Porady i wskazówki chirurgiczne dotyczące wykonywania przeszczepu trzustki świń

Podsumowanie

Artykuł wideo podsumowuje technikę pankreatektomii i allotransplantacji trzustki w 3-dniowym modelu przeżycia świń, z opisem metody krok po kroku i naciskiem na chirurgiczne wskazówki i sztuczki, jak radzić sobie z niepewną i delikatną anatomią trzewną świni

.

Streszczenie

Pomimo obiecujących wyników transplantacji trzustki w cukrzycy typu 1 i zespole metabolicznym, największym problemem związanym z tą najnowocześniejszą techniką pozostaje niedostatek narządów uznanych za nadające się do przeszczepu. Wysoki opór wewnątrznaczyniowy, delikatna struktura naczyń włosowatych śródmiąższowych i złożona anatomia zrazikowa wokół naczyń krezkowych sprawiają, że narząd ten jest bardziej podatny na urazy i mniej tolerancyjny na trywialne urazy w porównaniu z narządami takimi jak wątroba i nerki. Skrupulatna sekcja chirurgiczna i rozsądne obchodzenie się z tkankami stanowią podstawę całego ćwiczenia, jakim jest przeszczep trzustki. Ze względu na podobieństwo morfologiczne między anatomią trzustki świni a otaczającymi naczyniami krezkowymi i narządami w porównaniu z anatomią człowieka, demonstracja tej techniki w modelu świni może pomóc w najdokładniejszej ekstrapolacji tej techniki na środowisko ludzkie. Niniejszy artykuł ma na celu nakreślenie podstawowych wskazówek i sztuczek chirurgicznych, których należy przestrzegać, aby zapewnić wyższy wskaźnik powodzenia przeszczepu tego wysoce podatnego narządu w modelu 3-dniowego przeżycia świni.

Wprowadzenie

W ciągu ostatnich kilkudziesięciu lat nastąpił znaczący postęp w strategiach zarządzania okołooperacyjnego i technikach chirurgicznych, co doprowadziło do ewolucji transplantacji trzustki w jedną z najbardziej obiecujących strategii leczenia cukrzycy ze schyłkową niewydolnością nerek (zwykle w połączeniu z przeszczepem nerki)¹. Jednak powikłania, takie jak zapalenie trzustki po przeszczepie, uszkodzenie niedokrwienno-reperfuzyjne i zakrzepica naczyniowa, pozostają największymi wyzwaniami do pokonania, aby zapewnić pomyślne wyniki, zwłaszcza w przypadku bardziej uszkodzonych przeszczepów o rozszerzonych kryteriach². Ponadto, przeszczepy trzustki są najczęściej odrzucanymi przeszczepami od pobrania i mają najniższe wskaźniki wykorzystania (9%) dla wszystkich narządów³. Dlatego perfuzja maszynowa ma na celu zapewnienie optymalnego środowiska homeostatycznego do przeszczepu trzustki w celu zwiększenia wskaźnika wykorzystania przeszczepu, podobnego do tego, co osiągnięto w przeszczepie wątroby, nerek i płuc⁴. Anatomia trzustki świni jest złożona pod względem architektury zrazikowej (składającej się z trzech płatów), jej rozszerzeń wokół osi krezkowo-wrotnej, zmian naczyniowych krezki (w 40%-50%) i delikatnych kanałów naczyniowych wzdłuż pętli C dwunastnicy⁵. Te cechy anatomiczne przyczyniają się do trudnego rozbioru zarówno podczas pobierania przeszczepu trzustkowo-dwunastniczego, jak i pankreatektomii biorcy w celu wywołania jatrogennej cukrzycy trzustkowej, tj. chirurgicznie wywołanego stanu cukrzycy z poziomem glukozy na czczo powyżej 8 mmol/l. W oparciu o te cechy, pankreatektomia świń z przeszczepem zapewnia najbliższą możliwą replikację techniki, która może być wykonywana u ludzi jako ostateczne leczenie schyłkowej fazy Cukrzycy. Niniejszy artykuł ma na celu omówienie następujących aspektów: (i) zarys okołooperacyjnej opieki nad trzodą chlewną podczas pankreatektomii biorcy i implantacji przeszczepu trzustki; (ii) szczegółowe informacje techniczne krok po kroku dotyczące pankreatektomii biorcy i implantacji przeszczepu trzustkowo-dwunastniczego oraz (iii) porady i wskazówki dotyczące operacji trzustki dawcy i biorcy w modelach świńskich w celu zminimalizowania urazów przeszczepu i biorcy.

