wielkości z naczyń krwionośnych do podstawowych stron acini, a nawet przez nabłonek zrazikowy do przewodów, aby ocenić zmianę funkcji bariery śródbłonkowej w warunkach fizjologicznych lub patofizjologicznych.
Wprowadzenie
Różne gruczoły ślinowe produkują ślinę, która przede wszystkim działa jako pierwsza linia obrony przed infekcjami i wspomaga trawienie, odgrywając tym samym istotną rolę w zdrowiu jamy ustnej i ogólnym zdrowiu1. Ukrwienie ma kluczowe znaczenie dla wydzielania gruczołów ślinowych, ponieważ stale dostarcza wodę, elektrolity i cząsteczki, które tworzą ślinę pierwotną. Funkcja bariery śródbłonkowej, regulowana przez kompleks ścisłego połączenia (TJ), ściśle i delikatnie ogranicza przenikanie naczyń włosowatych, które są wysoce przepuszczalne dla wody, substancji rozpuszczonych, białek, a nawet komórek przemieszczających się z krążących naczyń krwionośnych do tkanek gruczołów ślinowych 2,3. Wcześniej odkryliśmy, że otwarcie śródbłonka TJ w odpowiedzi na bodziec cholinergiczny ułatwia wydzielanie śliny, podczas gdy upośledzenie funkcji bariery śródbłonkowej jest powiązane z hipowydzielaniem i naciekaniem limfocytarnym w gruczołach podżuchwowych (SMG) w zespole Sjögrena4. Dane te sugerują, że należy zwrócić wystarczającą uwagę na wpływ funkcji bariery śródbłonkowej w odniesieniu do różnych chorób gruczołów ślinowych.
Dwufotonowy laserowy mikroskop skaningowy to potężne narzędzie do obserwacji dynamiki komórek w nienaruszonej tkance in vivo. Jedną z zalet tej techniki jest to, że światło bliskiej podczerwieni (NIR) ma głębszą penetrację tkanek niż światło widzialne lub ultrafioletowe, gdy próbki są wzbudzane przez NIR i nie powoduje oczywistych uszkodzeń tkanek światłem w odpowiednich warunkach5,6. Rzeczywiście, gruczoły ślinowe są bardzo jednorodną i powierzchowną tkanką, w której powierzchniowe komórki groniaste są oddalone od powierzchni gruczołu tylko około 30 μm7,8. Wykazano, że przyżyciowy mikroskop konfokalny może badać wydzielanie zewnątrzwydzielnicze i cytoszkielet aktynowy w żywych mysich gruczołach ślinowych w rozdzielczości subkomórkowej8. Dwufotonowa laserowa mikroskopia skaningowa ma jednak nie tylko przewagę nad konwencjonalną mikroskopią konfokalną, ale może być również wykorzystywana do wykrywania głębszych tkanek i wyraźniejszego obrazu. W tym przypadku znakowane fluorescencyjnie dektransy, które są często używane jako znaczniki przepuszczalności parakomórkowej i mają przewagę w postaci różnych rozmiarów, mogą być używane do testowania wielkości pore9. W niniejszym badaniu ustalono technikę dwufotonowej laserowej mikroskopii skaningowej w czasie rzeczywistym do oceny in situ funkcji bariery śródbłonkowej w mysich SMG. Każdy etap prac nad wykrywaniem przepuszczalności naczyń krwionośnych in vivo w mysich SMG jest opisany w aktualnym protokole. Oto przykład wykrywania funkcji bariery śródbłonkowej w mysim modelu podwiązania przewodu SMG.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Protokół
Wszystkie procedury eksperymentalne zostały zatwierdzone przez Komitet Etyki Badań nad Zwierzętami, Centrum Nauk o Zdrowiu Uniwersytetu Pekińskiego i były zgodne z Przewodnikiem dotyczącym opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych (publikacja NIH nr 85-23, poprawiona w 1996 roku). Do niniejszego badania wykorzystano samce myszy typu dzikiego (WT) w grupie wiekowej 8-10 tygodni. Zwierzęta doświadczalne były starannie traktowane, aby zminimalizować ich ból i dyskomfort.