Protokół

Protokół uzyskał zatwierdzenie etyczne Komitetu ds. Opieki nad Zwierzętami w ogólnym instytucie badawczym w Toronto. Zwierzęta otrzymały humanitarną opiekę zgodnie z wytycznymi National Society of Medical Research oraz Guide for the care of laboratory animals National Institute of Health (NIH), Ontario, Kanada. W badaniu wykorzystano niezwiązane ze sobą genetycznie samce świń rasy Yorkshire w wieku 15 tygodni, o masie ciała od 40 do 50 kg.

UWAGA: Cały protokół badania jest podzielony na następujące główne etapy: (i) Pobranie organu i przygotowanie stołu operacyjnego; (ii) Totalna pankreatektomia biorcy oraz (iii) Implantacja przeszczepu. Cała operacja dawcy i biorcy jest przeprowadzana w ciągu 1 dnia.

1. Pobieranie organu od dawcy i przygotowanie na stole operacyjnym

UWAGA: Metoda pobierania narządów została opisana w osobnym protokole⁶. Niemniej jednak, protokół ten został tutaj krótko opisany wraz z dodatkowymi kluczowymi uwagami dotyczącymi techniki chirurgicznej (wskazówki chirurgiczne istotne dla operacji dawcy).

1. W skrócie: znieczul świnię dawcę, zabezpiecz drogi oddechowe oraz wprowadź cewnik do żyły centralnej (opisane poniżej w sekcji dotyczącej pankreatektomii u biorcy). Wykonaj nacięcie i odsłoń wnętrzności. Przeprowadź preparację aorto-kawalną i mobilizację aż do rozwidlenia na naczynia biodrowe.
2. Postępowanie z jelitami: Ściśle związane i kręte jelito cienkie świni oraz w większości rozciągnięte jelito grube wymagają uwagi. Po każdym etapie operacji u dawcy należy upewnić się, że pętle jelit zostały przywrócone do ich pozycji anatomicznej, aby zapewnić odpowiednie ukrwienie i uniknąć ryzyka skrętu krezki.
3. Preparacja wnęki: Podwiąż i przetnij gałęzie tętnicze oraz przewód żółciowy, aby odsłonić żyłę wrotną. Wykonaj preparację wnęki (więzadła wątrobowo-dwunastniczego) tak wysoko/dystalnie, jak to możliwe, aby uniknąć ryzyka uszkodzenia małych kanałów naczyniowych ukrwiających górną część regionu trzustkowo-dwunastniczego. Rozpocznij skeletonizację naczyń w sekwencji od prawej do lewej strony, aż do całkowitego odsłonięcia przedniej powierzchni żyły wrotnej.
4. Preparacja aorto-kawalna: Odsłoń nadwątrobową, podprzeponową część aorty poprzez przecięcie nóżek przepony. Unikaj preparacji żyły głównej dolnej wokół bruzdy trzustkowo-dwunastniczej. Jako górną granicę preparacji wyznacz tętnice nerkowe po obu stronach.
5. Odsłoń trzustkę poprzez otwarcie woreczka zażółczkowego. Podwiąż i przetnij tętnice nerkowe. Zakanuluj aortę podnerkową i podłącz ją do roztworu University of Wisconsin (UW) w celu przepłukania.
6. Podwiąż i zaklemuj aortę nadwątrobową. Przepłucz 1,5 L-2 L roztworu UW, aby zapewnić odpowiednie przepłukanie jelit i trzustki (co objawia się wizualnym zblednięciem tkanek). Podczas przepłukiwania organu in situ, sukcesywnie przesuwaj jelito cienkie i grube w stronę linii środkowej, upewniając się, że nie doszło do skręcenia krezki. Należy pamiętać, że ten krok zapewnia równomierne przepłukanie jelit i trzustki roztworem UW.
7. Po rozpoczęciu przepłukiwania jednocześnie nacinij żyłę wrotną i podwątrobową część żyły głównej dolnej, aby odprowadzić effluent żylny. Przykryj jamę brzuszną lodem, aby zapewnić chłodną perfuzję. Wypreparuj organ (przeszczep trzustkowo-dwunastniczy wraz z fragmentami zaotrzewnowia, mięśniem lędźwiowym, śledzioną i nadnerczem) en masse.
8. Preparacja na zimno: Rozpocznij mobilizację przeszczepu w kierunku od bocznego do przyśrodkowego, od ogona trzustki do połączenia między głową a trzonem, poprzez ostrą preparację powięzi między trzustką a jelitem grubym. Podczas wykonywania tego kroku chwyć trzustkę za osłonę zaotrzewnową pęsetą i poproś asystenta o wywieranie przeciwciągu jelita grubego w kierunku stóp.
9. Klemowanie krezki: Po przecięciu cienkiej tkanki wokół trzonu trzustki, pętli dwunastniczo-żejunowej i jelita grubego, poproś asystenta o owinięcie pieńka krezki i pociągnięcie pętli jelita grubego w kierunku ogonowym. Zapewni to wyznaczenie krezki i bezpieczne umieszczenie klemów w celu sekwencyjnego przecięcia głównych naczyń krezkowych bez uszkodzenia miąższu trzustki.
10. Pełna preparacja pozabrzuszna przeszczepu: Po przecięciu naczyń krezkowych rozpocznij pobieranie przeszczepu poprzez preparację od przyśrodkowej do bocznej strony w kierunku przeciwnym do ruchu wskazówek zegara, przecinając tkanki pozatrzustkowe, w tym powięź przynerkową, nadnercze, mankiet żyły głównej dolnej, mięsień lędźwiowy i nóżkę przepony. Zachowaj odpowiednią płaszczyznę oddalenia od aorty, aby uniknąć uszkodzenia tętnicy krezkowej górnej i tętnicy trzewnej.
11. Wykonaj przygotowanie na stole operacyjnym w lodzie. Przechowuj organ w lodówce (czas zimnego niedokrwienia 5 h).

2. Pankratektomia biorcy

1. Przygotowanie przedoperacyjne
   1. Zastosuj post u zwierzęcia przez co najmniej 6 h przed wyznaczonym czasem indukcji. Na 15 min przed transportem zwierzęcia do sali operacyjnej podaj podskórnie (SC) wstrzyknięcie zawierające midazolam (0,15 mg/kg), atropinę (0,04 mg/kg) i ketaminę (25 mg/kg). Na 15 min przed transportem do sali operacyjnej podaj podskórnie buprenorfinę w formie wstrzyknięcia o przedłużonym uwalnianiu (0,3 mg).
   2. Pozycjonowanie: Ułóż zwierzę na stole operacyjnym w pozycji na plecach i unieruchom przednie kończyny za pomocą pasów, aby zapewnić stabilną pozycję podczas operacji.
   3. Drogi oddechowe i indukcja: Wentyluj zwierzę za pomocą worka i maski z użyciem 3%–5% izofluranu i 2–3 l tlenu na minutę, podłączając jednocześnie sondę pulsoksymetru oraz monitorując częstość akcji serca i O2₂ nasycenie
   4. Po uzyskaniu odpowiedniego stopnia zwiotczenia, potwierdzonego rozluźnieniem żuchwy oraz stabilnym nasyceniem tlenem i częstotliwością akcji serca, poproś asystenta o otwarcie pyska zwierzęcia poprzez zastosowanie odpowiedniej trakcji rozluźnionej górnej i dolnej szczęki, a następnie zwizualizuj więzadła głosowe za pomocą laryngoskopu. Spryskaj więzadła głosowe 2% lidokainą w celu ich rozluźnienia, aby zapobiec skurczom wywołanym intubacją (więzadła głosowe świń są silnie unaczynione i delikatne!).
   5. Wykonaj intubację, używając rurki endotrachealnej o średnicy 7 mm, a następnie napompuj mankiet, wprowadzając 3–5 ml powietrza. Potwierdź położenie rurki za pomocą kapnografii (pomiaru stężenia CO2 w powietrzu wydychanym).₂ (ETCO₂) wprowadzić sondę i podłączyć rurkę do respiratora, ustawiając częstotliwość oddechów na 14-16 na minutę, aby uzyskać objętość oddechową 10-15 ml/kg. Obniżyć stężenie izofluranu do 2,5% jako dawkę podtrzymującą znieczulenia wziewnego.
   6. Kaniulacja dożylna: Aseptycznie przygotować pole operacyjne za pomocą betadyny i założyć jałową obłożkę. Następnie zidentyfikować punkt orientacyjny do wprowadzenia centralnego cewnika żylnego, którym jest środek trójkąta utworzonego przez wyrostek sutkowaty, akromion i głowę obojczyka. Użyć igły 16 G do nakłucia żyły; po upewnieniu się, że krew żylna przepływa swobodnie (co potwierdza jej kolor i brak pulsacji), wprowadzić drut prowadzący metodą Seldingera.
   7. Poszerz kanał za pomocą dostarczonego rozszerzacza. Zastąp drut prowadzący i rozszerzacz cewnikiem o rozmiarze 8,5 x 10 Fr i unieruchom go, szyjąc igłą tnącą z nicią jedwabną 0-0. Podłącz linię dożylną do antybiotyków podawanych dożylnie zawierających cefazolinę (1 g) i metronidazol (500 mg), a następnie przeprowadź znieczulenie dożylne poprzez infuzję propofolu z prędkością 10 ml/h.