1. Procedury na zwierzętach
- Przygotuj i podaj środki znieczulające i znacznikowe.
- Utrzymuj sterylne warunki przez cały czas trwania badania i sterylizuj narzędzia przez autoklawowanie. Podziel myszy na dwie grupy.
UWAGA: Grupa kontrolna pozostała nieleczona, a druga grupa z jednostronnym podwiązaniem przewodu SMG przez 1 dzień służyła jako grupa eksperymentalna. Podczas grupowania należy wybrać myszy o podobnej masie ciała i wieku, aby zmniejszyć wpływ masy i wieku na przepuszczalność naczyń krwionośnych. - Należy wybrać odpowiednie znaczniki, takie jak dekstran znakowany izotiocyjanianem fluoresceiny (FITC) (masa cząsteczkowa: 4 kDa; FD4) i dekstran znakowany rodaminą B (masa cząsteczkowa: 70 kDa; RD70) (patrz tabela materiałów) z wyraźnymi widmami wzbudzenia/emisji w celu zminimalizowania interferencji między sygnałami fluorescencji (przy użyciu odpowiednio filtra FITC lub rodaminy B) do testu przepuszczalności.
UWAGA: Długości fal wzbudzenia FD4 i RD70 wynoszą odpowiednio 488 nm i 594 nm, a wybrane długości fal emisji to odpowiednio 511-564 nm i 617-669 nm. - Rozcieńczyć znaczniki w sterylnym roztworze soli fizjologicznej buforowanym fosforanami (1x PBS) do 100 mg/ml i przechowywać podwielokrotności chronione przed światłem w temperaturze -20 °C.
UWAGA: Dekstran o masie cząsteczkowej takiej jak 4 kDa szybko wycieka z krwi w mysich pistoletach maszynowych nawet bez stanów patologicznych10. - Dootrzewnowo wstrzyknąć tribromoetanol (dawka dla myszy 25 g wynosiła około 600 μl) w celu znieczulenia myszy. Zastosuj środek przeciwbólowy zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etycznej ds. zwierząt.
UWAGA: Po indukcji znieczulenia należy użyć maści weterynaryjnej na oczy, aby zapobiec wysuszeniu. Dbaj o zwierzęta11. Poczekaj, aż mysz zatoleruje stymulację mechaniczną, np. szczypanie palca u nogi bez reakcji motorycznej. - Wstrzyknąć mieszaninę dwóch znaczników przepuszczalności parakomórkowej o różnych masach cząsteczkowych (FD4 i RD70) do żyły kątowej (0,5 mg/g masy ciała). Wstrzyknąć każdej myszy mieszaninę 100 μl roztworu znacznikowego, z 50 μl każdego barwnika zmieszanym w stosunku 1:1.
- Po znieczuleniu delikatnie przytrzymaj głowę i szyję myszy, aby jedna strona gałki ocznej lekko wystawała. Włożyć strzykawkę insulinową zawierającą znaczniki fluorescencyjne (należy uważać, aby nie wprowadzić powietrza do strzykawki) wzdłuż kącika oka pod kątem prostym do oka.
UWAGA: Jeśli żyła kątowa zostanie wprowadzona prawidłowo, roztwór barwnika zostanie łatwo wstrzyknięty do żyły i nie będzie oporu podczas wstrzyknięcia. Ponadto wstrzyknięcie żyły ogonowej u myszy może być również kandydatem na dożylne cząsteczki znacznikowe.
- Po znieczuleniu delikatnie przytrzymaj głowę i szyję myszy, aby jedna strona gałki ocznej lekko wystawała. Włożyć strzykawkę insulinową zawierającą znaczniki fluorescencyjne (należy uważać, aby nie wprowadzić powietrza do strzykawki) wzdłuż kącika oka pod kątem prostym do oka.
- Utrzymuj sterylne warunki przez cały czas trwania badania i sterylizuj narzędzia przez autoklawowanie. Podziel myszy na dwie grupy.
- Wykonaj izolację pistoletu maszynowego, wykonując poniższe czynności.