   8. Inwazyjne monitorowanie ciśnienia tętniczego: Po aseptycznym przygotowaniu pola operacyjnego betadyną, założyć sterylne pole chirurgiczne i wykonać nacięcie równolegle do tchawicy, 2 cm od linii środkowej. Włókna mięśnia mostkowo-obojczykowo-sutkowego oraz powięź przytchawiczą rozdzielić metodą rozwarstwiania tępego, używając kleszczyków kątowych Laheya oraz kleszczyków hemostatycznych.
   9. Zidentyfikować żyłę szyjną wewnętrzną, znajdującą się bocznie względem włókien mięśni paskowatych, a następnie przeprowadzić preparację wzdłuż mięśnia oddzielającego ją od tętnicy szyjnej położonej przyśrodkowo, stosując opisaną powyżej dyssekcję tępą. Rozpoznać tętnicę po jej pulsacji, strukturze (przypominającej sznur) oraz splotcie okołynaczyniowym. Zmobilizować naczynie i zabezpieczyć je, stosując dwie pętle z nici jedwabnej 2-0.
   10. Nakłuć naczynie kaniulą angiologiczną 16 G, kierując ściętą końcówką do góry, a następnie wycofać wewnętrzny prowadnik po wprowadzeniu kaniuli do naczynia. Wsunąć zewnętrzną osłonkę cewnika techniką Seldingera i podłączyć wylot do systemu pomiaru ciśnienia tętniczego krwi (BP). Przed podłączeniem inwazyjnego monitora ciśnienia skalibrować odczyt do zera, aby zapewnić dokładność rejestracji, a następnie przymocować kaniulę w miejscu wkłucia za pomocą jedwabnych nici.
   11. Monitorowanie i utrzymywanie temperatury: Umieść sondę pomiarową temperatury w jamie ustnej zwierzęcia. Przykryj zwierzę kocykiem grzewczym Bair-hugger i zapewnij temperaturę 37-38 °CNależy nawilżyć oczy neutralnym żelem smarującym do oczu. Następnie należy przygotować i obłożyć pole operacyjne.
2. Procedura chirurgiczna
   UWAGA: Przed wszystkimi procedurami chirurgicznymi skórę przygotowuje się aseptycznie, przemywając ją roztworem betadyny, a następnie zakładając jałowe obłożenia.
   1. Nacięcie i odsłonięcie: Wykonać nacięcie w linii pośrodkowej od wyrostka mieczowatego do spojenia łonowego, korzystając z trybu cięcia (pure cutting) elektrokoagulatora Bovie. W dolnej części nacięcia, poniżej prącia, należy prowadzić cięcie bocznie w stosunku do cewki moczowej, aby uniknąć jej uszkodzenia. W celu optymalnego odsłonięcia pola operacyjnego zastosować samopodtrzymujący się rozwieracz ściany brzusznej, dbając o to, by nie uszkodzić śledziony i wątroby.
   2. Mobilizacja głowy trzustki: Przy jednoczesnym wywieraniu przez asystenta przeciwciągu w obrębie bruzdy trzustkowo-dwunastniczej, należy rozpocząć preparowanie wzdłuż beznaczyniowej płaszczyzny powięziowej pomiędzy miąższem trzustki (płat dwunastniczy) a podwątrobnym odcinkiem żyły głównej dolnej.
   3. Mobilizacja pierścienia trzustki: Trzustka świńska tworzy pierścień wokół osi krezkowo-wrotnej (płat łączący). Należy przeprowadzić dysekcję wzdłuż powięzi po obu stronach żyły wrotnej (PV), aby zapewnić pełną mobilizację płata łączącego z nadlegającej żyły wrotnej. Najbezpieczniejszą metodą jest rozpoczęcie dysekcji po jednej ze stron żyły wrotnej i oddzielenie tkanek obwodowo w kierunku zgodnym lub przeciwnym do ruchu wskazówek zegara.
   4. Mobilizacja ogona trzustki: Następnie należy zidentyfikować miejsce styku tkanek trzustki i okodnerkowych (widoczne jako biała linia), a następnie rozpocząć preparowanie ogona od leżącej pod nim żyły śledzionowej, trzymając się blisko miąższu. Należy podwiązać i przeciąć małe dopływy żylne do miąższu, dbając o to, aby nie uszkodzić żyły śledzionowej, używając jedwabnych nici 3/0.
   5. Mobilizacja trzonu trzustki: Przeprowadzić preparację wzdłuż cienkiej warstwy tkanki oddzielającej miąższ od jelita grubego i żołądka, dbając o zachowanie cienkiej łuku naczyniowego w obrębie regionu pododbytowego.
   6. Mobilizacja trzustkowo-dwunastnicza: Następnie należy oddzielić miąższ od pętli C dwunastnicy za pomocą ostrej dyssekcji w bruździe trzustkowo-dwunastniczej, stosując metodę trakcji i kontratrakcji, dbając o zachowanie cienkiej łuku naczyniowego wzdłuż pętli C dwunastnicy.
   7. Podział przewodu trzustkowego: Zidentyfikować przewód trzustkowy, podwiązać go nicią jedwabną 2-0 i przeciąć, pozostawiając kikut przewodu o długości około 3-5 mm na pętli C dwunastnicy, zachowując bezpieczny odstęp od łuku naczyniowego dwunastnicy (znajdującego się w bezpośrednim sąsiedztwie przewodu).
   8. Usunięcie preparatu: Dopełnij ostatni etap mobilizacji, oddzielając miąższ w miejscu połączenia płata łączącego, dwunastnicy i okrężnicy po obu stronach żyły wrotnej. Wyjmij preparat. masowo (Rycina 1) poprzez przecięcie płata łączącego po stronie przedniej żyły wrotnej (PV). Konieczne jest przecięcie miąższu w celu wyjęcia preparatu ze względu na jego obwodowe położenie wokół żyły wrotnej.
   9. Zapewnij hemostazę w obszarach dyssekcji i sprawdź, czy w obrębie dwunastnicy nie występuje żadne obrażenie lub przekrwienie naczyniowe (Rycina 2).
3. Implantacja przeszczepu trzustkowo-dwunastniczego
   1. Przygotowanie graftu: Przygotować żyłę wrotny (PV) graftu oraz proksymalny koniec aorty, przycinając krawędzie w celu wykonania anastomozy. Umieścić przygotowany graft w worku na organy z roztworem UW w kąpieli lodowej. Pobrać biopsje igłowe z ogona trzustki – przechowywać w formalinie, zamrozić błyskawicznie i wyizolować RNA na późniejszym etapie. Miejsce biopsji zaszyć szwem Prolene 6-0 w kształcie ósemki.
   2. Disekcja aortowo-kawna: Należy rozpocząć od zidentyfikowania prawego moczowodu, a następnie przeprowadzić dyssekcję wzdłuż powięzi oddzielającej moczowód od pokrywy przestrzeni zaotrzewnowej nad żyłą główną dolną. Następnie należy przeprowadzić dyssekcję wzdłuż bocznej krawędzi aorty, aby odsłonić ją z leżącego pod nią mięśnia lędźwiowego. W kolejnym kroku należy przeprowadzić dyssekcję wzdłuż bruzdy międzyaortowo-kawnej, aby oddzielić aortę od żyły głównej dolnej.