UWAGA: Do operacji należy używać sterylnych narzędzi, w tym nożyczek do tkanek i nikli separacyjnych.- Ostrożnie oddziel jednostronny gruczoł, aby nie uszkodzić otaczających naczyń krwionośnych i nerwów pod mikroskopem stereoskopowym.
- Po wstrzyknięciu znaczników przepuszczalności parakomórkowej szybko połóż myszy na kartonie i ułóż je w pozycji leżącej z kończynami i głowami zaklejonymi taśmą. Nałóż krem do depilacji na skórę szyi, aby usunąć sierść myszy. Użyj 75% etanolu do dezynfekcji skóry przed zabiegiem.
- Następnie, pod mikroskopem stereoskopowym, przeciął naskórek szyi ogólnymi nożyczkami do tkanek, aby odsłonić obie strony pistoletów maszynowych (w tym eksperymencie leczono prawy gruczoł). Następnie użyj niklu do separacji tkanek (patrz Tabela materiałów), aby delikatnie oddzielić kapsułkę od powierzchni gruczołu, uważając, aby nie uszkodzić tkanki gruczołu i naczyń krwionośnych.
- Oddzielić kapsułkę od powierzchni gruczołu, nie uszkadzając struktury gruczołowej. Ponadto upewnij się, że cały proces unieruchamiania myszy i oddzielania gruczołów został zakończony w ciągu 10 minut.
- Ostrożnie oddziel jednostronny gruczoł, aby nie uszkodzić otaczających naczyń krwionośnych i nerwów pod mikroskopem stereoskopowym.
2. Ustawienie mikroskopu dwufotonowego
- Podłącz niestandardowy uchwyt do urządzenia podciśnieniowego i sprawdź wcześniej, czy efekt podciśnienia został prawidłowo osiągnięty.
UWAGA: Uchwyt ma kształt miniaturowego szkła powiększającego z płaskim kawałkiem okrągłego szkła pośrodku (średnica: 4,32 mm, Rysunek 1). Urządzenie podciśnieniowe zostało zaprojektowane we własnym zakresie w taki sposób, że uchwyt jest połączony z gumową rurką, która jest połączona z butelką drenażową, a butelka jest przymocowana do regulatora podciśnienia za pomocą krótkiej gumowej rurki. W ten sposób regulator podciśnienia może regulować ciśnienie, aby zapewnić, że tkanka jest zasysana do uchwytu.- Połącz jedną stronę uchwytu z urządzeniem podciśnieniowym. Aby sprawdzić, czy urządzenie podciśnieniowe jest nienaruszone i odpowiednie, odwróć uchwyt do góry nogami, dodaj kroplę wody i ustaw wartość podciśnienia na 20 jednostek. Jeśli woda zostanie całkowicie i szybko odessana, urządzenie podciśnieniowe jest pomyślnie instalowane z uchwytem.
- Delikatnie umieść odsłonięty pistolet maszynowy myszy na niestandardowym uchwycie i zassaj tkankę przez ssanie podciśnieniowe jak najdalej od ciała myszy, aby zmniejszyć artefakty ruchu spowodowane oddychaniem i innymi warunkami.
- Zobrazuj materiał nośny przymocowany do dławika pod obiektywem zanurzonym w wodzie 25x/NA 1.0 (specjalnie dla NIR).
UWAGA: W tym eksperymencie użyj pionowego mikroskopu dwufotonowego (patrz Tabela materiałów). Naczynia krwionośne muszą być widoczne natychmiast po wstrzyknięciu znacznika z wyraźną fluorescencją.
3. Obrazowanie naczyń i wykrywanie przepuszczalności
- Rozpocznij obrazowanie wkrótce po wybraniu wzroku gruczołu.
UWAGA: Zazwyczaj szeregi czasowe składające się z 45-50 obrazów w ciągu 20 s lub dłużej są zazwyczaj rejestrowane w zależności od projektu eksperymentalnego. - Uzyskuj sekwencyjne obrazy wzdłuż osi Z, w odstępach 2 μm, od powierzchni gruczołu do 70-140 μm w głąb tkanki, aby wygenerować trójwymiarową (3D) konstrukcję.