   3. Próba zaciskania: Upewnić się, że aorta oraz żyła główna dolna (IVC) są odpowiednio zmobilizowane, wykonując próbne założenie zacisków naczyniowych Satinsky’ego. Zamienić się miejscami z pierwszym asystentem i przygotować pole operacyjne, odsuwając pętle jelit po stronie lewej, aby odsłonić główne naczynia do zespolenia. Założyć zaciski próbne na IVC i aortę, aby ponownie ocenić, czy oba naczynia są odpowiednio zmobilizowane do wykonania zespolenia.
   4. Anastomoza żylna: Po założeniu naczyniowego zacisku bocznego na żyłę główną dolną (IVC), należy wykonać niewielki otwór w przedniej ścianie naczynia, a następnie poszerzyć go do odpowiedniej wielkości (dopasowanej do naczynia przeszczepianego) w kierunku kranialnym i kaudalnym za pomocą nożyczek Potta. Światło naczynia należy przepłukać solą fizjologiczną z heparyną, używając elastycznej kaniuli dożylnej.
   5. Używając nici Prolene 6-0 z dwiema igłami, wykonaj szwy narożne na żyłę główną dolną (od wewnątrz na zewnątrz) oraz na portalną żyłę przeszczepianą (od wewnątrz na zewnątrz). Zabezpiecz szew narożny w części ogonowej, a następnie poprowadź jedną z igieł wzdłuż tylnej ściany przeszczepu i żyły biorcy w sposób ciągły. Zabezpiecz ścianę przednią w podobny sposób (szew ciągły od zewnątrz do wewnątrz) i zawiąż węzeł na środku ściany przedniej po przepłukaniu światła anastomozy solą fizjologiczną z heparyną.
   6. Zdjęcie zacisku z żyły: Załóż zacisk naczyniowy Bulldog na wnękę żyły graftu, w pewnej odległości od anastomozy, a następnie powoli zdejmij zacisk boczny z dolnej żyły głównej biorcy. Sprawdź, czy nastąpiło ponowne wypełnienie żyły oraz czy nie występuje znaczny krwawienie z miejsca anastomozy.
   7. Anastomoza tętnicza: Nałożyć zacisk boczny na aortę, uważając, aby nie uszkodzić odgałęzień lędźwiowych wzdłuż ściany tylno-przyśrodkowej naczynia. Polecić anestezjologowi podanie heparyny (100 J/kg mc.) i metyloprednizolonu (500 mg) przez centralny cewnik żylny.
   8. Wykonaj otwór w przedniej ścianie naczynia, a następnie rozszerz go w kierunku kranialnym i kaudalnym, uważając, aby nie przeprowadzać preparacji wzdłuż ściany naczynia. Przepłucz światło naczynia solą fizjologiczną z heparyną, a następnie za pomocą nici Prolene 6-0 z podwójną igłą zaszyj koniec proksymalny graftu aorty do otworu w aorcie biorcy szwem ciągłym, stosując technikę spadochronową. Przed zawiązaniem końcowego węzła na przedniej ścianie naczynia ponownie przepłucz światło naczynia solą fizjologiczną z heparyną.
   9. Reperfuzja: Podczas wykonywania tego kroku należy zwrócić uwagę na dwa następujące aspekty. Po pierwsze, na zmiany hemodynamiczne, w których następuje gwałtowny spadek średniego ciśnienia tętniczego (BP). Należy monitorować inwazyjnie BP z każdej minuty oraz przeprowadzać miareczkowanie dawki wazopresora (infuzja norepinefryny) i podawać płyny w celu obciążenia wstępnego, aby utrzymać docelowe średnie BP w przedziale 45–50 mmHg.