- Wykonaj obrazowanie poklatkowe naczyń krwionośnych w celu pomiaru przepuszczalności naczyń krwionośnych w SMG.
UWAGA: Po uruchomieniu oprogramowania mikroskopu należy ustawić warunki w menu programu w następujący sposób (patrz Tabela materiałów).- W oknie dialogowym Eksploratora kliknij Dodaj nowy folder i zmień nazwę pliku.
- Wróć do kolumny Pozyskiwanie. W XY format to 512 x 512, a prędkość to 400 Hz. Włącz opcję Dwukierunkowy X.
- Ustaw współczynnik powiększenia na 0,75 i 1,5 dla powiększenia.
- Aby uzyskać obrazowanie poklatkowe, wybierz xyt w trybie akwizycji. Ustaw czas trwania na 20 s, 30 minut lub dłużej, w zależności od potrzeb eksperymentu.
- Aby wykonać konstrukcję 3D, ustaw tryb akwizycji na xyz. Rozmiar Z-Step można ustawić zgodnie z rzeczywistą sytuacją.
- Po ustawieniu warunków kliknij na Na żywo, aby obserwować obrazowanie naczyniowe dwóch kanałów i nakładających się kanałów w ramce do tworzenia zdjęcia i wybierz obszary zainteresowania.
- Kliknij Start, aby rozpocząć obrazowanie.
UWAGA: Mysz nie może być pozostawiona bez opieki podczas procesu obrazowania w znieczuleniu.
4. Analiza danych
- Aby ocenić przepuszczalność naczyń, użyj oprogramowania Image J, aby obliczyć stosunek intensywności fluorescencji FD4 i RD70 między naczyniami zewnętrznymi i wewnętrznymi i oznaczyć je jako intensywność zewnątrz- i wewnątrznaczyniową4.
UWAGA: Zmiana przepuszczalności naczyń krwionośnych poprzez śledzenie transportu dekstransu odzwierciedla zmianę funkcji bariery śródbłonkowej. Ponadto obserwuj morfologię i gęstość naczyń, obliczając średnicę i liczbę zmian naczyń.- Uruchom oprogramowanie Image J (patrz tabela materiałów).
- Kliknij Plik i wybierz Otwórz, aby otworzyć obrazy naczyń krwionośnych uchwycone pod mikroskopem dwufotonowym.
- Wybierz opcję Obraz i ustaw Typ na 16-bitowy, aby przekonwertować format obrazu.
- Wybierz opcję Analizuj i wybierz opcję Obszar, Średnia, IntDen w obszarze Ustaw pomiary. Kliknij OK, aby potwierdzić.
- W obszarze Analizuj wybierz pozycję Narzędzia, otwórz Menedżer zwrotu z inwestycji, a następnie wybierz pozycję Pokaż wszystko i etykiety.
- Zmierz wartość intensywności fluorescencji wewnątrznaczyniowej: kliknij narzędzie lasso w głównym interfejsie, aby naszkicować kontur naczynia krwionośnego. Kliknij Dodaj w Menedżerze ROI. Wykonaj ten krok, aby kontynuować wybieranie wielu statków. Zaznacz wszystkie obiekty Menedżera ROI i kliknij Zmierz.
- Zmierz całkowitą wartość intensywności fluorescencji: obrysuj cały obraz, kliknij przycisk Zmierz, a wynikiem będzie całkowita wartość intensywności fluorescencji obrazu.
- Obliczyć wartość intensywności fluorescencji zewnątrznaczyniowej. Skopiuj dane do programu Excel w celu obliczenia. Współczynnik intensywności fluorescencji zewnątrznaczyniowej = (1 − wartość intensywności fluorescencji wewnątrznaczyniowej/całkowita wartość intensywności fluorescencji) × 100%.
5. Aplikacje podrzędne
- Podczas eksperymentu oblicz natężenie przepływu krwi, mierząc odległość, jaką pokonuje czerwona krwinka (pokazana jako kropka pod mikroskopem dwufotonowym)4 w określonym czasie.
- Aby zobrazować ruch komórek krwi przez komórki śródbłonka, oznacz komórki krwi za pomocą fluorescencji. Następnie wstrzyknij do komórek znakowanych fluorescencją FD4 lub RD70 przez żyłę ogonową myszy. Po krążeniu przez 5 minut śledź interesujące komórki przez pewien czas.
UWAGA: W sumie 2 x 106 CFSE (ester sukcynimidylowy karboksyfluoresceiny, przepuszczalny dla błony barwnik fluorescencyjny) limfocyty pochodzące ze śledziony myszy dawców przeniesiono do biorców przez wstrzyknięcie żyły ogonowej, a infiltrację limfocytów do SMG zbadano w eksperymentalnych modelach zwierzęcych4.
6. Opieka nad zwierzętami i ich regeneracja
- Dbaj o zwierzęta podczas całego eksperymentu.
UWAGA: Upewnij się, że zwierzę, które przeszło operację, nie zostanie zwrócone do towarzystwa innych zwierząt, dopóki nie zostanie w pełni wyleczone podczas eksperymentu. - Nie pozostawiaj zwierzęcia bez opieki, dopóki nie odzyska wystarczającej przytomności.
UWAGA: Stale obserwuj stan oddychania myszy i utrzymuj je w cieple, kładąc je na poduszce grzewczej dla zwierząt. Zapewnij zakwaterowanie po leczeniu bólu pooperacyjnego i analgezję, zgodnie z zaleceniami lokalnej komisji etyki zwierząt.
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Wyniki
Zgodnie z protokołem, jednostronnie wyizolowany SMG przymocowano do specjalnie wykonanego uchwytu, a gruczoł oddalono jak najdalej od ciała myszy, aby zapobiec powstawaniu artefaktów ruchowych wywołanych oddychaniem. Pod mikroskopem obserwowano szybki przepływ erytrocytów (czarne kropki) w naczyniach krwionośnych. Po zlokalizowaniu obszaru tkanki przez okular, należy przełączyć się na sterowanie oprogramowaniem mikroskopu. W grupie kontrolnej oba znaczniki znajdowały się w naczyniach krwionośnych SMG myszy. W szczególnoś...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Dyskusja
Utrzymanie i regulacja funkcji bariery śródbłonkowej są niezbędne dla homeostazy naczyń krwionośnych. Komórki śródbłonka i ich połączenia międzykomórkowe odgrywają kluczową rolę w utrzymaniu i kontrolowaniu integralności naczyń krwionośnych12. Siła ścinająca przepływu krwi, czynniki wzrostu i czynniki zapalne mogą powodować zmiany przepuszczalności naczyń, a tym samym uczestniczyć w występowaniu i rozwoju chorób ogólnoustrojowych, takich jak nadciśnienie, cukrzyca, choroby autoimmunologiczne 13,14...
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Oświadczenia
Autorzy nie mają nic do ujawnienia.
Podziękowania
To badanie było wspierane przez Narodową Fundację Nauk Przyrodniczych Chin (granty 31972908, 81991500, 81991502, 81771093 i 81974151) oraz Pekińską Fundację Nauk Przyrodniczych (grant 7202082).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Materiały
| Nazwa | Firma | Numer katalogowy | Komentarze |
|---|---|---|---|
| Mikroskop 2-fotonowy (TCS-SP8 DIVE) | Leica, Niemcy | ||
| 4 kDa dekstran znakowany FITC | Sigma Aldrich | 46944 | |
| 70 kDa rodamina znakowana B dekstran | Sigma | Aldrich R9379 | |
| separacja tkanek nikiel | Bejinghuabo Company | NZW28 | |
| Krem do depilacji | Veet | ||
| Jednorazowa sterylna strzykawka | Zhiyu Company | 1 ml | |
| Image J | oprogramowanie National Institutes of Health | ||
| Strzykawka insulinowa | Becton, Dickinson and Company | 0253316 | 1 ml |
| Oprogramowanie Leica Application Suite X | Mikroprobówki Leica Microsystems | ||
| Axygen | MCT-150-C | 1,5 ml | |
| buforowane fosforanem sól fizjologiczna 1x | Servicebio | G4207-500 | |
| Nożyczki do tkanek | Bejinghuabo Company | M286-05 | |
| Tribromoetanol | JITIAN Bio | JT0781 |
Bibliografia
- Carpenter, G. H. The secretion, components, and properties of saliva. Annual Review of Food Science and Technology. 4, 267-276 (2013).