   10. Po drugie, należy utrzymać hemostazę. Po zdjęciu klemy typu bulldog z żyły należy ocenić, czy nie występuje znaczny krwawienie z miąższu, okolicy okołaoortycznej oraz obszaru okołowrotnego; następnie należy zwolnić klemę aorty i sprawdzić, czy nie dochodzi do krwawienia w miejscu anastomozy tętniczej. Miejsca krwawienia należy zabezpieczyć podwiązkami i szwami hemostatycznymi. Należy poprosić anestezjologa o podanie ampułki kwasu traneksamowego przez centralny cewnik żylny.
       UWAGA: Ważną zasadą jest ograniczenie agresywnego obchodzenia się z trzustką w tej fazie reperfuzji (aby uniknąć obrzęku i krwiaka przeszczepu).
   11. Anastomoza jelitowa: Po upewnieniu się, że nie występuje skręcenie krezki, należy wyizolować pętlę jelita czczego w odległości 40–50 cm od złącza dwunastniczo-czczego i przybliżyć ją do przeszczepu. Wykonać anastomozę dwunastnicy przeszczepu z jelitem czczym biorcy metodą ciągłą bok-do-boku, używając nici z polidioksanonu 4-0, dbając o zachowanie odpowiedniej średnicy światła wynoszącej 1,5–2 cm.
   12. Hemostaza i biopsja po reperfuzji: zapewnić hemostazę wokół przeszczepu oraz w miejscach anastomoz. Pobrać trzy biopsje gruboigłowe z ogona trzustki 1 h po reperfuzji – przechowywać w formalinie, zamrozić błyskawicznie i wyizolować RNA na późniejszym etapie. Miejsce biopsji zaszyć nicią Prolene 6-0 szwem w kształcie ósemki.
   13. Zamknięcie ściany brzucha: Po sprawdzeniu, czy w jamie brzusznej nie pozostały chusteczki gazowe, oraz po uzyskaniu hemostazy, zaszyj mięśnie proste brzucha szwem ciągłym, używając nici Polydioxanone 0, zachowując ostrożność w dolnej linii środkowej, aby nie uszkodzić cewki moczowej. Zamknij skórę szwem ciągłym, używając nici jedwabnej 0.
       UWAGA: Zaleca się stosowanie szwów mononilowych (Nylon), jednak ze względu na to, że jest to model przeżycia 3-dniowy, w tych modelach eksperymentalnych dopuszczalne jest użycie jedwabiu.
   14. Mocowanie cewnika do żyły centralnej: Utworzyć tunel podskórny na szyi i zabezpieczyć cewnik do żyły centralnej, umieszczając go w tunelu, a następnie zszywając skórę powyżej za pomocą jedwabnej nici 0-0 z igłą tnącą.
   15. Usunięcie cewnika tętniczego: Po upewnieniu się, że średnie ciśnienie tętnicze jest stabilne (40–50 mmHg), a trendy wartości pH i poziomu mleczanów w analizie gazometrycznej ulegają poprawie, należy usunąć cewnik tętniczy i podwiązać naczynie, aby zapewnić hemostazę w okolicy szyi. Przykrywającą skórę należy zszyć szwem ciągłym, używając nici jedwabnej 0.
   16. Ułożenie zwierzęcia i ekstubacja: Przy zachowaniu wszelkich niezbędnych środków ostrożności ułóż zwierzę w pozycji brzusznej na wózku transportowym. Obserwuj O₂ nasycenie i odwracanie znieczulenia (ruchy kończyn, spontaniczne wysiłki oddechowe, SpO₂ >95% zniżki na O_2, or wsparcie respiratorem) i przeprowadź ekstubację zwierzęcia. Przenieś zwierzę do klatki, ułóż je w pozycji brzusznej i monitoruj stan hemodynamiczny aż do jego stabilizacji.