- Garrett, J. R. The proper role of nerves in salivary secretion: A review. Journal of Dental Research. 66 (2), 387-397 (1987).
- Berndt, P., et al. Tight junction proteins at the blood-brain barrier: Far more than claudin-5. Cellular and Molecular Life Sciences. 76 (10), 1987-2002 (2019).
- Cong, X., et al. Disruption of endothelial barrier function is linked with hyposecretion and lymphocytic infiltration in salivary glands of Sjögren's syndrome. Biochimica et Biophysica Acta - Molecular Basis of Disease. 1864 (10), 3154-3163 (2018).
- Helmchen, F., Denk, W. Deep tissue two-photon microscopy. Nature Methods. 2 (12), 932-940 (2005).
- Zipfel, W. R., Williams, R. M., Webb, W. W. Nonlinear magic: Multiphoton microscopy in the biosciences. Nature Biotechnology. 21 (11), 1369-1377 (2003).
- Masedunskas, A., Sramkova, M., Weigert, R. Homeostasis of the apical plasma membrane during regulated exocytosis in the salivary glands of live rodents. Bioarchitecture. 1 (5), 225-229 (2011).
- Masedunskas, A., et al. Role for the actomyosin complex in regulated exocytosis revealed by intravital microscopy. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (33), 13552-13557 (2011).
- Balda, M. S., et al. Functional dissociation of paracellular permeability and transepithelial electrical resistance and disruption of the apical-basolateral intramembrane diffusion barrier by expression of a mutant tight junction membrane protein. The Journal of Cell Biology. 134 (4), 1031-1049 (1996).
- Enis, D. R., et al. Induction, differentiation, and remodeling of blood vessels after transplantation of Bcl-2-transduced endothelial cells. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 102 (2), 425-430 (2005).
- Wang, X., et al. Application of digital subtraction angiography in canine hindlimb arteriography. Vascular. 30 (3), 474-480 (2022).
- Trani, M., Dejana, E. New insights in the control of vascular permeability: vascular endothelial-cadherin and other players. Current Opinion in Hematology. 22 (3), 267-272 (2015).
- Viazzi, F., et al. Vascular permeability, blood pressure, and organ damage in primary hypertension. Hypertension Research. 31 (5), 873-879 (2008).
- Scheppke, L., et al. Retinal vascular permeability suppression by topical application of a novel VEGFR2/Src kinase inhibitor in mice and rabbits. The Journal of Clinical Investigation. 118 (6), 2337-2346 (2008).
- Blanchet, M. R., et al. Loss of CD34 leads to exacerbated autoimmune arthritis through increased vascular permeability. Journal of Immunology. 184 (3), 1292-1299 (2010).
- Egawa, G., Ono, S., Kabashima, K. Intravital Imaging of vascular permeability by two-photon microscopy. Methods in Molecular Biology. 2223, 151-157 (2021).
- Vestweber, D., Wessel, F., Nottebaum, A. F. Similarities and differences in the regulation of leukocyte extravasation and vascular permeability. Seminars in Immunopathology. 36 (2), 177-192 (2014).
- Schulte, D., et al. Stabilizing the VE-cadherin-catenin complex blocks leukocyte extravasation and vascular permeability. The EMBO Journal. 30 (20), 4157-4170 (2011).
- Uhl, B., et al. A novel experimental approach for in vivo analyses of the salivary gland microvasculature. Frontiers in Immunology. 11, 604470(2020).
Dostęp ograniczony. Zaloguj się lub rozpocznij wersję próbną, aby wyświetlić tę treść.
Przedruki i uprawnienia