Rysunek 1: Preparat po pankreatektomii resekowany en masse. Zwróć uwagę na pierścień tkanki trzustki otaczający żyłę wrotna in vivo. Kliknij tutaj, aby wyświetlić powiększoną wersję tego rysunku.

Rysunek 2: Obraz dwunastnicy. Pętla C dwunastnicy z zachowaną arkadą naczyniową (grot strzałki) w porównaniu z otaczającą pętlą jelita czczego, oceniona pod kątem przekrwienia. Kliknij tutaj, aby zobaczyć powiększoną wersję tego rysunku.

Wyniki

Poniżej podsumowano okołoperacyjne i pooperacyjne (do 3 dni) parametry biochemiczne z pięciu modeli przeżywalności po przeszczepie trzustki (ponumerowanych chronologicznie od PTX 1 do 5). Z pięciu wszystkich przeszczepów trzustki wszystkie przebiegły pomyślnie w ciągu 3-dniowego okresu przeżywalności, co potwierdził ogólny stan dobrostanu zwierząt oraz testy funkcji endokrynnej i uszkodzenia trzustki. Wyniki przedstawione poniżej są reprezentatywne dla doświadczeń z 3-dniowego modelu przeżywalności obejmującego pancreate...

Dyskusja

Obecny protokół został przeprowadzony w celu zademonstrowania techniki i wykonalności pankreatektomii i allotransplantacji trzustki w modelach świń. Zwierzęta obserwowano przez okres 3 dni po przeszczepie, aby wykazać niezawodność techniki pankreatektomii i allotransplantacji. Wszystkie zwierzęta były monitorowane i pielęgnowane przez 3 dni po operacji przy użyciu standardowego protokołu opieki nad zwierzętami obejmującego antybiotyki, płyny, leki przeciwbólowe, dodatkowe odżywianie i leki immunosupresyjne (tj. cyklospor...

Materiały

Lista materiałów użytych w tym artykule

Nazwa	Firma	Numer katalogowy	Komentarze
Belzer UW Rozwiązanie do przechowywania w chłodni	Bridge to life Ltd (Columbia, SC, USA)	4055
Glukonian wapnia (10%)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	C360019
Composelect (worki do pobierania krwi)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	PQ31555
Heparyna (10000 j.m./10 ml)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	C504710
Mleczanowy Ringer's	Baxter (Mississauga, ON, Kanada)	JB2324
Zestaw wprowadzający do osłonki przezskórnej ze zintegrowanym zaworem hemostazyjnym/portem bocznym do stosowania z cewnikami 7-7,5 Fr	Arrow International LLC	SI-09880
Wodorowęglan sodu (8,4%)	Fresenius Kabi Canada Ltd (Toronto, ON)	C908950
Solu-Medrol	Pfizer Canada Inc.	52246-14-2
			narzędzi chirurgicznych do pobierania i przeszczepiania

Zestaw